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Erfolgreiche orthotope Lebertransplantation bei Mäusen mittels Mikrocomputertomographie-Angiographie

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DOI:

10.3791/65537

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22. September 2023

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1Department of Surgery, Nationwide Children’s Hospital, 2COPPER Laboratory, The Ohio State University, 388th Surgical Operation Operations Squadron, WPAFB, 4Center for Regenerative Medicine, The Research Institute at Nationwide Children’s Hospital, 5Division of Vascular Diseases and Surgery, The Ohio State University College of Medicine, 6Interdisciplinary Biophysics Graduate Program, The Ohio State University, 7Division of Medicinal Chemistry and Pharmacognosy, The Ohio State University College of Pharmacy, 8The Ohio State University Comprehensive Cancer Center, 9Division of Cardiac Surgery, Department of Surgery, The Ohio State Wexner Medical Center, 10Division of Transplantation, Department of Surgery, The Ohio State Wexner Medical Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In diesem Protokoll diskutieren wir die Implementierung eines Modells für eine erfolgreiche orthotope Lebertransplantation (OLT) bei Mäusen. Darüber hinaus werden auch Adjuvantien zur weiteren Analyse der Durchgängigkeit von Transplantaten nach erfolgreicher OLT in einer Maus diskutiert, insbesondere unter Verwendung von Mikrocomputertomographie (microCT)-Scans.

Zusammenfassung

Die Mikrocomputertomographie (MikroCT) ist eine unschätzbare Ressource für Forscher. Neue Fortschritte in dieser Technologie haben es ermöglicht, qualitativ hochwertige Bilder von Mikrogefäßen zu erhalten, und sind High-Fidelity-Werkzeuge im Bereich der Organtransplantation. In diesem Modell der orthotopen Lebertransplantation (OLT) bei Mäusen bietet die Mikro-CT die Möglichkeit, die Allotransplantat-Anastomose in Echtzeit zu bewerten, und hat den zusätzlichen Vorteil, dass keine Versuchstiere geopfert werden müssen. Die Wahl des Kontrasts sowie die Einstellungen für die Bildaufnahme erzeugen ein hochauflösendes Bild, das den Forschern unschätzbare Informationen liefert. Dies ermöglicht die Bewertung der technischen Aspekte des Verfahrens sowie die mögliche Bewertung verschiedener Therapeutika über einen längeren Zeitraum. In diesem Protokoll beschreiben wir schrittweise ein OLT-Modell in Mäusen und schließlich ein MikroCT-Protokoll, das qualitativ hochwertige Bilder liefern kann, die Forschern bei der eingehenden Analyse der Transplantation solider Organe helfen. Wir bieten eine Schritt-für-Schritt-Anleitung für die Lebertransplantation bei einer Maus und besprechen kurz ein Protokoll zur Beurteilung der Durchgängigkeit des Transplantats durch MikroCT-Angiographie.

Einleitung

Die Transplantation ist die einzige wirksame Therapie bei Lebererkrankungen im Endstadium. Unbestreitbar ist der Nutzen einer Lebertransplantation ausgezeichnet, mit einer medianen Überlebenszeit von 11,6 Jahren gegenüber 3,1 Jahren auf der Warteliste1. Es gibt jedoch erhebliche Einschränkungen, die die breite Anwendung der Lebertransplantation einschränken und vor allem einen Mangel an geeigneten, qualitativ hochwertigen Spenderorganen umfassen. Die Erweiterung des Spenderorganpools erfordert daher innovative Strategien, die die Verwendung von Allotransplantaten ermöglichen, die derzeit als ungeeignet gelten, und die Sicherheitsmarge für die Transplantation erhöhen. Um den Zugang zur Lebertransplantation zu verbessern, ist es daher unerlässlich, präklinische Studien an Kleintieren durchzuführen.

Besonders wichtig für die Transplantationsforschung sind In-vivo-Modelle der Transplantation. Die orthotope Lebertransplantation (OLT) von Mäusen gibt es seit fast 30 Jahren2 und ist für die Untersuchung vieler Aspekte der Transplantation von entscheidender Bedeutung, einschließlich der Charakterisierung von Immunantworten, Ischämie-Reperfusionsschäden, akuter Abstoßungsreaktionen, therapeutischer Wirkungen neuartiger Wirkstoffe und des Langzeitüberlebens 3,4,5,6,7 . Die Verwendung von Mäusen zur Untersuchung von Transplantationen ist von entscheidender Bedeutung, da sie die Verwendung transgener Mauslinien ermöglicht, um die Auswirkungen bestimmter molekularer Signalwege auf die Ergebnisse der Transplantation zu untersuchen. Etablierte Protokolle der Lebertransplantation von Mäusen wurden bereits gut beschrieben 8,9.

Es gibt mehrere Methoden der Anastomose für die supra- und infrahepatische untere Hohlvene (IVC), die Pfortader (PV) und den Gallengang (CBD). Sie beruhen in der Regel auf einer Handanastomose oder einer modifizierten Gefäßmanschettentechnik, ähnlich der Lungentransplantation bei Mäusen 10,11,12. Ein wichtiger Schritt für die Langzeituntersuchung und das Überleben der Empfängermäuse sowie für die Entwicklung eines nachhaltigen Lebertransplantationsprogramms für Mäuse ist die Fähigkeit, diese kritischen Anastomosen zu bewerten. Bildgebende Verfahren zur Beurteilung der Durchgängigkeit von Lebertransplantaten beruhen im klinischen Umfeld häufig auf Ultraschall und Computertomographie (CT)13,14. Die CT hat einen deutlichen Vorteil gegenüber dem Ultraschall, da sie Ansichten des gesamten Abdomens einschließlich aller Anastomose bieten kann, obwohl es bei kleinen Tieren besonders schwierig sein kann, diese Ansichten mit Ultraschall zu erhalten. Umfangreiche Forschungsarbeiten und Ressourcen wurden in die Entwicklung präziser Mikro-CT gesteckt, um Tierversuche und die Informationen, die wir aus diesen Modellen von Verletzungen und Krankheiten gewinnen können, zu verbessern15,16. Hier beschreiben wir ein Protokoll für die orthotope Lebertransplantation von Mäusen (Abbildung 1) und beschreiben kurz ein Protokoll für die MikroCT zur Bewertung der Durchgängigkeit und Haltbarkeit von Anastomosen.

