Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Hochauflösende Fluoro-Respirometrie der Skelettmuskulatur von Pferden

1.6K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/65075

⸱

3. Februar 2023

 , 
1Department of Physiological Sciences, Oklahoma State University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Pferde verfügen über eine außergewöhnliche aerobe Trainingskapazität, was die Skelettmuskulatur von Pferden zu einem wichtigen Gewebe sowohl für die Untersuchung der Trainingsphysiologie von Pferden als auch für die mitochondriale Physiologie von Säugetieren macht. Dieser Artikel beschreibt Techniken zur umfassenden Beurteilung der mitochondrialen Funktion in der Skelettmuskulatur von Pferden.

Zusammenfassung

Die Funktion der Mitochondrien - oxidative Phosphorylierung und die Bildung von reaktiven Sauerstoffspezies - ist sowohl für die Gesundheit als auch für die Krankheit von entscheidender Bedeutung. Daher ist die Messung der mitochondrialen Funktion von grundlegender Bedeutung für die biomedizinische Forschung. Die Skelettmuskulatur ist eine robuste Quelle für Mitochondrien, insbesondere bei Tieren mit einer sehr hohen aeroben Kapazität, wie z. B. Pferden, was sie zu idealen Objekten für die Untersuchung der mitochondrialen Physiologie macht. Dieser Artikel demonstriert die Verwendung von hochauflösender Respirometrie mit gleichzeitiger Fluorometrie mit frisch entnommenen Mitochondrien der Skelettmuskulatur, um die Fähigkeit zur Oxidation von Substraten in verschiedenen mitochondrialen Zuständen zu quantifizieren und die relativen Kapazitäten verschiedener Elemente der mitochondrialen Atmung zu bestimmen. Tetramethylrhodaminmethylester wird verwendet, um die Produktion des mitochondrialen Membranpotentials zu demonstrieren, das sich aus der Substratoxidation ergibt, einschließlich der Berechnung der relativen Effizienz der Mitochondrien durch Berechnung des relativen Membranpotentials, das pro Einheit des gleichzeitigen Sauerstoffflusses erzeugt wird. Die Umwandlung von ADP in ATP führt zu einer Änderung der Magnesiumkonzentration in der Reaktionskammer, die auf unterschiedliche Affinitäten der Adenylate zu Magnesium zurückzuführen ist. Daher kann Magnesiumgrün verwendet werden, um die Rate der ATP-Synthese zu messen, was eine weitere Berechnung der oxidativen Phosphorylierungseffizienz (Verhältnis von Phosphorylierung zu Oxidation [P/O]) ermöglicht. Schließlich ermöglicht die Verwendung von Amplex UltraRed, das in Kombination mit Wasserstoffperoxid ein fluoreszierendes Produkt (Resorufin) erzeugt, die Quantifizierung der Produktion von reaktiven Sauerstoffspezies während der mitochondrialen Atmung sowie die Beziehung zwischen ROS-Produktion und gleichzeitiger Atmung. Diese Techniken ermöglichen die robuste Quantifizierung der mitochondrialen Physiologie unter einer Vielzahl unterschiedlicher simulierter Bedingungen und geben so Aufschluss über den Beitrag dieser kritischen zellulären Komponente zu Gesundheit und Krankheit.

Einleitung

Die Mitochondrien eukaryotischer Zellen produzieren den Großteil des ATP, das von den Zellen für Arbeit und Wartung verwendet wird1. Ein wichtiger Schritt in der mitochondrialen Produktion von ATP ist die Umwandlung von Sauerstoff in Wasser, und daher wird die Stoffwechselkapazität der Mitochondrien und der zugehörigen Zellen häufig durch die Messung des Sauerstoffverbrauchs quantifiziert2. Die mitochondriale Physiologie ist jedoch komplexer als der einfache Prozess des Sauerstoffverbrauchs, und die ausschließliche Abhängigkeit von diesem Endpunkt ermöglicht eine unvollständige Bewertung der Auswirkungen der mitochondrialen Funktion und Dysfunktion auf die Zellgesundheit. Die vollständige Charakterisierung der mitochondrialen Funktion erfordert nicht nur die Beurteilung des Sauerstoffverbrauchs, sondern auch der Produktion von ATP sowie reaktiven Sauerstoffspezies (ROS).

