Method Article

Elektromagnetisch gesteuertes Closed-Head-Modell für leichtes Schädel-Hirn-Trauma bei Mäusen

DOI:

10.3791/64556

⸱

September 28th, 2022

 ,  , 
1Spinal Cord & Brain Injury Research Center, University of Kentucky, 2Department of Neuroscience, University of Kentucky, 3Sanders-Brown Center on Aging, University of Kentucky

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Protokoll beschreibt ein leichtes Schädel-Hirn-Trauma in einem Mausmodell. Insbesondere wird ein Schritt-für-Schritt-Protokoll zur Induktion einer leichten Mittellinien-geschlossenen Kopfverletzung und die Charakterisierung des Tiermodells vollständig erläutert.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hochgradig reproduzierbare Tiermodelle für Schädel-Hirn-Trauma (SHT) mit genau definierten Pathologien werden benötigt, um therapeutische Interventionen zu testen und die Mechanismen zu verstehen, wie ein SHT die Gehirnfunktion verändert. Die Verfügbarkeit mehrerer Tiermodelle für SHT ist notwendig, um die verschiedenen Aspekte und Schweregrade von SHT beim Menschen zu modellieren. Dieses Manuskript beschreibt die Verwendung einer geschlossenen Kopfverletzung (CHI) in der Mittellinie zur Entwicklung eines Mausmodells für ein leichtes SHT. Das Modell gilt als mild, da es keine strukturellen Hirnläsionen hervorruft, die auf Neuroimaging oder grobem neuronalem Verlust basieren. Ein einziger Aufprall erzeugt jedoch eine ausreichende Pathologie, so dass eine kognitive Beeinträchtigung mindestens 1 Monat nach der Verletzung messbar ist. In der Arbeit wird ein Schritt-für-Schritt-Protokoll zur Induktion eines CHI in Mäusen mit einem stereotaktisch geführten elektromagnetischen Impaktor definiert. Zu den Vorteilen des milden Mittellinien-CHI-Modells gehört die Reproduzierbarkeit der verletzungsbedingten Veränderungen bei geringer Mortalität. Das Modell wurde bis zu 1 Jahr nach der Verletzung zeitlich auf bildgebende, neurochemische, neuropathologische und Verhaltensänderungen hin charakterisiert. Das Modell ist komplementär zu offenen Schädelmodellen mit kontrolliertem kortikalem Aufprall unter Verwendung desselben Impaktors. So können Labore sowohl ein leichtes diffuses SHT als auch ein fokales mittelschweres bis schweres SHT mit demselben Impaktor modellieren.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ein Schädel-Hirn-Trauma (SHT) wird durch eine äußere Kraft auf das Gehirn verursacht, die oft mit Stürzen, Sportverletzungen, körperlicher Gewalt oder Verkehrsunfällen verbunden ist. Im Jahr 2014 stellten die Centers for Disease Control and Prevention fest, dass 2,53 Millionen Amerikaner die Notaufnahme aufsuchten, um medizinische Hilfe bei Unfällen im Zusammenhang mit SHT zu suchen1. Da ein leichtes SHT (mSHT) die Mehrheit der SHT-Fälle ausmacht, wurden in den letzten Jahrzehnten mehrere Modelle von mSHT übernommen, darunter Gewichtsverlust, kolbengetriebene geschlossene Kopfverletzung und kontrollierter kortikaler Aufprall, Rotationsverletzung, leichte Flüssigkeitsperkussionsverletzung und Explosionsverletzungsmodelle 2,3. Die Heterogenität der mSHT-Modelle ist nützlich, um die verschiedenen Merkmale von mSHT beim Menschen zu untersuchen und die zellulären und molekularen Mechanismen zu bewerten, die mit Hirnverletzungen verbunden sind.