Protokoll

Männliche C57BL/6J-Mäuse (30 g Körpergewicht) wurden unter pathogenfreien Bedingungen in der Nationwide Children's Hospital Animal Facility untergebracht. Alle Verfahren wurden gemäß dem Leitfaden der NIH und des National Research Council für die humane Pflege und Verwendung von Labortieren und mit Genehmigung des Nationwide Children's Hospital Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC-Protokoll AR17-00045) auf humane Weise durchgeführt. In der Materialtabelle finden Sie Einzelheiten zu allen Materialien, Instrumenten und Geräten, die in diesem Protokoll verwendet werden.

1. Ersteinrichtung für die Transplantationschirurgie

  1. Richten Sie chirurgische Geräte ein.
    1. Richten Sie chirurgische Überwachungsgeräte (z. B. Herzfrequenzmessgerät, Pulsox, modulares Monitorsystem) und Anästhesiegeräte ein.
    2. Falls vorhanden, schalten Sie das chirurgische Warmhaltebrett auf 42 °C ein.
    3. Stellen Sie sicher, dass Beatmungs- und Anästhesiegeräte eingeschaltet sind, um den Isofluran-Verdampfer zu erwärmen. Füllen Sie das Anästhesiereservoir mit 30 ml flüssigem Isofluran und stellen Sie sicher, dass das Beatmungsgerät an den Sauerstoff angeschlossen ist.
      HINWEIS: In diesem Protokoll intubieren wir das Tier nicht; Verwenden Sie nur einen Nasenkegel zur Sauerstoffversorgung.
  2. Notieren Sie das Körpergewicht der Empfänger- und Spendermäuse.
  3. Schalten Sie das Hochleistungs-Operationsmikroskop ein und passen Sie die Höhe und den Fokus an die Vorlieben des Chirurgen an. Stellen Sie sicher, dass die übrigen chirurgischen Geräte eingeschaltet sind (z. B. Elektrokautergerät).
  4. Vorbereiten und Auslegen von chirurgischen Instrumenten sowie chirurgischen Bändern aus 10-0 Nylon (Abbildung 2).
    HINWEIS: Alle chirurgischen Instrumente wurden bei 121 °C für 30 Minuten autoklaviert. Darüber hinaus könnten verschiedene Konfigurationen von chirurgischen Instrumenten gleichermaßen wirksam sein.
  5. Bereiten Sie die Manschetten für die Pfortader- (PV) und Gallengangs-Stents (CBD) vor (Abbildung 3). Platzieren Sie den Angiokatheter sowie den PE10 auf einer sterilen Oberfläche unter dem Hochleistungsmikroskop. Schneiden Sie den Angiokatheter mit einer chirurgischen Klinge #11 durch, um eine 1,5 mm lange Manschette mit einer Lasche von ca. 0,75 mm an der Oberseite des Manschettenkörpers zu bilden. Schneiden Sie den Polyethylenschlauch (PE10) auf 2,5 mm Länge zu. Bewahren Sie die Manschetten und den Stent bis zur Verwendung in steriler Kochsalzlösung auf.
    HINWEIS: Dieses Transplantationsmodell verwendet einen 20-G-Angiokatheter zur Herstellung von Manschetten für die PV-Rekonstruktion sowie einen Polyethylenschlauch 10 (PE10) für die Rekonstruktion des CBD. Alle anderen Anastomosen werden von Hand genäht.
  6. Bereiten Sie Lösungen vor. Bereiten Sie eine Heparin-Injektion vor, die bei 100 U in 0,5 ml Histidin-Tryptophan-Ketoglutarat-Lösung (HTK) verabreicht wird. Lagern Sie Kochsalzlösung, Heparin-Kochsalzlösung, PBS und HTK-Konservierungslösung auf Eis.

