Methodenartikel

Transdermale Messung der glomerulären Filtrationsrate bei mechanisch belüfteten Ferkeln

DOI:

10.3791/64413

⸱

13. September 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology, College of Medicine University of Tennessee Health Science Center

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Die glomeruläre Filtrationsrate (GFR) ist der ideale Marker zur Beurteilung der Nierenfunktion. Die Standardmessmethode mit Inulininjektion mit serieller Blut- und Urinanalyse ist jedoch nicht praktikabel. Dieser Artikel beschreibt eine praktische Methode zur transdermalen Messung der GFR bei Ferkeln.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die transdermale Messung der glomerulären Filtrationsrate (GFR) wurde verwendet, um die Nierenfunktion bei bewussten Tieren zu bewerten. Diese Technik ist bei Nagetieren gut etabliert, um akute Nierenschäden und chronische Nierenerkrankungen zu untersuchen. Die GFR-Messung mit dem transdermalen System wurde jedoch bei Schweinen, einer Spezies mit einem ähnlichen Nierensystem wie der Mensch, nicht validiert. Daher untersuchten wir die Wirkung der Sepsis auf die transdermale GFR bei anästhesierten und mechanisch beatmeten Neugeborenenschweinen. Die polymikrobielle Sepsis wurde durch Ligatur und Punktion (CLP) induziert. Das transdermale GFR-Messsystem, bestehend aus einem miniaturisierten Fluoreszenzsensor, wurde auf der rasierten Haut des Schweins angebracht, um die Clearance von Fluorescein-Isothiocyanat (FITC) konjugiertem Sinistrin, einem intravenös injizierten GFR-Tracer, zu bestimmen. Unsere Ergebnisse zeigen, dass 12 h nach CLP das Serumkreatinin mit einer Abnahme der GFR anstieg. Diese Studie zeigt zum ersten Mal den Nutzen des transdermalen GFR-Ansatzes bei der Bestimmung der Nierenfunktion bei mechanisch beatmeten neonatalen Schweinen.

Einleitung

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Eine praktische und quantitative Bewertung der Nierenfunktion ist die Messung der glomerulären Filtrationsrate (GFR), die anhand des Clearance-Prinzips1 angibt, wie gut die Nieren Blut filtern. Eine frühere Methode zur Messung der GFR beinhaltet die intravenöse Injektion exogener Verbindungen wie Inulin oder Sinistrin, wobei serielle Messungen der Plasma-/Harnspiegel durchgeführt werden, um deren Clearance zu erkennen 2,3. Diese Methode ist umständlich und erfordert die serielle Sammlung von Plasma- und Urinproben4. Eine Alternative ist die Messung körpereigener Stoffwechselendprodukte wie Kreatinin. Dies ist jedoch zeitaufwendig und manchmal ungenau, da es nicht nur vom Glomerulus, sondern auch von denTubuli 5,6 abgesondert wird. Darüber hinaus wird der Kreatininspiegel durch Geschlecht, Alter, Ernährung und Muskelmasse beeinflusst 7,8,9.

Ein genaueres, minimalinvasives und weit verbreitetes Maß für GFR ist die Verwendung von transdermalen GFR-Monitoren, die die Echtzeit-GFR bei Tieren messen 4,10. Sinistrin, ein hochlöslicher und frei filtrierter exogener Nierenmarker, ist mit Fluorescein-Isothiocyanat (FITC) markiert. Diese konjugierte Verbindung wird intravenös injiziert, und die Nierenfunktion in Echtzeit kann ohne Blut- und Urinproben beurteilt werden11. Die Verwendung der transdermalen GFR-Messung wurde bei Nagetieren 12, Hunden13 und Katzen14 validiert, jedoch nicht bei Schweinen.

