Gentechnisch veränderte Plasmodium berghei Sporozoiten

Summary

Malaria wird durch Inokulation des Sporozoitenstadiums von Plasmodium durch infizierte Stechmücken übertragen. Transgenes Plasmodium hat es uns ermöglicht, die Biologie der Malaria besser zu verstehen und hat direkt zur Entwicklung von Malaria-Impfstoffen beigetragen. In dieser Arbeit beschreiben wir eine optimierte Methodik zur Generierung transgener Plasmodium berghei-Sporozoite.

Abstract

Malaria ist eine tödliche Krankheit, die durch den Parasiten Plasmodium verursacht wird und durch den Stich weiblicher Anopheles-Mücken übertragen wird. Das Sporozoitenstadium von Plasmodium , das von Stechmücken in der Haut von Wirbeltierwirten abgelagert wird, durchläuft eine Phase der obligatorischen Entwicklung in der Leber, bevor die klinische Malaria beginnt. Wir wissen wenig über die Biologie der Plasmodienentwicklung in der Leber; Der Zugang zum Sporozoitenstadium und die Fähigkeit, solche Sporozoiten genetisch zu modifizieren, sind entscheidende Werkzeuge für die Untersuchung der Art der Plasmodium-Infektion und der daraus resultierenden Immunantwort in der Leber. In dieser Arbeit stellen wir ein umfassendes Protokoll zur Generierung von transgenen Plasmodium berghei-Sporozoiten vor. Wir verändern P. berghei im Blutstadium genetisch und verwenden diese Form, um Anopheles-Mücken zu infizieren, wenn sie eine Blutmahlzeit zu sich nehmen. Nachdem sich die transgenen Parasiten in den Mücken entwickelt haben, isolieren wir das Sporozoitenstadium des Parasiten aus den Speicheldrüsen der Mücken für in vivo und in vitro Experimente. Wir demonstrieren die Validität des Protokolls durch die Generierung von Sporozoiten eines neuen Stammes von P. berghei , der die Untereinheit 11 (GFP₁₁) des grün fluoreszierenden Proteins (GFP) exprimiert, und zeigen, wie es zur Untersuchung der Biologie der Malaria im Leberstadium verwendet werden kann.

Introduction

Trotz Fortschritten in der Entwicklung von Medikamenten und der Forschung zur Malariaprävention und -behandlung ist die weltweite Krankheitslast durch Malaria nach wie vor hoch. Mehr als eine halbe Million Menschen sterben jedes Jahr an Malaria, wobei die höchste Sterblichkeitsrate bei Kindern beobachtet wird, die in Malaria-endemischen Regionen wie Afrika südlich der Sahara leben¹. Malaria wird durch den Parasiten Plasmodium verursacht, der durch den Stich weiblicher Anopheles-Mücken, die den Parasiten in ihren Speicheldrüsen tragen, auf den Menschen übertragen wird. Das infektiöse Stadium der Plasmodien - die Sporozoiten - lagern sich während einer Blutmahlzeit in der Haut der Wirbeltierwirte ab und wandern durch den Blutkreislauf, um Leberzellen zu infizieren, wo sie sich vor der Infektion der Erythrozyten obligatorisch entwickeln (prä-erythrozytäre Malaria). Die Infektion der Erythrozyten löst das Blutstadium der Malaria aus und ist für die Gesamtheit der mit der Krankheit verbundenen Morbidität und Mortalität verantwortlich ^2,3.

Die obligate Natur der präerythrozytären Entwicklung von Plasmodium hat es zu einem attraktiven Ziel für die prophylaktische Entwicklung von Impfstoffen und Medikamenten gemacht⁴. Eine Voraussetzung für die Erforschung der Biologie der präerythrozytären Malaria sowie für die Entwicklung von Impfstoffen oder Medikamenten, die auf das Leberstadium abzielen, ist der Zugang zu Plasmodium-Sporozoiten. Darüber hinaus war unsere Fähigkeit, genetisch veränderte Plasmodium-Sporozoiten zu erzeugen, maßgeblich für den Erfolg solcher Forschungsbemühungen 5,6,7,8,9. Transgene Plasmodiumlinien, die fluoreszierende oder lumineszierende Reporterproteine exprimieren, haben es uns ermöglicht, ihre Entwicklung in vivo und in vitro zu verfolgen ^10,11. Genetisch abgeschwächte Parasiten (GAPs), die durch die Deletion mehrerer Gene in Plasmodium erzeugt werden, gehören ebenfalls zu den vielversprechendsten Impfstoffkandidaten^12,13.

