Methodenartikel

Kontaktmodus Rasterkraftmikroskopie als schnelle Technik zur morphologischen Beobachtung und bakteriellen Zellschadensanalyse

DOI:

10.3791/64823

⸱

30. Juni 2023

 ,  ,  ,  , 
1Centro Universitario de los Lagos, Universidad de Guadalajara, 2Centro Nacional de Recursos Genéticos, Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Hier stellen wir die Anwendung der Rasterkraftmikroskopie (AFM) als einfache und schnelle Methode zur bakteriellen Charakterisierung vor und analysieren Details wie die Bakteriengröße und -form, Bakterienkulturbiofilme und die Aktivität von Nanopartikeln als Bakterizide.

Zusammenfassung

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Die Elektronenmikroskopie ist eines der Werkzeuge, die zur Charakterisierung zellulärer Strukturen erforderlich sind. Das Verfahren ist jedoch aufgrund der Probenvorbereitung für die Beobachtung kompliziert und teuer. Die Rasterkraftmikroskopie (AFM) ist eine sehr nützliche Charakterisierungstechnik, da sie eine hohe Auflösung in drei Dimensionen aufweist und keine Vakuum- und Probenleitfähigkeit erforderlich ist. Das AFM kann eine Vielzahl von Proben mit unterschiedlichen Topografien und unterschiedlichen Materialtypen abbilden.

AFM liefert hochauflösende 3D-Topographieinformationen vom Ångström-Niveau bis zum Mikrometer-Maßstab. Im Gegensatz zur herkömmlichen Mikroskopie wird beim AFM eine Sonde verwendet, um ein Bild der Oberflächentopographie einer Probe zu erzeugen. In diesem Protokoll wird die Verwendung dieser Art der Mikroskopie für die morphologische und zellschädigende Charakterisierung von Bakterien vorgeschlagen, die auf einem Träger fixiert sind. Es wurden Stämme von Staphylococcus aureus (ATCC 25923), Escherichia coli (ATCC 25922) und Pseudomonas hunanensis (isoliert aus Knoblauchknollenproben) verwendet. In dieser Arbeit wurden Bakterienzellen in spezifischen Nährmedien gezüchtet. Zur Beobachtung der Zellschädigung wurden Staphylococcus aureus und Escherichia coli mit unterschiedlichen Konzentrationen von Nanopartikeln (NPs) inkubiert.

Ein Tropfen Bakteriensuspension wurde auf einem Glasträger fixiert, und Bilder wurden mit AFM in verschiedenen Maßstäben aufgenommen. Die gewonnenen Bilder zeigten die morphologischen Eigenschaften der Bakterien. Darüber hinaus konnte mit Hilfe von AFM die Schädigung der Zellstruktur durch die Wirkung von NPs beobachtet werden. Basierend auf den erhaltenen Bildern kann das Kontakt-AFM verwendet werden, um die Morphologie von Bakterienzellen zu charakterisieren, die auf einem Träger fixiert sind. Das AFM ist auch ein geeignetes Werkzeug, um die Auswirkungen von NPs auf Bakterien zu untersuchen. Im Vergleich zur Elektronenmikroskopie ist das AFM eine kostengünstige und einfach anzuwendende Technik.

Einleitung

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Verschiedene Bakterienformen wurden erstmals von Antony van Leeuwenhoek im 17. Jahrhundert festgestellt1. Bakterien gibt es seit der Antike in einer Vielzahl von Formen, die von Kugeln bis hin zu verzweigten Zellenreichen 2. Die Zellform ist eine grundlegende Voraussetzung für bakterielle Taxonomen, um jede Bakterienart zu beschreiben und zu klassifizieren, hauptsächlich für die morphologische Trennung von grampositiven und gramnegativen Stämmen3. Zur Bestimmung bakterieller Zellformen sind mehrere Elemente bekannt, die alle an der Zellhülle und -stütze als Bestandteile der Zellwand und -membran sowie im Zytoskelett beteiligt sind. Auf diese Weise sind die Wissenschaftler immer noch dabei, die chemischen, biochemischen und physikalischen Mechanismen und Prozesse aufzuklären, die an der Bestimmung bakterieller Zellformen beteiligt sind, die alle durch Gencluster definiert sind, die bakterielle Formen definieren 2,4.