Zusätzliche Messungen wichtiger mitochondrialer Funktionen können gleichzeitig mit der Messung der Atmung durch den Einsatz spezifischer Fluorophore durchgeführt werden. Tetramethylrhodaminmethylester (TMRM) ist ein kationischer Fluorophor, der sich in der mitochondrialen Matrix proportional zum mitochondrialen Transmembranspannungspotential anreichert, was aufgrund dieser Akkumulation zu einer Abnahme der Fluoreszenzintensität führt3. TMRM kann als Indikator für relative Änderungen des mitochondrialen Membranpotentials verwendet werden, oder kann verwendet werden, um präzise Änderungen der Transmembranspannung mit zusätzlichen Experimenten zu quantifizieren, um Konstanten zu bestimmen, die eine Umwandlung des Fluoreszenzsignals in mV ermöglichen. Magnesiumgrün (MgG) ist ein Fluorophor, der fluoresziert, wenn er an Mg2+ gebunden ist, und wird für Messungen der ATP-Synthese verwendet, die auf der differentiellen Affinität von ADP und ATP für das zweiwertige Magnesiumkation4 basieren. Die Forscher müssen die spezifischen Affinitäts-/Dissoziationskonstanten (Kd) sowohl für ADP als auch für ATP unter bestimmten analytischen Bedingungen bestimmen, um die Änderungen der MgG-Fluoreszenz in eine Änderung der ATP-Konzentration umzuwandeln. Amplex UltraRed (AmR) ist der Fluorophor, der zur Messung der Produktion von Wasserstoffperoxid und anderen ROS während der mitochondrialen Atmung verwendet wird5. Durch die Reaktion zwischenH2O2und AmR (das durch Meerrettichperoxidase katalysiert wird) entsteht Resorufin, das durch Fluoreszenz bei 530 nM nachweisbar ist. Jeder dieser Assays kann einzeln zu Assays der mitochondrialen Atmung in Echtzeit hinzugefügt werden, um gleichzeitige Messungen der jeweiligen Aspekte der mitochondrialen Physiologie zu ermöglichen und so eine direkte Verbindung zwischen Atmung und mitochondrialem Output herzustellen.

Pferde sind in der Lage, einen sehr hohen massespezifischen Sauerstoffverbrauch zu erzielen, was zum Teil auf den sehr hohen mitochondrialen Gehalt der Skelettmuskulatur von Pferden zurückzuführen ist, was dieses Gewebe für die Untersuchung der mitochondrialen Physiologie von großer Bedeutung macht. Mit der Entwicklung der hochauflösenden Respirometrie haben Studien mit dieser neuartigen Technologie dazu beigetragen, den Beitrag der Mitochondrien der Skelettmuskulatur von Pferden sowohl zur bemerkenswerten körperlichen Leistungsfähigkeit von Pferden als auch zur Pathophysiologie von Skelettmuskelerkrankungen zu definieren 6,7,8,9,10,11,12,13,14 . Untersuchungen der mitochondrialen Funktion der Skelettmuskulatur von Pferden sind besonders vorteilhaft, da die Gewinnung großer Mengen dieses Gewebes nicht terminal ist. So können Pferde nicht nur ausreichend Gewebe für die vollständige Charakterisierung der mitochondrialen Funktion bereitstellen, sondern auch als Längsschnittkontrollen für qualitativ hochwertige, mechanistische Studien zur mitochondrialen Physiologie dienen. Aus diesem Grund wurden zusätzliche Assays zur Quantifizierung des mitochondrialen Membranpotentials, der ATP-Synthese und der Produktion von ROS entwickelt, die die Messung des Sauerstoffverbrauchs in diesem Gewebe ergänzen, um eine robustere Charakterisierung der mitochondrialen Physiologie in der Skelettmuskulatur von Pferden zu ermöglichen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Diese Studie wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee der Oklahoma State University genehmigt. Vier Vollblutwallache (17,5 ± 1,3 Jahre, 593 ± 45 kg) wurden in dieser Studie verwendet, um die repräsentativen Ergebnisse zu generieren.