2. Beschaffung von Spendermäusen

  1. Induzieren Sie eine Anästhesie bei der Spendermaus, indem Sie sie in eine Isofluran-Inhalationskammer geben. Stellen Sie sicher, dass die Isoflurankonzentration etwa 2,5 % bei einem Sauerstofffluss von 2 ml/min beträgt. Warten Sie 5 Minuten, bis sich eine chirurgische Anästhesieebene entwickelt hat. Um das richtige Maß an Anästhesie zu gewährleisten, kneifen Sie die Maus in die Zehen, um eine Reaktion hervorzurufen. Eine fehlende Reaktion deutet darauf hin, dass das richtige Maß an Anästhesie erreicht wurde.
  2. Rasieren Sie den Bauch der Maus mit einer elektronischen Haarschneidemaschine und legen Sie die Maus in Rückenlage auf das Warmhaltebrett. Reinigen Sie den Bauch mit Povidon-Jod und dann mit 70% Ethanol. Tragen Sie Augensalbe unter die Augen der Mäuse auf, um Trockenheit zu verhindern.
  3. Legen Sie die Maus unter das Hochleistungsmikroskop und halten Sie die Maus unter Narkose mit einer Isofluran-Inhalation von 2 % Konzentration und einem Sauerstofffluss von 2 ml/min.
  4. Führen Sie eine Mittellinienlaparotomie mit einer Schere (Präferenz des Chirurgen) vom Processus xiphoideus bis zur Schambeinfuge durch. Als nächstes führen Sie einen zusätzlichen Querschnitt durch, um ein "kreuzartiges" Muster unterhalb der Rippen zu erzeugen. Ziehen Sie mit einer hämostatischen Mückenzange den Xiphoidfortsatz zurück, um eine ausreichende Freilegung des Bauchinhalts zu erreichen.
    HINWEIS: Die Zange kann je nach Präferenz des Chirurgen befestigt werden.
  5. Den Darm ausweiden und auf der linken Seite der Bauchhöhle in einen feuchten Mullschwamm legen. Mobilisieren Sie die Leber, indem Sie alle Bandanhaftungen entfernen.
  6. Legen Sie die richtige Leberarterie (pHA) frei. Skelettieren Sie das Gefäß mit einer Kurvenzange und ligieren Sie es mit einer 10-0-Nylonnaht.
  7. Sezieren Sie die gesamte Länge des CBD mit einer Kombination aus scharfer und stumpfer Dissektion. Führen Sie eine Duktomie (groß genug für den CBD-Stent) so nah wie möglich am oberen Rand der Bauchspeicheldrüse durch, um eine angemessene Länge für die zukünftige Verwendung zu erhalten (~1 cm vom unteren Rand der Leber). Führen Sie den Gallengangsstent mit einer feinen Pinzette in das CBD ein und fixieren Sie ihn mit einer 10-0 Nylonnaht. Ligasieren Sie den distalen Aspekt von CBD mit einer 10-0-Nylonnaht (Abbildung 4).
  8. Ziehen Sie den rechten Leberlappen mit einem feuchten Mullschwamm in Richtung Xiphoid zurück und legen Sie den IVC frei. Mobilisieren Sie die infrahepatische IVC (IHIVC) weg vom Retroperitoneum und veröden Sie die rechte Nebennierenvene mit einem tragbaren Kautergerät (siehe Materialtabelle).
  9. Die rechte Nierenarterie und -vene präparieren und mit 7-0 bzw. 10-0 Nylon ligieren. Durchtrennen Sie die rechte Nierenvene und -arterie sowie die verbleibenden Bandansätze. Zum Schluss wird die rechte Niere entfernt.
    HINWEIS: Dies geschieht, um eine bessere Belichtung beim endgültigen Schneiden des IHIVC zu erzielen.
  10. Die 0,5 ml kaltes HTK mit 100 U Heparinlösung werden mit einer 30-G-Nadel durch den PV injiziert. Warten Sie 1 Minute, bis sich das Heparin systematisch verteilt hat. Durchtrennen Sie die Pfortader direkt oberhalb der Milzvene und der Vena mesenterica superior.
  11. Langsam kalte HTK-Konservierungslösung mit Heparin in den IHIVC mit einer 30-G-Nadel injizieren, um die Spenderleber zu perfundieren. Hören Sie auf, die Lösung zu injizieren, sobald die aus dem PV kommende Flüssigkeit klar ist. Nachdem die Injektion abgeschlossen ist, platzieren Sie eine Mikroklemme auf IHIVC direkt oberhalb der rechten Nierenvene und schneiden Sie knapp unterhalb der Klemme. Sobald dieser Schritt abgeschlossen ist, schalten Sie das Beatmungsgerät aus und stoppen Sie Isofluran, da das Tier gerade eingeschläfert wurde.
  12. Schneiden Sie das CBD distal an den Stent, der zuvor in Schritt 2.7 platziert wurde. Identifizieren Sie außerdem den Ductus cysticus und ligieren Sie den Ductus mit einer 10-0 Nylonnaht. Als nächstes greifst du die Kuppel der Gallenblase mit einer Pinzette und sezierst sie frei von der Gallenblasenfossa mit einer Kombination aus scharfer und stumpfer Dissektion. Sobald die Gallenblase ausreichend mobilisiert ist, wird die Cholezystektomie mit einer Federschere abgeschlossen, indem der Zystengang oberhalb der zuvor gelegten Naht durchtrennt wird.
  13. Ziehen Sie die Leber nach unten zurück, um die suprahepatische IVC (SHIVC) freizulegen. Schneiden Sie die SHIVC unter besonderer Berücksichtigung der Länge der Anastomose beim Empfängertier.
  14. Freie zusätzliche Bandansätze an der Leber sezieren und die Spenderleber ex-vivo abgeben und das Organ in einen Behälter mit kalter Kochsalzlösung legen.

3. Vorbereitung des Lebertransplantats auf dem hinteren Tisch

  1. Lege Eis in einen isolierten Behälter und stelle eine Petrischale auf das Eisbett. Die Petrischale mit kalter Kochsalzlösung füllen. Legen Sie das Leber-Allotransplantat so in die Schale, dass die viszerale Oberfläche freiliegt.
  2. Platzieren Sie den PV durch die zuvor ausgewählte Manschette und ziehen Sie die Vene um, so dass die innere Endotheloberfläche freiliegt. Befestigen Sie die Manschette mit einer 10-0 Nylonnaht. Stellen Sie sicher, dass die Naht innerhalb der Rillen der Manschette liegt, um die besten Ergebnisse zu erzielen (Abbildung 5).
  3. Passen Sie das Leber-Allotransplantat an, um den SHIVC freizulegen, und platzieren Sie zwei 8-0 Nylon-Haltenähte bei 3' bzw. 9 Uhr für eine eventuelle Anastomose beim Empfängertier. Passen Sie das Leber-Allotransplantat erneut an, um den IHIVC freizulegen, und platzieren Sie zwei 8-0 Nylon-Haltenähte bei 3' bzw. 9 Uhr für eine eventuelle Anastomose beim Empfängertier.

4. Bedienung des Empfängers

HINWEIS: Da es sich um eine sterile Operation handelt, verwenden Sie Handschuhe und geeignete persönliche Schutzausrüstung und verabreichen Sie Antibiotika. Verabreichen Sie 0,1 mg/kg Buprenorphin subkutan als präoperative Analgesie zum Zeitpunkt der Operation.

