Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Methoden zur Aufzucht des parasitoiden Ganaspis brasiliensis, einem vielversprechenden biologischen Bekämpfungsmittel für die invasive Drosophila suzukii

4.5K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/63898

⸱

2. Juni 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Research and Innovation Centre, Fondazione Edmund Mach, 2Beneficial Insects Introduction Research Unit, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture, 3Center for Agriculture, Food and Environment, University of Trento, 4Department of Environmental Science, Policy and Management, University of California Berkeley, 5Department of Agriculture, Food and Environment, University of Catania, 6Systematic Entomology Laboratory, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Ganaspis brasiliensis - ein Larvenparasitoid von Drosophila suzukii (ein globaler invasiver Obstkulturpest) - wurde zur biologischen Bekämpfung dieses Schädlings in Europa und den Vereinigten Staaten zugelassen oder wird für die Einführung in Europa und die Vereinigten Staaten in Betracht gezogen. Dieser Artikel enthält Protokolle für die Aufzucht dieses parasitoiden Parasitoids in kleinem und großem Maßstab.

Zusammenfassung

Die in Ostasien beheimatete Fleckenflügeldrosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), hat sich in den letzten zehn Jahren in Amerika, Europa und Teilen Afrikas weit verbreitet und ist in ihren überfallenen Regionen zu einem verheerenden Schädling verschiedener weichhäutiger Früchte geworden. Es wird erwartet, dass die biologische Bekämpfung, insbesondere durch selbsterhaltende und spezialisierte Parasitoide, eine praktikable Option für ein nachhaltiges flächendeckendes Management dieses hochmobilen und polyphagen Schädlings sein wird. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) ist ein Larvenparasitoid, das in Ostasien weit verbreitet ist und sich als einer der wirksamsten Parasitoiden von D. suzukii erwiesen hat.

Nach strengen Bewertungen ihrer Wirksamkeit und potenzieller Nichtzielrisiken vor der Einführung wurde kürzlich eine der wirtsspezifischeren genetischen Gruppen dieser Art (G1 G. brasiliensis) für die Einführung und Freisetzung in den USA und Italien zugelassen. Eine andere genetische Gruppe (G3 G. brasiliensis), von der auch häufig festgestellt wurde, dass sie D. suzukii in Ostasien angreift, könnte für die Einführung in naher Zukunft in Betracht gezogen werden. Derzeit besteht ein enormes Interesse an der Aufzucht von G. brasiliensis für die Forschung oder an der Massenproduktion zur Freisetzung von Freisetzungen gegen D. suzukii. Dieses Protokoll und der zugehörige Videoartikel beschreiben effektive Aufzuchtmethoden für dieses Parasitoid, sowohl in kleinem Maßstab für die Forschung als auch in großem Maßstab für die Massenproduktion und Freisetzung im Freiland. Diese Methoden könnten der weiteren langfristigen Erforschung und Verwendung dieses in Asien geborenen Parasitoids als vielversprechendes biologisches Bekämpfungsmittel für diesen globalen invasiven Schädling zugute kommen.

Einleitung

Die in Ostasien beheimatete Fleckenflügeldrosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), hat sich in Amerika, Europa und Teilen Afrikas weit verbreitet 1,2. Die Fliege ist extrem polyphag und kann verschiedene kultivierte und wilde Früchte mit weichen und dünnen Häuten in ihren einheimischen und eingedrungenen Regionen 1,2,3 verwenden. Die derzeitigen Managementstrategien für diesen Schädling beruhen stark auf dem häufigen Einsatz von Insektiziden, die auf erwachsene Fliegen in Feldern abzielen, wenn anfällige Früchte reifen. Wiederholte Sprays werden oft verwendet, möglicherweise aufgrund des konsequenten Übergreifens von Lagerstättenfliegenpopulationen aus Nicht-Erntehabitaten und des Mangels an effektiven natürlichen Feinden in den überfallenen Regionen 1,4. Die biologische Bekämpfung, insbesondere durch selbsterhaltende spezialisierte Parasitoide, kann dazu beitragen, Fliegenpopulationen auf Landschaftsebene zu unterdrücken und eine entscheidende Rolle für eine nachhaltige flächendeckende Bewirtschaftung dieses hochmobilen und polyphagen Schädlingsspielen 4,5,6.

