Method Article

Rattenverbrennungsmodell zur Untersuchung der thermischen Verbrennung und Infektion der Haut in voller Dicke

DOI:

10.3791/64345

⸱

August 23rd, 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1UNC Eshelman School of Pharmacy, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Department of Biochemistry & Pharmacology, School of Biomedical Sciences, Faculty of Medicine, Dentistry and Health Sciences, The University of Melbourne, 3Department of Microbiology & Immunology, University of North Carolina School of Medicine, 4Department of Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill, 5Curriculum in Toxicology and Environmental Medicine, University of North Carolina at Chapel Hill, 6Department of Microbiology, Monash Biomedicine Discovery Institute, Monash University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ein Modell, das das klinische Szenario von Verbrennungsverletzungen und -infektionen nachahmt, ist notwendig, um die Verbrennungsforschung voranzutreiben. Das vorliegende Protokoll demonstriert ein einfaches und reproduzierbares Modell für Rattenverbrennungen, das mit dem beim Menschen vergleichbar ist. Dies erleichtert die Untersuchung von Verbrennungen und Infektionen nach Verbrennungen für die Entwicklung neuer topischer Antibiotika-Behandlungen.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Verbrennungsinduktionsmethoden sind in Rattenmodellen uneinheitlich beschrieben. Ein einheitliches Brandwundmodell, das das klinische Szenario darstellt, ist notwendig, um eine reproduzierbare Verbrennungsforschung durchzuführen. Das vorliegende Protokoll beschreibt eine einfache und reproduzierbare Methode, um bei Ratten Verbrennungen mit ~20% Gesamtkörperoberfläche (TBSA) in voller Dicke zu erzeugen. Hier wurde ein 22,89 cm2 (5,4 cm Durchmesser) großer Kupferstab, der in einem Wasserbad auf 97 °C erhitzt wurde, auf die Hautoberfläche der Ratte aufgebracht, um die Brandverletzung zu induzieren. Ein Kupferstab mit einer hohen Wärmeleitfähigkeit war in der Lage, die Wärme tiefer im Hautgewebe abzuleiten, um eine Verbrennung in voller Dicke zu erzeugen. Die histologische Analyse zeigt eine abgeschwächte Epidermis mit koagulativer Schädigung der gesamten Dicke der Dermis und des Unterhautgewebes. Darüber hinaus ist dieses Modell repräsentativ für die klinischen Situationen, die bei hospitalisierten Verbrennungspatienten nach Verbrennungsverletzungen wie Immundysregulation und bakteriellen Infektionen beobachtet werden. Das Modell kann die systemische bakterielle Infektion sowohl durch grampositive als auch durch gramnegative Bakterien rekapitulieren. Zusammenfassend stellt dieses Papier ein leicht zu erlernendes und robustes Rattenverbrennungsmodell vor, das die klinischen Situationen, einschließlich Immundysregulation und bakterieller Infektionen, nachahmt, was für die Entwicklung neuer topischer Antibiotika gegen Brandwunden und Infektionen von erheblichem Nutzen ist.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brandverletzungen gehören zu den verheerendsten Formen von Traumata, wobei die Sterblichkeitsrate selbst in spezialisierten Verbrennungszentren 12% erreicht 1,2,3. Laut kürzlich veröffentlichten Berichten benötigen in den Vereinigten Staaten jährlich ~486.000 Verbrennungspatienten medizinische Versorgung, mit fast 3.500 Todesfällen 1,2,3,4,5,6. Verbrennungen stellen eine große Herausforderung für das Immunsystem der Patienten dar und verursachen eine signifikante offene Wunde, die nur langsam heilt und sie anfällig für kutane, pulmonale und systemische Besiedlung mit nosokomialen, opportunistischen Bakterien macht. Eine Immundysregulation in Kombination mit der bakteriellen Infektion ist mit einer erhöhten Morbidität und Mortalität bei Verbrennungspatienten verbunden7.

Ein Verbrennungs- und Infektionsmodell für Tiere ist unerlässlich, um die Pathogenese bakterieller Infektionen nach Hautschäden und Immunsuppression im Zusammenhang mit Verbrennungstraumata zu untersuchen. Solche Modelle ermöglichen die Entwicklung und Evaluierung neuer Methoden zur Behandlung bakterieller Infektionen bei Verbrennungspatienten. Ratten und Menschen haben ähnliche hautphysiologische und pathologische Merkmale, die bereits dokumentiert wurden8. Darüber hinaus sind Ratten kleiner, wodurch sie einfacher zu handhaben, erschwinglicher und einfacher zu beschaffen und zu warten sind als größere Tiermodelle.