1. Entnahme einer Skelettmuskelbiopsie

  1. Entnahme von Skelettmuskelbiopsien (sterile Technik) aus der Mitte des Semitendinosusmuskels (oder eines anderen Muskels von Interesse) unter Verwendung einer 12-G-Biopsienadel des University College Hospital (UCH) (siehe Materialtabelle) unter leichter Sedierung und unter örtlicher Betäubung nach einem zuvor veröffentlichten Bericht11.
  2. Die Biopsieproben werden sofort in Durchstechflaschen mit eiskalter Biopsie-Transportmedienlösung (2,77 mM CaK2-EGTA, 7,23 mM K 2-EGTA, 20 mM Imidazol, 20 mM Taurin, 50 mM K-MES, 0,5 mM Dithiothreitol, 6,56 mM MgCl 2, 5,77 mM ATP und 15 mM Phosphokreatin, eingestellt auf pH 7,1; siehe Materialtabelle) überführt. Transport zur Analyse ins Labor.
    HINWEIS: In Doerrier et al.15 finden Sie spezifische Anweisungen zur Vorbereitung des Biopsie-Transportmediums.
  3. Isolieren Sie Mitochondrien aus den Biopsieproben mit einem handelsüblichen Kit gemäß den Anweisungen des Herstellers (siehe Materialtabelle). Der endgültige Lagerpuffer sollte keine Substrate wie ADP, ATP und Succinat enthalten, die Teil des Respirometrie-Assays sind.
  4. Das endgültige Pellet der isolierten Mitochondrien wird mit 80 μl Suspensionsmedien (225 mM Mannitol, 75 mM Saccharose und 1 mM EGTA; siehe Materialtabelle) pro 100 mg Muskel, der für die Isolierung der Mitochondrien verwendet wird, resuspendiert.
  5. Minimieren Sie das Intervall vom Zeitpunkt der Biopsie bis zur Isolierung der Mitochondrien und halten Sie die Proben während der gesamten Verarbeitungsschritte bei 0-4 °C, bis sie in die hochauflösenden Respirometer gegeben werden.
    HINWEIS: Vorläufige Studien haben ergeben, dass Suspensionen isolierter Mitochondrien nach ca. 2 h an Funktionsfähigkeit verlieren, wenn sie bei 0-4 °C gehalten werden.

2. Einrichten des hochauflösenden Respirometers

  1. Hochauflösende Respirometer werden verwendet, um die mitochondriale Atmung und die damit verbundenen Prozesse zu quantifizieren. Verwenden Sie das vom Hersteller bereitgestellte Software-Steuerungsprogramm (siehe Materialtabelle), um das Respirometer zu steuern, die Sensoren zu kalibrieren und Rohdaten zu erfassen. Analysieren Sie die Proben für jede Testbedingung in zweifacher Ausfertigung.
    HINWEIS: In allen Fällen basieren die empfohlenen Titrationen und endgültigen Reagenzkonzentrationen, die in diesem Protokoll beschrieben sind, auf einer 2-ml-Respirometriekammer.
  2. Bestimmen Sie den Hintergrund-O2-Fluss und den Nullpunkt desO2-Sensors alle 2-4 Wochen durch die serielle Titration von Dithionit gemäß den Anweisungen des Herstellers. Behalten Sie diese Kalibrierkonstanten für nachfolgende Assays bei, bis die Kalibrierung wiederholt wird.
    HINWEIS: Im Gegensatz zu bisher publizierten Verfahren mit permeabilisierten Muskelfasern11,12,13,16, bei denen eine Hyperoxie (250-500 μM) notwendig ist, um eine Diffusionsbegrenzung von O2 zu den Mitochondrien zu vermeiden, können isolierte Mitochondrien mit einem Bereich von 50-200 μM O2 bewertet werden. Dies kann einfach dadurch erreicht werden, dass sich das Atmungsmedium vor der Zugabe der mitochondrialen Suspension (d. h. nach täglicher Einzelpunktkalibrierung) mit der Raumluft ausgleicht. In ähnlicher Weise kann eine Reoxygenierung der Beatmungskammer durch einfaches Öffnen der Kammer erreicht werden, bis sich genügend Umgebungssauerstoff in den Respirometriemedien gelöst hat, um die Sauerstoffkonzentration auf das gewünschte Niveau zu erhöhen.
  3. Füllen Sie die Respirometerkammern mit magnesiumfreien Medien (0,5 mM EGTA, 60 mM K-Lactobionat, 20 mM Taurin, 10 mMKH2PO4, 20 mM HEPES, 110 mM Saccharose und 1 g/L Rinderserumalbumin [BSA], im Wesentlichen fettsäurefrei, eingestellt auf pH 7,1; siehe Materialtabelle).
    HINWEIS: In Komlodi et al.17 finden Sie spezifische Anweisungen zur Vorbereitung des Beatmungsmediums.
    1. Stellen Sie die Inkubationstemperatur des Instruments auf 38 °C ein, um die Basaltemperatur der Skelettmuskulatur des Pferdes darzustellen, und stellen Sie das Mischen des Beatmungsmediums auf 800 U/min ein, indem Sie einen Magnetrührer verwenden, der sich im Boden der Respirometerkammer dreht.
    2. Schalten Sie die Kammerbeleuchtung aus, um Interferenzen mit Leuchtstoffsensoren zu vermeiden.
    3. Versorgen Sie die Sauerstoffelektrode mit einer Polarisationsspannung von 800 mV und verstärken Sie das resultierende Signal mit einer Verstärkungseinstellung von 1.
    4. Notieren Sie die Sauerstoffkonzentration alle 2 s, berechnen Sie den Sauerstofffluss als negative Steigung der Sauerstoffmessung über die vorangegangenen 40 s (20 Datenpunkte) und geben Sie sie als pmol x s-1 x ml Inkubationslösung an.
  4. Kalibrieren Sie den Lambdasonden, indem Sie das Medium mit der Raumluft ausgleichen lassen. Berechnen Sie den Referenzsauerstoffpartialdruck, basierend auf dem mit dem hochauflösenden Respirometer gemessenen Luftdruck und der Standardsauerstoffkonzentration in der Atmosphäre.