In den letzten zehn Jahren haben sich die Forscher darauf konzentriert, gemeinsam entwickelte Parasitoide von Drosophila suzukii in den natürlichen Verbreitungsgebieten der Fliege in Ostasien 7,8,9 sowie wirksame, aber neu assoziierte Parasitoide in den befallenen Regionen der Fliege in Amerika und Europa zu entdecken 4,5,6. In den neu eingedrungenen Regionen der Fliege können sich häufig vorkommende Larven-Drosophila-Parasitoide wie Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) und L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae) aufgrund der starken Immunresistenz der Fliege nicht aus D. suzukii entwickeln oder niedrige Parasitismuswerte aufweisen10. Nur einige kosmopolitische und generalistische Puppenparasitoide wie Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (Hymenoptera: Pteromalidae) und Trichopria drosophilae (Perkins) (Hymenoptera: Diapriidae) in Nordamerika und Europa und Trichopria anastrephae Lima in Südamerika können sich leicht aus dieser Fliegeentwickeln 4. Im Gegensatz dazu haben Erkundungen in Ostasien eine Reihe von Larvenparasitoiden aus D. suzukii 4,5,6 entdeckt. Unter ihnen sind Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering und Leptopilina japonica Novković & Kimura die dominierenden Larvenparasitoiden 7,8,9,11. Insbesondere die beiden Figitiden (L. japonica und G. brasiliensis) waren die wichtigsten Parasitoiden, die hauptsächlich in frischen Früchten vorkommen, die von D. suzukii und/oder anderen eng verwandten Drosophiliden in der natürlichen Vegetation befallen sind 7,8,9. Diese drei asiatischen Larvenparasitoide wurden in Quarantäneeinrichtungen in den USA und Europa importiert und auf ihre relative Effizienz 12,13,14,15,16,17, ihre klimatische Anpassungsfähigkeit18, ihre potenziellen interspezifischen Wettbewerbsinteraktionen 19 und vor allem ihre Wirtsspezifität8,20,21 untersucht. ,22.

Quarantäne-Auswertungen zeigten, dass Ganaspis brasiliensis für Drosophila suzukii wirtsspezifischer war als andere getestete asiatische Larvenparasitoide, obwohl es wahrscheinlich aus verschiedenen Biotypen oder kryptischen Arten mit unterschiedlicher Wirtsspezifität 8,21,22,23,24 besteht. Nomano et al.22 gruppierten Ganaspis-Individuen aus verschiedenen geografischen Regionen in fünf genetische Gruppen (genannt G1-G5), basierend auf molekularen Analysen des mitochondrialen Cytochromoxidase-I-Genfragments. Die G2- und G4-Gruppen werden nur von einigen südasiatischen tropischen Standorten gemeldet, und die G5-Gruppe wurde aus Asien und anderen Regionen (z. B. Argentinien, Brasilien, Hawaii und Mexiko) von unbekannten Hosts (Buffington, persönliche Beobachtung) gemeldet. Feldsammlungen von Wildfrüchten, die von D. suzukii in Südkorea7, China8 und Japan 9,23,25 befallen wurden, fanden G1 allein oder eine Mischung von Exemplaren, die die Gruppen G1 und G3 repräsentieren. Die beiden Gruppen scheinen sympatrisch zu sein und koexistieren auf den gleichen Wirtspflanzen, die von D. suzukii und anderen eng verwandten Wirtsfliegen bewohnt werden. Nichtsdestotrotz wurden einige Unterschiede zwischen den beiden Gruppen beobachtet, wobei G1 anscheinend einen höheren Grad an Wirts- oder Wirtshabitat-Spezifität als D. suzukii als G3 aufweist, obwohl beide in den Quarantänetests eine Reihe eng verwandter Arten angreifen21,22. Weitere detaillierte molekulare Analysen können helfen, den Artenstatus zu bestimmen, insbesondere für die Gruppen G1 und G3. Diese Studie bezieht sich auf sie als G1 G. brasiliensis und G3 G. brasiliensis. Einige frühe Studien nannten auch die G1 G. brasiliensis als G. Vgl. Brasiliensis 14,21,22. Die G1 G. brasiliensis wurde kürzlich für die Feldfreigabe gegen D. suzukii in den USA und Italien zugelassen (mehrere andere europäische Länder erwägen derzeit auch ihre Einführung), während die G3 G. brasiliensis in naher Zukunft für die Freisetzung in Betracht gezogen werden könnte. Jüngste Umfragen ergaben auch abenteuerliche Populationen von L. japonica und G1 G. brasiliensis in British Columbia, Kanada26, und Washington State, USA (Beers et al., unveröffentlichte Daten) und adventive L. japonica Populationen in der Provinz Trient, Italien27.

Angesichts des erheblichen Interesses an der Entwicklung biologischer Bekämpfungsprogramme für das Management von Drosophila suzukii und des erheblichen biologischen Bekämpfungspotenzials der adventiven und absichtlichen Einführung von Ganaspis brasiliensis besteht die Notwendigkeit, effiziente Aufzuchtmethoden für dieses Larvenparasitoid für zukünftige Langzeitforschung und/oder Freisetzung im Feld zu entwickeln. Dieses Protokoll und der zugehörige Videoartikel beschreiben zwei Sätze von Aufzuchtmethoden für dieses Parasitoid: (1) kleine Laboraufzucht in Kolben mit einer Mischung aus Wirtsfrüchten (Blaubeere) und künstlicher Diät für die Kultur von D. suzukii. Die Methoden wurden unter Verwendung von G3-Material entwickelt, das ursprünglich aus Kunming, China, gesammeltwurde 8. (2) Massenaufzucht zur Feldfreisetzung in großen Käfigen mit Wirtsfrüchten (Heidelbeere) für die Kultur von D. suzukii. Die genetische Gruppe, die für die großflächige Aufzucht verwendet wurde, war der G1-Bestand mit Ursprung in Tokio, Japan 9,22. Andere Skalen der Aufzuchtmethoden, wie die Verwendung von Fläschchen oder kleinen Behältern für beide Gruppen, werden ebenfalls kurz diskutiert.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