Eines der am häufigsten verwendeten Modelle für geschlossene Kopfverletzungen ist eines der ersten und am weitesten verbreiteten Modelle die Gewichtsabsenkungsmethode, bei der ein Gegenstand aus einer bestimmten Höhe auf den Kopf des Tieres (betäubt oder wach) fallen gelassen wird2,4. Bei der Gewichtsabfallmethode hängt die Schwere der Verletzung von mehreren Parametern ab, darunter die durchgeführte oder nicht durchgeführte Kraniotomie, der Kopf fest oder frei sowie die Entfernung und das Gewicht des fallenden Gegenstands 2,4. Ein Nachteil dieses Modells ist die hohe Variabilität in der Schwere der Verletzung und die hohe Sterblichkeitsrate, die mit einer Atemdepression einhergeht 5,6. Eine gängige Alternative ist die Abgabe des Aufpralls mit einem pneumatischen oder elektromagnetischen Gerät, das direkt auf die freiliegende Dura (kontrollierter kortikaler Aufprall: CCI) oder den geschlossenen Schädel (geschlossene Kopfverletzung: CHI) erfolgen kann. Eine der Stärken der kolbengetriebenen Verletzung ist ihre hohe Reproduzierbarkeit und geringe Sterblichkeit. Eine CCI erfordert jedoch eine Kraniotomie7,8, und eine Kraniotomie selbst induziert eine Entzündung9. Stattdessen ist beim CHI-Modell keine Kraniotomie erforderlich. Wie bereits erwähnt, hat jedes Modell seine Grenzen. Eine der Einschränkungen des in dieser Arbeit beschriebenen CHI-Modells besteht darin, dass die Operation mit einem stereotaktischen Rahmen durchgeführt wird und der Kopf des Tieres ruhiggestellt wird. Während die vollständige Ruhigstellung des Kopfes die Reproduzierbarkeit gewährleistet, berücksichtigt sie nicht die Bewegung nach dem Aufprall, die zu der mit einem mSHT verbundenen Verletzung beitragen könnte.

Dieses Protokoll beschreibt ein grundlegendes Verfahren zum Ausführen eines CHI-Aufpralls mit einer handelsüblichen elektromagnetischen Impaktorvorrichtung10 in einer Maus. Dieses Protokoll beschreibt die genauen Parameter, die erforderlich sind, um eine hochgradig reproduzierbare Verletzung zu erreichen. Insbesondere hat der Untersucher eine genaue Kontrolle über die Parameter (Verletzungstiefe, Verweildauer und Aufprallgeschwindigkeit), um die Verletzungsschwere genau zu definieren. Wie beschrieben, erzeugt dieses CHI-Modell eine Verletzung, die zu einer bilateralen Pathologie führt, sowohl diffus als auch mikroskopisch (d.h. chronische Aktivierung von Gliazellen, axonalen und vaskulären Schäden) und Verhaltensphänotypen 11,12,13,14,15. Darüber hinaus wird das beschriebene Modell als mild angesehen, da es auch 1 Jahr nach der Verletzung keine strukturellen Hirnläsionen auf der Grundlage von MRT oder grobe Läsionen auf der Pathologie induziert16,17.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die durchgeführten Experimente wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Kentucky genehmigt, und sowohl die ARRIVE- als auch die Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren wurden während der Studie befolgt.

1. Chirurgischer Aufbau

HINWEIS: Die Mäuse werden in Gruppen von 4-5 pro Käfig gehalten, die Luftfeuchtigkeit im Stallraum wird bei 43%-47% gehalten und die Temperatur wird bei 22-23 °C gehalten. Mäuse erhalten ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser und werden einem 12-Stunden-/12-Stunden-Hell-Dunkel-Zyklus (7 Uhr/19 Uhr) ausgesetzt.