Schweinearten teilen mehrere anatomische und physiologische Merkmale mit dem Menschen, was sie zu idealen Tieren für die Untersuchung verschiedener menschlicher Krankheiten macht15. Die Verwendung von Schweinen in der translationalen biomedizinischen Forschung ist zunehmend populär geworden und wird gegenüber Nagetiermodellen bevorzugt, da sie die menschliche Physiologie und Pathophysiologie nachahmt16. Neugeborene Schweine sind von Interesse, um die Mechanismen von Krankheiten zu verstehen, die für pädiatrische Patienten einzigartig sind17. Darüber hinaus drängen die jüngsten Fortschritte bei der Transplantation von Schweinen auf menschliche Organe, die diagnostischen Instrumente für präklinische und klinische Studien zu erweitern 18,19,20,21. Dieses Papier bietet zum ersten Mal einen Leitfaden für die Verwendung des transdermalen Geräts bei der Messung der GFR bei Neugeborenenschweinen.

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Protokoll

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Die Verfahren sind nach nationalen Standards für die Pflege und Verwendung von Labortieren geschrieben und wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des University of Tennessee Health Science Center (UTHSC) genehmigt.

HINWEIS: Ferkel in der Versuchsgruppe werden einer Stuhlligatur und Punktion unterzogen, während die Scheingruppe nur eine Öffnung des Abdomens ohne Stuhlligatur oder Punktion erfährt. Ferkel beider Gruppen werden 12 Stunden nach dem Eingriff unter Narkose gehalten, um genügend Zeit für Sepsis und akute Nierenschädigung (AKI) in der Versuchsgruppe zu haben. Die transdermale GFR-Messung erfolgt 8 h nach dem Eingriff für insgesamt 12 h.

1. Ferkelversorgung und -haltung

  1. Identifizieren Sie eine lokale Schweinefarm, die neonatale Ferkel im Alter von 3-5 Tagen versorgen kann. Planen Sie die Lieferung Anfang der Woche, um das Experiment abzuschließen, bevor Ferkel älter als 7 Tage sind.
    HINWEIS: Der Lieferant stellte montags drei bis fünf Ferkel für diesen Versuch zur Verfügung; Bis Freitag hätten die Ferkel das Experiment durchlaufen. Die Verwendung des gleichen Geschlechts und eines nahezu ähnlichen Alters ist wichtig, um Störfaktoren zu vermeiden.
  2. Stellen Sie bei der Ankunft des Ferkels sicher, dass es eine individuelle Identifizierung hat (z. B. eine Ohrmarke und eine Aufzeichnung mit Gewicht und Alter).
  3. Unterbringung der Ferkel in einer Labortierstation (LACU) unter der Obhut eines lizenzierten Tierarztes. Die Tiere sind als Gruppe in einem geräumigen Gehege mit einem festen Betonboden untergebracht, der leicht mit Wasser gewaschen werden kann, um eine gute Hygiene zu gewährleisten.
  4. Fügen Sie ein Möbelstück wie einen schweren Ball hinzu, um eine Bereicherung und Stimulation der Umwelt zu ermöglichen.
  5. Stellen Sie sicher, dass die LACU optimale Umgebungsbedingungen bietet, einschließlich der folgenden Schlüsselelemente: Hygiene, Ernährung, Temperaturregelung, Belüftung und Tag-Nacht-Zyklus, indem Sie die Beleuchtung steuern.
  6. Lassen Sie den Tierarzt das Ferkel täglich überprüfen, einschließlich Gewichtsmessung, um den Untersucher zu informieren, wenn ein Ferkel krank erscheint, was einen Ausschluss aus dem Versuch erforderlich machen kann.
  7. Lassen Sie die Ferkel für mindestens 1 Tag, um sich an die Umgebung zu gewöhnen, was hilft, den Stress zu minimieren.