1. Methoden zur kleinräumigen Laboraufzucht von G3 Ganaspis brasiliensis

  1. Bereiten Sie die Ernährung des Gastgebers vor.
    1. Fügen Sie 600 ml destilliertes Wasser in einen 1.500 ml Glasbehälter hinzu und erhitzen Sie das Wasser auf einer Kochplatte.
    2. Fügen Sie 88,6 g handelsübliche Trockendiät (aus Agar, Bierhefe, Maismehl, Methylparaben und Saccharose) hinzu oder bereiten Sie die Diät mit der von Dalton et al.28 veröffentlichten Formel zu (siehe Schritt 2.1.2).
    3. Fügen Sie 300 ml destilliertes Wasser in die trockene Diät hinzu und rühren Sie die Diätmischung gründlich um.
    4. Fügen Sie die Mischung zu dem kochenden Wasser hinzu.
    5. Lassen Sie die flüssige Diät auf der heißen Platte 10 Minuten kochen, während Sie die Mischung regelmäßig umrühren, um zu verhindern, dass sie anbrennt.
    6. Lassen Sie die Diät 30 Minuten lang bei Raumtemperatur abkühlen, während Sie sie gelegentlich rühren, um die Wärmefreisetzung gleichmäßig zu verteilen und zu verhindern, dass sich die Diät auf der Oberfläche verfestigt.
    7. Messen Sie 6,7 ml 95% EtOH in einem Behälter und 3,5 ml 1 M Propionsäurelösung in einem anderen Behälter.
    8. Sobald die Diät abgekühlt ist, fügen Sie das EtOH und dann die Propionsäurelösung hinzu und rühren Sie nach jeder Zugabe gründlich um.
    9. Bereiten Sie Blaubeeren (gekauft vom lokalen Markt) vor, indem Sie sie in kaltem Wasser, dann in einer Natriumhypochlorit-Bleichlösung (verdünnt auf 5%) und wieder kaltem Wasser spülen.
    10. Trocknen Sie die Früchte mit einem Papiertuch und zerdrücken Sie sie manuell, bis die Haut jeder Frucht gebrochen ist und die Säfte und das Fruchtfleisch freigelegt sind.
    11. Fügen Sie 25-30 g Blaubeerpüree zu jedem 250 ml Kolben hinzu. Klopfen Sie auf die Seiten des Kolbens, um sicherzustellen, dass der innere Boden des Kolbens mit einer gleichmäßigen Schicht pürierter Blaubeeren bedeckt ist.
    12. Gießen Sie die vorbereitete Diät in jede Flasche, so dass sie nur die Oberseite der pürierten Blaubeeren bedeckt.
    13. Fügen Sie Schaumstoffstopfen zu den Hälsen der Kolben hinzu und lassen Sie die Diät bei Raumtemperatur erstarren (Abbildung 1).
    14. Sobald sich die Diät verfestigt hat, sofort anwenden oder bis zu 3 Wochen bei 5 °C lagern.
  2. Hinterer Wirt Drosophila suzukii.
    1. Nehmen Sie die gelagerte Diät aus dem Kühlschrank und lassen Sie sie sich zur Umgebungstemperatur des Raumes ausgleichen, oder verwenden Sie frisch zubereitete Diät.
    2. Schneiden Sie ein Stück saugfähiges Papiertuch (z. B. 5 cm x 20 cm) und drehen Sie es in der Mitte. Legen Sie den verdrehten Mittelteil des Papiertuchs in den Kolben (Abbildung 1).
    3. Befeuchten Sie das Papiertuch und die Oberfläche der Diät mit destilliertem Wasser, um Feuchtigkeit zu speichern.
    4. Übertragen Sie geschlechtsreife erwachsene Fliegen aus den aktuellen Koloniefliegenflaschen in einen neuen Diätkolben, indem Sie den Stopfen auf dem alten Kolben vorsichtig entfernen und den Kolben schnell umkehren und die Öffnung des alten Kolbens mit dem neuen Kolben ausrichten.