  1. Verwenden Sie einen ausgewiesenen Operationsbereich, z. B. eine Haube oder einen speziellen Operationsraum, um die Tieroperation durchzuführen.
  2. Stellen Sie sicher, dass der Operationsbereich ein Heizkissen, einen stereotaktischen Rahmen mit einem elektromagnetischen Impaktor und eine Anästhesiemaske zur Verabreichung von Isoflurangas enthält (siehe Abbildung 1A).
  3. Stellen Sie sicher, dass der Chirurg oder das an der Operation beteiligte Personal einen sauberen Laborkittel, eine Gesichtsmaske, Handschuhe und eine chirurgische Kappe trägt.
  4. Verwenden Sie sterile chirurgische Werkzeuge, sterile Applikatoren mit Wattespitze und Mullbinden. Verwenden Sie einen Heißperlensterilisator, um die Instrumente während des Tages der Operation zwischen den Mäusen zu sterilisieren.
  5. Verwenden Sie eine Anästhesie-Induktionskammer, um die Maus in einem präoperativen Bereich auf die Operation vorzubereiten.
  6. Verwenden Sie Heizkissen, um die Temperatur des Tieres aufrechtzuerhalten, reinigen Sie die Mauskäfige nach der Operation und Zeitschaltuhren, um den Aufrichtungsreflex der Maus nach der Operation aufzuzeichnen.

2. Eingriff vor der Operation

  1. Bereiten Sie die Kopfstützvorrichtung vor (siehe Abbildung 1B).
    1. Entfernen Sie den gerollten Endgrat von einem 1-ml-Latexpipettenkolben (aufblasbares Ende) (siehe Abbildung 1C).
    2. Befestigen Sie die Glühbirne mit Parafilm am Schlauch (siehe Abbildung 1C).
    3. Schließen Sie den Schlauch mit einem Absperrhahn an eine 10-ml-Spritze an. Füllen Sie die Spritze mit Wasser (siehe Abbildung 1C).
      Anmerkungen: Der 1-ml-Latexpipettenkolben wird unter dem Kopf der Maus platziert, um die Aufprallkraft von den Ohren weg zu verlagern. Versuchen Sie, vor dem Gebrauch so viel Luft wie möglich aus der Glühbirne zu entfernen, damit die Glühbirne hauptsächlich mit Wasser und nicht mit Luft gefüllt ist.
  2. Impaktor-Setup.
    1. Wählen Sie die 5-mm-Sondenspitze, schrauben Sie sie mit dem Kolben in der unteren Mitte des Aktuators (im Inneren des größeren Zylinders) und ziehen Sie die Sonde vorsichtig fest, ohne übermäßige Kraft aufzuwenden. Ziehen Sie die Spitze zwischen den Stößen wieder fest (siehe Abbildung 1B).
    2. Stellen Sie vor dem Einschalten des Impaktors sicher, dass sich der Ein-/Ausschalter in der mittleren Aus-Position befindet. Verbinden Sie dann das Kabel am Aktuator mit der Buchse an der Vorderseite der Impaktor-Steuerbox und das Sensorkabel mit der Buchse an der Frontplatte. Schalten Sie dann den Netzschalter auf der Rückseite ein (siehe Abbildung 1D).
      Anmerkungen: Der Kippschalter zum Verlängern/Einfahren muss bei Nichtgebrauch in der mittleren Aus-Position bleiben.
    3. Stellen Sie die Aufprallgeschwindigkeit ein, indem Sie den großen Knopf auf der linken Seite der Steuerbox drehen, bis eine Aufprallgeschwindigkeit von 5,0 ± 0,2 m/s auf dem Display erscheint (siehe Abbildung 1D).
    4. Stellen Sie den Verweilzähler auf 100 ms, indem Sie die Einstellräder drehen, bis die Verweildauer 0,01 anzeigt (siehe Abbildung 1D).
      Anmerkungen: Die Verweildauer ist die Zeit des Kontakts, bevor ein automatischer Rückzug erfolgt.
    5. Platzieren Sie den Impaktor auf einem Eisbeutel, um ein Ausdehnen des Kunststoffzylinders zu verhindern, wodurch der Zylinder verriegelt und die Bewegung des Zylinders und die Abgabe zukünftiger Stöße verhindert werden (siehe Abbildung 1E).
  3. Bereiten Sie die Maus auf die Operation vor.
    1. Untersuchen Sie die Maus vor der Operation visuell und schließen Sie die Maus aus der Studie aus, wenn eine der folgenden Bedingungen beobachtet wird: schlechter Fellzustand, Lethargie oder geringes Gewicht (<20 g) für eine 4 Monate alte Maus.
    2. Betäuben Sie die Maus mit 4%-5% Isofluran in 100% Sauerstoff unter Verwendung einer Induktionskammer, die auf einem Heizkissen platziert wird, für 1-2 Minuten.
    3. Rasieren Sie das Fell an der Operationsstelle mit einer elektrischen Haarschneidemaschine.
    4. Reinigen Sie den Kopf mit sterilen Alkohol-Vorbereitungspads und tragen Sie mindestens 15 Minuten vor Beginn der Operation ein topisches Betäubungsmittel auf die rasierte Kopfhaut auf.
    5. Bringen Sie die Maus vor der Operation in einen sauberen Käfig zurück. Beginnen Sie die Operation nach mindestens 15 Minuten topischer Anästhesieanwendung (Einleitungszeit).
      HINWEIS: Die Zeit für die Anästhesie kann je nach verwendetem Anästhetikum variieren.
  4. Überprüfen Sie noch einmal, ob der stereotaktische Rahmen, der Impaktor und die digitale stereotaktische Anzeige (siehe Abbildung 1F) einsatzbereit sind.
  5. Bringen Sie die Maus mit 4%-5% Isofluran in 100%igem Sauerstoff für ca. 3 min in die Isofluran-Induktionskammer zurück.
  6. Fixieren Sie die Maus in der Kopfbühne.