Darüber hinaus haben Wissenschaftler gezeigt, dass die Stäbchenform wahrscheinlich die Urform von Bakterienzellen ist, da diese Zellform in zellsignifikanten Parametern optimal erscheint. So werden Kokken, Spiralen, Vibrionen, Faden und andere Formen als Anpassungen an verschiedene Umgebungen betrachtet; In der Tat haben sich bestimmte Morphologien mehrfach unabhängig voneinander entwickelt, was darauf hindeutet, dass die Formen von Bakterien Anpassungen an bestimmte Umgebungen sein könnten 3,5. Während des gesamten Lebenszyklus der bakteriellen Zellen ändert sich jedoch die Zellform, und dies geschieht auch als genetische Reaktion auf schädliche Umweltbedingungen3. Die Form und Größe der Bakterienzellen bestimmen stark die Steifigkeit, Robustheit und das Oberflächen-zu-Volumen-Verhältnis der Bakterien, und diese Eigenschaft kann für biotechnologische Prozesse genutzt werden6.

Die elektronische Mikroskopie wird aufgrund der hohen Vergrößerung, die über lichtbasierte Mikroskope hinaus erreicht werden kann, zur Untersuchung biologischer Proben eingesetzt. Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) und Rasterelektronenmikroskopie (REM) sind die am häufigsten verwendeten Techniken für diesen Zweck; Die Proben benötigen jedoch einige Behandlungen, bevor sie in die Kammer des Mikroskops gelegt werden, um geeignete Bilder zu erhalten. Eine goldene Abdeckung der Proben ist erforderlich, und die Zeit, die für die gesamte Bildaufnahme benötigt wird, sollte nicht zu lang sein. Im Gegensatz dazu ist die Rasterkraftmikroskopie (AFM) eine Technik, die bei der Analyse von Oberflächen weit verbreitet ist, aber auch bei der Untersuchung biologischer Proben eingesetzt wird.

Es gibt verschiedene Arten von AFM-Modi, die in der Oberflächenanalyse verwendet werden, z. B. Kontaktmodus, berührungsloser Modus oder Gewindebohren, Magnetkraftmikroskopie (MFM), konduktives AFM, piezoelektrische Kraftmikroskopie (PFM), Spitzenkraftabgriff (PFT), Kontaktresonanz und Kraftvolumen. Jeder Modus wird bei der Analyse von Materialien verwendet und liefert unterschiedliche Informationen über die Oberfläche der Materialien und ihre mechanischen und physikalischen Eigenschaften. Einige AFM-Modi werden jedoch für die In-vitro-Analyse biologischer Proben verwendet, wie z. B. PFT, da PFT die Gewinnung topographischer und mechanischer Daten über Zellen in einem flüssigen Medium ermöglicht7.

In dieser Arbeit haben wir den grundlegendsten Modus verwendet, der in jedem alten und einfachen AFM-Modell enthalten ist - den Kontaktmodus. Das AFM verwendet eine scharfe Sonde (ca. <50 nm Durchmesser), um Bereiche mit einer Größe von weniger als 100 μm zu scannen. Die Sonde wird auf die Probe ausgerichtet, um mit den mit der Probe verbundenen Kraftfeldern zu interagieren. Die Oberfläche wird mit der Sonde abgetastet, um die Kraft konstant zu halten. Anschließend wird ein Bild der Oberfläche erzeugt, indem die Bewegung des Auslegers überwacht wird, während er sich über die Oberfläche bewegt. Die gesammelten Informationen liefern die nanomechanischen Eigenschaften der Oberfläche, wie Haftung, Elastizität, Viskosität und Scherung.