    5. Klopfen Sie vorsichtig auf die Seite des alten Kolbens, um die Fliegen dazu zu bringen, in den neuen Kolben zu fallen. Stellen Sie sicher, dass sich ~ 25-30 Paarungspaare von D. suzukii im neuen Kolben befinden. Sobald sich genügend Fliegen im neuen Kolben befinden, drehen Sie den alten Kolben schnell aufrecht um und ersetzen Sie die Stopfen an beiden Kolben.
    6. Wiederholen Sie die Transfers von Fliegen, bis keine Fliegen mehr in den alten Kolben übrig sind. Kombinieren oder sammeln Sie bei Bedarf Fliegen aus mehr als einem alten Kolben in einem neuen Kolben, um sicherzustellen, dass genügend Fliegen (20-30 Paare) pro Flasche vorhanden sind.
    7. Halten Sie die neuen Kolben nach einer Woche Exposition gegenüber erwachsenen Fliegen unter geeigneten Bedingungen (21 ° C, 16 l: 8 D Photoperiode, 60% -80% relative Luftfeuchtigkeit [RH%]) in einer Umweltkammer für 3 Wochen für das Auftauchen von Fliegen.
  3. Setzen Sie Wirtslarven Parasitoiden aus.
    1. Nehmen Sie einen Kolben (siehe Schritt 1.2.7) mit Fliegeneiern und Larven mit, nachdem Sie alle erwachsenen Fliegen und das verdrehte Papiertuch aus der Flasche entfernt haben.
    2. Falten Sie ein Stück saugfähiges Papiertuch in zwei Hälften und legen Sie es in den Kolben als Verpuppungssubstrat für parasitäre Larven.
    3. Aspirieren Sie sechs weibliche und männliche Paare von G3 G. brasiliensis in jeden Kolben (Abbildung 1). Streichen Sie eine dünne Schicht Honig auf den Boden des Schaumstoffstopfens.
    4. Lassen Sie die Parasitoide für 5 Tage im Kolben.
    5. Entfernen Sie nach einer 5-tägigen Exposition die Parasitoide und halten Sie die Kolben unter den oben beschriebenen Bedingungen 35 Tage lang in einer Umweltkammer, bis die erwartete Wespe auftaucht.
  4. Sammeln und lagern Sie erwachsene Parasitoide.
    1. Überprüfen Sie während der zweiten und dritten Woche der Inkubation wöchentlich die Kolben auf ein frühes Auftreten des Wirts und entfernen Sie die erwachsenen Fliegen.
    2. Sobald erwachsene Parasitoide auftauchen, saugen Sie sie dreimal pro Woche ab und halten Sie sie in Drosophila-Fläschchen (z. B. 2,5 cm x 9,5 cm) (Abbildung 1).
    3. Legen Sie ein kleines Stück Papiertuch, angefeuchtet, aber nicht gesättigt, mit destilliertem Wasser auf den Boden der Durchstechflasche.
    4. Fügen Sie ~ 60 Parasitoide zu jeder Durchstechflasche hinzu und beschriften Sie die Durchstechflasche mit den Entstehungsdaten. Streichen Sie zweimal pro Woche eine dünne Schicht Honig auf den Boden des Schaumstoffstopfens. Lagern Sie die Durchstechflaschen mit erwachsenen Parasitoiden unter den oben beschriebenen Bedingungen bis zu einem Monat in der Umweltkammer, wenn sie nicht früher verwendet werden.
    5. Befeuchten Sie das Papier in der Durchstechflasche einmal alle 4-7 Tage oder ersetzen Sie das Papiertuch, wenn Anzeichen von Schimmel auftreten.