3. Chirurgischer Eingriff

  1. Befestigen Sie die Maus im stereotaktischen Rahmen mit leichten, spitz zulaufenden Ohrbügeln aus Acetalharz, einer Beißstange und einer Mausanästhesiemaske (siehe Abbildung 1G, H). Das Isoflurangas wird mit 2%-3% in die Raumluft mit 100-200 mL/min abgegeben. Überwachen Sie die Atmung der Maus sorgfältig, um die Tiefe der Anästhesie sicherzustellen, und passen Sie die Gasmenge nach Bedarf an.
  2. Tragen Sie steriles Augengleitmittel auf die Augen auf, um ein Austrocknen der Hornhaut zu verhindern.
  3. Sterilisieren Sie die Kopfhaut dreimal mit Povidon-Jod-Tupfern und sterilen Alkoholpads.
  4. Stellen Sie sicher, dass die Maus tief betäubt ist, indem Sie überprüfen, ob keine Zehenkneifreaktion vorliegt.
  5. Machen Sie mit einem Skalpell einen ca. 1 cm langen Schnitt in der Mitte der Kopfhaut zwischen den Augen und dem Hals und legen Sie den Schädel frei (siehe Abbildung 1I).
  6. Lassen Sie den Schädel 1-2 Minuten trocknen.
  7. Identifizieren Sie Bregma (den Schnittpunkt der koronalen und sagittalen Nähte) und Lambda (den Schnittpunkt der sagittalen und lambdoidalen Nähte) (siehe Abbildung 1J).
    HINWEIS: Ein Atlas des Mäusegehirns kann als Referenz verwendet werden.
  8. Platzieren Sie die Kopfstütze unter dem Kopf und blasen Sie die Glühbirne mit Wasser auf, bis sie gegen die Unterseite des Kopfes der Maus drückt, aber den Kopf nicht von der Beißstange abhebt.
    HINWEIS: Dieser Schritt ist wichtig, um mögliche Ohrprobleme durch das CHI zu reduzieren. Jedes Tier mit Schäden am Ohr durch die Ohrbügel, die zu Rollen oder Blutungen führen, sollte aus der Studie ausgeschlossen und eingeschläfert werden.
  9. Bewegen Sie den Impaktor über den Kopf des Tieres.
  10. Verlängern Sie den Impaktor, indem Sie den Kippschalter Extend /Retract (an der Impactor-Steuerbox) auf Extend stellen.
    Anmerkungen: Achten Sie darauf, dass die Spitze vollständig ausgefahren ist, indem Sie die Spitze nach unten ziehen.
  11. Richten Sie den Impaktor aus, bis er über dem Bregma zentriert ist (siehe Abbildung 1K).
  12. Setzen Sie die digitalen stereotaktischen x- und y-Koordinaten im stereotaktischen Lesegerät auf 0 zurück (auf der Touchscreen-Steuerung)
  13. Richten Sie die Sonde über der Aufprallstelle aus, indem Sie die Sonde vom Bregma zu den Zielkoordinaten bewegen: medial-lateral = 0,0 mm, anterior-posterior = −1,6 mm.
  14. Befestigen Sie den Kontaktsensor am Ohr des Tieres.
    1. Senken Sie die Sondenspitze mit der ausgefahrenen Sonde langsam ab, bis der erste Kontakt mit der Oberfläche hergestellt ist. Halten Sie beim Piepton an.
    2. Setzen Sie die digitalen stereotaktischen z-Koordinaten im stereotaktischen Lesegerät auf 0 zurück.