2. Präoperative Vorbereitung

  1. Bereiten Sie die chirurgische Station vor, bevor Sie mit dem Experiment beginnen. Dazu gehören ein Heizkissen, Katheter, ein Beatmungsgerät, ein Endotrachealtubus, heparinisierte Kochsalzlösung und ein Beutel mit Ringerlaktatflüssigkeit.
    HINWEIS: Ferkel haben eine schlechte thermoregulatorische Kapazität und sind anfällig für Unterkühlung, die die Hämodynamik verändert22,23. Daher ist es wichtig, genügend Zeit für das Aufwärmen des Heizkissens einzuplanen.
  2. Bereiten Sie 10 mg/ml α-Chloralose zu, indem Sie es mit Kochsalzlösung bei 60 °C mischen, bis die Mischung klar ist. Überhitzen Sie die Lösung nicht, um ein Kristallisieren des Medikaments beim Abkühlen zu vermeiden. Vor der Verabreichung an die Ferkel mit einem Spritzenfilter (Größe 0,22 μm) filtrieren.
  3. Erstellen Sie Anästhetika basierend auf dem Tiergewicht - Ketamin: 20 mg / kg und Xylazin: 2,2 mg / kg. Verwenden Sie α -Chloralose (5 ml / kg), um die Anästhesie aufrechtzuerhalten.
    HINWEIS: α-Chloralose wird aufgrund der einfachen intravenösen Verabreichung im Vergleich zu inhalativen
    Anästhetika, da letztere ein Anästhesiegerät und ein geeignetes Spülsystem erfordern, das über einen Endotrachealtubus verabreicht werden muss.

3. Anästhesie

  1. Führen Sie die Einleitung der Anästhesie im Schweinestall durch, einer Umgebung, die für Ferkel bekannt ist, um übermäßigen Stress zu vermeiden.
  2. Das Ferkel vorsichtig an den Hinterbeinen pflücken und Ketamin: 20 mg/kg und Xylazin: 2,2 mg/kg mit einer 23 G 3/4 Nadel in das hintere Bein am Musculus semimembranosus/semitendinosus verabreichen.
  3. Warten Sie einige Minuten, bis die Medikamente wirksam werden. Überprüfen Sie die angemessene Anästhesie, indem Sie sicherstellen, dass das Tier entspannt genug ist, um unbeweglich zu sein, mit Verlust des Reflexes und des Kiefertonus, um einen einfachen und sicheren Transport zur chirurgischen Station zu ermöglichen. Beurteilen Sie den Lidreflex durch Berühren des inneren Augenwinkels; Das Fehlen von Blinzeln weist auf eine ausreichende Anästhesie hin.

4. Tracheostomie

HINWEIS: Dieses Experiment ist nicht überlebensfähig, daher wird eine Tracheotomie durchgeführt, um einen Atemweg für die mechanische Beatmung zu etablieren. Die Tracheostomie ist ein schnelles und einfaches Verfahren, im Gegensatz zur endotrachealen Intubation, die bei Ferkeln aufgrund ihrer Kopf- und oberen Atemwegsanatomie eine Herausforderung darstellt24,25. Darüber hinaus wird häufig über Laryngospasmus während der Intubation berichtet, was zu einer längeren Periode von Hypoxie und Hypercarbie führt, die die Ergebnisse beeinträchtigen kann26.

  1. Positionieren Sie das Ferkel im Rückenliegen. Identifizieren Sie den Cricothyroidknorpel, indem Sie die Prominenz des Schildknorpels abtasten, der sich fest anfühlt. Sterilisieren Sie den Bereich mit Povidon-Jod und 70% Ethanol, bevor Sie einen sterilen Drapier auftragen.
  2. Machen Sie mit einer chirurgischen Klinge einen 2-3 cm langen ventralen Mittellinienschnitt unterhalb des kaudalen Endes des Schildknorpels.
  3. Mit einem gekrümmten Mückenhämostaten stumpf die darüber liegenden Unterhautgewebe und Muskeln (Sternohyoideus und kutane coli) sezieren, bis die Cricothyroidmembran und die ersten Trachealringe sichtbar sind. Seien Sie beim Sezieren vorsichtig, um Blutgefäße nicht zu verletzen.
  4. Erhalten Sie eine klare Sicht auf die Cricothyroidmembran und die Trachealringe24, und verwenden Sie dann ein Paar lange Mixter-Winkelzangen, um die Strukturen anzuheben.
    1. Machen Sie mit einer kleinen Schere einen kleinen Schnitt an der Cricothyroidmembran oder dem ersten Trachealring. Verlängern Sie den Schnitt horizontal auf ~ 0,5 cm, um einen 3,0 mm Endotrachealtubus zu passieren.
    2. Führen Sie das Röhrchen bis zur 5-cm-Markierung ein. Stellen Sie eine bilaterale Brustausdehnung und Atemgeräusche sicher, bevor Sie den Schlauch sichern.
  5. Führen Sie Nabelband um die Luftröhre, um sie an Ort und Stelle zu befestigen. Zusätzliches Klebeband wird verwendet, um den Schlauch an der Basis des Kiefers zu befestigen.
  6. Schalten Sie das Beatmungsgerät ein, schließen Sie den Endotrachealtubus an und rollen Sie die spezifischen Knöpfe (z. SIMV-Knöpfe, PEEP-Knöpfe usw.), um die folgenden Grundeinstellungen auszuwählen. Druckregelmodus: synchronisierte intermittierende mechanische Beatmung (SIMV); Spitzeninspirationsdruck (PIP) - 15; positiver endexspiratorischer Druck (PEEP) - 5; Rate- 20; I-Zeit - 0.6. Nach der ersten Blutgasanalyse passen Sie die Einstellungen des Beatmungsgeräts entsprechend den Blutgasergebnissen an, mit dem Ziel, eine ausreichende Sauerstoffversorgung und Belüftung aufrechtzuerhalten.

