Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Virale Transgenexpression in Nagetierherzen und die Bewertung des Risikos für Herzrhythmusstörungen

2K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/64073

⸱

27. Juli 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1University of Ottawa Heart Institute, 2Department of Cellular and Molecular Medicine, University of Ottawa, 3Department of Biochemistry, Microbiology and Immunology, University of Ottawa

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das vorliegende Protokoll beschreibt Methoden zur Transgenexpression in Ratten- und Mausherzen durch direkte intramyokardiale Injektion des Virus unter echokardiographischer Leitung. Methoden zur Beurteilung der Anfälligkeit des Herzens für ventrikuläre Arrhythmien durch die programmierte elektrische Stimulation isolierter, Langendorff-durchbluteter Herzen werden hier ebenfalls erläutert.

Zusammenfassung

Herzerkrankungen sind weltweit die häufigste Ursache für Morbidität und Mortalität. Aufgrund der einfachen Handhabung und des Reichtums an transgenen Stämmen sind Nagetiere zu unverzichtbaren Modellen für die kardiovaskuläre Forschung geworden. Spontane letale Herzrhythmusstörungen, die bei Patienten mit Herzerkrankungen häufig zum Tod führen, sind jedoch in Nagetiermodellen für Herzerkrankungen selten. Dies ist in erster Linie auf die Unterschiede in den elektrischen Eigenschaften des Herzens zwischen Menschen und Nagetieren zurückzuführen und stellt eine Herausforderung für die Untersuchung von Herzrhythmusstörungen an Nagetieren dar. Dieses Protokoll beschreibt einen Ansatz, um eine effiziente Transgenexpression im ventrikulären Myokard von Maus und Ratte unter Verwendung von echokardiografischen intramuskulären Injektionen von rekombinantem Virus (Adenovirus und Adeno-assoziiertes Virus) zu ermöglichen. Diese Arbeit skizziert auch eine Methode, die eine zuverlässige Beurteilung der kardialen Anfälligkeit für Arrhythmien unter Verwendung isolierter, Langendorff-perfundierter Maus- und Rattenherzen mit sowohl adrenergen als auch programmierten elektrischen Stimulationen ermöglicht. Diese Techniken sind entscheidend für die Untersuchung von Herzrhythmusstörungen, die mit einem nachteiligen kardialen Umbau nach Verletzungen wie Myokardinfarkt verbunden sind.

Einleitung

Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind weltweit die häufigste Todesursache und kostetenallein im Jahr 2017 18 Millionen Menschen das Leben1. Nagetiere, insbesondere Mäuse und Ratten, sind aufgrund der einfachen Handhabung und der Verfügbarkeit verschiedener transgener Überexpressions- oder Knockout-Linien zum am häufigsten verwendeten Modell in der kardiovaskulären Forschung geworden. Nagetiermodelle waren von grundlegender Bedeutung für das Verständnis der Krankheitsmechanismen und für die Identifizierung potenzieller neuer therapeutischer Ziele bei Myokardinfarkt2, Bluthochdruck3, Herzinsuffizienz4 und Atherosklerose5. Die Verwendung von Nagetieren in Studien zu Herzrhythmusstörungen ist jedoch durch ihre geringe Herzgröße und schnellere Herzfrequenz im Vergleich zu menschlichen oder großen Tiermodellen begrenzt. Daher sind spontane letale Arrhythmien bei Mäusen oder Ratten nach Myokardinfarkt selten2. Die Forscher sind gezwungen, sich auf indirekte sekundäre Veränderungen zu konzentrieren, die ein pro-arrhythmisches Substrat wie Fibrose oder Genexpression widerspiegeln könnten, ohne signifikante Veränderungen der Arrhythmiebelastung oder pro-arrhythmischer Tendenzen zu zeigen. Um diese Einschränkung zu überwinden, wird im vorliegenden Protokoll eine Methode beschrieben, die eine zuverlässige Beurteilung der Anfälligkeit von Mäuse- und Rattenherzen für ventrikuläre Tachyarrhythmien nach genetischer Veränderung 6,7 oder Myokardinfarkt2 ermöglicht. Diese Methode kombiniert die adrenerge Rezeptorstimulation mit der programmierten elektrischen Stimulation, um ventrikuläre Tachyarrhythmien in isolierten, Langendorff-perfundierten8 Maus- und Rattenherzen zu induzieren.