Malariamodelle von Nagetieren und nicht-menschlichen Primaten haben uns geholfen, die Mechanismen der Wirt-Parasiten-Interaktionen bei der menschlichen Malaria zu verstehen, da die Plasmodium-Arten Ähnlichkeiten in Biologie und Lebenszyklus aufweisen¹⁴. Die Verwendung von Plasmodium-Spezies, die Nagetiere, aber nicht den Menschen infizieren (z. B. P. berghei), ermöglicht die Aufrechterhaltung des gesamten Parasitenlebenszyklus und die Generierung infektiöser Sporozoiten für die Untersuchung von Malaria im Leberstadium in einer kontrollierten Umgebung der Biosicherheitsstufe 1. Für die Generierung von transgenen Plasmodium-Parasiten im Blutstadium¹⁵, die Infektion von Stechmücken¹⁶ und die Isolierung von Sporozoiten¹⁷ gibt es bereits eine Vielzahl separater Protokolle. In dieser Arbeit skizzieren wir ein umfassendes Protokoll, das diese Methoden kombiniert, um transgene P. berghei-Sporozoite am Beispiel des neuartigen transgenen Stammes PbGFP₁₁ zu generieren und zu isolieren. PbGFP 11 transportiert den 11. β-Strang des grün fluoreszierenden Super-Ordner-Proteins (GFP), GFP₁₁, in die parasitophore Vakuole (PV), die in den Wirtshepatozyten erzeugt wird. PbGFP₁₁ wird in Verbindung mit transgenen Hepatozyten (Hepa1-6-Hintergrund) verwendet, die Reste exprimieren, die das GFP 1-10-Fragment (GFP 1-10) im Zytoplasma bilden (Hepa-GFP-1-10-Zellen). PbGFP₁₁ berichtet über die PV-Lyse in den Wirtshepatozyten durch Selbstkomplementierung und die Neubildung von funktionellem GFP und dem grünen Fluoreszenzsignal¹⁸. Bemerkenswert ist, dass GFP 11 als eine Reihe von sieben Tandemsequenzen in PbGFP₁₁ kodiert ist, um das resultierende Fluoreszenzsignal zu verstärken. Durch die Färbung von PbGFP₁₁ Sporozoiten mit dem zytoplasmatischen Farbstoff CellTrace Violet (CTV) können wir die Parasiten verfolgen. Die Lyse solcher CTV-gefärbten intrazellulären Parasiten selbst führt zu einem Austritt von CTV in das Zytoplasma der Wirtszelle und zur Färbung der Wirtszelle. Neben der Visualisierung und Unterscheidung der Lyse von Plasmodium PV und/oder des Parasiten in Wirtshepatozyten kann dieses System zuverlässig verwendet werden, um die für einen dieser Prozesse verantwortlichen Immunwege durch die genetische oder therapeutische Störung der molekularen Komponenten solcher Signalwege zu untersuchen.

Protocol

Alle Forschungen mit Wirbeltieren in unserem Labor wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Protokollen der University of Georgia zur Verwendung von Tieren durchgeführt.

1. Generierung von P. berghei-infizierten Mäusen

1. Initiierung einer Infektion im Blutstadium bei männlichen oder weiblichen, 6-8 Wochen alten C57BL/6 (B6)-Mäusen unter Verwendung von Wildtyp-P. berghei-Parasiten. Zu diesem Zweck wird kryokonserviertes P. berghei-infiziertes Blut (2 x 10⁵ infizierte Erythrozyten), rekonstituiert in 400 μl phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), in eine oder zwei Spendermäuse intraperitoneal (i.p.) übertragen.
2. Frisches Blut, das durch retroorbitale Blutungen von den Spendermäusen 5 Tage nach der Infektion (d.p.i.) entnommen wurde, wurde in zwei naive B6-Mäuse übertragen. Dazu werden 200 μl Blut entnommen, mit 300 μl PBS rekonstituiert und 200 μl i.p. in die Empfängermäuse injiziert. Stellen Sie sicher, dass die Parasitämie bei den Spendern zu diesem Zeitpunkt 2%-5%^19,20 beträgt.
3. Überwachen Sie die Parasitämie wie zuvor beschrieben^19,20, beginnend mit 2 d.p.i. bei den Empfängern. Wenn die Parasitämie zwischen 3 % und 5 % (ca. 5 d.p.i.) liegt, werden die Empfängermäuse eingeschläfert und dann Blut durch Herzpunktion oder retroorbitale Blutung entnommen. Euthanasieren Sie die Mäuse durch Kohlendioxid-Inhalation mit anschließender Zervixluxation oder gemäß den institutionellen Richtlinien.
   HINWEIS: Sobald die Parasitämie 5% überschreitet, kann die Transfektionseffizienz aufgrund der erhöhten Prävalenz von mehrfach infizierten Erythrozyten reduziert sein.