3. Messung des mitochondrialen Membranpotentials mittels TMRM

  1. Verwenden Sie "grüne" Fluoreszenzsensoren (530 nm dominante Wellenlänge), um das Fluoreszenzsignal aus der Beatmungskammer zu quantifizieren. Versorgen Sie die Sensoren mit 400-500 mV; Das resultierende Signal wird mit einer Verstärkung von 1:1.000 verstärkt.
    HINWEIS: Spezifische Einstellungen müssen für einzelne Geräte optimiert werden, um das erwartete Signal innerhalb des linearen Bereichs des Sensors zu erfassen.
  2. TMRM (4 μL 1 mM Lösung für eine Endkonzentration von 2 μM; siehe Materialtabelle) vor der Zugabe von Mitochondrien zugeben.
  3. Kalibrieren Sie das Fluoreszenzsignal mit einer einfachen Zwei-Punkt-Kalibrierung des Fluoreszenzsignals (Spannung) im Vergleich zur Menge des hinzugefügten Fluorophors (mM), bevor die Mitochondrien hinzugefügt werden.
    Anmerkungen: Verwenden Sie die Kalibrierungsfunktion für Fluoreszenzsignale in der Maschinensteuerungssoftware, um dieses Signal zu kalibrieren. Es kann 30 Minuten oder länger dauern, bis sich das Rohsignal der Fluoreszenzsonde stabilisiert hat, um den zweiten Punkt der Kalibrierung aufzuzeichnen.
  4. Führen Sie die endgültige Kalibrierung des TMRM-Signals nach Abschluss des Respirometrie-Titrationsprotokolls durch, indem Sie mehrere Titrationen des Entkopplungsmittels (Carbonylcyanid-m-Chlorphenylhydrazon; 2 μl pro Titration) durchführen, bis keine weiteren Anstiege des TMRM-Fluoreszenzsignals beobachtet werden, was auf einen vollständigen Zusammenbruch des mitochondrialen Membranpotentials hinweist (Abbildung 1).
    Anmerkungen: Dieser Fluoreszenzsignalwert wird als gleich 0 mV Transmembranpotential betrachtet und als Referenzpunkt für die relativen Membranpotentialwerte verwendet, die während des Respirometrie-Titrationsprotokolls aufgezeichnet wurden.

