Methodenartikel

Ein Schweinemodell für akutes Atemversagen mit einer kontinuierlichen Infusion von Ölsäure

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DOI:

10.3791/65963

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8. März 2024

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1Department of Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Vanderbilt University, 3Department of Surgery, Vanderbilt University Medical Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Die kontinuierliche Infusion von Ölsäure in die Lungenarterie eines anästhesierten erwachsenen Schweins führt zu akutem Atemversagen und ermöglicht ein kontrolliertes Experimentieren während der akuten respiratorischen Dekompensation.

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein Modell für akute Atemnot, bei dem eine zentral verabreichte Ölsäureinfusion bei Yorkshire-Schweinen verwendet wird. Vor den Versuchen wurde jedes Schwein einer Vollnarkose, einer endotrachealen Intubation und einer mechanischen Beatmung unterzogen und mit beidseitigen Kathetern für den zentralen Gefäßzugang der Jugularvene ausgestattet. Ölsäure wurde über einen speziellen Lungenarterienkatheter mit einer Rate von 0,2 ml/kg/h verabreicht. Die Infusion dauerte 60-120 Minuten und führte zu Atemnot. Während des gesamten Experiments wurden verschiedene Parameter wie Herzfrequenz, Atemfrequenz, arterieller Blutdruck, zentralvenöser Druck, pulmonaler Arteriendruck, pulmonaler Kapillarkeildruck, endtidales Kohlendioxid, maximaler Atemwegsdruck und Plateaudruck überwacht. Um die 60-Minuten-Marke herum wurde eine Abnahme des partiellen arteriellen Sauerstoffdrucks (PaO2) und des Anteils des sauerstoffgesättigten Hämoglobins (SpO2) beobachtet. Während der Infusion kam es zu einer periodischen hämodynamischen Instabilität, begleitet von einem akuten Anstieg des Lungenarteriendrucks. Die histologische Analyse des Lungenparenchyms nach der Infusion ergab Veränderungen, die auf eine Parenchymschädigung und akute Krankheitsprozesse hindeuten, was die Wirksamkeit des Modells bei der Simulation einer akuten respiratorischen Dekompensation bestätigt.

Einleitung

Die Nutzung von Schweinemodellen in der translationalen Forschung ist von großer Bedeutung für das Verständnis der Humanmedizin1. Schweinemodelle bieten aufgrund ihrer physiologischen und anatomischen Ähnlichkeiten mit dem Menschen eine wertvolle Plattform für die Untersuchung komplexer Krankheiten und therapeutischer Eingriffe1. Im Zusammenhang mit akutem Atemversagen bieten Schweinemodelle eine einzigartige Möglichkeit, die pathophysiologischen Mechanismen zu untersuchen, Behandlungsstrategien zu evaluieren und mögliche Interventionen zu beurteilen 1,2,3. Die Fähigkeit, Schlüsselaspekte der menschlichen Atemphysiologie und der Reaktionen auf verschiedene Stimuli in Schweinemodellen zu replizieren, ermöglicht eine umfassende Bewertung der therapeutischen Modalitäten, bevor zu Versuchen am Menschen übergegangen wird 1,2,3. Dieses Forschungsparadigma ermöglicht es Forschern, die Lücke zwischen präklinischen Untersuchungen und klinischer Anwendung zu schließen, die Entwicklung neuartiger Therapien zu erleichtern und die Patientenergebnisse zu verbessern1. Daher ist die Etablierung eines effizienten, effektiven und reproduzierbaren Modells für akute Ateminsuffizienz bei Schweinen ein entscheidendes Instrument, um das Wissen über Atemwegserkrankungen zu erweitern und die Entwicklung wirksamer Interventionen in der Humanmedizinzu leiten 1.

Atemnot, eine kritische Erkrankung, hat in den letzten drei Jahrzehnten begrenzte Fortschritte bei der Diagnose und Behandlung erfahren4. Die derzeit verwendeten Bewertungs- und Triage-Metriken, die subjektive Symptome, Befunde der körperlichen Untersuchung, SpO2 und Atemfrequenz umfassen, weisen häufig Einschränkungen bei der Erkennung akuter Lungenerkrankungen in einem frühen Stadium auf 5,6,7. Diese Unzulänglichkeit behindert nicht nur eine effiziente Triage und Ressourcenallokation, sondern ermöglicht auch keine effektive, quantitative Überwachung des Krankheitsverlaufs und des Ansprechens auf die Behandlung bei Patienten mit chronischen Lungenerkrankungen. Die sich abzeichnende Landschaft chronischer Atemwegserkrankungen wie Long COVID und die Belastung der Krankenhausressourcen durch akute Atemwegsinsuffizienz unterstreichen die dringende Notwendigkeit, die translationale Forschung auszubauen und Innovationen im Bereich der Behandlung von Atemwegserkrankungen zu fördern.