  15. Prüfen Sie sorgfältig, ob die Spitze bündig mit dem Schädel abschließt (medial-laterale und anterior-posteriore Ebene).
    HINWEIS: Das Positionieren der Sondenspitze ist der wichtigste Schritt dieses Prozesses, um Schädelbrüche und Ohrschäden zu vermeiden.
  16. Ziehen Sie den Impaktor ein, indem Sie den Kippschalter am Steuerkasten in die Position Einfahren bringen. Die Spitze zieht sich zurück und hat bis zum Zeitpunkt des Aufpralls keinen Kontakt mehr mit dem Kopf des Tieres.
  17. Stellen Sie die Aufpralltiefe ein, indem Sie die dorsal-ventrale Tiefe auf −1,2 mm einstellen.
    Anmerkungen: Die Tiefe des Aufpralls beeinflusst die Schwere der Verletzung. Die Tiefe sollte für verschiedene Altersgruppen, Gewichte und Stämme von Mäusen auf die gewünschte Verletzungsschwere titert werden. Die Tiefe muss möglicherweise im Laufe der Zeit angepasst/neu titeriert werden, um eine gleichbleibende Verletzungsschwere aufrechtzuerhalten. Der Schweregrad kann neuropathologisch beurteilt werden: Mikroglia und Astrozyten (IHC), und verhaltensmäßig: das radiale Armwasserlabyrinth und der aktive Vermeidungstest.
  18. Überwachen Sie sorgfältig die Atmung der Maus, um die Anästhesietiefe sicherzustellen, und passen Sie den Gaspegel nach Bedarf an.
    Anmerkungen: Oft sollte der Prozentsatz des Isoflurangases vor dem Aufprall für 10-20 s gesenkt oder abgeschaltet werden. Achte genau darauf, dass sich die Atmung leicht beschleunigt. Wenn die Atmung zum Zeitpunkt des Aufpralls zu langsam ist, kann das Tier innerhalb der ersten 60 Sekunden nach dem Aufprall an Apnoe sterben. Dies kann verhindert werden, indem die Narkosetiefe in den Sekunden vor dem Aufprall angepasst wird.
  19. Lösen Sie den Aufprall aus, indem Sie den rechten Kippschalter drücken, um den Aufprall zu erzielen. Die Sondenspitze fährt mit der angezeigten Geschwindigkeit nach unten, bleibt dann für die eingestellte Verweilzeit unten und zieht sich zurück.
    HINWEIS: Scheinmäuse erhalten die gleiche Behandlung wie die CHI-Mäuse, aber der Aufprall wird nicht geliefert.
  20. Starten Sie den Timer sofort nach dem CHI-Aufprall, um die Aufrichtzeiten (Zeit für die Rückkehr von der Seitenposition in die Bauchlage) aufzuzeichnen, oder starten Sie den Timer, wenn die Maus aus dem stereotaktischen Rahmen für die Scheinmäuse entfernt wird. Die durchschnittliche Aufrichtungsreflexzeit beträgt 5-15 Minuten.
    HINWEIS: Die Aufrichtungsreflexzeiten können je nach Mausbelastung und Alter variieren.
  21. Untersuchen Sie die Mäuse auf sichtbare Schädelfrakturen, Blutungen und Apnoe. Die Mäuse mit einem depressiven Schädelbruch oder einer sichtbaren Blutung wurden von der Studie ausgeschlossen.