Diese Eigenschaften machen Ratten zu einem idealen Modelltier, um Verbrennungen und Infektionen zu untersuchen9. Leider ist die Technik zur Verbrennungsinduktion inkonsistent und oft minimal beschrieben 10,11,12,13,14. Das vorliegende Protokoll wurde entwickelt, um ein einfaches, kostengünstiges und reproduzierbares Verfahren zur Erzeugung einer konsistenten Verbrennungsverletzung in voller Dicke in einem Rattenmodell zu entwickeln, das das klinische Szenario simuliert und zur Bewertung der Immunsuppression und der bakteriellen Infektion verwendet werden kann.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle Verfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of North Carolina genehmigt und in Übereinstimmung mit den festgelegten Richtlinien durchgeführt. Für die Experimente wurden männliche und weibliche Sprague-Dawley-Ratten (250-300 g) im Alter von 7-9 Wochen verwendet. Alle Tiere wurden in einem Hell-Dunkel-Zyklus von 12 h:12 h mit freiem Zugang zu Futter und Wasser ad libitum untergebracht. Arbeiten Sie vor Beginn der Studie immer mit Ihrem institutionellen Tierarzt über einen analgetischen Plan.

1. Vorbereitung von Ratten auf die Brandverletzung

  1. Bereiten Sie die Tiere 24 Stunden vor der Verbrennung auf Brandverletzungen vor.
  2. Betäuben Sie die Ratte mit 5% Isofluran in 100% Sauerstoff in einer Induktionskammer für 5 min (Flussrate: 2 l/min), bis sich die Atmung verlangsamt hat.
  3. Sobald die Ratte tief betäubt ist (nicht mehr auf das Einklemmen der Zehen an allen Gliedmaßen reagiert), bewegen Sie die Ratte in Bauchlage auf ein Heizkissen und reduzieren Sie das Isofluran auf 1,5% Sauerstoff zur Aufrechterhaltung durch einen Nasenkegel.
  4. Um ein Austrocknen der Hornhaut nach der Anästhesie und während des Eingriffs zu verhindern, tragen Sie mit einem Applikator mit Wattespitze Augenschmiermittel auf die Hornhaut beider Augen auf.
  5. Rasieren Sie den Rückenbereich der Ratte mit einer elektrischen Haarschneidemaschine (siehe Materialtabelle) und entfernen Sie so viele Haare wie möglich in einem großen Rechteck von den Schulterblättern bis zum Schwanzansatz (Abbildung 2A).
  6. Reinigen Sie den rasierten Bereich mit einem in Kochsalzlösung getränkten Taschentuch, um die losen Haare abzuwischen. Tragen Sie die Haarentfernungslotion mit einem Applikator mit Wattespitze auf die rasierte Stelle auf und lassen Sie sie ~3 Minuten einwirken.
    HINWEIS: Das Auftragen der genannten Haarentfernungslotion für mehr als 3 Minuten führt zu roten Hautausschlägen.
  7. Wischen Sie den Bereich zweimal mit einem feuchten Mullschwamm ab, um die Lotion zu entfernen und Hautreizungen zu vermeiden.
  8. Schalten Sie das Isofluran aus, entfernen Sie den Nasenkegel und legen Sie die Ratte in den Auffangkäfig.
    HINWEIS: Legen Sie ein Heizkissen in den Auffangkäfig.
  9. Bringen Sie das geborgene Tier für den Verbrennungsvorgang am nächsten Tag in einen sauberen Käfig (es kann ~10-15 Minuten dauern, bis sich die Ratte von der Narkose erholt hat).