2. Generierung von Schizonten in der Kultur

1. Blut von den infizierten Mäusen in Schritt 1.3 (insgesamt ca. 2 ml von zwei Mäusen) in 5 ml Alsever-Lösung (siehe Materialtabelle) in einer sterilen Umgebung sammeln. Die Schritte 2.1 bis 3.12 sind unter sterilen Bedingungen durchzuführen.
   HINWEIS: Zu den sterilen Bedingungen gehören das Tragen von Handschuhen, das Abwischen von Handschuhen und Oberflächen mit 70 % Ethanol, die Verwendung steriler Verbrauchsmaterialien und Materialien sowie die Arbeit in einer Biosicherheitswerkbank.
2. Das Blut wird 8 min lang bei 450 x g bei Raumtemperatur (RT) zentrifugiert. Verwerfen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Zellpellet in 10 ml vollständigem RPMI-Medium (RPMI 1640 mit 20 % fötalem Kälberserum [FBS] und 1 % Penicillin-Streptomycin, v/v).
3. 8 min bei 450 x g bei RT zentrifugieren. Das Pellet wird in 25 ml vollständigem RPMI-Medium resuspendiert und in einen T75-Kulturkolben mit Filterkappe überführt.
4. In einen Inkubator bei 36,5 °C und 5 % CO₂ geben und dabei vorsichtig schütteln, um die Zellen 16 Stunden lang in der Schwebe zu halten.
5. Prüfen Sie nach 16 Uhr, ob sich ein Schizont entwickelt. Dazu werden 500 μl der Probe entnommen, 8 min lang bei 450 x g zentrifugiert, das Pellet in 10 μl vollständiger RPMI-Medien resuspendiert und ein dünner Blutausstrich vorbereitet. Färben Sie den Blutausstrich mit der Giemsa-Färbung¹⁹ (siehe Materialtabelle) und bestimmen Sie die Häufigkeit von Schizonten (Abbildung 1).
6. Für eine optimale Transfektionseffizienz sollten sich 60%-70% der Parasiten im schizonten Stadium befinden. Wenn weniger als dieser Schwellenwert festgestellt wird, setzen Sie die Kultivierung wie in Schritt 2.4 fort und überprüfen Sie stündlich, ob der oben genannte Schwellenwert überschritten wird, bevor Sie fortfahren.