4. Messung der ATP-Produktion mit Magnesiumgrün (MgG)

  1. Verwenden Sie "blaue" Fluoreszenzsensoren (465 nm dominante Wellenlänge), um das Fluoreszenzsignal aus der Beatmungskammer zu quantifizieren. Versorgen Sie diese Sensoren für einzelne Instrumente, um das erwartete Signal innerhalb des linearen Bereichs des Sensors zu erfassen.
  2. Führen Sie den chemischen Aufbau und die Kalibrierung des MgG-Fluoreszenzsignals nach der Zugabe der Mitochondrien, aber vor der Zugabe von Substraten durch. Geben Sie 8 μl 2 mM Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) in die Respirometriekammer, um Kationen (insbesondere Ca 2+) zu chelatisieren, die mit Mg2+ um die Bindung an MgG konkurrieren würden, und fügen Sie dann 4 μl 1 mM MgG (1,1 μM) in die Beatmungskammer hinzu.
  3. Kalibrieren Sie das rohe Fluoreszenzsignal mit sequenziellen 10 x 2 μL-Titrationen von 100 mMMgCl2 und lassen Sie zwischen den Titrationen 1 Minute zur Stabilisierung des Fluoreszenzsignals (Abbildung 2).
    HINWEIS: Dieser Prozess, der nach Abschluss des Assays offline abgeschlossen wird und Vorlagen verwendet, die vom Hersteller des Geräts und der zugehörigen Software zur Verfügung gestellt werden, erzeugt eine Kurve zweiter Ordnung von Magnesiumkonzentration zu Fluoreszenzsignal (erwartetes r2 > 0,98), die mit einer bekannten Menge ADP, die der Respirometriekammer zugesetzt wird, und den zuvor ermittelten Kd-Werten verwendet wird, um die entsprechende Konzentration von ATP11 zu bestimmen.
  4. Bestimmen Sie die Rate der ATP-Synthese, d. h. die Steigung der ATP-Konzentration im Laufe der Zeit im gesamten Protokoll (Abbildung 3).

5. Messung der mitochondrialen Produktion von ROS mit Amplex UltraRed (AmR)

  1. Verwenden Sie "grüne" Fluoreszenzsensoren (530 nm dominante Wellenlänge), um das Fluoreszenzsignal aus der Beatmungskammer zu quantifizieren. Versorgen Sie die Sensoren mit 300-400 mV; Das resultierende Signal wird mit einer Verstärkung von 1:1.000 verstärkt. Optimieren Sie spezifische Einstellungen für einzelne Instrumente, um das erwartete Signal innerhalb des linearen Bereichs des Sensors zu erfassen.
    HINWEIS: Wenn Sie Beatmungsmedien ohne MgCl 2 verwenden, sollte dies vor der Zugabe von Reagenzien für den AmR-Assay hinzugefügt werden (20-60 μl 100 mM MgCl 2, um 1-3 μM MgCl2 zu erzeugen).
  2. Führen Sie den chemischen Aufbau und die Erstkalibrierung des AmR-Assays durch, bevor Sie die Mitochondrien hinzufügen. Fügen Sie 30 μMol DTPA (6 μl einer 5-mM-Lösung) hinzu, um Kationen zu chelatisieren, die die Reaktion stören könnten, und fügen Sie dann Superoxiddismutase hinzu (2 μl einer 5.000 U/ml-Stammlösung zur Umwandlung von Superoxid-Anionen inH2O2für einen umfassenderen Nachweis der reaktiven Sauerstofferzeugung), Meerrettichperoxidase (5 μl einer 500 U/ml-Stammlösung), und Amplex UltraRed (2 μl einer 10-mM-Stammlösung) (siehe Materialtabelle) zur Herstellung von 5 U/ml, 1 U/ml bzw. 10 μM in der Respirometriekammer.
  3. Lassen Sie das Fluoreszenzsignal stabilisieren und fügen Sie dann zweimal im Abstand von etwa 5 Minuten 0,2 μMol Wasserstoffperoxid (5 μl einer täglich frisch hergestellten 40-μM-Lösung) hinzu.
    HINWEIS: Das Fluoreszenzsignal vor und nach den beiden Titrationen von H2O2 liefert eine lineare Dreipunkt-Kalibrierungskurve des Systems (erwartete r2 > 0,95), deren Steigung die Gesamtreaktionsfähigkeit des Systems bei der Meldung der Beziehung zwischen dem Fluoreszenzsignal und der Erzeugung (oder Zugabe) vonH2O2widerspiegelt. Verwenden Sie die Fluoreszenzsignalkalibrierungsfunktion in der Maschinensteuerungssoftware, um dieses Signal zu kalibrieren.
  4. Führen Sie während des gesamten Assays zusätzliche Zwei-Punkt-Kalibrierungen durch (5 μl einer täglich frisch hergestellten 40-μM-Lösung), um die Reaktionsfähigkeit des Assays anpassen zu können, wenn sich die Chemie der Respirometrie während des Assays ändert, wobei der spezifische Zeitpunkt dieser Kalibrierungspunkte im Ermessen des Prüfers liegt (Abbildung 4).