Die direkte Infusion von Ölsäure in den Blutkreislauf eines Schweins hat sich als robuste Methode zur Induktion von akuter Atemnot erwiesen8. Ölsäure, eine einfach ungesättigte Fettsäure, hat gezeigt, dass sie bei der Einführung in den Lungenkreislauf erhebliche Lungenschäden auslösen und die Atemfunktion beeinträchtigen kann8. Bei der Infusion provoziert Ölsäure eine Vasokonstriktion, was zu einem erhöhten Druck und Widerstand der Lungenarterien führt, was zu einer Beeinträchtigung des Gasaustauschs und der Sauerstoffversorgung führt9. Darüber hinaus fördert Ölsäure die Aktivierung von Entzündungswegen, einschließlich der Freisetzung entzündungsfördernder Mediatoren und der Rekrutierung von Immunzellen, die zur Entwicklung von Lungenschäden und Atemnot beitragen10. All dies führt zu einer schweren Hypoxämie, einem Anstieg des pulmonalarteriellen Drucks und der Ansammlung von extravaskulärem Lungenwasser11. Die histologische Untersuchung des Lungenparenchyms hat eine Schädigung gezeigt, die von der akuten Atemnot beim Menschen nicht zu unterscheidenist 9.

In diesem Artikel wird ein Verfahren beschrieben, bei dem Ölsäure direkt in die Lungenarterie verabreicht wird, um akute Atemnot auszulösen und so unbehandelbare, schwere hämodynamische Beeinträchtigungen zu vermeiden. Es wird erwartet, dass die beschriebene Methode ein wertvolles Werkzeug für zukünftige Forscher sein wird, die die zugrundeliegenden pathophysiologischen Mechanismen des akuten Atemversagens erforschen und potenzielle therapeutische Interventionen und Innovationen bewerten.

Protokoll

Das Protokoll wurde vom Vanderbilt University Institutional Animal Care and Use Committee (Protokoll M1800176-00) genehmigt und hielt sich strikt an die Richtlinien des National Institute of Health für die Pflege und Verwendung von Labortieren. In diesem Versuch wurden männliche und weibliche Yorkshire-Schweine mit einem Gewicht von etwa 40-45 kg verwendet. Die Tiere wurden aus einer kommerziellen Quelle gewonnen (siehe Materialtabelle). Die derzeitige Praxis beinhaltet kein Screening auf Vorerkrankungen bei den erworbenen Schweinen. Es wird zwar anerkannt, dass diese Praxis die beabsichtigten Ergebnisse beeinträchtigen oder verschleiern könnte, aber sie wird nach Angaben des Anbieters als unwahrscheinlich angesehen, und diese Einschränkung wird akzeptiert.