5. Kanülierung von Oberschenkelgefäßen

  1. Stellen Sie die Atemwege und die Belüftung her, bevor Sie die Aufmerksamkeit auf die Femurgefäße für den venösen Zugang und die invasive Blutdrucküberwachung lenken. Die Arteria femoralis wird durch das Gefühl eines Pulses an der Rille zwischen den Musculus sartorius und gracilis identifiziert, und die Vene kann nur medial zur Arterie gefunden werden.
  2. Während das Ferkel in einer dorsalen liegenden Position liegt, sterilisieren Sie die Leistengegend mit Povidon-Jod und Ethanol und tragen Sie einen entsprechend großen Tuch auf.
  3. Verwenden Sie eine chirurgische Klinge, um einen 3-4 cm langen Längsschnitt zu erstellen, der kranial an der Leistenfalte beginnt und sich distal entlang des Femurkanals erstreckt.
  4. Wenden Sie eine stumpfe und scharfe Dissektion mit einer gebogenen Pinzette und einer Schere an, um bis auf die Höhe des femoralen neurovaskulären Bündels zu sezieren. Das Bündel befindet sich tief im Körper des Muskelsgracillis27. Zerlegen Sie die Oberschenkelarterie und Vene im Laufe von 2-3 cm, um eine Kanülierung zu ermöglichen. Ligate kleine Seitenäste, wenn nötig.
  5. Tragen Sie eine 3,0-Seidenkrawatte sowohl an der Arterie als auch an den proximalen und distalen Enden der Vene an, um Traktion anzuwenden. Binden Sie die distale Seidennaht sowohl an die Vene als auch an die Arterie und ligieren Sie die Gefäße.
  6. Beginnen Sie mit der Oberschenkelvene, behalten Sie die distale und proximale Traktion auf den Seidenbinden bei und verwenden Sie dann eine Mikroschere, um eine Venotomie zu erzeugen.
  7. Als nächstes verwenden Sie einen Venenpickkathetereinleitung, um das Gefäß zu öffnen, während Sie einen vorgemessenen Polyurethankatheter mit einem Innendurchmesser x Außendurchmesser von 0,86 mm x 1,32 mm einführen. Nach dem Einführen binden Sie die proximale 3.0-Seidennaht, um den Katheter zu fixieren. Spülen Sie den Katheter mit 3 ml heparinisierter Kochsalzlösung (1 U/ml). Diese Lösung kann durch Zugabe von 0,5 ml Heparin zu 50 ml normaler Kochsalzlösung hergestellt werden.
  8. Führen Sie einen invasiven Blutdruckkatheter mit dem gleichen Ansatz wie oben ein, um eine Arterriotomie zu erstellen und den Katheter zu passieren.
    HINWEIS: Die Aufrechterhaltung der distalen und proximalen Traktion ist unerlässlich, um den Blutverlust beim Zugang zur Arterie zu minimieren.
  9. Sobald die Katheter gesichert sind, bedecken Sie die Stelle mit salzhaltiger Gaze, und falls erforderlich, kann die Haut mit einer 3,0-Seidennaht genäht werden, um eine Infektion zu verhindern.