6. Messung der mitochondrialen Atmung

  1. In jede 2-ml-Inkubationskammer werden 15 μl isolierte Mitochondriensuspension (Schritt 1.4) gegeben, so dass die Ergebnisse der mitochondrialen Ausbeute von 18,75 mg Muskelmasse entsprechen. Verschließen Sie die Inkubationskammer. Verschieben Sie die Probe zwischen den einzelnen Titrationen, um eine gleichmäßige Suspension der Probe aufrechtzuerhalten.
  2. Messen Sie den Restsauerstoffverbrauch (ROX) vor der Zugabe von Substraten. Subtrahieren Sie diesen Wert (typischerweise weniger als 0,2 pmolO2 x s-1 x mL-1) von den Sauerstoffverbrauchswerten jedes Schritts im Substrat-/Entkuppler-/Inhibitor-Titrationsprotokoll 11 nach Abschluss des Protokolls.
    HINWEIS: Es ist wichtig, dass sich die Signale sowohl des Sauerstoffsensors als auch des Fluoreszenzsensors mindestens 1 Minute lang stabilisieren (gemessen an der stabilen berechneten Steigung der primären Sensorsignale), da der Gesamtatmungszustand durch die Titrationen verändert wird, um zuverlässige Ergebnisse zu erhalten. Dies gilt für alle Titrationsschritte.
  3. Verwenden Sie einen Allzweck-SUIT, der die anfängliche Charakterisierung der mitochondrialen Funktion der Skelettmuskulatur des Pferdes ermöglicht. Beginnen Sie mit sequenziellen Titrationen von Pyruvat (5 μl von 2 M wässriger Lösung), Glutamat (10 μl von 2 M wässriger Lösung) und Malat (10 μl von 0,4 M wässriger Lösung) in jede Kammer, um Nicotinamid-Adenin-Dinukleotid (NADH) herzustellen und die nicht-phosphorylierende (Leck-) Atmung zu stimulieren, unterstützt durch NADH, das durch Komplex I (LN) oxidiert wird (Abbildung 1, Abbildung 3 und Abbildung 4).
  4. Fügen Sie ADP (20 μl 500 mM wässrige Lösung; siehe Materialtabelle) hinzu, um die phosphorylierende Atmung durch Komplex I (PN) zu stimulieren.
  5. Fügen Sie Succinat (20 μl 1 M wässrige Lösung; siehe Materialtabelle) hinzu, um durch die Kombination von Komplex I und Komplex II (PN+S) eine phosphorylierende Atmung zu erzeugen.
    Anmerkungen: Bei der Kombination der Atmung durch Komplex I und Komplex II kann der Sauerstoffverbrauch hoch genug sein, um den größten Teil des im Inkubationsmedium gelösten Sauerstoffs zu verbrauchen. Wenn die O2-Konzentration unter 50 μM sinkt, reoxygenieren Sie das Inkubationsmedium, indem Sie die Inkubationskammer entsiegeln, bis die gemessene O2-Konzentration über 150 μM angestiegen ist. Wiederholen Sie diesen Schritt nach Bedarf, um genügend O 2 für die mitochondriale Atmung aufrechtzuerhalten.
  6. Fügen Sie Rotenon (2 μl 0,1 mM Ethanollösung; siehe Materialtabelle) hinzu, um den Komplex I zu blockieren. Der resultierende Sauerstofffluss repräsentiert die Fähigkeit von Komplex II, den mitochondrialen Sauerstoffverbrauch durch die Oxidation von Succinat allein (PS) zu unterstützen.
    ACHTUNG: Rotenon ist eine giftige Substanz. Verwenden Sie die Standard-Laborsicherheit und vermeiden Sie das Verschlucken oder Einatmen.
  7. Berechnen Sie den Mittelwert für eine gegebene Versuchsbedingung über einzelne Respirometriekammern, die Aliquots einer einzelnen Biopsie enthalten.
    HINWEIS: Abgeleitete Berechnungen, wie z. B. Flusskontrollverhältnisse (FCRs), sind wertvoll bei der Identifizierung relativer Änderungen in verschiedenen Pfaden und umfassen FCR-Leck (L N/P N), FCR N (P N/P N+S) und FCR S (P S/PN+S). Die berechnete oxidative Phosphorylierungseffizienz (1-LN/PN+S) liefert eine Schätzung der Gesamtauswirkungen der Leckatmung, bereinigt um die Gesamtrespirationskapazität.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Der vorgeschlagene Referenzzustand ist der eines gesunden, sesshaften Vollbluts (keine erhöhte Fitness durch Zwangsbewegung) und einer frischen Muskelprobe, die aus dem Zentrum eines Haltungsmuskels entnommen wurde, einen hohen Anteil an mitochondrienreichen Typ-I-Skelettmuskelfasern enthält und unter Bedingungen inkubiert wurde, die dem Ruhestoffwechsel nahe kommen (d. h. 38 °C und pH 7,0). Unter diesen Bedingungen kann der Untersucher mit L-N-Werten von 2,71 ± 0,90,P-N-Werten von 62,40 ± 26,22, P-N+S-Werten ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Die Hinzufügung von Fluoreszenzsignalen zum Standardausgang des hochauflösenden Respirometers liefert wertvolle Informationen über die mitochondriale Physiologie, aber eine sorgfältige Kalibrierung des Fluoreszenzsignals ist entscheidend für die Qualität der Daten. Die ursprünglichen Protokolle für die Verwendung von MgG deuten darauf hin, dass die Kalibrierkurven, die bei der Berechnung der Magnesium-Adenylat-Dissoziationskonstanten erzeugt wurden, auf nachfolgende Assays angewendet werden könnten4