Im AFM-Kontaktmodus wird der Cantilever mit einer festen Auslenkung über die Probe abgetastet. Dadurch kann die Höhe der Proben (Z) bestimmt werden, was einen Vorteil gegenüber den anderen elektronischen Mikroskoptechniken darstellt. Die AFM-Software ermöglicht die Erzeugung eines 3D-Bildscans durch die Wechselwirkung zwischen der Spitze und der Probenoberfläche, und die Spitzenauslenkung wird durch einen Laser und einen Detektor mit der Höhe der Probe korreliert.

Im statischen Modus (Kontaktmodus) mit konstanter Kraft stellt der Ausgang zwei verschiedene Bilder dar: die Höhe (z-Topographie) und das Auslenkungs- oder Fehlersignal. Der statische Modus ist ein wertvoller, einfacher Bildgebungsmodus, insbesondere für robuste Proben in Luft, die den hohen Belastungen und Torsionskräften des statischen Modus standhalten können. Der Auslenkungs- oder Fehlermodus wird im Konstantkraftmodus betrieben. Das Topographiebild wird jedoch durch Hinzufügen des Ablenksignals zur Oberflächenstruktur weiter verbessert. In diesem Modus wird das Ablenksignal auch als Fehlersignal bezeichnet, da die Auslenkung der Rückkopplungsparameter ist. Alle Merkmale oder Morphologien, die in diesem Kanal auftreten, sind auf den "Fehler" in der Rückkopplungsschleife oder vielmehr auf die Rückkopplungsschleife zurückzuführen, die erforderlich ist, um einen konstanten Auslenkungssollwert aufrechtzuerhalten.

Das einzigartige Design von AFM macht es kompakt - klein genug, um auf eine Tischplatte zu passen - und hat gleichzeitig eine hohe Auflösung, um atomare Schritte aufzulösen. Die AFM-Geräte sind kostengünstiger als die Geräte für andere elektronische Mikroskope, und die Wartungskosten sind minimal. Das Mikroskop benötigt kein Labor mit besonderen Bedingungen wie einem Reinraum oder einem isolierten Raum. Es braucht nur einen vibrationsfreien Schreibtisch. Für das AFM müssen die Proben nicht wie bei anderen Techniken (Goldabdeckung, Schlankheitsmessung) aufwendig aufbereitet werden. Lediglich eine trockene Probe muss am Probenhalter befestigt werden.

Wir verwenden den AFM-Kontaktmodus, um bakterielle Morphologien und die Auswirkungen von NPs zu beobachten. Die Population und Zellmorphologie von Bakterien, die auf einem Träger fixiert sind, können ebenso beobachtet werden wie die zellulären Schäden, die durch Nanopartikel an den Bakterienarten verursacht werden. Die Bilder, die mit dem AFM-Kontaktmodus erhalten wurden, bestätigen, dass es sich um ein leistungsstarkes Werkzeug handelt, das nicht durch Reagenzien und komplizierte Verfahren eingeschränkt ist, was es zu einer einfachen, schnellen und wirtschaftlichen Methode zur Charakterisierung von Bakterien macht.

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Protokoll

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1. Bakterielle Isolierung und Identifizierung