Standardansätze für den viralen Gentransfer in Nagetier-Myokardgewebe beinhalten häufig die Exposition des Herzens durch die Thorakotomie 9,10,11, die ein invasives Verfahren ist und mit einer verzögerten Genesung der Tiere nach dem Eingriff verbunden ist. Dieser Artikel beschreibt ein Verfahren zur direkten intramyokardialen Injektion von Viren unter Ultraschallbildgebung zur Überexpression von Transgenen. Dieses weniger invasive Verfahren ermöglicht im Vergleich zur Thorakotomie eine schnellere Genesung der Tiere nach der Virusinjektion und weniger Gewebeverletzungen, reduziert postoperative Schmerzen und Entzündungen beim Tier und ermöglicht somit eine bessere Beurteilung der Auswirkungen transgener Gene auf die Herzfunktion.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle beschriebenen Methoden und Verfahren wurden vom Animal Research Ethics Review Board an der University of Ottawa und dem Biosafety Review Committee am University of Ottawa Heart Institute genehmigt. Die entwickelten Sicherheitsprotokolle beinhalten, dass alle Verfahren, die sich mit rekombinantem Adenovirus oder Adeno-assoziiertem Virus (AAV) befassen, in einer Biosicherheitswerkbank der Stufe II durchgeführt wurden. Alle Gegenstände, die mit dem Virus in Berührung kamen, wurden nach dem Experiment gründlich dekontaminiert. Für die vorliegende Studie wurden Ctnnb1 flox/flox und αMHC-MerCreMer Mäuse (8-12 Wochen alt, beiderlei Geschlechts) und Sprague-Dawley-Ratten (200-250g, männlich) verwendet. Die Tiere wurden aus kommerziellen Quellen bezogen (siehe Materialtabelle). Alle Verfahren, die mit Tieren zu tun haben, wurden von Mitarbeitern durchgeführt, die von den institutionellen Regelungsausschüssen geschult und genehmigt wurden. Bei allen Eingriffen wurde eine angemessene persönliche Schutzausrüstung verwendet.

1. Virale Transgenexpression in ventrikulären Geweben von Nagetieren

HINWEIS: Lagern Sie rekombinantes Adenovirus oder AAV, das das Zielgen und das entsprechende Kontrollvirus exprimiert, wie z. B. Ad-GFP (Titer von 1 x 10 10 PFU/ml) oder AAV9-GFP (Titer von 1 x 1013 GC/ml) (siehe Materialtabelle), in einem Gefrierschrank von -80 °C.