2. Methoden für die großflächige Aufzucht von G1 Ganaspis brasiliensis

  1. Implementieren Sie eine großflächige Aufzucht von Wirt Drosophila suzukii.
    1. Hintere D. suzukii in großen, mit Maschen überzogenen Strickkäfigen (z. B. 50 cm x 50 cm x 100 cm) mit jeweils 1.500-2.000 geschlechtsreifen erwachsenen Fliegen (Geschlechterverhältnis 50:50) (Abbildung 2).
    2. Bereiten Sie das Standard Drosophila Medium (SDM) vor, indem Sie alle Zutaten (6 g bakteriologisches Agar, 75 g Maismehl, 17 g Nährhefe, 15 g Saccharose, 10 g Sojabohnenmehl, 10 ml Propionsäure) in 1 l destilliertem Wasser für 10 min kochen, während Sie die Mischung regelmäßig umrühren, um zu verhindern, dass sie28 brennt.
    3. Die Mischung 5 min abkühlen lassen und 5 g Ascorbinsäure hinzufügen.
    4. Gießen Sie das frisch gekochte SDM in 9 cm Petrischalen und lassen Sie das Medium bei Raumtemperatur erstarren, bevor Sie die Teller schließen.
    5. Die SDM Petrischalen stapeln, mit Alufolie umwickeln und bis zu 2 Wochen bei 4 °C lagern.
    6. Stellen Sie in jedem Aufzuchtkäfig einen Teller mit wassergetränkter Baumwolle und vier bis sechs Petrischalen mit SDM (Abbildung 2).
    7. Ersetzen Sie zweimal pro Woche die verseuchten SDM Petrigerichte durch frische.
    8. Legen Sie die befallenen SDM-Petrischalen ohne Deckel einzeln in Plastikbecher (13,3 cm Durchmesser oder 800 ml), schließen Sie jede Tasse mit einer Abdeckung aus Feinmaschen (<0,5 mm) und inkubieren Sie sie 12-15 Tage lang bei 23 °C und 75 % RH (Abbildung 2).
    9. Bringen Sie die frisch geschlüpften D. suzukii-Erwachsenen von den Plastikbechern in die Aufzuchtkäfige.
  2. Bereiten Sie Wirtslarven vor.
    1. Spülen Sie die Blaubeeren in kaltem Wasser für 1 min und weichen Sie die Früchte in einem Becken ein, das mit einer Bleichlösung (verdünnt auf 5%) für 3 min.
    2. Lassen Sie die Bleichlösung abtropfen und füllen Sie das Becken mit kaltem Wasser, um die Blaubeeren zu spülen. Mindestens 30 s von Hand vorsichtig mischen.
    3. Wiederholen Sie Schritt 2.2.2 mit Süßwasser mindestens dreimal, um Bleichmittelrückstände und andere Arthropoden (z. B. Milben, Thripse) zu entfernen, die auf der Frucht vorhanden sein können.
    4. Legen Sie die Früchte auf ein Tablett mit mehreren Schichten saugfähiger Papiertücher und kippen Sie das Tablett vorsichtig hin und her, rollen Sie die Beeren herum, um sie zu trocknen.
    5. Bereiten Sie mehrere 9 cm große Petrischalen zu (entweder die obere oder die untere Hälfte, mit dem Gesicht nach oben) und füllen Sie jede mit den gewaschenen Blaubeeren (15-25 Früchte pro Teller je nach Fruchtgröße).
    6. In den späten Nachmittagsstunden setzen Sie die Petrischalen geschlechtsreifen erwachsenen Fliegen in den Wirtsaufzuchtkäfigen aus (siehe Schritt 2.1) und lassen Sie sie über Nacht liegen.
    7. Entfernen Sie am nächsten Morgen die Petrischalen aus den Wirtsaufzuchtkäfigen, indem Sie sie vorsichtig blasen oder klopfen, um die Fliegen auf den Früchten zu entfernen, und verwenden Sie die befallenen Früchte für die Aufzucht von Parasitoiden (siehe Schritt 2.4).
  3. Implementieren Sie eine großflächige parasitoide Aufzucht.
    1. Verwenden Sie zwei Arten von Käfigen, um den Parasitoiden aufzuziehen: einen für Parasitismus und einen anderen für das Auftauchen von Wespen.
    2. Stellen Sie sicher, dass der Parasitismuskäfig kubisch ist (z. B. 45 cm pro Seite) mit einer durchsichtigen Kunststoffplatte auf der Vorderseite zur Beobachtung der Insektenaktivität, zwei 18 cm langen Hülsenöffnungen in der Frontplatte zum Hinzufügen oder Entfernen von Insekten und zum Austausch von Lebensmittelmaterial und feinem Polyesternetz (z. B. 96 x 26 Netz) an der Oberseite und an den Seiten zur Belüftung.
    3. Machen Sie den Auslaufkäfig kleiner (z. B. 30 cm pro Seite), mit einer einzigen Hülsenöffnung auf zwei gegenüberliegenden Seiten und einer durchsichtigen Kunststoffplatte auf der Vorderseite für die Sichtbarkeit (Abbildung 2).
    4. Stellen Sie sicher, dass beide Käfigtypen über eine dünne Schnur verfügen, die unter der Decke hängt und an der ein bis mehrere Feeder aufgehängt werden können (Abbildung 2).
      HINWEIS: Ein Feeder besteht aus einem großen zylindrischen Schaumstopfen (9 cm Durchmesser), der mit verstreuten Honigtröpfchen bedeckt ist und auf dem Käfigboden platziert oder an der Käfigdecke aufgehängt werden kann (Abbildung 2).
    5. Geben Sie in jedem Käfig alle 5-7 Tage Wasser in einer Durchstechflasche mit gerader Wand (2,5 cm x 9,5 cm) an, die je nach RH alle 5-7 Tage mit einem Celluloseacetat-Pfropfen (2,5 cm Durchmesser) verschlossen ist. Hängen Sie die Durchstechflasche kopfüber an die Käfigdecke (Abbildung 2).