  1. Isolierung eines endophytischen Stammes aus Knoblauchknollenmeristemen:
    1. Legen Sie 2 mm Meristemfragmente von zuvor geschälten, desinfizierten und geschnittenen Knoblauchknollen auf Trypticase-Soja-Agar (TSA) als reichhaltiges Wachstumsmedium und inkubieren Sie 1 Tag lang bei 25 °C.
    2. Basierend auf den morphologischen Unterschieden der Bakterienkolonien - Form, Größe, Farbe, Rand, Durchlicht, reflektiertes Licht, Textur, Konsistenz und Pigmentproduktion - beschreiben Sie die verschiedenen beobachteten Morphotypen und reinigen Sie durch Kreuzstreifen eine repräsentative Kolonie jedes Morphotyps.
    3. Alle gereinigten Bakterienstämme werden in 30%igem Glycerin bei −80 °C konserviert.
    4. Identifizierung eines zufällig ausgewählten Stammes (9AP) durch Sequenzierung der 16S rDNA. Extrahieren Sie die DNA nach der Methode von Hoffman und Winston8.
    5. Amplifizieren Sie die 16S rRNA durch Polymerase-Kettenreaktion (PCR) mit 100 ng DNA, 1x Polymerase-Puffer, 4 mMMgCl2, 0,4 mM dNTPs, je 10 pmol von 27F/1492r universellen Oligonukleotiden und 1 U DNA-Polymerase9. Verwenden Sie die folgenden thermischen Cycler-Bedingungen: 95 °C für 5 min für die anfängliche Denaturierung; gefolgt von 35 Zyklen von 1 min bei 94 °C als Denaturierungstemperatur, 1 min bei 56 °C als Hybridisierungstemperatur und 1 min bei 72 °C als Ausdehnungstemperatur; und dann 10 min bei 72 °C als letzte Verlängerung.
    6. Kapillarsequenz des PCR-Produkts unter Verwendung der gleichen Oligonukleotide; Verwenden Sie die Didesoxy-terminale Methode mit dem Matrix-Installationskit für die Kapillarsequenzierung10 und führen Sie die Elektrophorese in einem automatisierten Multikapillarsystem11 durch.
    7. Bearbeiten Sie die Sequenzen manuell, vergleichen Sie die Sequenz mit der GenBank-Bibliothek mithilfe einer BLAST-Suche und identifizieren Sie vorläufig den Stamm mit dem Goldstandard von mindestens 98,7 % Identität mit der nächstgelegenen Spezies12,13.
      HINWEIS: Der Stamm 9AP wurde als zur Spezies Pseudomonas hunanensis gehörend identifiziert, mit einer Identität von 99,86% mit der Sequenz für den Stamm P. hunanensis LV (JX545210).

2. Präparation der bakteriellen Probe zur morphologischen Beobachtung mittels AFM

  1. Unter sterilen Bedingungen wird ein Tropfen der Bakteriensuspension (Pseudomonas hunanensis, Staphylococcus aureus) auf einen Objektträger gegeben.
  2. Fixieren Sie die Proben durch trockenes Erhitzen auf dem Objektträger. Führen Sie den Objektträger mehrmals vorsichtig über eine Flamme, bis die Probe trocken ist.
    HINWEIS: Die Fixierung von Proben ist eine Routinetechnik in der Mikrobiologie, um fixierte prokaryotische Organismen zu beobachten und ihre Struktur als lebende Zellen so genau wie möglich zu simulieren.
  3. Legen Sie die fixierten Proben in eine Petrischale und bringen Sie sie zur Beobachtung in das AFM-Gerät.
    Anmerkungen: Da sich die Proben im Laufe der Zeit durch Witterungseinflüsse verändern können, planen Sie eine maximale Zeit von 24 Stunden für die Analyse im AFM-Gerät ein. Halten Sie die Proben staubfrei.

3. Antibakterielle Wirkung von MgO-Nanopartikeln gegen Bakterien

ANMERKUNG: Die Synthese und Charakterisierung von MgO-NPs wurde bereits veröffentlicht14. In dieser Arbeit wurde die antibakterielle Aktivität der Nanomaterialien auf der Grundlage des Handbuchs des Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) unter Verwendung von Makroverdünnungs- und Mikroverdünnungsmethoden zur Inhibition abgeschätzt15,16.