6. Aufrechterhaltung von Anästhesie, Flüssigkeit und Blutgas

  1. Überwachen Sie die Tiefe der Anästhesie während des gesamten Experiments mit Kieferton und Lidreflex und verabreichen Sie α-Chloralose intravenös, je nach Bedarf, um das Tier unter tiefer Narkose zu halten. Verwenden Sie eine anfängliche Aufsättigungsdosis von 50 mg/kg und 20 mg/kg für weitere Bolus.
  2. Ringerlaktat mit einer Rate von 4 ml / kg / h während des gesamten Experiments als Erhaltungsflüssigkeit infundieren. Wenn beispielsweise das Ferkelgewicht 3 kg beträgt, beträgt die Flüssigkeitsinfusionsrate 12 ml / h.
  3. Für die Gasanalyse am Krankenbett ziehen Sie eine arterielle Blutprobe in eine heparinisierte Blutgasspritze und legen Sie die Probe dem Analysegerät vor. Wählen Sie die Option arterielles Blutgas und warten Sie ~2-3 s, bis der Analysator die Blutentnahmenadel präsentiert.
    1. Führen Sie die Nadel vorsichtig in das Ende der Spritze mit der Blutprobe ein. Warten Sie, bis der Analysator die erforderliche Probe abgesaugt hat, und ziehen Sie die Spritze heraus. Lassen Sie die Maschine das Blutgas analysieren und die Ergebnisse präsentieren.
    2. Basierend auf den Ergebnissen stellen Sie das Beatmungsgerät so ein, dass der pH-Wert zwischen 7,35-7,45, der Partialdruck von Kohlendioxid (PCO2) zwischen 35-45 mmHg und der Sauerstoffpartialdruck (PaO2) zwischen 80-150 mmHg gehalten wird. Die Einstellungen unterscheiden sich je nach Beatmungstyp, beinhalten jedoch hauptsächlich die Erhöhung oder Verringerung der Atemfrequenz mit geeigneten Knöpfen, um Hypoxie und / oder Hyperkapnie zu kompensieren.
  4. Ziehen Sie 3 ml Blut in ein hellgrünes Röhrchen (Lithium-Heparin). Die Probe wird 15 min lang bei 2000 xg zentrifugiert, bei 4 °C gehalten, um Plasma zu extrahieren. Nach Fertigstellung kann das Plasma sofort mit dem Chemieanalysator am Krankenbett auf Serumkreatininspiegel analysiert oder für eine spätere Analyse bei -80 °C gelagert werden.
  5. Überwachen Sie die Temperatur kontinuierlich mit einem rektalen Sondenthermometer und stellen Sie die Heizkissentemperatur ein, um die Ferkeltemperatur zwischen 101 und 103 ° F zu halten.

7. Versuchsgruppe; Stuhlligatur und -perforation (CLP) 25,28,29

HINWEIS: Führen Sie bei Ferkeln in der Versuchsgruppe CLP durch, um eine polymikrobielle Sepsis28 zu induzieren, und überwachen Sie das Tier 12 Stunden nach der Operation, um genügend Zeit für eine schwere Sepsis zu haben. Die transdermale GFR-Aufzeichnung beginnt bei 8 h post-cecal Ligatur, um eine 4-stündige Aufzeichnung zu ermöglichen.