  4. Setzen Sie die Wirtslarven den Parasitoiden aus.
    1. Setzen Sie die wirtsbefallenen Früchte in den Petrischalen G1 G. brasiliensis unmittelbar nach dem nächtlichen Befall von D. suzukii aus (siehe Schritt 2.2.7).
    2. Lassen Sie die 10-15 Petrischalen mit befallenen Früchten 2-3 Tage im Parasitierungskäfig mit 1.500-2.000 Wespen.
    3. Verwenden Sie Plastikbecher (13,3 cm Durchmesser oder 800 ml) mit Schichten saugfähigem Papier auf der Unterseite, um die Früchte zu sammeln, die die parasitierten Wirte enthalten (Abbildung 2).
    4. Legen Sie die offenen Becher in den Eklosionskäfig und inkubieren Sie sie mindestens 28 Tage lang bei 21 °C und 65 % RH (Abbildung 2).
    5. Überprüfen Sie den Käfig während der zweiten und dritten Woche der Inkubation wöchentlich auf eine frühe Wirtseklosion und entfernen Sie die erwachsenen Fliegen, um die sukzessive Sammlung von Parasitoiden zu erleichtern.
    6. Fügen Sie am Ende der vierten Woche der Inkubation einen Feeder und eine Wasserquelle zum Käfig hinzu.
  5. Sammeln und lagern Sie die erwachsenen Parasitoiden.
    1. Sobald die parasitoide Entstehung beginnt, sammeln Sie einen Teil (10% -15%) der Erwachsenen und bringen Sie sie zurück in den Parasitismuskäfig, um alte unproduktive Individuen zu ersetzen.
    2. Sammeln und lagern Sie die verbleibenden Parasitoide in Plastikbechern (13,3 cm Durchmesser oder 800 ml) (Abbildung 3A).
    3. Legen Sie ein mit Wasser gefülltes und mit einer Zahnbaumwollrolle (1 cm x 3,8 cm) versiegeltes Röhrchen (2 ml) auf den Boden der Tasse (Abbildung 3A).
    4. Schließen Sie den Becher mit einem modifizierten Deckel, der mit einem abnehmbaren Schaumstoffstopfen (3,5 cm Durchmesser) als Zuführsubstrat und einem netzüberzogenen Loch zur Belüftung ausgestattet ist (Abbildung 3B).
    5. Fügen Sie bis zu 700 Erwachsene zu jeder Tasse hinzu (Geschlechterverhältnis 50:50), beschriften Sie die Tasse mit dem Entstehungsdatum und lagern Sie sie bis zur Verwendung oder bis zu 1 Monat in einer Umgebungskammer (17 ° C; 65 % RH) (Abbildung 3B).
  6. Versenden Sie die erwachsenen Parasitoiden.
    1. Verwenden Sie konische Röhren (50 ml), um die erwachsenen Parasitoiden zu versenden.
    2. Durchbohren Sie ein Belüftungsloch (8 mm Durchmesser) auf die Kappe und decken Sie es mit einem feinmaschigen Netz ab (Abbildung 3C).
    3. Fügen Sie an der Innenseite der Kappe einen Zelluloseacetat-Fütterungsring hinzu (Abbildung 3C).
    4. Bereiten Sie eine gesättigte Saccharoselösung mit destilliertem Wasser vor, tragen Sie ein paar Tropfen auf den Fütterungsring auf und lassen Sie ihn die Flüssigkeit aufnehmen.
    5. Legen Sie ein fächerförmiges Stück saugfähiges Papiertuch in das Rohr (Abbildung 3D).
    6. Fügen Sie ~ 200 erwachsene Parasitoide zu jeder Röhre hinzu und legen Sie die Röhren zusammen mit Eisbeuteln in einen isolierten Versandbehälter.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Abbildung 4 zeigt repräsentative Ergebnisse der kleinräumigen Laboraufzucht von G3 Ganaspis brasiliensis unter Verwendung von zwei verschiedenen parasitoiden Dichten (sechs oder 10 Paare) und zwei verschiedenen Expositionszeiten (5 oder 10 Tage) in der Quarantäneeinrichtung der USDA-ARS Beneficial Insects Introduction Unit (Newark, Delaware). Es gab 14 Replikate für jede Kombination von parasitoider Dichte und Expositionszeit. Insgesamt produzierten die 64 Kolben 4.018 Wespen (71,7 ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Langfristige Forschung und anschließende Freisetzungen eines biologischen Bekämpfungsmittels hängen von der Verfügbarkeit effektiver und wirtschaftlicher Aufzuchttechniken ab. Die in dieser Studie beschriebenen Methoden haben sich als effiziente Protokolle sowohl für die kleinräumige als auch für die großflächige Aufzucht von Ganaspis brasiliensis erwiesen. Das kleine Aufzuchtprotokoll wurde über mehrere Jahre entwickelt, um den Arbeitsaufwand zu optimieren und die spezielle Ausrüstung zu reduzieren, die zur gle...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken Lukas Seehausen und Marc Kenis (CABI, Schweiz) für die freundliche Bereitstellung von G1 G. brasiliensis. Die Finanzierung in Italien wurde von der Provincia Autonoma di Trento, Trient, Italien, und in den USA vom National Institute of Food and Agriculture, dem USDA Specialty Crops Research Initiative Award (# 2020-5118-32140), dem USDA Animal and Plant Health Inspection Service (Farm Bill, Fonds 14-8130-0463) und den USDA ARS CRIS Basisfonds (Projekt 8010-22000-033-00D) bereitgestellt. Das USDA ist ein Anbieter von Chancengleichheit und Arbeitgeber und unterstützt keine in dieser Veröffentlichung genannten Produkte.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Aktive TrockenhefeFleischmanns Yeast, Cincinatti, OH, USAKeineWird verwendet, um Früchte abzudecken, um das Schimmelwachstum zu reduzieren und die Anziehungskraft der Frui auf die Fliegen zu erhöhen