  1. Abschätzung der minimalen Hemmaktivität (MHK) und der Bakterizide (CMB)
    1. Vorwachsen der Stämme
      1. Impfen Sie eine angemessene Menge Escherichia coli oder Staphylococcus aureus in nahrhafte Brühe, um eine Endkonzentration von 1 ×10 8 KBE/ml zu erhalten.
      2. Die Suspension wird bei 37 °C (± 2 °C) für 18-24 h inkubiert.
    2. Nachwachsen von akklimatisierten Stämmen
      1. Tauchen Sie eine sterile bakteriologische Schlinge in die Suspension ein und berühren Sie dabei den Boden des Röhrchens.
      2. Führen Sie Streifen mit der Schlaufe auf Eosin und Methylenblau-Agar und Nähr-Agar durch.
      3. Inkubieren Sie die Agarplatten bei 37 °C (± 2 °C) für 24 h.
    3. Auswahl der Kolonien für die Herstellung des standardisierten Inokulums
      1. Nehmen Sie drei bis fünf Kolonien mit dem gleichen morphologischen Typ, indem Sie die Oberseite der Kolonie in der Petrischale mit einer bakteriologischen Schleife berühren.
      2. Übertragen und tauchen Sie die Auswahl in 3-5 ml Müller-Hinton-Brühe.
      3. Inkubieren Sie bei 37 °C (± 2 °C), um eine Trübung von 1 × 10 8 KBE/ml oder 2 × 108 KBE/ml zu erreichen.
        ANMERKUNG: In dieser Arbeit wurden die McFarland-Trübungsstandards als Referenz für die bakteriologischen Suspensionen verwendet. Konkret entspricht der 0,5-Standard in etwa einer homogenen E. coli-Suspension von 1,5 × 108 Zellen/ml. Zur Messung der Trübung wurde ein UV-Vis-Spektralphotometer verwendet.
      4. Nehmen Sie 1 ml und fügen Sie es zu 9 ml steriler Brühe hinzu. Nehmen Sie 200 μl dieser Verdünnung und fügen Sie sie 19,8 ml steriler Brühe hinzu, um eine Endkonzentration von 5 ×10 5 KBE/ml zu erhalten.
    4. Erforderliche Konzentrationen von MgO-Nanopartikeln
      1. Verwenden Sie für die Herstellung der Lösungen ein Ultraschallgerät.
      2. Suspendieren Sie das Nanomaterial in sterilem Wasser mit der doppelten Konzentration, die erforderlich ist, um Serienlösungen zu erhalten.
      3. Geben Sie diese Suspensionen in sterile Röhrchen mit Müller-Hinton-Brühe, um den neuen Konzentrationsbereich zu erreichen, der für das Experiment erforderlich ist.
        HINWEIS: Für die Mikroverdünnung wurden die folgenden MgO-NP-Konzentrationen angewendet: 30 ppm, 60 ppm, 120 ppm, 250 ppm, 500 ppm, 1.000 ppm, 2.000 ppm, 3.000 ppm, 4.000 ppm und 8.000 ppm.
    5. Herstellung der Mikroverdünnung15
      1. Bereiten Sie eine neue und sterile 96-Well-Mikrotiterplatte (Mikrotiterplatte) vor. Etikettensäule Nr. 12 der Mikrotiterplatte als Sterilitätssäule; Beschriftungsspalte Nr. 11 als Wachstumskontrollspalte.
      2. Geben Sie 120 μl der Nanopartikelsuspensionen mit den unterschiedlichen Konzentrationen in die Säulen Nr. 1-10.
      3. Impfen Sie 120 μl Bakterien (5 ×10 5 KBE/ml) in die Vertiefungen in den Spalten Nr. 1-10.
        HINWEIS: Für diese Studie wurden Zeile G und Reihe H Kontrollen mit Ceftriaxon in Konzentrationen behandelt, die von den CLSI-Standards vorgeschlagen werden: 8 ppm, 4 ppm, 2 ppm, 1 ppm, 0,5 ppm, 0,25 ppm, 0,125 ppm, 0,06 ppm und 0,03 ppm.
      4. Inkubieren Sie die 96-Well-Mikrotiterplatte für 24 h bei 37 °C (35 °C ± 2 °C). Analysieren Sie abschließend die Bohrlöcher.
  2. Beobachtung der MgO-Nanopartikel-induzierten morphostrukturellen Veränderungen in den Bakterienstämmen mittels AFM
    1. Entnehmen Sie 250 μl aus den Vertiefungen der Mikroverdünnungstests, mischen Sie sie mit 750 μl sterilem Wasser und zentrifugieren Sie sie bei 2.000 × g von 2 min bis 5 min bei 5 °C.
    2. Waschen Sie die Ausfällungen dreimal mit jeweils 1 ml sterilem Wasser und fügen Sie ihnen am Ende der Waschgänge 500 μl Wasser hinzu.
    3. Um die AFM-Bilder zu erhalten, entnehmen Sie 10-20 μl der endgültigen Suspension jeder Startvertiefung, führen Sie einen Abstrich auf einem zuvor mit Ultraschall gereinigten Objektträger durch (30 min) und trocknen Sie ihn 1 Stunde lang bei Raumtemperatur.