  1. Am Tag der Virusinjektion tauen Sie das Virus auf Eis auf. Das Virus, das das Zielgen exprimiert, und das Kontrollvirus werden in zwei separate Spritzen (Volumen = 50 μL) mit 30 G 1/2 Nadeln abgesaugt und bis zur Verwendung auf Eis gehalten.
    HINWEIS: Alle Blasen in der Spritze und Nadel müssen sorgfältig entfernt werden.
  2. Verabreichung von Buprenorphin an Ratten oder Mäuse (0,05 mg/kg für Ratten, 0,1 mg/kg für Mäuse, subkutan), 1 h später eine Anästhesie mit 3% Isofluran induzieren und Isofluran bei 2% (in 100% Sauerstoff bei einer Flussrate von 0,5-1,0 l/min) für das nachfolgende Verfahren halten.
  3. Kneifen Sie den Körper des Tieres (z. B. den Schwanz) vorsichtig mit einer Pinzette zusammen, und wenn das Tier nicht mit Körperbewegungen auf die Zwicke reagiert, wird eine ordnungsgemäße Anästhesie bestätigt.
  4. Halten Sie die Körpertemperatur mit einem elektrischen Heizkissen auf 37 °C. Rasieren Sie die Haare im Brustbereich mit einer Haarschneidemaschine.
    HINWEIS: Bei der Verwendung eines elektrischen Heizkissens ist Vorsicht geboten, da die Wärmeverteilung ungleichmäßig sein kann.
  5. Tragen Sie eine Augensalbe auf beide Augen auf, um das Austrocknen der Hornhaut zu verhindern.
  6. Halten Sie das Tier in Rückenlage und verwenden Sie ein präklinisches Bildgebungssystem (siehe Materialtabelle) für die Ultraschallbildgebung des Herzens des Tieres in der Kurzachsenausrichtung.
    HINWEIS: Die folgenden Schritte werden in einer Biosicherheitswerkbank der Stufe II durchgeführt, die eine sterile Umgebung bietet. Es werden Standard-Sicherheitsverfahren, einschließlich solcher mit sicherer Nadelhandhabung, angewendet.
  7. Sterilisieren Sie den linken unteren Brustbereich des Tieres mit abwechselnden Runden eines Peelings auf Jod- oder Chlorhexidinbasis und Alkohol dreimal in kreisenden Bewegungen.
  8. Führen Sie unter Anleitung der Ultraschallbildgebung die 30 g 1/2 Nadel der Spritze mit dem Virus ein, wie in Schritt 1.1 hergestellt. über die linke untere Brustseite des Körpers in die Brust des Tieres.
  9. Nähern Sie sich der Nadelspitze in die linksventrikuläre vordere freie Wand und injizieren Sie langsam 10-15 μL des Virus. Überprüfen Sie die erfolgreiche Injektion in Ultraschallbildern durch die erhöhte Helligkeit in der Nähe der Nadelspitze.
    HINWEIS: Die Menge an Virus, die an jeder Stelle injiziert wird, beträgt nicht mehr als 15 μl, um eine physische Schädigung des Myokardgewebes zu verhindern.
  10. Ziehen Sie die Nadel aus dem Herzen und führen Sie sie in andere Regionen des linken Ventrikels ein, um eine zweite und dritte Injektion der gleichen Virusmenge zu erhalten.
    ANMERKUNG: Die Gesamtzahl der Injektionsstellen wird durch das Versuchsdesign bestimmt. Wenn eine fokale Transgenexpression erforderlich ist, ist nur eine Injektion erforderlich. Wenn eine diffusivere Transgenexpression erforderlich ist, sind in der Regel mehrere Injektionsstellen (drei bis fünf) erforderlich.
  11. Nach Abschluss der Injektionen ist das Tier wieder in seinen Käfig zu bringen.
  12. Überwachen Sie das Tier sorgfältig, bis es wieder genügend Bewusstsein erlangt hat, um das Brusthöhlenliegen aufrechtzuerhalten, und bringen Sie es in seinen Aufenthaltsraum zurück.
  13. Verabreichen Sie dem Tier in den folgenden 2 Tagen Buprenorphin HCl (0,1 mg/kg, zweimal täglich bei Mäusen, 0,05 mg/kg, zweimal täglich bei Ratten, subkutan). Bringen Sie die Tiere in das Vivarium zurück und überwachen Sie sie täglich auf ungewöhnliche Anzeichen von Schmerzen oder Leiden, und wenn sie gefunden werden, behandeln Sie die Tiere gemäß den Protokollen des Institutional Animal Care Committee.

2. Beurteilung der Anfälligkeit für Herzrhythmusstörungen

HINWEIS: 4-6 Tage nach der Adenovirus-Injektion und 1-2 Wochen nach der AAV-Injektion ist die Anfälligkeit der Tierherzen für Herzrhythmusstörungen gemäß den Schritten 2.1.-2.2 zu beurteilen.