  1. Machen Sie die pHA wie bei der Spenderoperation verfügbar. Verwenden Sie nur eine Mittellinien-Laparotomie anstelle des zuvor beschriebenen Bauchschnitts.
  2. Mobilisieren Sie die Leber und durchtrennen Sie alle Bandansätze. Zusätzlich werden die linken phrenischen und paraösophagealen Gefäße mit einer 10-0-Nylonnaht ligiert.
  3. Ziehen Sie die Leber inferior zurück und sezieren Sie den SHIVC aus dem Retroperitoneum. Als nächstes wird die Leber superior zurückgezogen und der IHIVC aus dem Retroperitoneum befreit. Kauterisieren Sie kleine Brückenvenen und Lendenvenen nach Bedarf mit der gleichen Technik wie zuvor beschrieben.
  4. Kauterisieren Sie die rechte Nebennierenvene mit einem Handkauter und legen Sie das Leberhilum frei. Ligatieren Sie die pHA mit 10-0 Nylonnaht. Als nächstes wird das CBD frei von der PV präpariert und mit einer 7-0-Naht in der Nähe der Gabelung des CBD ligiert, um eine angemessene Länge für die CBD-Anastomose zu erhalten.
  5. Verwenden Sie eine Mikroklemme, um infrahepatische IVC zu klemmen und den PV vorübergehend mit einer 7-0-Naht zu ligieren. Beginnen Sie mit der an-hepatischen Phase. Stoppen Sie die Inhalation von Isofluran.
    HINWEIS: Nach dem Abklemmen der Pfortader und der IVC ist der hepatische Venenrückfluss im anhepatischen Stadium vollständig blockiert. Das inhalative Anästhetikum Isofluran wird von der Leber verstoffwechselt; Daher wird seine Inhalation vorübergehend gestoppt, da die Akkumulation zu einem kardiopulmonalen Kollaps führen kann.
  6. Injizieren Sie über die PV der nativen Leber 0,5 ml Heparin-Kochsalzlösung mit einer 30-G-Nadel, um das Organ zu spülen.
  7. Platzieren Sie mikrovaskuläre Klammern so proximal und distal wie möglich auf dem SHIVC und IHIVC, um eine ausreichende Länge für die Anastomose zu lassen. Schneiden Sie das native SHIVC, IHIVC, PV (in der Nähe der zuvor gelegten Naht) und alle verbleibenden Bandansätze an der nativen Leber des Empfängers ab und geben Sie die native Leber ex vivo ab.
    HINWEIS: Die IHIVC-Klemme sollte sich oberhalb der rechten Nierenvene befinden.
  8. Platzieren Sie das Spenderleber-Allotransplantat in der Bauchhöhle und ziehen Sie das Hilum des Spender-Allotransplantats zurück, um das PV freizulegen. Spülen Sie sowohl den Spender als auch die native PV mit 0,5 ml Heparin-Kochsalzlösung mit einer 30-G-Nadel, um die Gefäße zu entlüften, um eine Luftembolie zu vermeiden. Dann wird die zuvor angefertigte Manschette des Spender-PV in das Lumen der Empfängerleber-PV eingeführt und bei Bedarf Stichnähte gelegt, um die Anastomose zu unterstützen (8-0-Naht). Befestigen Sie die Anastomose mit einer 7-0-Naht (Abbildung 6).
  9. Drehen Sie das Brett um 180°. Führen Sie eine handgenähte Anastomose mit 10-0 Nylonnaht mit dem Spender und nativem SHIVC durch. Nach Abschluss der Hinterwandanastomose mit 0,5 ml Heparin-Kochsalzlösung zur Entlüftung spülen, um eine Luftembolie zu vermeiden. Vollständige Anastomose der oberen Wand (Abbildung 7).
  10. Entfernen Sie zuerst die Ligationsnaht von PV; Entfernen Sie dann die Gefäßklemmen aus SHIVC, um mit der Reperfusion zu beginnen. Beenden Sie die an-hepatische Phase und beginnen Sie erneut mit der Isofluran-Inhalation. Führen Sie eine Handnäh-Anastomose mit 10-0 Nylonnaht auf die gleiche Weise wie bei der SHIVC-Anastomose durch, um IHIVC zu rekonstruieren. Nach Abschluss der Rekonstruktion wird die Mikroklemme von der nativen und der Spender-IHIVC entfernt, um sie erneut zu perperfundieren (Abbildung 8).
  11. Führen Sie die CBD-Anastomose durch, indem Sie eine Duktomie am Empfänger-CBD in der Nähe der zuvor platzierten Naht vornehmen. Führen Sie den Stent in das CBD-Lumen des Empfängers ein und sichern Sie die Anastomose mit einer 10-0-Naht (Abbildung 9).
  12. Spülen Sie die Bauchhöhle mit 1 ml Kochsalzlösung; Kontrollieren Sie die Blutstillung und veröden Sie alle verbleibenden blutenden Gefäße. Schließen Sie den Bauchschnitt in zwei Schichten mit einer 6-0-Naht.
  13. Legen Sie das Tier zur Erholung in einen warmen Brutkasten (42 °C) und lassen Sie das Tier nicht unbeaufsichtigt, bis es wieder zu Bewusstsein kommt und ausreichend aktiv ist. Verabreichen Sie 0,1 mg/kg Buprenorphin subkutan nach der Operation und setzen Sie die Verabreichung alle 8 bis 12 Stunden für 48 Stunden nach der Operation fort. Zusätzlich wird Carprofen (0,2 ml in 400 ml Wasser aufgelöst) bis zu 7 Tage nach der Operation durch die Wasserflasche des Empfängertieres verabreicht. Beobachten Sie das Empfängertier 4-5 Stunden lang, und wenn es sich vollständig erholt hat, bringen Sie es in die Unterbringung zurück, da es jetzt sicher ist, mit anderen Tieren zusammen zu sein.
    HINWEIS: Schmerzmittel und Antibiotika können gemäß den Empfehlungen der örtlichen Tierethikkommission verabreicht werden.