  1. Verwenden Sie eine chirurgische Klinge, um einen 5-6 cm linken paramedianen vertikalen Schnitt zu erstellen, da der Blinddarm bei Schweinen in der linken paralumbalen Fossa30 liegt. Sezieren Sie die Bauchwandschichten und vermeiden Sie eine Verletzung der oberflächlichen Oberbauchgefäße.
  2. Sobald die Peritonealschicht eingeschnitten ist, verwenden Sie einen Retraktor, um den Zugang zu intrabdominalen Strukturen zu verbessern.
  3. Identifizieren Sie den Spiraldickdarm im oberen linken Quadranten des Abdomens. Verfolgen Sie den Spiraldickdarm, kaudal und dorsal, um den Blinddarm zu lokalisieren. Das Ileum verbindet sich mit dem Sigmaspirale an der Basis des Blinddarms.
  4. Ligieren Sie den Blinddarm nur distal zum ileozökalen Übergang (Abbildung 1).
  5. Machen Sie mit einer 18-G-Nadel sieben Einstiche im Blinddarm und extrudieren Sie Kot in den Peritonealbereich.
  6. Schließen Sie den Bauch in Schichten mit einer 3,0-Seidennaht mit einfachen unterbrochenen oder kontinuierlichen Stichen. Ein Hefter kann auch verwendet werden, um die Hautschicht zu schließen, falls vorhanden.

8. Scheingruppe

  1. Befolgen Sie die Schritte 7.2-7.4 wie oben. Nachdem Sie den Blinddarm identifiziert haben, legen Sie ihn unberührt zurück und schließen Sie die Bauchdecke ähnlich.
  2. Überwachen Sie Ferkel in der Scheingruppe für 12 Stunden, um verwirrende Verzerrungen zu beseitigen, die auf eine längere Exposition gegenüber Anästhesie zurückzuführen sind.

9. Einrichtung des transdermalen GFR-Geräts

  1. Nach 8 Stunden Stuhlligatur bereiten Sie sich darauf vor, die transdermale Messung der GFR zu beginnen.
  2. Verwenden Sie die MB-Servicesoftware Version 3.0, um die Abtastrate auf dem GFR-Gerät anzupassen. Verbinden Sie das transdermale GFR-Gerät kurz über den USB-Anschluss mit der Computersoftware. Öffnen Sie die Software, klicken Sie auf Verbinden und stellen Sie das Timing auf 4000 ms ein. Klicken Sie auf Schreiben , um die Einstellungen zu speichern.
    HINWEIS: Dies ergibt bis zu 6 Stunden Gesamtprobenahmezeit. Bei den Schweinen ist die transdermale GFR in 4 h abgeschlossen. Für Experimente, die eine Probenahme von bis zu 12 Stunden erfordern, wählen Sie die Option 8000 ms.
  3. Befestigen Sie die beidseitigen Klebepflaster mit einem klaren Fenster am Gerät. Befestigen Sie das Gerät an einer Seite und stellen Sie sicher, dass die Leuchtdiode über dem klaren Fenster liegt, um die Tracererkennung zu ermöglichen.
  4. Rasieren Sie den Bereich über der seitlichen Brustwand. Befestigen Sie den Akku am Gerät, kleben Sie den Klebepflaster sofort mit dem Gerät an Ort und Stelle, und stellen Sie sicher, dass er gut gesichert ist (Abbildung 2). Da die Ferkel tief betäubt sind, kann ein Klebeband unnötig sein, um das Gerät an Ort und Stelle zu halten.
    HINWEIS: Das Klebepflaster allein reicht aus, um es zu sichern. Bei Verfahren, bei denen das Tier manipuliert, aktiv wird oder die Anästhesie gestört werden könnte, kann es jedoch wichtig sein, ein Klebeband anzubringen. Ein Verband könnte auch ein alternativer Ansatz sein31.
  5. Vor der Verabreichung von FITC-Sinistrin ist eine Baseline-Aufzeichnung von 3-5 min erforderlich.

10. FITC-Sinitrin-Vorbereitung und Injektion

  1. Bereiten Sie eine Mischung von FITC-Sinistrin mit Kochsalzlösung auf eine Endkonzentration von 50 mg / ml vor. Die dem Ferkel verabreichte Dosis beträgt 20 mg/kg. FITC-Sinistrin wird in Pulverform geliefert.
    HINWEIS: Das FITC-Sinistrin kann auch über einen peripheren Venenkatheter verabreicht werden, der in die Ohrvene eingeführt wird. Es ist wichtig, einen hohen Spitzenwert durch die Verabreichung von FITC-Sinistrin als Push-Bolus durch den Venenkatheter der Oberschenkelvene zu erreichen.
  2. Befestigen Sie die Spritze mit Medikamenten auf einer Seite eines Drei-Wege-Stop-Hahns und einer Kochsalzlösung auf der anderen Seite des Stop-Hahns. Drücken Sie das FITC-Sinistrin und folgen Sie sofort mit einem 5 ml Kochsalzbolus, bevor Sie den Drei-Wege-Stop-Hahn zur Ferkelvene schließen.