Bakteriologischer AgarMerk Life Science S.r.l., Mailand, ItalienA1296 - 5KGWird zur Herstellung der Standard Drosophila
Medium Bleach Solutionverwendet Clorox Company, Oakland, CA, USAKeineWird zur Desinfektion von Fruchtfleisch
verwendetBlauer StopfenAzer Scientific, Morgantown, PA, USAES3837Wird verwendet, um das Rohr abzudichten und gleichzeitig die Belüftung von Insekten zu ermöglichen
BlueberriesGrocery Store, Newark, DE, USAKeineAls Wirtsfrucht für die Fliegen bereitgestellt (verschiedene andere Früchte können auch verwendet werden)
BugDorm Insektenaufzuchtkäfig (B24,5 x T24,5 x H63,0 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan4E3030Zur Aufzucht von Parasitoiden (Parasitismuskäfig)
BugDorm Insektenaufzuchtkäfig (B32,5 x T32,5 x H32,5 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan4E4590Zur Aufzucht von Fliegen
BugDorm Insektenaufzuchtkäfig (B32,5 x T32,5 x H32,5 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan4E4545Zur Aufzucht von Parasitoiden (Käfig)
Hühnerdraht (0,64 cm, 19 gauge)Everbilt, OH, USA308231EBWird verwendet, um die Früchte anzuheben, um eine maximale parasitoide Eiablage zu ermöglichen
MaismehlLebensmittelgeschäft, Trento, TN, ItalienKeineWird zur Zubereitung der Standard Drosophila Medium
Dental Watterolle (1 x 3,8 cm) verwendetGimaS.p.A., Gessate, MI, Italien35000Wird verwendet, um die Parasitoide im Vorratsbehälter mit Wasser zu versorgen
Drosophila-DiätFrontier Scientific, Newark, DE, USATF1003Maßgeschneidertes Futter zur Aufzucht von Fliegen
Drosophila Fläschchen schmal, Polystiren (2,5 x 9,5 cm)VWR International, LLC., Radnor, PA, US75813-160Wird verwendet, um die Parasitoide im Käfig mit Wasser zu versorgen
Drosophila Fläschchenpfropfen, Celluloseacetat (2,5 cm)VWR International, LLC., Radnor, PA, US89168-886Wird verwendet, um die Parasitoide im Käfig mit Wasser zu versorgen
Erlenmeyerkolben (250 mL)Carolina Biological, Burlington, NC, USA731029Wird zur Aufzucht von Fliegen und Parasitoiden
verwendet Zentrifugenröhrchen im Falcon-Stil (50 mL)VWR International, LLC., Radnor, PA, USVWRI525-0611Modifiziert für den Versand von adulten Parasitoiden
SchaumstoffstopfenJaece Industries, North Tanawanda, NY, USAL800-CWird zum Abdichten der Kolben verwendet und ermöglicht gleichzeitig die Belüftung von Insekten
HoneyGrocery Store, Newark, DE, USAKeine Wirdals Futter für Parasitoide bereitgestellt
Identi-Plug KunststoffschaumstopfenFisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US14-127-40E Wirdals Futterspender für Parasitoide und zum Versiegeln des Vorratsbehälters verwendet
Industrielles PapierhandtuchLebensmittelgeschäft, Newark, DE, USAKeineWird als Verpuppungssubstrat für Puppen und gemilderte Feuchtigkeit bereitgestellt
Mikron-Mesh-Gewebe (250 mL)Industrielles Netz, Maple Grove, MN, USAWN0250-72Wird zur Herstellung von Belüftungsdeckeln für Insekten verwendet
Nährhefe (Flocken)Lebensmittelgeschäft, Trento, TN, ItalienKeineWird zur Vorbereitung des Standard Drosophila Medium
Papieruntersetzers (10,2 cm)verwendetHoffmaster, WI, USA35NG26Wird als Verpuppungssubstrat für Fliegen und zerfleischte Puppen
verwendetPlastikbecher (Ø 13,3 cm, 800 mL)Berry Superfos, Taastrup, DänemarkUnipak 5134Modifiziert für die Lagerung von adulten Parasitoiden
Kunststoffdeckel (& Oslash; 13,3 cm)Berry Superfos, Taastrup, DänemarkPP 2830Modifiziert für die Lagerung von adulten Parasitoiden
PropionsäureMerk Life Science S.r.l., Mailand, ItalienP1386 - 1LWird zur Herstellung der Standard Drosophila
Medium SaccharoseverwendetLebensmittelgeschäft, Trento, TN, ItalienKeineWird zur Zubereitung des Standard Drosophila Medium
Suppenbechers mit Deckel (475 mL)verwendet.StackMan, VietnamDC1648Wird für parasitierte Larven verwendet, um
SojabohnenmehlLebensmittelgeschäft, Trento, TN, ItalienKeineWird zur Zubereitung der Standard Drosophila Medium
White Filzscheibe (0,64 cm dick, 5 mm ID x 20 mm AD) verwendet. Lincoln, NH, USWFW/.25 x 5 x 20 mmWird als Futterring für Parasitoide verwendet
zu verpuppen