  1. Führen Sie eine Langendorff-Perfusion des Ratten- oder Mausherzens durch.
    1. Bereiten Sie Tyrode-Lösung vor, indem Sie Folgendes in 1 l Wasser geben: NaCl, 7,9 g (final = 135 mM); KCl, 0,37 g (5,0 mM); CaCl2, 0,27 g (1,8 mM); MgCl2, 0,24 g (1,2 mM); HEPES, 2,38 g (10 mM); und Glukose, 1,8 g (10 mM). Stellen Sie den pH-Wert mit NaOH auf 7,40 ein (siehe Materialtabelle).
    2. Die Lösung wird in den Schritten 2.1.6.-2.2.8 kontinuierlich mit einem 0,2-μm-Filter filtriert und mit 100%O2 aufgeblasen.
    3. Verabreichen Sie der Ratte oder Maus Heparin (500 E/kg, intraperitoneale Injektion) und betäuben Sie das Tier 10 Minuten später mit 3% Isofluran. Sorgen Sie für eine ausreichende Anästhesie mit einer sanften Prise auf den Körper.
    4. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen vertikalen Schnitt von 1-1,5 cm in der Mitte des Schlüsselbeins für eine linke Thorakotomie zu machen und das Herz freizulegen.
    5. Sammeln Sie das Herz, indem Sie mit einer Schere auf Höhe des Aortenbogens schneiden und geben Sie das Herz sofort in eiskalte Tyrode-Lösung.
      HINWEIS: Es ist Vorsicht geboten, das Herz während der Herzentnahme nicht zu schädigen.
    6. Die Aorta des Herzens wird mit einer stumpfen Nadel (18 g für Ratten; 23 g für Mäuse) kantiert, die mit einem modifizierten Langendorff-Perfusionssystem (siehe Materialtabelle) im Modus mit konstanter Durchflussrate verbunden ist. Stellen Sie die Durchflussrate ein, um den Perfusionsdruck bei 70-80 mmHg zu halten.
      HINWEIS: Eventuelle Blasen in der Perfusionsnadel müssen vor der Aortenkanüle entfernt werden. Die Verwendung eines Präpariermikroskops erleichtert die Kanülierung.
    7. Das kanülierte Herz wird mit dem linken Ventrikel nach oben in einemit Silikonelastomer beschichtete 9,10 cm Kunststoffschale gegeben und das Herz 9,12 mit O2-Bubbled-Tyrode-Lösung bei 37 °C durchblutet.
    8. Überprüfen Sie die korrekte Aortenkanülation zu Beginn der Perfusion, indem Sie das Auswaschen von Blut aus dem Herzen während der ersten zwei bis drei Herzschläge und die Veränderung der Herzfarbe von rot zu blass beobachten.
    9. Platzieren Sie die Elektroden eines Kleintier-EKG-Systems (siehe Materialtabelle) um das Herz herum, indem Sie sie in die Silikonelastomerbeschichtung in der Schale einführen (Abbildung 1). Zeichnen Sie das EKG mit einer kompatiblen Software auf.
  2. Führen Sie eine adrenerge Rezeptorstimulation und eine programmierte elektrische Stimulation durch, um ventrikuläre Tachyarrhythmien zu induzieren.
    1. Nach erfolgreicher Aortenkanüle wird das Herz 20 Minuten lang mit Tyrode-Lösung durchblutet, um das Herzpräparat zu stabilisieren.
    2. 1 μM Isoproterenol (siehe Materialtabelle) zu der Tyrode-Lösung geben, die in den Schritten 2.2.3.-2.2.8 für die Herzperfusion verwendet wird.
    3. Nach 10 Minuten Isoproterenol-Perfusion stimulieren Sie das Herz an der Spitze mit zwei Platinelektroden, die mit einem elektrischen Stimulator verbunden sind (siehe Materialtabelle).
    4. Beginnen Sie mit dem Stimulationsverfahren (Abbildung 2), das 10 aufeinanderfolgende Stimuli (S1, 5 V, 100 ms-Intervalle) umfasst, denen ein zusätzlicher Stimulus (S2) mit einem Anfangsintervall von 80 ms folgt. Reduzieren Sie das S2-Intervall jedes Mal wiederholt um 2 ms, bis der Herzschlag nicht mehr erfasst werden kann (d. h. die effektive Refraktärperiode des Herzens erreicht wird, ERP)13.
    5. Überwachen Sie alle induzierten ventrikulären Tachyarrhythmien (einschließlich ventrikulärer Tachykardie und Flimmern) durch EKG.
    6. Wenn durch das obige Verfahren keine Arrhythmien induziert werden, fügen Sie nach S2 einen weiteren zusätzlichen Stimulus (S3) mit den gleichen Anfangs- (80 ms) und Dekrementintervallen (um 2 ms) hinzu, bis das ERP erreicht ist.