4. AFM-Messungen

HINWEIS: Hier wurde das Rasterkraftmikroskop im Kontaktmodus auf einer Anti-Vibrations-Workstation montiert, die es ermöglichte, das Mikroskop von mechanischen Vibrationsquellen zu isolieren und das System waagerecht zu halten. Elektrische Störungen werden durch Netzfilter und Überspannungsschutz verringert. Das hier verwendete AFM richtet den Laserstrahl automatisch auf den Photodetektor aus.

  1. Schalten Sie den Computer und das AFM ein und wählen Sie dann in den Software-Tools den Kontaktmodus, die contAI-G-Sonden und die Optionen für die automatische Steigung aus. Die Standardwerte des Z-Reglers sind Sollwert = 20 nM, P-Verstärkung = 10.000, I-Verstärkung = 1.000, D-Verstärkung = 0 und Spitzenspannung = 0 mV.
  2. Platzieren Sie die Proben mit einem 70-μm-Scanbereichskopf im AFM-Kontaktmodus. Wir haben ContAI-G Silizium-Ausleger mit einer Federkonstante von 0,13 N/m verwendet.
  3. Verwenden Sie ein Kameragerät, das auf zwei in den Scankopf integrierten Linsen montiert ist, um einen schnellen Überblick über die Oberfläche des Bereichs unter der Sonde zu erhalten.
  4. Führen Sie manuell eine Verschiebung in der XY-Ebene durch, um den gewünschten Bereich auszuwählen. Die Sonde ist so konzipiert, dass sie sich der Oberflächenprobe elektronisch nähert, bis die Kontaktbedingungen erreicht sind. Passen Sie die XY-Messebene des Scanners und der Probenoberfläche elektronisch an, indem Sie die Neigungen in XY-Richtung reduzieren.
  5. Verwenden Sie die Standardparameter der Software: 1 Zeile pro Sekunde bei 256 Punkten pro Zeile.
  6. Führen Sie zunächst einen vollständigen Scanbereich von 70 μm x 70 μm durch. Wählen Sie dann mit dem Zoom-Werkzeug einen kleineren Bereich aus. Das AFM optimiert den Diagrammbereich in Z automatisch.
    HINWEIS: Durch das Verringern der Zeilen pro Sekunde erhöht sich die Gesamtscanzeit, die Qualität des Scans ist definierter und ein Teil des Messrauschens wird ebenfalls gelöscht.
  7. Um einen neuen Bereich aus der Probe auszuwählen, ziehen Sie den Ausleger elektronisch zurück und bewegen Sie die Probe entlang der XY-Ebene. Führen Sie einen neuen Scan mit der in Schritt 4.5 und Schritt 4.6 beschriebenen Vorgehensweise durch.
    HINWEIS: Die erhaltenen Scans werden in einer einfarbigen Balkenskala angezeigt, in der die hellen Farben größeren Höhen und die dunklen Farben größeren Höhen zugeordnet sind. Die AFM-Software generiert eine 3D-Ansicht des Scans, die es ermöglicht, die Details der gemessenen Oberfläche zu würdigen.
  8. Führen Sie die Datenverarbeitung mit dem zeilenweisen Abgleich im Menü Extras des Bildes in der Filterauswahl durch, was die am häufigsten verwendete und einfachste Nivelliermethode ist.
    HINWEIS: Bei dieser Nivelliermethode wird jede horizontale oder vertikale Linie, die im AFM-Bild erzeugt wird, an eine Polynomgleichung angepasst.
  9. Optimieren Sie die maximale und minimale Höhe in der Farbleiste auf der rechten Seite, um die beste Bildauflösung zu erhalten.
  10. Führen Sie die Bildanalyse über das Menü Analyse in der Symbolleiste durch. Bestimmen Sie die Höhen und Abstände, indem Sie den Anfangs- und Endpunkt auswählen, sobald das gewünschte Werkzeug ausgewählt ist.
    HINWEIS: Benutzer müssen die verschiedenen Filter des Menüs "Extras" ausprobieren, um Tip-Image-Artefakte aufgrund der beim Nivellieren verwendeten Abflachung zu vermeiden. Bildartefakte werden als Streifenlinien angezeigt und in einigen AFM-Bildern angezeigt.