3. Transfektion von Plasmodium-Schizonten

1. Bereiten Sie einen Gradientenzentrifugationspuffer vor, indem Sie 13 ml Dichtegradienten-Stammmedium (siehe Materialtabelle) mit 1,44 ml 1,5 M NaCl und 5,6 ml 0,15 M NaCl in einem 50-ml-Zentrifugationsröhrchen rekonstituieren.
2. 25 ml Blutkultur in ein frisches 50-ml-Zentrifugationsröhrchen überführen. Tragen Sie vorsichtig 20 ml Gradientenzentrifugationspuffer mit einer schmalen Glaspipette auf den Boden des Zentrifugationsröhrchens, um eine Gradientensäule zu erzeugen. Achten Sie darauf, die flüssigen Schichten und Grenzflächen nicht zu stören und sorgen Sie für eine klare Trennung zwischen Puffer und Medien.
3. Zentrifugieren Sie 20 Minuten lang bei 450 x g ohne Unterbrechung bei RT. Entfernen Sie mit einer Pasteurpipette vorsichtig die Schizontschicht¹⁵ , die sich an der Grenzfläche zwischen dem Nährmedium und dem Gradientenzentrifugationspuffer befindet, und geben Sie sie in ein neues 50-ml-Zentrifugationsröhrchen.
4. Resuspendieren Sie die isolierten Schizonten in vollständigen RPMI-Medien und erhöhen Sie das Gesamtvolumen auf 40 ml. Bei 450 x g 8 min bei RT zentrifugieren und den Überstand verwerfen.
5. Resuspendieren Sie die Schizonten in 10 ml vollständigem RPMI-Medium. Dann wird 1 ml dieser Lösung für jede Transfektion in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen überführt und 5 s lang bei 16.000 x g zentrifugiert, um die infizierten Erythrozyten zu pelletieren. Die infizierten Erythrozyten, die auf die oben beschriebene Weise von zwei Mäusen abgeleitet wurden, können für bis zu 10 separate Transfektionen verwendet werden.
6. Kombinieren Sie 100 μl des Elektroporationspuffers (Nukleofektorlösung aus dem Elektroporationskit; siehe Materialtabelle) bei RT mit 5 μg zirkulärer oder linearisierter Zielplasmid-DNA (in bis zu einem Maximum von 10 μl Volumen), je nach anwendbar für jede Transfektion in separaten 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen. Eine "No-Plasmid"-Probe muss als Kontrolle für die Transfektion und die Antibiotikaauswahl eingeschlossen werden.
7. Der Überstand wird nach der Zentrifugation aus Schritt 3.5 entfernt und die infizierten Erythrozyten vorsichtig in der hergestellten Nukleofektorlösung + Plasmid-DNA (aus Schritt 3.6) resuspendiert.
8. Die Suspension (Nukleofektorlösung + Plasmid + Schizonten; maximal 110 μl) wird in Elektroporationsküvetten überführt. Transfektion mit einem geeigneten Nukleofektorprogramm (U-033, siehe Materialtabelle).
   HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Schritte 3.8 bis 3.10 bei RT ausgeführt werden.
9. Geben Sie 100 μl des vollständigen RPMI-Mediums in die Küvette und überführen Sie die gesamte Lösung (jetzt 200 μl Gesamtvolumen) in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen und bewahren Sie es bei RT auf.
10. Injizieren Sie die 200-μl-Lösung transfizierter Parasiten intravenös (i.v.) in Mäuse, um die Zeit zwischen der Transfektion und der endgültigen Injektion in Mäuse zu minimieren.
    HINWEIS: Transfizierte Schizonten werden weniger als 5 Minuten nach der Elektroporation in Mäuse injiziert, um die Effizienz des Protokolls zu maximieren.

4. Auswahl der transfizierten Parasiten

1. Überprüfen Sie die Parasitämiewerte bei den Mäusen, die täglich ab 2 d.p.i. mit den transfizierten Schizonten geimpft wurden, um die Infektion zu überprüfen.
2. Sobald die Infektion verifiziert ist, beginnen Sie mit der Auswahl des Arzneimittels durch orale Verabreichung des Arzneimittels in Trinkwasser, das ad libitum angeboten wird.
   HINWEIS: Pyrimethamin wurde als selektierbarer Wirkstoffmarker für das Plasmid verwendet. In diesem Fall wurden 17,5 mg Pyrimethamin zu 250 ml sauberem Wasser (Endkonzentration von 70 mg/l) gegeben. Zusätzlich wurden diesem Wasser 10 g Zucker zugesetzt, um die Mäuse zu einem ausreichenden Verzehr des Pyrimethamin-haltigen Wassers zu ermutigen.
3. Überwachen Sie die Parasitämie alle zwei Tage mit Blutausstrichen mit 5 μl Blut, beginnend 6 Tage nach Beginn der Pyrimethamin-Behandlung. Das Fehlen nachweisbarer Parasiten nach 15 Tagen deutet auf eine fehlgeschlagene Transfektion hin; Initiieren Sie in diesem Fall den Prozess ab Schritt 1.1 erneut, um einen neuen Versuch zu starten.
4. Wenn die Parasitämie mindestens 1 % erreicht, werden die Parasiten auf naive B6-Mäuse übertragen, um Parasitenvorräte im Blutstadium zu bilden. Setzen Sie die Selektion in den neu infizierten Mäusen fort, bis die Parasitämie 2%-5% erreicht, woraufhin die Bestände erzeugt und kryokonserviert^{werden 21}.