2. Induktion der Verbrennungsverletzung bei Ratten

  1. Stellen Sie am Tag der Verbrennung die Wasserbadtemperatur auf 97 °C ein und platzieren Sie alle vier Kupferstäbe (je 420 g; Abbildung 1) Im Wasserbad 1 h vor dem Brennexperiment die Stäbchen gleichmäßig erwärmen zu lassen.
    HINWEIS: Die Ruten müssen in das Wasser getaucht werden. Überprüfen Sie vor dem Experiment die Genauigkeit der digitalen Temperaturanzeige mit einem Thermometer.
  2. Betäuben Sie die Ratte wie in Abschnitt 1 erwähnt.
  3. Sobald die Ratte nicht mehr auf das Einklemmen der Zehen an allen Gliedmaßen reagiert, legen Sie sie auf ein Heizkissen in Bauchlage mit 1,5% Isofluran in Sauerstoff zur Wartung (Abbildung 2A).
  4. Injizieren Sie Morphin (20 mg/kg Körpergewicht) über den intraperitonealen (i.p.) Weg zur Schmerzbehandlung6.
  5. Überprüfen Sie die Temperatur des Wassers im Wasserbad. Stellen Sie den Timer ein und ziehen Sie die hitzebeständigen Handschuhe an.
  6. Nehmen Sie einen erhitzten Kupferstab aus dem Wasserbad und berühren Sie ihn 7 s lang auf dem Rückenbereich der Ratte, um die Verbrennung auszulösen.
    HINWEIS: Halten Sie einen Mindestabstand (10-15 cm) zwischen dem Wasserbad und dem Tier ein, um den Wärmeverlust zu minimieren, und üben Sie keinen Druck auf die Stäbe aus, während Sie die Verbrennung auslösen (d. h. der Kontakt muss durch die Schwerkraft aufrechterhalten werden).
  7. Wenden Sie vier Verbrennungen mit einem Stab pro Verbrennungsstelle unmittelbar nacheinander an, um eine TBSA-Vollkontaktverbrennung von etwa 20 % zu erzeugen (Abbildung 2B).
  8. Nach der Verbrennung wird das Tier durch i.p. Injektion von laktierter Ringer-Lösung (0,1 ml/g Körpergewicht) wiederbelebt.
    HINWEIS: Verwenden Sie eine an die Körpertemperatur angepasste laktierte Ringerlösung, um die Ratten wiederzubeleben.
  9. Schalten Sie das Isofluran aus, entfernen Sie den Nasenkegel und legen Sie die Ratte zur Erholung auf die Heizmatte.

3. Vorbereitung des bakteriellen Inokulums und der Infektion

  1. Streifen Sie die gefrorene Probe von Pseudomonas aeruginosa PAO1 und Staphylococcus aureus ATCC25923 auf Muller-Hinton-Agar (MHA)-Platten, 2 Tage vor dem Verbrennungsexperiment.
  2. Wählen Sie am nächsten Tag eine einzelne Kolonie gewachsener Bakterien vom Teller aus und kratzen Sie sie mit einer Impfschleife leicht vom Teller ab. Geben Sie es dann in das Kulturröhrchen, um 10 ml Müller-Hinton-Bouillon (MHB) zu beimpfen und über Nacht bei 37 °C in einem Inkubatorschüttler zu kultivieren.
  3. Am Tag der Verbrennung und Infektion die Kultur 5 Minuten lang bei 4.000 × g zentrifugieren. Waschen Sie das Pellet mit normaler Kochsalzlösung (0,9% NaCl-Lösung).
  4. Resuspendieren Sie das Bakterienpellet in Kochsalzlösung und verdünnen Sie es auf 0,1 OD 600 nm (optische Dichte bei600 nm ). Verdünnen Sie das bakterielle Inokulum, indem Sie 200 μl dieser Bakteriensuspension nehmen und mit 800 μl Kochsalzlösung mischen, um das gewünschte bakterielle Inokulum von 2 × 107 KBE/ml zu erhalten.
  5. Injizieren Sie 15 Minuten nach der Verbrennung 50 μl des im vorherigen Schritt vorbereiteten Inokulums von P. aeruginosa oder S. aureu(Infektionsdosis 1 ×10 6 KBE) in die anästhesierte Ratte mit einer 29-G-Nadel subkutan so nah wie möglich an der Brandwunde.
  6. Nachdem Sie die Brandwunde infiziert haben, legen Sie die Ratte zur Genesung auf das Heizkissen. Sobald sich das Tier erholt hat (~15-20 min), bringen Sie es in einen sauberen Käfig.
    HINWEIS: Bringen Sie nach der Brandverletzung eine Ratte pro Käfig unter. Verwenden Sie Wasser-Nassfutterpellets zum einfachen Kauen und legen Sie sie leicht erreichbar auf den Käfigboden.
  7. Füllen Sie die Wasserflaschen im Käfig mit Morphinwasser (0,4 mg/ml) zur Schmerzbehandlung.
    HINWEIS: Orales Morphin spiegelt die klinische Situation bei Patienten mit menschlichen Verbrennungen wider. In dieser Studie wurde orales Morphin verwendet, um diese Experimente nach mehrfacher Rücksprache mit dem Veterinärpersonal mit menschlichen Verbrennungspatienten vergleichbar zu halten. Trink- und Gewichtsprotokolle wurden während des gesamten Experiments geführt. Verwenden Sie bei allen Eingriffen das gleiche Trinksystem. Andere Analgetika, wie z. B. Buprenorphin, können gemäß den Richtlinien der institutionellen Tierpflege subkutan/intraperitoneal verabreicht werden.
  8. Füllen Sie die Checkliste für die Überwachung aus und überwachen Sie die Tiere während der gesamten Dauer des Versuchs genau auf Stress oder Krankheit.