Referenzen

  1. Asplen, M. K., et al. Invasion biology of spotted wing drosophila (Drosophila suzukii): a global perspective and future priorities. Journal of Pest Science. 88 (3), 469-494 (2015).
  2. Tait, G., et al. Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae): A decade of research towards a sustainable integrated pest management program. Journal of Economic Entomology. 114 (5), 1950-1974 (2021).
  3. Kirschbaum, D. S., Funes, C. F., Buonocore-Biancheri, M. J., Suárez, L., Ovruski, S. M. The biology and ecology of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Drosophila suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 41-92 (2020).
  4. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Buffington, M. L., Hoelmer, K. A. Biological control of Drosophila suzukii. CAB Reviews. 15, 054(2020).
  5. Lee, J. C., et al. Biological control of spotted-wing drosophila (Diptera: Drosophilidae): Current and pending tactics. Journal of Integreated Pest Management. 10 (1), 13(2019).
  6. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Hoelmer, K. A. Biological control of spotted-wing drosophila: An update on promising agents. Drosophilia suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 143-167 (2020).
  7. Daane, K. M., et al. First exploration of parasitoids of Drosophila suzukii in South Korea as potential classical biological agents. Journal of Pest Science. 89 (3), 823-835 (2016).
  8. Giorgini, M., et al. Exploration for native parasitoids of Drosophila suzukii in China reveals a diversity of parasitoid species and narrow host range of the dominant parasitoid. Journal of Pest Science. 92 (2), 509-522 (2019).
  9. Girod, P., et al. The parasitoid complex of D. suzukii and other fruit feeding Drosophila species in Asia. Scientific Reports. 8 (1), 11839(2018).
  10. Kacsoh, B. Z., Schlenke, T. A. High hemocyte load is associated with increased resistance against parasitoids in Drosophila suzukii, a relative of D. melanogaster. PLoS ONE. 7 (4), 34721(2012).
  11. Buffington, M. L., Forshage, M. Redescription of Ganaspis brasiliensis (Ihering, 1905), new combination (Hymenoptera: Figitidae), a natural enemy of the invasive Drosophila suzukii (Matsumura, 1931)(Diptera: Drosophilidae). Procedings of the Entomoogical Society of Washington. 118 (1), 1-13 (2016).
  12. Biondi, A., et al. Innate olfactory responses of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae)towards fruits infested by the invasive spotted wing drosophila. Journal of Insect Behavior. 30 (5), 495-506 (2017).
  13. Biondi, A., Wang, X. G., Daane, K. M. Host preference of three Asian larval parasitoids to closely related Drosophila species: implications for biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (2), 273-283 (2021).
  14. Girod, P., Rossignaud, L., Haye, T., Turlings, T. C. J., Kenis, M. Development of Asian parasitoids in larvae of Drosophila suzukii feeding on blueberry and artificial diet. Journal of Applied Entomology. 142 (5), 483-494 (2018).
  15. Wang, X. G., Nance, A. H., Jones, J. M. L., Hoelmer, K. A., Daane, K. M. Aspects of the biology and reproductive strategy of two Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 121, 58-65 (2018).
  16. Wang, X. G., Biondi, A., Daane, K. M. Functional responses of three candidate Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Economic Entomology. 113 (1), 73-80 (2020).
  17. Wang, X. G., et al. Assessment of Asobara japonica as a potential biological control agent for the spotted wing drosophila, Drosophila suzukii. Entomologia Generalis. 41, 1-12 (2021).
  18. Hougardy, E., Hogg, B. N., Wang, X. G., Daane, K. M. Comparison of thermal performances of two Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Biological Control. 136, 104000(2019).
  19. Wang, X. G., Hogg, B. N., Hougardy, E., Nance, A. H., Daane, K. M. Potential competitive outcomes among three solitary larval endoparasitoids as candidate agents for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 130, 18-26 (2019).
  20. Daane, K. M., Biondi, A., Wang, X. G., Hogg, B. A. Potential host ranges of three Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (4), 1171-1182 (2021).
  21. Girod, P., et al. Host specificity of Asian parasitoids for potential classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 91 (4), 1241-1250 (2018).
  22. Seehausen, M. L., et al. Evidence for a cryptic parasitoid species reveals its suitability as a biological control agent. Scientific Reports. 10 (1), 19096(2020).
  23. Nomano, F. Y., et al. Genetic differentiation of Ganaspis brasiliensis (Hymenoptera: Figitidae) from East and Southeast Asia. Applied Entomology and Zoology. 52 (3), 429-437 (2017).
  24. Kasuya, N., Mitsui, H., Ideo, S., Watada, M., Kimura, M. T. Ecological, morphological and molecular studies on Ganaspis individuals (Hymenoptera: Figitidae) attacking Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Applied Entomology and Zoology. 48 (1), 87-92 (2013).
  25. Matsuura, A., Mitsui, H., Kimura, M. T. A preliminary study on distributions and oviposition sites of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) and its parasitoids on wild cherry tree in Tokyo, central Japan. Applied Entomology and Zoology. 53 (1), 47-53 (2018).
  26. Abram, P. K., et al. New records of Leptopilina, Ganaspis, and Asobara species associated with Drosophila suzukii in North America, including detections of L. japonica and G. brasiliensis. Journal of Hymenoptera Research. 78, 1-17 (2020).
  27. Puppato, S., Grassi, A., Pedrazzoli, F., De Cristofaro, A., Ioriatti, C. First report of Leptopilina japonica in Europe. Insects. 11 (9), 611(2020).
  28. Dalton, D. T., et al. Laboratory survival of Drosophila suzukii under simulated winter conditions of the Pacific Northwest and seasonal field trapping in five primary regions of small and stone fruit production in the United States. Pest Managagement Science. 67 (11), 1368-1374 (2011).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

Zucht von ParasitoidenMassenzuchtmethodenVorbereitung der Wirtsdi tParasitierungsk figAusflug der WespenBek mpfung invasiver Sch dlingeSch dlinge von weichen Fr chten
Methoden zur Aufzucht des parasitoiden Ganaspis brasiliensis, einem vielversprechenden biologischen Bekämpfungsmittel für die invasive Drosophila suzukii
Kontakt
Rückmeldung an Ihre Bibliothek

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.