5. Infektion von Stechmücken mit den transgenen Linien

1. Infizieren Sie B6-Mäuse mit 200 μl Blut, das die ausgewählten Parasiten enthält (2 x 10⁵ infizierte Erythrozyten/Maus, i.v.). Bestimmen Sie die Parasitämie bei diesen Mäusen am Tag der Mückenfütterung und -infektion. Eine Parasitämie zwischen 2%-5% ist optimal für die Infektion von Mücken. Nach der Verifizierung ist die Infektion gemäß den Schritten 5.2-5.4 sofort auf die weiblichen Anopheles-stephensi-Mücken zu übertragen.
   HINWEIS: Inkubatoren, die infektiöse Mücken enthalten, sollten bei 20,5 °C, 80 % Luftfeuchtigkeit und einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus (Licht zwischen 07:00 und 19:00 Uhr eingeschaltet) aufbewahrt werden.
2. Am Tag vor der Mückeninfektion trennen Sie die weiblichen Mücken, indem Sie eine Wärmequelle auf den Käfig legen, der sowohl männliche als auch weibliche Mücken enthält, z. B. eine dünne Plastikblase oder einen Handschuh, der mit Wasser gefüllt ist, das auf 37 °C erhitzt wird. Entfernen Sie die weiblichen Mücken, die von der Wärmequelle angezogen werden, mit einem Insektensauger und bringen Sie sie zur Infektion in einen separaten, kleineren Käfig.
   HINWEIS: Männliche Mücken können von weiblichen Mücken durch ihre leicht reduzierte Körpergröße und ihre gefiederten Fühler unterschieden werden.
3. Injizieren Sie den infizierten Mäusen ein Vollnarkosemittel (z. B. 2% Tribromethanol/Avertin). Sorgen Sie für eine vollständige Anästhesie, indem Sie das Fußpolster jeder Maus fest zusammendrücken. Wenn sie nicht reagieren, sind sie ausreichend sediert und bereit, die Infektion auf Mücken zu übertragen.
4. Legen Sie die betäubten Mäuse auf die weiblichen Mücken im Käfig (aus Schritt 5.2) unter Brustbeinlage. Spreizen Sie die Vorder- und Hinterbeine manuell, um die größte Oberfläche für die Mückenfütterung zu schaffen. Lassen Sie die infizierten Mäuse insgesamt 15 Minuten lang über jedem Käfig und überprüfen Sie alle 5 Minuten, ob die Mäuse nicht wach sind. Sobald die Fütterung abgeschlossen ist, euthanasieren Sie die Mäuse durch Gebärmutterhalsverrenkung oder gemäß dem institutionellen Tierverwendungsprotokoll und entsorgen Sie sie sicher.

6. Sammlung von Sporozoiten

1. Untersuchen Sie den Mitteldarm der Mücke auf Oozysten bei etwa 10 d.p.i., um eine erfolgreiche Infektion und die Entwicklung von Plasmodium in den Mücken zu überprüfen. Isolieren Sie die Mitteleingeweide der Mücken vom Bauchraum, indem Sie das terminale Bauchsegment mit einer Zange entfernen. Visualisieren Sie den Mitteldarm unter polarisiertem Licht auf das Vorhandensein von Oozysten²².
2. Es wird erwartet, dass Wildtyp-Sporozoiten 18-21 Tage nach dem Fressen infizierter Mäuse in den Speicheldrüsen von Mücken vorhanden sind. Sezieren Sie am 18. Tag 5-10 Mücken, um die Anzahl der Sporozoiten zu bestimmen.
   HINWEIS: Mücken werden in Ethanol gewaschen und getötet. Anschließend werden tote Mücken zweimal mit PBS gewaschen, um Ablagerungen vor dem Sezieren zu entfernen.
3. Um die Sporozoiten zu isolieren und zu zählen, entfernen Sie vorsichtig den Kopf der Mücke und üben Sie dabei mit einer Pinzette oder einer feinen Präpariernadel Druck auf den Mückenthorax aus. Die Speicheldrüsen bleiben am entfernten Kopf befestigt (Abbildung 2).
4. Entfernen Sie alle zusätzlichen Mückenreste aus den Speicheldrüsen und geben Sie sie in ein Mikrozentrifugenröhrchen mit 400 μl Mückendissektionsmedium (modifiziertes Ealge-Medium [DMEM] von Dulbecco mit 1 % Mausserum, 100 U/ml Penicillin und 100 μg/ml Streptomycin; siehe Materialtabelle).
5. Brechen Sie die isolierten Speicheldrüsen auf, indem Sie sie 15-20 Mal durch eine 30-G-Nadelspritze führen. Geben Sie 10 μl der gestörten Speicheldrüsen in Mückendissektionsmedien in ein Hämozytometer und zählen Sie. Resuspension in der gewünschten Konzentration von Mücken-Dissektionsmedien oder PBS zur Injektion in Mäuse, zur Inokulation in Zellkulturen oder zur Langzeit-Kryokonservierung^23,24.