    HINWEIS: Es gibt abgestufte Grade von Schädelfrakturen. Tiere mit dekomprimierten Schädelfrakturen, bei denen der Knochen beobachtbar in das Hirngewebe drückt, werden eingeschläfert (zuerst CO2 und sekundäre Enthauptung). Wenn die Impaktorspitze richtig eingestellt ist, sind solche Schädelbrüche äußerst selten. Wenn es zu einem Schädelbruch kommt, ist das häufigere Erscheinungsbild ein kleiner Blutstropfen auf dem Schädel und eine leichte taktile Rauhung des Schädels, oft entlang der Naht, die die hintere Spitze des Nasenbeins verbindet. Diese Mäuse werden in den Aufzeichnungen als mögliche Schädelfraktur vermerkt, aber normalerweise nicht von der Studie ausgeschlossen.
  22. Entferne das Tier aus dem stereotaktischen Rahmen.
  23. Schließen Sie die Kopfhaut, indem Sie die Haut zusammenklammern.
    Anmerkungen: Resorbierbare oder nicht resorbierbare Nähte können als Alternative zu Klammern verwendet werden, um die Kopfhaut zu schließen.
  24. Tragen Sie eine dreifache antibiotische Salbe mit einem sterilen Applikator mit Wattespitze auf den geschlossenen Schnitt auf.
  25. Legen Sie die Maus zur Wiederherstellung in einen sauberen Käfig zurück. Die Hälfte des Aufwachkäfigs befindet sich auf einem Heizkissen (niedrige Einstellung), das die Möglichkeit bietet, sich im Wachzustand von der Hitze zu entfernen und die Temperatur des Tieres aufrechtzuerhalten, wenn es bewusstlos ist (siehe Abbildung 1L).
    HINWEIS: Die Maus liegt auf der Seite im Bergekäfig. Um ein Ersticken zu vermeiden, setzen Sie das Tier in einen Aufwachkäfig ohne Einstreu oder auf ein Taschentuch, wenn sich die Einstreu im Käfig befindet.
  26. Bringen Sie den Kippschalter Extend/Retract wieder in die Position Mitte/Aus .
    Anmerkungen: Der Strom läuft weiter, wenn der Schalter entweder in der Ein- oder Ausfahrposition belassen wird, wodurch der Kolben anschwillt. Der Impaktor ist dann erst funktionsfähig, wenn der Kolben abgekühlt ist.
  27. Nehmen Sie den Impaktor aus seiner Halterung und legen Sie ihn vorsichtig auf den Eisbeutel.
    Anmerkungen: Wenn Sie den Impaktor auf einem Eisbeutel aufbewahren, können Sie die potenzielle Schwellung des Impaktors verringern.
  28. Beobachten Sie das Tier bis zum Aufrichten, bis der Aufrichtreflex auftritt, und dokumentieren Sie die Zeit bis zum Aufrichten (siehe Abbildung 1M).
    HINWEIS: Der Aufrichtungsreflex ist definiert als der Moment, in dem die Maus in eine Bauchlage zurückkehrt. Der Käfig muss ungestört bleiben; Die Maus könnte sich korrigieren, wenn der Käfig berührt, bewegt oder Geräuschen ausgesetzt wird.
  29. Bringen Sie die Mäuse in ihren heimischen Käfig zurück, wenn sie wach und aufmerksam sind. In der Regel sind die Tiere innerhalb von 1 Stunde nach der Verletzung bei vollem Bewusstsein und können sich bewegen. Fügen Sie auch etwas feuchtes Futter am Boden des Käfigs hinzu.