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte im Zusammenhang mit diesem Manuskript.

Danksagungen

Die Autoren bedanken sich für die großzügige Unterstützung des John and Debbie Oxley Stiftungslehrstuhls für Pferdesportmedizin und der Grayson Jockey Club Research Foundation.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
ADPSigma-Aldrich (MilliporeSigma)A5285
Amplex UltraRedLife TechnologiesA36006
ATPSigma-Aldrich (MilliporeSigma)A2383
BSASigma-Aldrich (MilliporeSigma)A6003
CalciumcarbonatSigma-Aldrich (MilliporeSigma)C4830
CCCPSigma-Aldrich (MilliporeSigma)C2759
DatLab 7.0Oroboros IncSoftware zum Betrieb von O2K Fluororespirometer
DithiothreitolSigma-Aldrich (MilliporeSigma)D0632
DTPASigma-Aldrich (MilliporeSigma)D1133
EGTASigma-Aldrich (MilliporeSigma)E4378
GlutamatSigma-Aldrich (MilliporeSigma)G1626
HEPESSigma-Aldrich (MilliporeSigma)H7523
MeerrettichperoxidaseSigma-Aldrich (MilliporeSigma)P8250
WasserstoffperoxidSigma-Aldrich (MilliporeSigma)516813Muss täglich vor dem Assay frisch zubereitet werden
ImidazolSigma-Aldrich ( MilliporeSigma)I2399
K-MESSigma-Aldrich (MilliporeSigma)M8250
Magnesiumchlorid-HexahydratSigma-Aldrich (MilliporeSigma)M9272
Magnesium GrünThermo Fisher ScientificM3733
MalatSigma-Aldrich (MilliporeSigma)M1000
MannitolSigma-Aldrich ( MilliporeSigma)M9647
Mitochondrien-IsolationskitSigma-Aldrich (MilliporeSigma)MITOISO1
O2K FluororespirometerOroboros IncMehrere Einheiten erforderlich, um das gesamte Spektrum der Assays gleichzeitig durchzuführen.
PhosphokreatinSigma-Aldrich (MilliporeSigma)P7936
KaliumhydroxidSigma-Aldrich (MilliporeSigma)P1767
KaliumlactobionatSigma-Aldrich (MilliporeSigma)L2398
KaliumphosphatSigma-Aldrich (MilliporeSigma)P0662
PyruvatSigma-Aldrich (MilliporeSigma)P2256Muss täglich vor der Assay frisch zubereitet werden
RotenonSigma-Aldrich (MilliporeSigma)R8875
SuccinatSigma-Aldrich (MilliporeSigma)S2378
SaccharoseSigma-Aldrich (MilliporeSigma)84097
SuperoxiddismutaseSigma-Aldrich (MilliporeSigma)S8160
TaurinSigma-Aldrich (MilliporeSigma)T0625
TitrationspumpeOroboros Inc
TitrationsspritzenOroboros Inc
TMRMSigma-Aldrich (MilliporeSigma)T5428
UCH-BiopsienadelMillenium Surgical Corp72-238067Erhältlich in einer Reihe von Größen