11. Transdermale GFR-Aufzeichnung

  1. Halten Sie das Gerät 4 h lang am Ferkel befestigt. Während dieser Zeit halten Sie das Ferkel unter Narkose mit intermittierenden Dosen von α-Chloralose in einer Konzentration von 20 mg / kg, um Bewegungsartefakte zu vermeiden.
  2. Am Ende der 4 h entfernen Sie das Gerät und trennen Sie sofort die Batterie.

12. GFR-Messung

  1. Verbinden Sie das transdermale GFR-Gerät über den vom Lieferanten bereitgestellten USB-Anschluss mit dem Computer.
  2. Öffnen Sie die Lesesoftware, um Daten vom Gerät abzurufen. Speichern Sie die Rohdaten, indem Sie auf die Reihenfolge Verbinden, Lesen, Umbenennen und Speichern klicken. Wie im Handbuch beschrieben, verarbeiten und werten Sie die gespeicherten Daten in der Analysesoftware aus.
  3. Öffnen Sie kurz die Software Version 3.0 und importieren Sie die Daten. Passen Sie die Offset-, Start- und Endposition mithilfe der automatisierten Marker an. Entfernen Sie ggf. Artefakte und klicken Sie auf Anpassen. Dies ergibt eine Anzeige, die die FITC-Sinitrin-Clearance in Minuten (t1/2) anzeigt. Der t1/2 wird anschließend zur Berechnung der tGFR32,33 wie folgt verwendet:
    figure-protocol-1
    HINWEIS: In Absprache mit dem Hersteller beträgt der Umrechnungsfaktor für Schweine 20 (was bedeutet, dass 20% des Körpergewichts extrazellulärer Raum ist), im Gegensatz zu 21,33 bei Ratten (tGFR in ml/min) und 14.616,8 bei Mäusen (tGFR in μL/min). Dies liegt daran, dass die GFR genau als Funktion der extrazellulären Flüssigkeit 34,35 gemessen wird, die wiederum vom Körpergewicht36 abhängt.

13. Ferkel-Euthanasie

  1. Sammeln Sie 3 ml Blut nach 12 Stunden CLP für weitere biochemische Analysen.
  2. Euthanasieren Sie das Ferkel, indem Sie 0,2 ml / kg vorgemischte Mischung aus 20% Natriumpentobarbital und Phenytoin-Natrium intravenös verabreichen.
  3. Ernten Sie die richtige Niere für die histopathologische Studie, bevor Sie das Ferkel in die Leichenhalle bringen.

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Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In diesem Abschnitt präsentieren wir zum ersten Mal die repräsentativen Daten aus der Anwendung der transdermalen GFR bei Neugeborenenschweinen. Wir verwendeten ein Stuhlligatur- und Punktionsmodell, von dem zuvor gezeigt wurde, dass es die Nierenfunktion verringert28. Dementsprechend stellten wir die Hypothese auf, dass bei unseren CLP-Schweinen ein akuter Abfall der GFR entsprechend AKI auftreten sollte, und dies sollte auf dem transdermalen GFR-Gerät als erhöhte Clearance-Zeit (t1/2)...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieser Artikel beschreibt praktische Schritte zur Bestimmung der Nierenfunktion bei Schweinen mit den miniaturisierten transdermalen GFR-Monitoren und FITC-Sinistrin in einem mechanisch beatmeten, anästhesierten Neugeborenenschweinmodell. Frühere Arbeiten haben experimentelle transdermale GFR-Protokolle bei Nagetieren11,12,14 etabliert, aber keine Protokolle bei Schweinen.