5. MikroCT-Angiographie-Bildgebung der Maus

  1. Nachdem Sie die Maus für das vorgegebene Untersuchungsintervall beobachtet haben, bereiten Sie die Maus darauf vor, die Durchgängigkeit des Allotransplantats mit Hilfe der MikroCT-Angiographie zu beurteilen.
  2. Stellen Sie sicher, dass die Beatmungs- und Anästhesiegeräte eingeschaltet sind, um den Isofluran-Verdampfer zu erwärmen. Füllen Sie das Anästhesiereservoir mit 30 ml flüssigem Isofluran und stellen Sie sicher, dass das Beatmungsgerät an den Sauerstoff angeschlossen ist. Schalten Sie den microCT-Scanner ein und stellen Sie sicher, dass die gesamte Software ordnungsgemäß funktioniert.
  3. Starten Sie die Erfassungssoftware auf dem microCT-Scanner-System.
  4. Klicken Sie auf dem Monitor der microCT-Einheit auf System initialisieren und wählen Sie den CT-Scan-Modus.
  5. Werfen Sie das Bett aus; Befestigen Sie das Mausbett und verriegeln Sie es.
  6. Schalten Sie das Warmhaltebrett für den Bergekäfig auf 42 °C ein.
  7. Füllen Sie eine 1-ml-Spritze mit 100 μl CT-Kontrastmittel. Bringen Sie eine 30-Gauge-Nadel für die zukünftige intravenöse Verabreichung von Kontrastmittel an. Stellen Sie sicher, dass sich keine Luftblasen in der Spritze befinden.
  8. Setzen Sie eine Maus in das Schwanzvenen-Rückhaltesystem ein. Sobald sich die Maus vollständig im Rückhaltesystem befindet, schließen Sie die Klappe des Systems, lassen Sie den Schwanz senkrecht fallen und wischen Sie ihn vorsichtig mit einer Alkohollösung (70% Ethanol) ab.
    HINWEIS: Der Erfolg bei der Kanülierung der Schwanzvene kann erhöht werden, indem der Schwanz des Tieres erwärmt wird, indem er mehrere Minuten lang in einer behandschuhten Hand gehalten wird.
  9. Fassen Sie den Schwanz in Richtung der distalen Seite und legen Sie zwei Finger (Zeigefinger und Mitte) um den Schwanz proximal zur geplanten Injektionsstelle. Platzieren Sie den distalen Teil des Schwanzes (unterhalb der Injektionsstelle) zwischen Daumen und Ringfinger.
  10. Üben Sie mit beiden Fingerpaaren leichten Druck aus und führen Sie die Nadel in geringer Tiefe in die Vene ein, wobei Sie darauf achten müssen, dass Spritze und Nadel parallel zum Schwanz sind. Während Sie den Druck des Zeigefingers am proximalen Schwanz lösen, verabreichen Sie das CT-Kontrastmittel intravenös. Vermeiden Sie die Aspiration mit der Spritze, da dies zum Kollaps der Vene führen kann.
    HINWEIS: Während der Injektion sollte kein Widerstand zu spüren sein, wenn die Nadel richtig in der Vene positioniert ist. Wenn ein Widerstand vorhanden ist, entfernen Sie die Nadel und führen Sie sie wieder oberhalb der ursprünglichen Injektionsstelle ein. Wenn die Kanülierung der Vene auch nach zwei Versuchen fehlschlägt, tauschen Sie die Nadel aus.
  11. Nachdem Sie das Kontrastmittel erfolgreich injiziert und die Nadel entfernt haben, drücken Sie die Injektionsstelle mit steriler Gaze sanft zusammen, um die Blutung zu stoppen.
  12. Übertragen Sie die Maus in die Isofluran-Inhalationskammer und stellen Sie die Konzentration auf 2,5 % mit einem Sauerstofffluss von 2 ml/min ein und warten Sie 3-4 Minuten. Sobald eine Anästhesieebene eingerichtet ist, legen Sie die Maus schnell auf das MikroCT-Scannerbett und legen Sie sie in Bauchlage auf den Scannertisch (Abbildung 10).
  13. Bedecken Sie die Augen des Tieres mit der richtigen Menge Augensalbe. Platzieren Sie den Nasenkonus angemessen über dem Tier und stellen Sie sicher, dass Luft und Isofluran ordnungsgemäß durch den Nasenkonus strömen. Verwenden Sie die gleichen Anästhesieparameter, die zuvor beschrieben wurden (Schritt 5.12). Schmieren Sie und setzen Sie einen rektalen Temperaturfühler ein, um die Körpertemperatur des Tieres während der Bildgebung kontinuierlich zu überwachen.
  14. Bringen Sie eine Atemschutzmaske in Kontakt mit der Maus.
  15. Befestigen Sie mit Klebeband ein EKG-Pad an der linken, rechten Vorder- und linken Hintergliedmaße. Verwenden Sie Ultraschallgel, um das Signal zwischen dem EKG-Pad und der Haut zu verbessern.
  16. Überprüfen Sie das EKG und das Atemsignal in der Computersoftware, um sicherzustellen, dass die richtigen QRS-Komplexe auf dem Monitor zu sehen sind. Aktivieren Sie dazu die Option Logikableitung auf der Registerkarte "Quelle einrichten " und wählen Sie die Leitung aus, die die klarste EKG-Kurve bietet.
    HINWEIS: Die logischen Ableitungen entsprechen den drei EKG-Pads, die mit der rechten, linken Brust und dem Unterschenkel verbunden sind. Jede Ableitung stellt eine EKG-Kurve dar.
  17. Stellen Sie die Verstärkung auf die richtige Signalhöhe ein, normalerweise sind 4 oder 8 gut. Wählen Sie Dual-Gating aus. Passen Sie auf der Registerkarte "Display Set-Up " die Anzeigeeinstellungen für eine klare Signalansicht an: Aktivieren Sie die Kästchen neben "EKG" und "RESP " und stellen Sie sie jeweils auf 500 ein. Vergewissern Sie sich auf der Registerkarte "Trigger Setup ", dass Kanal A, Kanal B und DualTrig aktiviert sind.
  18. Stellen Sie sicher, dass auch die folgenden Parameter eingestellt sind: Schwellenwert: wenn das Signal unter diesen Wert fällt; Legen Sie den Wert auf 2.500 fest. Hysterese: Stellen Sie sicher, dass das Signal die Hysterese kreuzt, um einen Software-Triggerpunkt zu erstellen, an dem ein neuer Triggerzyklus beginnt. Legen Sie den Wert auf 300 fest. Verzögerung: Warten Sie, bevor der Auslöser gesendet wird. Legen Sie den Wert auf 100 fest. Inhibit: In diesem Zeitraum kann kein Signal erzeugt werden, setzen Sie den Wert auf 200.
  19. Stellen Sie sicher, dass der Schwellenwert für das EKG unter dem Hysteresewert und über dem Peak des sT-Segments auf dem Bildschirm liegt.
  20. Schieben Sie das Tier in den Scanner und drücken Sie Bild aktualisieren. Erfassen Sie ein Röntgen-Scout-Bild des Tieres, um das geeignete Sichtfeld und die anatomische Scanabdeckung für das anschließende MikroCT-Bild auszuwählen.
  21. Führen Sie die MikroCT-Angiographie-Bildaufnahme mit den folgenden Parametern durch: Vergrößerungen: Ultrafokus, Scanwinkel: Vollständiger (360) Scan, Energie: Einzel, Scanmodus: Gated, Einstellung: Standard (volle 360°-Drehung, Standardeinstellungen der Röntgenröhre von 0,33 mA und 55 kV, 0,750° Grad pro Schritt, 1 Projektion pro Schritt, 1 x 1 Binning und 40 ms Belichtungszeit; Dual-Gating bedeutet Herz- und Atem-Gating) (Abbildung 11).
  22. Nach Abschluss des Scans wird das Tier in einen vorgewärmten Aufwachkäfig gebracht. Sobald sich das Tier vollständig erholt hat, setzen Sie es zurück in seinen Hauptkäfig.
  23. Rekonstruieren Sie MikroCT-Bilder mit Hilfe der Systemsoftware. Nachdem Sie das Bild hochgeladen haben, stellen Sie die blauen Balken so ein, dass es den anatomischen Interessenbereich überspannt. Zeigen Sie eine Vorschau eines Ausschnitts an, um das Volumen zu verkleinern und für die Maus so eingeschränkt wie möglich zu machen (dieser Schritt hilft, die Größe des rekonstruierten Bildes zu reduzieren).
  24. Aktivieren Sie den Umriss des interessierenden Volumens, um die Bildbegrenzung zu optimieren. Wählen Sie eine Voxelgröße von 40 μm, einen Hann-Projektionsfilter und einen Gauß-Volumenfilter (80 μm). Gehen Sie zu Erweitert | Bildbasiertes Gating und stellen Sie die Triggerfenster und die Phase auf 0,5 bzw. 0,6 ein, wählen Sie 10 Phasen für das kardiale Gating und drücken Sie dann die Lautstärkerekonstruktionstaste .