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Ergebnisse

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Bilder der Morphologie und Größe der Stämme von S. aureus und P. hunanensis sowie der Populationsorganisation beider Stämme wurden mittels Rasterkraftmikroskopie im Kontaktmodus aufgenommen. Die Bilder von S. aureus zeigten, dass die Population nach Zonen mit Kokkenaggregaten verteilt war (Abbildung 1A). Mit zunehmender Größe wurden die Populationsverteilung und die Morphologie der Kokken besser bewertet (Abbildung 1B). Die Mikroskopie...

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Diskussion

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Die Mikroskopie ist eine Technik, die häufig in biologischen Laboratorien verwendet wird und die Untersuchung der Struktur, Größe, Morphologie und zellulären Anordnung biologischer Proben ermöglicht. Um diese Technik zu verbessern, können verschiedene Arten von Mikroskopen verwendet werden, die sich in ihren optischen oder elektronischen Eigenschaften voneinander unterscheiden, die das Auflösungsvermögen des Instruments bestimmen.

In der wissenschaftlichen Forschung ist der Einsatz der Mikrosk...

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Offenlegungen

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Die Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte haben.

Danksagungen

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Ramiro Muniz-Diaz bedankt sich bei CONACyT für das Stipendium.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
AFM EasyScan 2NanoSurfabgekündigtMessmedien
bakteriologische SchleifeKeine Aplikanicht anwendbarInstrument zur bakteriellen Inokulation
BigDye Terminator v3.1ThermoFisher Scientific4337455Matrix Einbaukit
Bioeditnicht anwendbarVersion 7.2.5Sequenz-Alignment-Editor
Cary 60 SpektrometerAgilent Technologiesnicht anwendbar
CeftriazonMercknicht anwendbar
Antibiotika-ZentrifugeEppendorfnicht anwendbar zurEntfernung von Partikeln, die das AFM stören
ContAI-G Silizium CantileverBudgetSensorsContAl-G-10Messgeräte
Eosin und Methylenblau-AgarMercknicht anwendbarBakterienkulturmedium
Escherichia coliAmerican Type Culture CollectionATCC 25922Bakterienstamm
GoTaq Flexi DNA-PolymerasePromegaM8295PCR von 16S rRNA
Gen-MikroplatteThermo Scientific10558295für die Mikrodilutionsanalyse
Mü ller-Hinton BouillonMercknicht anwendbarNährmedium
NähragarMercknicht anwendbarBakterienkulturmedium
nahrhafte BrüheMercknicht anwendbarBakterienkulturmedium
Petrischalennicht anwendbarnicht anwendbar Wachstumvon Bakterien
Pseudomonas hunanensis 9APnicht anwendbarnicht anwendbar isoliertaus der Knoblauchknolle durch CNRG
Sanger-SequenzierungMacrogennicht anwendbarSequenzierungsservice
ScienceDesk Anti-Vibrations-WorkstationThorLabs
Objektträgernicht anwendbarnicht anwendbarGlashalter für die Analyse von Bakterienproben
Staphylococcus aureusAmerican Type Culture CollectionATCC 25923Bakterienstamm
ThermalcyclerApplied BiosystemsVeriti-4375786PCR-Amplifikation
Trypticasein-Soja-AgarBDBA-256665
Wachstumsmedien UltraschallgerätCole-Parmer Ultraschallprozessor, 220 VACnicht anwendbarzum Mischen der Nanopartikelverdünnungen
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Referenzen

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