4. Beurteilung der Brandverletzung

  1. Bewerten Sie die Hautverbrennungsverletzung unmittelbar nach der Brandverletzung morphologisch in Bezug auf Farbe und Rand.
  2. Färben Sie die verbrannte Haut mit Hämatoxylin und Eosin (H & E), um die Brandwundenstruktur und den Epithelspalt15 sichtbar zu machen (siehe Schritt 5.6 für die Probenverarbeitung).

5. Nachbearbeitung von Rattenproben und bakterielle Zählung

  1. Euthanasieren Sie die Ratte 24, 48 und 72 Stunden nach der Verbrennung mit einer Überdosis Anästhesie.
  2. Entnehmen Sie den Ratten Blutproben per Herzpunktion und sammeln Sie sie in einem Mini-Sammelröhrchen.
    1. Analysieren Sie das vollständige Blutbild aus den Blutproben, um die Wirkung der Verbrennungsinduktion auf das Immunsystem des Wirts zu bestimmen.
  3. Ernten Sie Haut, Unterhautgewebe, Muskeln, Lunge und Milz zum Zeitpunkt der Euthanasie.
    HINWEIS: Bewahren Sie einen Teil (~1 cm × 1 cm; mit einem Gewicht von ~ 200-300 mg) der Haut für die H & E-Färbung und einen anderen Teil für die Bakterienzählung auf.
  4. Sammeln Sie die Gewebe in einem 10-ml-Sammelröhrchen und legen Sie sie zur Bakterienzählung in normale Kochsalzlösung auf Eis.
  5. Normalisieren Sie das Gewebegewicht mit normaler Kochsalzlösung und homogenisieren Sie die Proben mit einem Gewebehomogenisator (siehe Materialtabelle).
    1. Verdünnen Sie die Gewebehomogenate seriell in normaler Kochsalzlösung.
    2. Platte 100 μl unverdünntes Homogenat und alle Verdünnungen jeder Gewebeprobe auf Cetrimid-Agar-Platten für Proben, die von Ratten entnommen wurden, die mit P. aeruginosa infiziert waren.
      HINWEIS: Verwenden Sie Mannitol-Agar-Platten zum Plattieren von Proben, die von Ratten gesammelt wurden, die mit S. aureus infiziert waren.
    3. Die Platten werden bei 37 °C in einem Inkubator für 16-18 h inkubiert.
    4. Zählen Sie am nächsten Tag die Bakterienkolonien auf den Platten, multiplizieren Sie sie mit dem Verdünnungsverhältnis, um die KBE/ml-Zahl zu erhalten, und normalisieren Sie sie mit dem Gewicht des Gewebes, um das KBE/g-Gewebe zu berechnen.
    5. Verwenden Sie Datenanalysesoftware, um die Bakterienzahlen in verschiedenen Organen zu den verschiedenen Probenahmezeitpunkten aufzuzeichnen.
  6. Führen Sie eine H & E-Färbung der verbrannten Haut durch, um die Wundstruktur und den Epithelspalt sichtbar zu machen.
    1. Schneiden Sie mit einer Schere und einer Zahnzange ein Hautpflaster von 1 cm x 1 cm aus der Brandstelle ab und tauchen Sie es 48 h bei Raumtemperatur in ein Fixiermittel (10% neutral gepuffertes Formalin, NBF).
      HINWEIS: Schwenken Sie den Behälter, um sicherzustellen, dass alle Gewebe vollständig in das Fixiermittel eingetaucht sind, wobei das Volumen des Fixiermittels das 30-fache des Gewebevolumens beträgt.
    2. Dehydrieren Sie das Hautgewebe mit 70% (v/v) Ethanol für 72 h bei Raumtemperatur.
    3. Verarbeiten Sie die dehydrierten Proben in Paraffinblöcken, um die Schnitte zu schneiden und mit H & E15 zu färben.
    4. Bilden Sie die gefärbten Objektträger in einem Objektträgerscanner (siehe Materialtabelle) mit einem 40-fachen Objektiv digital ab.
    5. Analysieren Sie das gescannte Bild mit Hilfe einer Software (siehe Ergänzungsdatei 1 für die Verarbeitung des Bildes für die Analyse; siehe Materialtabelle).
    6. Untersuchen Sie alle Felder des gefärbten Hautschnitts, um den Zustand der Epidermis, der Dermis, des Unterhautgewebes und der Skelettmuskulatur zu beurteilen.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das hier vorgestellte Protokoll ist hochgradig reproduzierbar und führte bei Ratten zu einer Brandverletzung dritten Grades in voller Dicke. Die Brandwunde erscheint nach der Verbrennungsinduktion wachsweiß (Abbildung 2B). Die Farbe der Brandverletzung änderte sich im Laufe von 72 Stunden nach der Verbrennung von weiß nach braun (Abbildung 2B-E).