    7. Wenn ventrikuläre Tachyarrhythmien immer noch nicht induziert werden, fügen Sie nach S3 einen weiteren zusätzlichen Stimulus (S4) mit den gleichen Anfangs- und Dekrementintervallen hinzu, bis das ERP erreicht ist.
    8. Wenn ventrikuläre Tachyarrhythmien immer noch nicht induziert werden (wie es bei gesunden Kontrollherzen zu erwarten ist), stoppen Sie das elektrische Stimulationsprotokoll und betrachten Sie das Herz als nicht induzierbar.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Bei Perfusion nach dem hier beschriebenen Protokoll (Abbildung 1) schlägt ein isoliertes Ratten- oder Mausherz mindestens 4 Stunden lang rhythmisch und stabil. Wenn das Versuchsdesign eine längere Dauer der Herzdurchblutung erfordert, ist es hilfreich, Albumin in die Perfusionslösung zu geben, um das Auftreten von Myokardödemen nach längerer Perfusionzu reduzieren 14. Die Aufnahme von Isoproterenol in die Perfusionslösung ahmt die Aktivierung des sympathischen Nervens...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Mehrere Schritte sind entscheidend für den Erfolg der Langendorff-durchbluteten, isolierten Herzpräparation. Erstens ist es wichtig, eine Schädigung des Herzens während der Herzentnahme zu vermeiden (z.B. durch versehentliches Quetschen oder Schneiden mit der Schere). Zweitens ist es wichtig, das gesammelte Herz so schnell wie möglich in kalte Tyrode-Lösung zu geben, da dies den Herzschlag stoppt und den Sauerstoffverbrauch des Herzens reduziert. Drittens darf das Einführen der Nadel in die Aorta nicht zu tief sein – ide...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde unterstützt durch die Projektzuschüsse der Canadian Institutes of Health Research (CIHR) (PJT-148918 und PJT-180533 an WL), den CIHR Early Career Investigator Award (AR8-162705, an WL), das McDonald-Stipendium und den New Investigator Award der Heart and Stroke Foundation of Canada (HSFC) (S-17-LI-0866, an WL), Studentenstipendien (an JW und YX) und ein Postdoc-Stipendium (an AL) von den Cardiac Endowment Funds der University of Ottawa am Heart Institute. Die Autoren danken Herrn Richard Seymour für seine technische Unterstützung. Abbildung 2 wurde mit Biorender.com mit genehmigten Lizenzen erstellt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
30 G 1/2 PrecisionGlide NadelBecton Dickinson (BD)305106
Adeno-assoziiertes Virus (AAV9-GFP)Vector Biolabs7007
Adenovirus (Ad-GFP)Vector Biolabs1060
Adenovirus (Ad-Wnt3a)Vector BiolabsADV-276318
Biosicherheitswerkbank (Level II)Microzone CorporationN/AModell #: BK-2-4
BuprenorphinVetergesicDIN 02342510
CalciumchloridSigma-Aldrich102378
D-GlucoseFisher ChemicalD16-1
HaarschneiderWAHL Clipper Corporation78001
Hamilton SpritzeSigma-Aldrich20701705 LT, Volumen 50 μ L
HeizkissenLife BrandE12107
HeparinFresenius KabiDIN 02264315
HEPESSigma-AldrichH4034
IsofluranFresenius Kabi Ltd.M60303
IsoproterenolhydrochloridSigma-Aldrich1351005
LabChart 8 SoftwareADInstruments Inc.Version 8.1.5für EKG-Aufzeichnung
Magnesiumchlorid-HexahydratSigma-AldrichM2393
Mäuse (Ctnnb1flox/flox)Jackson Labs4152
Mäuse (α MHC-MerCreMer)JacksonLabs5650
MikroskopLeicaS9ifür Langendorff System
MS400 SchallkopfVisualSonic Inc.N/A
Ophthalmic SalbeSystaneDIN 02444062
Kaliumchlorid (KCl)Sigma-AldrichP9541
DruckmessgerätNETECHDigiMano 1000für Langendorff System
PumpeCole-ParmerUZ-77924-65für Langendorff System
Ratte (Sprague-Dawley, männlich)Charles River400
SkalpellklingenFine Science Tools10010-00
SkalpellgriffFine Science Tools10007-12
SilikonelastomerDown Inc.Sylgard 184für Langendorff-System
Kleintier-EKG-SystemADInstruments Inc.N/APowerlab 8/35 und Tier Bio Amp
NatriumchloridSigma-AldrichS7653
NatriumhydroxidSigma-Aldrich567530
StimulatorIonOptixMyoPacer EP
VEVO3100 Präklinisches BildgebungssystemVisualSonic Inc.N/A