In jüngster Zeit wurde versu...

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Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Studie wurde durch die Zuschüsse der National Institutes of Health R01 DK120595 und R01 DK127625 unterstützt, die Dr. Adebiyi verliehen wurden. Der Inhalt dieses Papiers liegt allein in der Verantwortung der Autoren und stellt nicht unbedingt die offiziellen Ansichten der National Institutes of Health dar. Vielen Dank an Dr. Daniel Schock-Kusch, Standortleiter der MediBeacon GmbH, für seinen Rat.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Alpha-ChloraloseSigma-AldrichC0128-25GWird zur Aufrechterhaltung der Anästhesie verwendet
Schwarze geflochtene Seide  3-0Chirurgische SpezialitätenSP117Seidenbinder für die Traktion und Ligatur von Blutgefäßen
Zentrifugationsmaschine AccuSpin 8CFischer Scientific75-008-821Wird verwendet, um Plasma aus Vollblutproben zu extrahieren
Endotrachealtubus 3.0 ohne ManschetteProgressive Medical International1109021995Eingeführt durch Tracheostomie
FITC-Sinistrin 1,0 gMediBeacon Inc.FTCF S001Bei Raumtemperatur lagern und vor Licht schützen
GEM Premier 3000 BlutgasanalysatorInstrumentierung Labor5700Für die Blutgasanalyse am Krankenbett
Heizkissen mittlere Größe 20 Zoll x 29 ZollAdroit Medical SystemsV029Anschluss an Wärmetherapiepumpe
HTP-WärmetherapiepumpeAdroit Medical SystemsHTPErmöglicht die Einstellung der Temperatur nach Bedarf.
IDEXX Catalyst OneIDEXX Laboratories89-92525-00Plasma-Kreatinin-Analyse
Invasiver Blutdruckkatheter 3,5FrMillarSPR-524Eingeführt in die Oberschenkelarterie
IV-Verabreichungsset mit DurchflussreglerTrue CareTCRTCBINF033GWird verwendet, um den IV-Flüssigkeitsbeutel mit dem Venenkatheter zu verbinden
KetaminCovetrus68317Wird zur Einleitung der Anästhesie verwendet
MediBeacon Analysesoftware Version 3.0MediBeacon Inc.N/ASoftwareprogramm zur Analyse von Daten zur Ermittlung der Halbwertszeit und der Kurve des Sinistrin-Clearances
Millex-GV Spritzenfiltereinheit 0,22 & Mikro; mMillipore SigmaSLGVR33RSSpritzenvorsatzfilter für die Chloralose-Injektion
Beatmungsgerät für Neugeborene/SäuglingeSechrist Millennium20409Angeschlossen an die Luftversorgung zur Beatmung durch den Endotrachealtubus
Phenobarbital-Natrium + Phenytoin-Natrium (Euthasol)Covetrus72934Zur Euthanasie
verwendet Ringer-Lactat 500-ml-BeutelBaxter2B2323QWartungsflüssigkeitsinfusion
Sterile HandschuheHenry Schein104-5920Wird vom Bediener während der Operation verwendet
Steriles KleidHalyard Health95021Wird vom Bediener während der Operation verwendet
Steriles HandtuchMedline42131704Wird als Abdecktuch verwendet, um das sterile Feld bei der Operation
zu erhalten Naht 3-0 Seide RückwärtsschneidenadelEthiconNC1842168Wird zum Nähen von Bauchwandschichten verwendet
Transdermaler Mini-GFR-MonitorMediBeacon Inc.TDM004Batterie und USB-Anschluss im Lieferumfang enthalten
Transdermaler Monitor KlebepflasterMediBeacon Inc.PTC-SM001Doppelseitiges Klebepflaster für GFR-Sonde
Nabelband 1/8 Zoll x 20 ydsFisher ScientificNC9303017Zur Sicherung des Endotrachealtubus
Venenkatheter Größe PE/5Mikromedizinischer SchlauchBB31695Für die Kanülierung von Oberschenkelvenen
XylazinCovetrus61035Wird zur Einleitung der Anästhesie
verwendet

Referenzen

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