Results

Die Bestimmung der Häufigkeit und Entwicklung von Schizonten ist entscheidend, um sicherzustellen, dass sich genügend lebensfähige Parasiten im optimalen Stadium für die Transfektion befinden. Unreife Schizonten können von voll ausgereiften Schizonten durch das Vorhandensein von weniger Merozoiten unterschieden werden, die nicht den gesamten intrazellulären Raum des Erythrozyten ausfüllen (Abbildung 1B). Es ist wichtig zu beachten, dass bei der Herstellung von Blutausstrichen aus kultivierte...

Discussion

Wir haben das obige Protokoll in unserem Labor verwendet, um mehrere Linien transgener P. berghei-Parasiten zu erzeugen. Obwohl dieses Protokoll für P. berghei optimiert ist, haben wir dieses Protokoll auch erfolgreich zur Generierung transgener P. yoelii-Sporozoite verwendet . Nach Injektion der transfizierten Schizonten in Mäuse sind die Parasiten in der Regel spätestens nach 3 d.p.i. in allen Gruppen nachweisbar, einschließlich der Kontrolle ohne Plasmid. Mit der Selektion wird erst begonnen...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
30 G x 1/2" Spritzennadel	Exel international	26437
Alsever's Lösung	Sigma-Aldritch	A3551-500ML
Amaxa Basic Parasite Nucleofector Kit 2	Lonza	VMI-1021
Avertin (2,2,2-Tribromethanol)	TCI America	T1420
Blutentnahmeröhrchen	BD bioscience	365967	für die Serumentnahme
C-Chip Einweg-Hämatozytometer	INCYTO	DHC-N01-5
CellVeiw Zellkulturschale	Greiner Bio-One	627860
Zentrifuge 5425	Eppendorf	5405000107
Zentrifuge 5910R	Eppendorf	5910R	Für Gradientenzentrifugation
Delta Vision II - Inverses Mikroskopsystem	Olympus	IX-71
Dimethylsulfoxid	Sigma	D5879-500ml
Fötales Rinderserum	GenClone	25-525
GFP11 Plasmid	Kurup Lab	pSKspGFP11	Erzeugt aus PL0017 Plasmid
Giemsa Stain	Sigma-Aldritch	48900-1L-F
Hepa GFP1-10	Zellen Kurup Lab	Hepa GFP1-10	Erzeugt aus Hepa 1-6 Zellen (ATCC Cat# CRL-1830)
Mausserum			Zur Verwendung von Mückendissektionsmedien
NaCl	Millipore-Sigma	SX0420-5	1,5 M und 0,15 M für Percoll-Lösung
Nucleofector II	Amaxa Biosystems (Lonza)		Programm U-033 zur Elektroporation von Erythrozyten
Pasteurpipette	VWR	14673-043
Penicillin/Streptomycin	Sigma-Aldritch	P0781-100ML
Percoll (Density Gradient Stock Medium)	Cytivia	17-0891-02	Details im Protokoll
PL0017 Plasmid	BEI Resources	MRA-786
Pyrimethamin (zur oralen Verabreichung)	Sigma	46706	Details zur Zubereitung: Fügen Sie 17,5 mg Pyrimethamin zu 2,5 mL DMSO hinzu. Wirbel, falls erforderlich, um sich vollständig aufzulösen; Passen Sie den pH-Wert von 225 ml dH2O mit HCL auf 4 an. Pyrimethamin in DMSO zum Wasser geben und auf 250 ml bringen. Fügen Sie 10 g Zucker hinzu, um den regelmäßigen Konsum von betäubtem Wasser zu fördern. Pyrimethamin ist lichtempfindlich. Verwenden Sie bei der Behandlung von Mäusen eine dunkle Flasche oder eine mit Aluminiumfolie überzogene Flasche.
RPMI 1640	Corning	15-040-CV
SoftWoRx Mikroskopie-Software	Applied Precision	v6.1.3