Die histologische Analyse bestätigte eine Verbrennung i...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Es wurden mehrere Verbrennungsmodelle vorgestellt, um die Pathophysiologie von Verbrennungsverletzungenzu untersuchen 8,12,16,17. In der vorliegenden Studie haben wir ein Rattenmodell verwendet, um ein einfaches und reproduzierbares Protokoll zu entwickeln, um eine Verbrennung in voller Dicke zu induzieren, gefolgt von einer bakteriellen Infektion, um ein infiziertes Verbrennungstrauma bei Pati...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren danken der Abteilung für Vergleichende Medizin an der University of North Carolina für die Bereitstellung und Pflege von Tieren. Wir danken Lauren Ralph und Mia Evangelista im Pathology Services Core für die fachkundige technische Unterstützung bei der Histopathologie/digitalen Pathologie, einschließlich Gewebeschnitt und Bildgebung. Diese Forschung wurde durch ein Forschungsstipendium des Verteidigungsministeriums unterstützt (Preisnummer W81XWH-20-1-0500, GR und TV).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL SpritzeBD, USA309597Zur Injektion des Analgetikums
1,7 mL MicrotubeOlympus, USA24-282Zur Transport von Morphin
10% NBFVWR, USA16004-115Zur Fixierung des Hautstücks zum Färben
30 mL SpritzeBD, USA302832Zur Injektion der Laktatringerlösung
70% EthylalkoholFischer Wissenschaftlich, USABP28184
Aperio AT2 Digitale Pathologie  Diascanner mit ImageScope-SoftwareAperio, Technologies Inc., Vista, CA, USAn/aScannen von E Objektträger und Analyse
Cetrimid-AgarplattenBD, USA285420Selektive Medienplatten für Pseudomonas aeruginosa Wachstum
Kupferstäben/an/aWird verwendet, um die Verbrennungsverletzung herbeizuführen
Applikatoren mit WattespitzeOMEGA Chirurgisches Zubehör, USA4225-IMCWird zum Auftragen von Augensalbe
verwendet Elektrischer RasiererOster, USAGolden A5Wird verwendet, um die dorsalen Seitenhaare zu entfernen
AugenschmiermittelDechra, UKn/aDas Augenbenetzungsmittel, um lang anhaltenden Komfort zu bieten und Augentrockenheit zu vermeiden
Mit Flusen gefüllte UnterlagenMedline, USAMSC281225Wird bei der Verbrennung
verwendet PinzetteF.S.T.11027-12Wird verwendet, um das Hautstück
zu halten MullschwämmeOasis, USAPK412Wird verwendet, um die aufgetragene Nair-Creme von der Rückenseite zu reinigen 
Hitzebeständige Handschuhen/an/aZum Halten der erhitzten Kupferstäbe
Hämatologie-AnalysatorIDEXX laboratories, USAProCyte Dx
InduktionskammerKent Scientific, USAvetFlo-0730Zur Anästhesie der
Tiere InsulinspritzeBD, USA329461
IsofluranPivetal, USANDC46066-755-04Wird verwendet, um Ratten zu betäuben, um eine Bewusstlosigkeit herbeizuführen
Isofluran-Verdampfern/an/a
Laktat-Ringer-Lösungicumedical, USANDC0990-7953-09Wird verwendet, um Ratten zu reanschockieren
L-förmiger SpreaderFischer Scientific, USA14-665-230
Mannitol-AgarBD, USA211407Selektive Medienplatten für Staphylococcus aureus growth
MinicollectRöhrchen (K2EDTA)greiner bio-one, USA450480Wird verwendet, um das Blut zu sammeln
MorphinMallinckrodt, UKNDC0406-8003-30Diese Analgesie wurde verwendet, um die Unfähigkeit zu induzieren, Schmerzen bei Verbrennungsverletzungen
zu empfinden Müller Hinton BrüheBD, USA275730
Müller Hinton II AgarBD, USA211438
Nair HaarentfernungslotionNair, USAn/aWird verwendet, um die Resthaare auf der Rückenseite zu entfernen
Nadel 23 GBD, USAWird zur Injektion der Laktatringerlösung
Normale Kochsalzlösungn/an/a
SpektralphotometerThermoScientific, USAGenesys 30
Sprague-Dawley-Ratten, männlich und weiblichCharles River Labsn/a7-9 Wochen alt für die Einleitung von Verbrennungen
Chirurgische SchereF.S.T.14501-14Wird verwendet, um das gewünschte Hautstück zu schneiden
GewebeentnahmeröhrchenGlobe Scientific220101236
Tissue HomogenizerKinematica, Inc, USAPOLYTRON PT2100Wird verwendet, um die Gewebeproben zu homogenisieren
WasserbadFischer Scientific, USAn/aWird verwendet, um die Verbrennungsverletzung zu induzieren
Gewichtetes HeizkissenComfytemp, USAn/aWird während des Eingriffs verwendet, um den Körper der Ratte warm zu halten
305193 verwendet