Ergebnisse

Für Forscher, die keine Chirurgen sind, mit der Anatomie nicht vertraut sind oder sich nicht wohl dabei fühlen, radiologische Ergebnisse zu interpretieren, sollte eine ordnungsgemäße Bildanalyse von Personal mit entsprechender Ausbildung durchgeführt werden. Der Erfolg eines OLT in einer Maus wird im obigen Protokoll demonstriert. Darüber hinaus kann ein MikroCT-Angiographie-Scan verwendet werden, um die Studienmetriken zu verbessern und Echtzeit-Feedback für den Erfolg einer Transplantation zu geben sowie die Notwendigkeit einer Obduktion zu eliminieren, um genaue und klare Bilder zu liefern. In diesem Manuskript sind repräsentative Bilder enthalten (Abbildung 11). Repräsentative Bilder der in vivo fehlgeschlagenen Anastomose sind in Abbildung 12 zu sehen.

Diejenigen, die mit der Anatomie und dem Gefäßsystem der Leber vertraut sind, können offene venöse Anastomosen der IVC sehen. Unter Umständen kann auch die Pfortader visualisiert werden, was bei diesem Modell aufgrund der Pfortadermanschette leicht möglich ist. Die Betrachtung offener Anastomosen zeigt den technischen Erfolg der Operation an. Darüber hinaus kann die 3D-Rekonstruktion dieser Bilder den Forschern zusätzliche Informationen und ein detaillierteres Bild der Gefäßanatomie liefern. Unter Verwendung dieses obigen Modells beträgt die Mortalität in der OLT-Mäusekohorte ~40-45%.

Anatomiediagramm der Lebertransplantation und chirurgisches Verfahren; Pfortader, Gallengangs-Stent, IVC-Anastomose.
Abbildung 1: Überblick über die orthotope Lebertransplantation. (A) Graphische Zeichnung der vier verschiedenen Anastomosen: i) suprahepatische IVC-Anastomose, ii) infrahepatische IVC-Anastomose, iii) Pfortader-Anastomose, iv) Anastomose des Gallengangs. Jeder Pfeil zeigt eine relative Position an, an der das Gefäß oder der Kanal durchtrennt werden sollte - suprahepatische IVC (Protokollschritt 2.13), infrahepatische IVC (Protokollschritt 2.11), Pfortader (Protokollschritt 2.10) und gemeinsamer Gallengang (Protokollschritt 2.7). (B) In-vivo-Diagramm der Anastomosen. Maßstabsleiste = 2 mm. Abkürzung: IVC = Vena cava inferior. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diagramm für chirurgische Instrumente; enthält Skalpelle, Pinzetten, Scheren; Übersicht über medizinische Geräte.
Abbildung 2: Chirurgische Instrumente, die in der Chirurgie verwendet werden. (A) 45° feine Pinzette, (B-E) feine Pinzette, (F) gebogener Nadelhalter/Pinzette, (G) gerade Pinzette, (H) Gefäßklemmappenapplikator, (I) Hämostat, (J) Nadelhalter, (K) Elektrokautergerät, (L) #11 Klinge, (M) Bauchaufroller, (N,O) Mikroschere, (P) feine Schere, (Q) chirurgische Schere, (R,S) Yasargil-Klemmen, (T) Bulldoggen-Venenklemme, (U) mikrovaskuläre Klemme. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Vergleich der Pfortadermanschette und des Gallengangs-Stents; 3,5 mm Skala auf dunklem Hintergrund.
Abbildung 3: Pfortadermanschette und Gallengangs-Stent. Ex-vivo-Aufnahme von Stents und Manschetten vor der Verwendung. Maßstabsleiste = 3,5 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Platzierung eines Gallengangs-Stents im Nagetiermodell, annotierter chirurgischer Eingriff, biomedizinische Forschung.
Abbildung 4: Stentimplantation des gemeinsamen Gallengangs während der Operation des Spenders. (A) Einsetzen eines Gallengangs-Stents in den Gallengang. (B) Gallengangs-Stent, der im Gallengang befestigt ist. Maßstabsleiste = 2 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Anatomiediagramm der Leber mit infra- und suprahepatischer IVC, Pfortaderschnitt, beschriftet mit 2 mm Skala.
Abbildung 5: Platzierung der Pfortadermanschette während der Vorbereitung des Leberallotransplantats. (A) Einfädeln der Pfortadervene durch die Venenmanschette. (B) Vene über der Manschette gestülpt. Maßstabsleiste = 2 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Experiment zur Platzierung der Pfortadermanschette; chirurgische Einrichtung; Technik der Gefäßchirurgie.
Abbildung 6: Anastomose der Pfortader während der Operation des Empfängers. (A) Einsetzen der Venenmanschette in die Pfortadervene des Empfängers. (B) Anastomose der Pfortader, die mit einer Naht gesichert ist. Maßstabsleiste = 2 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diagramm der Operationstechnik; SHIVC-Anastomose am Zwerchfell; Vorder-/Hinterwand identifiziert.
Abbildung 7: Suprahepatische IVC-Anastomose während der Empfängeroperation. (A) Die hintere Wand der Anastomose ist abgeschlossen. (B) Abgeschlossene SHIVC-Anastomose. Maßstabsleiste = 2 mm. Abkürzungen: IVC = Vena cava inferior; SHIVC = suprahepatische IVC. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Chirurgische Anastomosenmethode, HVVC-Gewebe, Diagramm mit Nähten an der Vorder- und Hinterwand.
Abbildung 8: Infrahepatische IVC-Anastomose während der Empfängeroperation. (A) Die hintere Wand der Anastomose ist vollständig. (B) Abgeschlossene IHIVC-Anastomose. Maßstabsleiste = 2 mm. Abkürzungen: IVC = Vena cava inferior; IHIVC = infrahepatische IVC. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Gallengangsanastomose mit Stent bei Lebertransplantation; Chirurgischer Eingriff, Makrobild, detaillierte Einrichtung.
Abbildung 9: Anastomose des Gallengangs während der Operation des Empfängers. (A) Einsetzen eines Gallengangsstents in den gemeinsamen Gallengang des Empfängers. (B) Sicherung der Gallengangsanastomose. Maßstabsleiste = 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Vorbereitung des Maus-MRT-Scans und Einrichtung des Eintrittsrohrs für das Experiment zur Bildgebung des Gehirns.
Abbildung 10: Präparation der Maus-MikroCT-Angiographie an Tieren. (A) Injektion der Schwanzvene der Maus zur Verabreichung von Kontrastmitteln. (B) Maus, die durch ein MikroCT-Gerät geführt wird. Abkürzung: microCT = Mikrocomputertomographie. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