4. Nachsorge

  1. Überwachen Sie die Tiere 5 Tage lang nach der Operation.
  2. Notieren Sie ihr Gewicht und alle körperlichen/Verhaltensänderungen wie Atemfrequenz (qualitative Atemfunktion), Gang, Körper- und Haarfellzustand, Essen, Trinken, Stuhlgang und Wasserlassen.
  3. Beobachten Sie die Maus auf Anzeichen von Beschwerden und die Operationswunde auf Schwellungen, Exsudate oder rote Ränder. Wenden Sie sich an einen Tierarzt, wenn das Tier Anzeichen von Schmerzen und Unwohlsein zeigt (Lautäußerungen, Bewegungslosigkeit, Unterkühlung, kein Trinken oder Fressen).
  4. Entfernen Sie die Klammern 7-10 Tage nach der Operation unter Narkose und auf einem Heizkissen.
    HINWEIS: Wenn nicht resorbierbare Nähte verwendet werden, müssen diese 7-10 Tage nach der Operation unter Narkose entfernt werden.

5. Reinigung

  1. Reinigen und sterilisieren Sie den Operationsbereich und die Werkzeuge.
  2. Reinigen Sie die Sondenspitze nach jedem Gebrauch und am Ende des Tages mit Alkohol-Vorbereitungspads.
    HINWEIS: Der Impaktor wird werkseitig kalibriert und soll im Laufe der Zeit und des Gebrauchs stabil sein. Eine routinemäßige Kalibrierung ist nicht erforderlich. Der Impaktor und der stereotaktische Rahmen sollten jedoch routinemäßig überprüft werden. Außerdem sollten die Endpunktperimeter des Modells, wie z. B. die Reflexzeit, die Mortalität und die Neuropathologie, überwacht werden, um eine mögliche experimentelle Drift zu bewerten.

6. Ausschlusskriterien

  1. Schließen Sie vor der Operation Tiere mit einem schlechten Gesundheitszustand aus, z. B. mit einem schlechten Gewicht von <20 g für eine 4 Monate alte Maus, Lethargie und schlechtem Fellzustand.
  2. Ausschließen von Tieren mit Komplikationen während der Operation, wie z. B. einem eingedrückten Schädelbruch, einer sichtbaren Blutung im Zusammenhang mit der Operation oder Ohrbluten.
  3. Ausschluss von Tieren aus der Studie mit den folgenden postoperativen Symptomen: Unfähigkeit, normal zu essen und/oder sich nicht normal zu bewegen, ungewöhnliche Lautäußerungen, Gewichtsverlust oder Ausbleiben der Wundheilung nach der Operation.
    HINWEIS: Dieses Modell kann als repetitives Modell für ein leichtes SHT verwendet werden. Wenn die Mäuse die zweite Operation 24 Stunden nach der ersten erhalten, könnten die Klammern oder Nähte entfernt werden, und derselbe Schnitt könnte verwendet werden, um den Schädel freizulegen. Ein neuer Schnitt muss gemacht werden, wenn zwischen den Operationen eine längere Zeit vergeht.