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Peck, M., Molnar, J., Swart, D. A global plan for burn prevention and care. Bulletin of the World Health Organization. 87, 802-803 (2009).
  2. American Burn Association. Burn incidence and treatment in the United States: 2011 fact sheet. Chicago: American Burn Association. , (2011).
  3. Miller, S. F., et al. National burn repository 2007 report: a synopsis of the 2007 call for data. Journal of Burn Care & Research. 29 (6), 862-870 (2008).
  4. Kruger, E., Kowal, S., Bilir, S. P., Han, E., Foster, K. Relationship between patient characteristics and number of procedures as well as length of stay for patients surviving severe burn injuries: analysis of the American Burn Association National Burn Repository. Journal of Burn Care & Research. 41 (5), 1037-1044 (2020).
  5. American Burn Association. Burn incidence and treatment in the United States: 2016. Burn Incidence Fact Sheet. Chicago: American Burn Association. , (2016).
  6. Willis, M. L., et al. Plasma extracellular vesicles released after severe burn injury modulate macrophage phenotype and function. Journal of Leukocyte Biology. 111 (1), 33-49 (2022).
  7. Kartchner, L. B., et al. One-hit wonder: late after burn injury, granulocytes can clear one bacterial infection but cannot control a subsequent infection. Burns. 45 (3), 627-640 (2019).
  8. Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. Animal models in burn research. Cellular and Molecular Life Sciences. 71 (17), 3241-3255 (2014).
  9. Cai, E. Z., et al. Creation of consistent burn wounds: a rat model. Archives of Plastic Surgery. 41 (4), 317(2014).
  10. Pessolato, A. G. T., dos Santos Martins, D., Ambrósio, C. E., Mançanares, C. A. F., de Carvalho, A. F. Propolis and amnion reepithelialise second-degree burns in rats. Burns. 37 (7), 1192-1201 (2011).
  11. Gurung, S., Škalko-Basnet, N. Wound healing properties of Carica papaya latex: in vivo evaluation in mice burn model. Journal of Ethnopharmacology. 121 (2), 338-341 (2009).
  12. Eloy, R., Cornillac, A. Wound healing of burns in rats treated with a new amino acid copolymer membrane. Burns. 18 (5), 405-411 (1992).
  13. Upadhyay, N., et al. Safety and healing efficacy of Sea buckthorn (Hippophae rhamnoides L.) seed oil on burn wounds in rats. Food and Chemical Toxicology. 47 (6), 1146-1153 (2009).
  14. El-Kased, R. F., Amer, R. I., Attia, D., Elmazar, M. M. Honey-based hydrogel: In vitro and comparative In vivo evaluation for burn wound healing. Scientific Reports. 7 (1), 1-11 (2017).
  15. Fan, G. -Y., et al. Severe burn injury in a swine model for clinical dressing assessment. Journal of Visualized Experiments. (141), e57942(2018).
  16. Davenport, L., Dobson, G., Letson, H. A new model for standardising and treating thermal injury in the rat. MethodsX. 6, 2021-2027 (2019).