CT-Scan-Bilder, die Querschnitte der Pfortader (PV) und der Vena cava inferior (IVC) zeigen.
Abbildung 11: Repräsentative Bilder der MikroCT-Angiographie der Durchgängigkeit des Allotransplantats. (A,B) Der Kontrast ist im gesamten IVC zu sehen, was die Durchgängigkeit der suprahepatischen und infrahepatischen Anastomosen zeigt. (C) Kontrast in der Pfortader, was wiederum Durchgängigkeit beweist. (D) 3D-Rekonstruktion des Gefäßsystems. Abkürzungen: microCT = Mikrocomputertomographie; IVC = Vena cava inferior; PV = Pfortader. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Pfortader-Anastomosen-Distorsion und SHVC-Anastomosenblutung in Operationsmikroskopbildern.
Abbildung 12: Repräsentative Bilder, die fehlgeschlagene In-vivo-Anastomosen zeigen. (A) Fehlgeschlagene Pfortaderanastomose aufgrund einer Verzerrung der Vene, die zu einem Mangel an Blutfluss führt. (B) Fehlgeschlagene suprahepatische IVC-Anastomose aufgrund übermäßiger Blutungen. Maßstabsleiste = 2 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

OLT bei Nagetieren ist in der Literatur gut beschrieben 2,8. Um diesen technisch anspruchsvollen Eingriff durchzuführen, ist oft eine mehrjährige Mikrochirurgie (oder Chirurgie im Allgemeinen) erforderlich, da dies ein solides Verständnis der Anatomie und der technischen Fähigkeiten erfordert. Bei der Entwicklung dieses Modells standen wir vor mehreren technischen Problemen, die sich alle um die Anastomosen drehten. Gerade bei der PV-Anastomose ist es oft schwierig, die Vene für die Anastomose zu stabilisieren. Wir haben festgestellt, dass das Platzieren von ein oder zwei Nähten (Präferenz des Chirurgen) dazu beiträgt, das Einsetzen von Manschetten zu erleichtern. Es ist zu beachten, dass das Platzieren von mehr Haltenähten die Operationszeit verlängert.

Darüber hinaus befindet sich der SHIVC tief in der Bauchhöhle und es ist schwierig, eine Klemme anzubringen, um eine ausreichende Belichtung zu gewährleisten. Wir haben festgestellt, dass, wenn die Maus in ihrer Zurückhaltung so entspannt wie möglich ist, dies die Flexibilität der Vene erhöht. Letztendlich liegt es am Chirurgen, die richtige Platzierung mit der Praxis zu bestimmen. Des Weiteren ist der Gang bei der CBD-Anastomose wieder sehr empfindlich. Es kann schwierig sein, Stegnähte zu platzieren, um den Kanal zu stabilisieren, und möglicherweise hilft das Auflegen auf ein kleines Stück Gaze bei der Stabilisierung. Da alle kleinen Säugetiere in Bezug auf die Anästhesiezeit besonders empfindlich sind, ist es wichtig, die Operation so schnell wie möglich durchzuführen. Ideale Operationszeiten sind wie folgt: 1) Spenderoperation, 45-60 min; 2) Vorbereitung des hinteren Tisches, 15 min; 3) Empfängerbetrieb, 60-80 Min. Übung wird dabei helfen, verschwendete Bewegung zu verringern.