Referenzen

  1. Wilson, D. F. Energy metabolism in muscle approaching maximal rates of oxygen utilization. Medicine and Science in Sports and Exercise. 27 (1), 54-59 (1995).
  2. Gnaiger, E. Mitochondrial Pathways and Respiratory Control. An Introduction to OXPHOS Analysis. 4th edn. , Oroboros MiPNet Publications. Innsbruck. (2014).
  3. Ehrenberg, B., Montana, V., Wei, M. D., Wuskell, J. P., Loew, L. M. Membrane potential can be determined in individual cells from the nernstian distribution of cationic dyes. Biophysical Journal. 53 (5), 785-794 (1988).
  4. Chinopoulos, C., Kiss, G., Kawamata, H., Starkov, A. A. Measurement of ADP-ATP exchange in relation to mitochondrial transmembrane potential and oxygen consumption. Methods in Enzymology. 542, 333-348 (2014).
  5. Krumschnabel, G., et al. Simultaneous high-resolution measurement of mitochondrial respiration and hydrogen peroxide production. Methods in Molecular Biology. 1264, 245-261 (2015).
  6. Lemieux, H., et al. Mitochondrial function is altered in horse atypical myopathy. Mitochondrion. 30, 35-41 (2016).
  7. Houben, R., Leleu, C., Fraipont, A., Serteyn, D., Votion, D. M. Determination of muscle mitochondrial respiratory capacity in Standardbred racehorses as an aid to predicting exertional rhabdomyolysis. Mitochondrion. 24, 99-104 (2015).
  8. Votion, D. M., Gnaiger, E., Lemieux, H., Mouithys-Mickalad, A., Serteyn, D. Physical fitness and mitochondrial respiratory capacity in horse skeletal muscle. PLoS One. 7 (4), 34890(2012).
  9. Votion, D. M., et al. Alterations in mitochondrial respiratory function in response to endurance training and endurance racing. Equine Veterinary Journal Supplement. (38), 268-274 (2010).
  10. Tosi, I., et al. Altered mitochondrial oxidative phosphorylation capacity in horses suffering from polysaccharide storage myopathy. Journal of Bioenergetics and Biomembranes. 50 (5), 379-390 (2018).
  11. Davis, M. S., Fulton, M. R., Popken, A. A. Effect of hyperthermia and acidosis on equine skeletal muscle mitochondrial oxygen consumption. Comparative Exercise Physiology. 17 (2), 171-179 (2021).
  12. Latham, C. M., Fenger, C. K., White, S. H. RAPID COMMUNICATION: Differential skeletal muscle mitochondrial characteristics of weanling racing-bred horses1. Journal of Animal Science. , (2019).
  13. White, S. H., Warren, L. K., Li, C., Wohlgemuth, S. E. Submaximal exercise training improves mitochondrial efficiency in the gluteus medius but not in the triceps brachii of young equine athletes. Scientific Reports. 7 (1), 14389(2017).
  14. White, S. H., Wohlgemuth, S., Li, C., Warren, L. K. Rapid communication: Dietary selenium improves skeletal muscle mitochondrial biogenesis in young equine athletes. Journal of Animal Science. 95 (9), 4078-4084 (2017).
  15. Doerrier, C., et al. High-resolution FluoRespirometry and OXPHOS protocols for human cells, permeabilized fibers from small biopsies of muscle, and isolated mitochondria. Methods in Molecular Biology. 1782, 31-70 (2018).
  16. Li, C., White, S. H., Warren, L. K., Wohlgemuth, S. E. Effects of aging on mitochondrial function in skeletal muscle of American American Quarter Horses. Journal of Applied Physiology. 121 (1), 299-311 (2016).
  17. Komlodi, T., et al. Comparison of mitochondrial incubation media for measurement of respiration and hydrogen peroxide production. Methods in Molecular Biology. 1782, 137-155 (2018).
  18. Gnaiger, E. Mitochondrial physiology. Bioenergetic Communications. , (2020).
  19. Li Puma, L. C., et al. Experimental oxygen concentration influences rates of mitochondrial hydrogen peroxide release from cardiac and skeletal muscle preparations. American Journal of Physiology: Regulatory, Integrated, and Comparative Physiology. 318 (5), 972-980 (2020).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Hochauflösende Respirometriemitochondriale Funktionoxidative Phosphorylierungreaktive SauerstoffspeziesATP-Synthesegeschwindigkeitmitochondriales MembranpotenzialSubstrat-Entkoppler-TitrationFluoreszenzsensorenmitochondriale Respiration
Hochauflösende Fluoro-Respirometrie der Skelettmuskulatur von Pferden
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.