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Results

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Dieses stereotaktische elektromagnetische Impaktorgerät ist vielseitig einsetzbar. Es wird sowohl für einen offenen schädelgesteuerten kortikalen Aufprall (CCI) als auch für eine geschlossene Kopfverletzung (CHI) verwendet. Darüber hinaus kann die Verletzungsschwere durch Änderung der Verletzungsparameter wie Aufprallgeschwindigkeit, Verweilzeit, Aufpralltiefe, Impaktorspitze und Verletzungsziel moduliert werden. Hier wird eine CHI-Operation mit einem 5,0 mm Stahlspitzenimpaktor beschrieben. Diese Verletzung gilt als mil...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Es sind mehrere Schritte erforderlich, um ein konsistentes Verletzungsmodell unter Verwendung des beschriebenen Modells zu erstellen. Zunächst ist es wichtig, das Tier korrekt im stereotaktischen Rahmen zu befestigen. Der Kopf des Tieres sollte sich nicht seitlich bewegen können, und der Schädel sollte völlig flach sein, wobei Bregma und Lambda die gleichen Koordinaten lesen. Das richtige Platzieren der Ohrbügel ist der schwierigste Aspekt dieser Operation, und dies kann nur mit Übung erlernt werden. Wenn der Schädel nic...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde teilweise von den National Institutes of Health unter den Vergabenummern R01NS120882, RF1NS119165 und R01NS103785 sowie der Vergabenummer AZ190017 des Verteidigungsministeriums unterstützt. Der Inhalt liegt in der alleinigen Verantwortung der Autoren und stellt nicht die offizielle Meinung der National Institutes of Health oder des Verteidigungsministeriums dar.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
9 mm Autoclip-ApplierBraintree scientificACS- APLChirurgie
9 mm Autoclip-EntfernerBraintree scientificACS- RMVChirurgie
9 mm Autoclip, Etui mit 1.000 ClipsBraintree scientificACS- CSChirurgie (Klammern)
Aperio ImageScope Software Leica BioSystemsDeutschlandIHC
KlingeFLASK KlingenentfernerFisher Scientific22-444-275Chirurgie
Wattestäbchen-ApplikatorVWR89031-270Chirurgie
Digitalmaus stereotaktischer RahmenStoelting51730DChirurgie
Dumont #7 PinzetteRobozRS-5047Chirurgie
OhrstangenStoelting51649Chirurgie
EthoVision XT 11.0 Noldus InformationstechnologieNARAWM 
Fiber-LiteDolan-Jeffer IndustriesUN16103-DGChirurgie
Fisherbrand Bulb für kleinePipets Fisher Scientific03-448-21Kopfstützgerät
Gemini Avoidance SystemSan Diego InstrumentsNAActive Avoidance
Heating PadSunbeam 732500000UVorbereitung auf die Chirurgie
HRP konjugierte Ziege Anti-Kaninchen IgG Jackson Immuno Research Laboratorien111-065-144 IHC
InduktionskammerKent ScientificVetFlo-0530XSChirurgievorbereitung
Isofluran, USPCovetrusNDC: 11695-6777-2Chirurgie
Maus Gasanästhesie KopfhalterStoelting51609MChirurgie
Neuropactor Stereotaxischer ImpaktorNeuroscience Toolsn/aChirurgie: Formell vertrieben von Lecia als Impact One
NexGen Maus 500Allentown n/aPost-Operation, Käfig
ParafilmBemisPM992Kopfstützgerät
Peanut - Professioneller HaarschneiderWhal8655-200 Vorbereitung auf Operationen
Povidon-Jod-Lösung USP, 10% (w/v), 1% (w/v) verfügbares Jod, für LaborRicca3955-16Chirurgie
Puralube Vet Salbe, Vaseline Augensalbe, Steriles AugengleitmittelDechra17033-211-38Chirurgie
Kaninchen Anti-GFAP DakoZ0334IHC
Rabbit anti-IBA1 Wako019-19741IHC
8-Arm Radialarm WasserlabyrinthIngenieuren/aRAWM 
WaageOHAUS CS SerieBAL-101für die OP-Vorbereitung
#7 Solid 6.25" RobozRS-9847
Sterile Alkohol-Vorbereitungspads für die Chirurgie (Isopropylalkohol 70 % v/v)Fisher Brand22-363-750Chirurgische Vorbereitung
SumnoSuite Low-Flow-AnästhesiesystemKent ScientificSS-01Chirurgie
10 ml Spritze Luer-Lok TipBD Bard-Parker302995Kopfstützgerät
Zeitschaltuhren FisherScientific6KED8Chirurgie
Topische AnästhesiecremeL.M.X 4NDC 0496-0882-15Operationsvorbereitung
Dreifache antibiotische SalbeMajorNDC 0904-0734-31Postoperativer
SchlauchMasterFlex96410-16Kopfstützgerät
Verdampfer Einkanal-AnästhesiesystemKent ScientificVetFlo-1210SVorbereitung auf die Operation
Skalpellgriff

References

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