Mit der Weiterentwicklung von Tiermodellen hat sich auch die Fähigkeit verbessert, den Erfolg von Studieninterventionen zu bewerten. MicroCT wurde erstmals in den späten 1990er Jahren zur Durchführung von Studien zur Gefäßbildung bei Ratten eingesetzt17. Es gibt viele Herausforderungen bei der Durchführung genauer und klarer MikroCT-Angiographie-Studien bei Nagetieren. Die meisten Herausforderungen ergeben sich jedoch aus den kurzen Herz- und Atemzyklen dieser Säugetiere. Dies wird durch die Verwendung kurzer Belichtungszeiten zur Begrenzung von Bewegungsartefakten sowie durch höhere Photonenfluenzraten überwunden18. Im Allgemeinen stellten wir fest, dass die Verwendung von kardialem Gating sowie die Anpassung der Isofluran-Konzentrationen zur Verringerung der Atemfrequenz die klarsten Bilder erzeugten. Wir haben auch festgestellt, dass die Verwendung von nagetierspezifischem Kontrastmittel-Timing für bestimmte Phasen: hepatische arterielle Phase, portalvenöse Phase und verzögerte Phase ebenfalls die Visualisierung verbessert hat19. Die Verwendung von ExiTron nano 12000 Kontrast hat mehrere Vorteile und kann die allgemeine Bildqualität verbessern. Es bietet die stärkste Kontrastverstärkung in der Leber20 und im Blut21. Ein weiterer Vorteil besteht darin, dass das Kontrastmittel bis zu 120 Stunden nach der ersten Injektion in der Leber vorhanden ist, was die damit verbundene Lebertoxizität verringern könnte, da bei wiederholten Scans weniger Kontrastmittel benötigt wird20.

Da die Scans mit der mit Isofluran sedierten Maus durchgeführt werden, wird die Kontrastverstärkung durch diese Änderung der Physiologie nicht verändert20. Durch den Einsatz dieser bildgebenden Verfahren und des ExiTron-Kontrasts ist eine eindeutige Beurteilung erfolgreicher Anastomosen in der OLT möglich. Die MikroCT ermöglicht die nicht-invasive Beurteilung von In-vivo-Allotransplantaten über einen längeren Zeitraum. Dieses Protokoll verringert die Anzahl der Tiere, die für die Bewertung von vaskulären Anastomosen getötet werden müssen, und bietet die Möglichkeit, Therapeutika über mehrere Wochen und ihre Wirkung auf das Gefäßsystem zu untersuchen.

Begrenzungen
Es ist anzumerken, dass das OLT-Modell zwar mehrfach überarbeitet wurde, um seine Technik zu perfektionieren, die Visualisierung der Anastomosen mit Hilfe von MikroCT jedoch noch ein fortlaufender Prozess ist. Darüber hinaus bietet die Maus-OLT einen einzigartigen Einblick in die Transplantationsmedizin. Es handelt sich jedoch nicht um ein umfassendes Modell, da es schwierig ist, diese Mäuse länger als 1 Woche am Leben zu erhalten. Zusätzliche Transplantationsmodelle sollten ebenfalls verwendet werden, um präklinische Experimente weiter zu untermauern.

Schlüsse
Die Fortschritte in der Mikro-CT sind in den letzten zehn Jahren rasant vorangeschritten und bieten Forschern unschätzbare neue Werkzeuge auf dem Gebiet der Tiermodelle und der Transplantation. In Zukunft wird eine detailliertere 3D-Bildgebung weitere Einblicke in die Forschung und Entdeckung bieten.

Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu deklarieren.

Danksagungen

SMB wird durch das National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (NIDDK) R01DK1234750 unterstützt. BAW wird durch das National Institutes of Health National Heart Lung and Blood Institute Grant R01HL143000 unterstützt.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
#11 BladeFisher Scientific3120030
4-0 SeidennahtSurgical Specialties Corp.SP116
6-0 NylonnahtAD SurgicalS-N618R13
7-0 NylonnahtADSurgical S-N718SP13
8-0 NylonnahtAD SurgicalXXS-N807T6
10-0 NylonnahtAD SurgicalM-N510R19-B
20 G AngiocathBoundtree602032D
30 G NadelMed NadelnBD-305106
Baytril (Enrofloxacin) Antibakterielle TablettenElancoNA
Bovie Chang-A-Tip High Temp CauterizerUSA Medizinisches und chirurgisches ZubehörBM-DEL1
Bulldog Venenklemme 1 1/8Ambler Surgical USA18-181
C57BL/6J Mäuse Jackson Labs
Castroviejo Mikro-PräparierfederschereRoboz Surgical StoreRS-5668
Dumont #5 - Feine PinzetteFine Science Werkzeuge11254-20
Dumont #5 PinzetteFine Science Werkzeuge11252-50
Dumont Medical #5/45 Pinzette - Abgewinkelt 45°Fine Science Werkzeuge11253-25
ExiTron nano 12000Miltenyi Biotec130 -  095 -  698CT Kontrastmittel 
ZangeFine Science Werkzeuge11027-12
Halsted-Mosquito HämostatRoboz SurgicalRS-7112
HeparinFresnius Lab, Zürichsee, ILC504701
Histidin-Trypotophan-Ketoglutarat UniversitätsapothekeNA
IsolierbehälterYETIROADIE 24 HARD COOLERhttps://www.yeti.com/coolers/hard-coolers/roadie/10022350000.html
IsofluranPiramal IntensivpflegeNDC 66794-017-25
KetaminHikma Pharmaceuticals PLCNDC 0413-9505-10
Mirco SerrefinesFine Science Werkzeuge18055-05
Maus Rektale TemperatursondeWPI IncNA
NADELHALTER/PINZETTE geradeMicrinsMI1540
PE10 Schlauch Fisher ScientificBD 427400
PerfadexXVIVO Perfusion ABREF99450
PhysioSuiteKent ScientificPS-MSTAT-RT
Puralube  Ophthalmische SalbeDechraNA
KochsalzlösungPP Pharmaceuticals LLCNDC 63323-186-10
SchereFine Science Tools14090-11
Kleine Maus Rückhaltesystem – 1" InnendurchmesserPro Lab CorpMH-100
SomnoSuite Anästhesiesystem für kleine TiereKent scientificSS-MVG-Modul
OperationsmikroskopLeicaM500-N mit OHS
U-CTHRMI LabsNACT Scanner-Software
Vannas-Tübingen FederschereFine Science Tools15008-08
XylazinKorn Pharmaceuticals CorpNDC 59399-110-20
Yasagil KlemmeAesculapFT351T
Yasagil KlemmeAesculapFT261T
Yasagil KlemmapplikatorAesculapFT484T

Referenzen

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Schlagwörter

Mikro CT AngiographieMaus Transplantationsmodellvaskul re AnastomoseHerzgatingGallengangsstentPfortaderperfusion3D Gef bildgebungAllograft Durchg ngigkeithochaufl sende Bildgebung
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