Referenzen

  1. Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association. Circulation. 141 (9), 139(2020).
  2. Wang, J., et al. Cardiomyocyte-specific deletion of β-catenin protects mouse hearts from ventricular arrhythmias after myocardial infarction. Scientific Reports. 11 (1), 17722(2021).
  3. Wang, T., et al. Effect of exercise training on the FNDC5/BDNF pathway in spontaneously hypertensive rats. Physiological Reports. 7 (24), 14323(2019).
  4. Lin, H. B., et al. Innate immune Nod1/RIP2 signaling is essential for cardiac hypertrophy but requires mitochondrial antiviral signaling protein for signal transductions and energy balance. Circulation. 142 (23), 2240-2258 (2020).
  5. Karunakaran, D., et al. RIPK1 expression associates with inflammation in early atherosclerosis in humans and can be therapeutically silenced to reduce NF-κB activation and atherogenesis in mice. Circulation. 143 (2), 163-177 (2021).
  6. Gharibeh, L., et al. GATA6 is a regulator of sinus node development and heart rhythm. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (1), 2007322118(2021).
  7. Lu, A., et al. Direct and indirect suppression of Scn5a gene expression mediates cardiac Na+ channel inhibition by Wnt signalling. Canadian Journal of Cardiology. 36 (4), 564-576 (2020).
  8. Liang, W., et al. Role of phosphoinositide 3-kinase {alpha}, protein kinase C, and L-type Ca2+ channels in mediating the complex actions of angiotensin II on mouse cardiac contractility. Hypertension. 56 (3), 422-429 (2010).
  9. Kapoor, N., Liang, W., Marban, E., Cho, H. C. Direct conversion of quiescent cardiomyocytes to pacemaker cells by expression of Tbx18. Nature Biotechnology. 31 (1), 54-62 (2013).
  10. Kim, N. K., Wolfson, D., Fernandez, N., Shin, M., Cho, H. C. A rat model of complete atrioventricular block recapitulates clinical indices of bradycardia and provides a platform to test disease-modifying therapies. Scientific Reports. 9 (1), 6930(2019).
  11. Cingolani, E., et al. Gene therapy to inhibit the calcium channel beta subunit: Physiological consequences and pathophysiological effects in models of cardiac hypertrophy. Circulation Research. 101 (2), 166-175 (2007).
  12. Ionta, V., et al. SHOX2 overexpression favors differentiation of embryonic stem cells into cardiac pacemaker cells, improving biological pacing ability. Stem Cell Reports. 4 (1), 129-142 (2015).
  13. Guss, S. B., Kastor, J. A., Josephson, M. E., Schare, D. L. Human ventricular refractoriness. Effects of cycle length, pacing site and atropine. Circulation. 53 (3), 450-455 (1976).
  14. Segel, L. D., Ensunsa, J. L. Albumin improves stability and longevity of perfluorochemical-perfused hearts. The American Journal of Physiology. 254, 1105-1112 (1988).
  15. Hong, P., et al. NLRP3 inflammasome as a potential treatment in ischemic stroke concomitant with diabetes. Journal of Neuroinflammation. 16 (1), 121(2019).
  16. Lin, H. B., et al. Macrophage-NLRP3 inflammasome activation exacerbates cardiac dysfunction after ischemic stroke in a mouse model of diabetes. Neuroscience Bulletin. 36 (9), 1035-1045 (2020).
  17. Lin, H. B., et al. Cerebral-cardiac syndrome and diabetes: Cardiac damage after ischemic stroke in diabetic state. Frontiers in Immunology. 12, 737170(2021).
  18. Brack, K. E., Narang, R., Winter, J., Ng, G. A. The mechanical uncoupler blebbistatin is associated with significant electrophysiological effects in the isolated rabbit heart. Experimental Physiology. 98 (5), 1009-1027 (2013).
  19. Allison, S., et al. Electroconductive nanoengineered biomimetic hybrid fibers for cardiac tissue engineering. Journal of Materials Chemistry. B. 5 (13), 2402-2406 (2017).
  20. Hamel, V., et al. De novo human cardiac myocytes for medical research: Promises and challenges. Stem Cells International. 2017, 4528941(2017).
  21. Liang, W., Lu, A., Davis, D. R. Induced pluripotent stem cell-based treatment of acquired heart block: The battle for tomorrow has begun. Circulation. Arrhythmia and Electrophysiology. 10 (5), 005331(2017).
  22. McLaughlin, S., et al. Injectable human recombinant collagen matrices limit adverse remodeling and improve cardiac function after myocardial infarction. Nature Communications. 10 (1), 4866(2019).
  23. Villanueva, M., et al. Glyoxalase 1 prevents chronic hyperglycemia induced heart-explant derived cell dysfunction. Theranostics. 9 (19), 5720-5730 (2019).
  24. Kanda, P., et al. Deterministic paracrine repair of injured myocardium using microfluidic-based cocooning of heart explant-derived cells. Biomaterials. 247, 120010(2020).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Nagetier-Herzmodelleventrikuläres Myokardechokardiographisch geführte InjektionLangendorff-Perfusionprogrammierte elektrische Stimulationadrenerge Stimulationventrikuläre TachyarrhythmieEinzelzell-Elektrophysiologie
Virale Transgenexpression in Nagetierherzen und die Bewertung des Risikos für Herzrhythmusstörungen
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.