  17. Kaufman, T., Lusthaus, S., Sagher, U., Wexler, M. Deep partial skin thickness burns: a reproducible animal model to study burn wound healing. Burns. 16 (1), 13-16 (1990).
  18. Casal, D., et al. Blood supply to the integument of the abdomen of the rat: a surgical perspective. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 5 (9), (2017).
  19. Casal, D., et al. A model of free tissue transfer: the rat epigastric free flap. Journal of Visualized Experiments. (119), e55281(2017).
  20. Naldaiz-Gastesi, N., Bahri, O. A., Lopez de Munain, A., McCullagh, K. J., Izeta, A. The panniculus carnosus muscle: an evolutionary enigma at the intersection of distinct research fields. Journal of Anatomy. 233 (3), 275-288 (2018).
  21. Weber, B., et al. Modeling trauma in rats: similarities to humans and potential pitfalls to consider. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 1-19 (2019).
  22. Nguyen, J. Q. M., et al. Spatial frequency domain imaging of burn wounds in a preclinical model of graded burn severity. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 066010(2013).
  23. Sobral, C., Gragnani, A., Morgan, J., Ferreira, L. Inhibition of proliferation of Pseudomonas aeruginosa by KGF in an experimental burn model using human cultured keratinocytes. Burns. 33 (5), 613-620 (2007).
  24. Olivera, F., Bevilacqua, L., Anaruma, C., Boldrini Sde, C., Liberti, E. Morphological changes in distant muscle fibers following thermal injury i n Wistar rats. Acta Cirurgica Brasileira. 25, 525-528 (2010).
  25. Davies, J. W. Physiological Responses to Burning Injury. , Academic Press. (1982).
  26. Neely, C. J., et al. Flagellin treatment prevents increased susceptibility to systemic bacterial infection after injury by inhibiting anti-inflammatory IL-10+ IL-12-neutrophil polarization. PloS One. 9 (1), e85623(2014).
  27. Dunn, J. L., et al. Direct detection of blood nitric oxide reveals a burn-dependent decrease of nitric oxide in response to Pseudomonas aeruginosa infection. Burns. 42 (7), 1522-1527 (2016).
  28. Gouma, E., et al. A simple procedure for estimation of total body surface area and determination of a new value of Meeh's constant in rats. Laboratory Animals. 46 (1), 40-45 (2012).
  29. Dawson, N. The surface-area/body-weight relationship in mice. Australian Journal of Biological Sciences. 20 (3), 687-690 (1967).
  30. Moins-Teisserenc, H., et al. Severe altered immune status after burn injury is associated with bacterial infection and septic shock. Frontiers in Immunology. 12, 529(2021).
  31. Robins, E. V. Immunosuppression of the burned patient. Critical Care Nursing Clinics. 1 (4), 767-774 (1989).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Rat Burn ModelFull thickness Cutaneous BurnInfection StudyImmune DysregulationBacterial InfectionsBurn Wound HealingBurn Induction MethodAnimal ModelsIntraperitoneal InjectionMorphine Pain ManagementCopper Rod Burn TechniquePseudomonas AeruginosaStaphylococcus Aureus Culture