1. Vorbereitung der Tiere

  1. Anästhesie und Beatmung
    1. Betäuben Sie das Schwein mit einer intramuskulären Injektion von Ketamin (2,2 mg/kg) / Xylazin (2,2 mg/kg) / Telazol (4,4 mg/kg) und positionieren Sie das Tier in Rückenlage (liegend) auf dem Operationstisch.
    2. Halten Sie die Vollnarkose aufrecht, indem Sie eine Inhalationsanästhesie, 1% Isofluran, einleiten.
    3. Legen Sie die Stimmbänder mit einem Laryngoskop durch den Mund frei und intubierenSie 12 mit einem 6,5 mm Endotrachealtubus (siehe Materialtabelle). Blasen Sie die Schlauchmanschette mit 3-5 ml Luft mit einer Spritze auf, an der keine Nadel befestigt ist.
      HINWEIS: Führen Sie sofort eine Kohlendioxid (CO 2)-Kapnographie nach der Trachealkanülierung durch, um die korrekte Platzierung des Schlauchs sicherzustellen, und messen Sie CO2 mit Beatmung, die auf eine angemessene Belüftung hinweist.
    4. Verwenden Sie einen intravenösen (IV) Katheter von 18 G bis 24 G, der in die zentrale oder marginale Ohrvene auf der hinteren Seite der Ohrmuschel eingeführt wird, um dem Schwein intraoperative (je nach Bedarf) und Euthanasiemedikamente zu verabreichen.  Befestigen Sie den Infusionskatheter mit einem 1-Zoll-Klebeband.
    5. Stellen Sie die mechanische Beatmung auf volumengesteuerte Beatmungseinstellungen mit einem Atemzugvolumen von 8 ml/kg ein.
      HINWEIS: Die Anästhesieüberwachung wird während des gesamten Experiments durchgeführt. Die Vitalfunktionen, die Reaktion auf Reize, das Vorhandensein/Fehlen von Bewegungen, die Laxheit des Kiefertonus, Veränderungen der Herzfrequenz, des endtidalen CO2 und der Variation der Atemfrequenz werden von einem unabhängigen Tierlabortechniker überwacht. Auf der Grundlage dieser Bewertungen werden Anpassungen der Dosis des inhalativen Anästhetikums vorgenommen. Die analgetische Verabreichung von Buprenorphin über einen Bolus wird durchgeführt. Passen Sie die Atemfrequenz am Beatmungsgerät an, um während des gesamten Experiments einen endtidalen CO2 -Wert von 35-40 mmHg aufrechtzuerhalten.
  2. Kanülierung und Überwachung
    1. Desinfizieren Sie den gesamten vorderen Hals mit einer 2%igen Chlorhexidin-Peelinglösung, gefolgt von einem Sprühstoß mit 5% Providon-Jod-Lösung.
    2. Sowohl die rechte als auch die linke Vena jugularis interna und externa (IJ und EJ) sowie die Halsschlagadern (CA) werden mit einem vertikalen Schnitt, ca. 7-8 cm, unmittelbar lateral der Luftröhre auf beiden Seiten mit einer Klinge Nr. 23 bis zum Brustbein13 chirurgisch freigelegt.
      HINWEIS: Für den Gefäßzugang wird aufgrund der Herausforderungen einer perkutanen, ultraschallgesteuerten Seldinger-Technik14 bei Schweinen ein chirurgischer Cut-Down-Ansatz gewählt. Die harte Haut und die Gefäßgröße machen einen Cut-Down-Ansatz praktikabler. Zervikale Gefäße werden für bilaterale Pulmonalarterienkatheter (PAC) bevorzugt, obwohl ein femoraler Zugang eine Option ist. Die Wahl, welche Vena jugularis (IJ oder EJ) ist, liegt im Ermessen der Verfahrensliste. Derjenige, der den größeren Durchmesser hat, kann kanüliert und für die Herzkatheteruntersuchung verwendet werden.
    3. Die Gurtmuskulatur und der Gurt werden nach Bedarf mit einer Kelly-Gewebeschere und einem Lahey-Retraktor13 präpariert (siehe Materialtabelle).
    4. Nach der Exposition werden zwei 8,5 Fr-Kanülen und zwei PACs mit der Seldinger-Technik14 platziert.
      HINWEIS: Der Katheter und der PAC der rechten Jugularvene sind für die Volumenverabreichung und die hämodynamische Überwachung bestimmt. Für die Verabreichung von Ölsäure werden ein Katheter der linken Jugularvene und ein entsprechender PAC verwendet. Die Dual-PAC-Platzierung wird durch Fluoroskopie bestätigt.
    5. Platzieren Sie mit der Seldinger-Technik einen arteriellen Zugang in der richtigen CA für die invasive Blutdrucküberwachung während des gesamten Experiments.
    6. Bringen Sie alle gewünschten Überwachungsgeräte an. Überwachen Sie die Herzfrequenz (HF) mit Telemetrieleitungen. Überwachen Sie den systolischen Blutdruck (SBP), den diastolischen Blutdruck (DBP) und den mittleren arteriellen Druck (MAP), indem Sie einen Druckwandler an den CA-Katheter anschließen. Überwachen Sie den mittleren Lungenarteriendruck (MPAP) und den zentralvenösen Druck (CVP) mit einem unabhängigen Druckwandler/Verstärker-System.
      HINWEIS: Berechnen Sie den Impulsdruck als Differenz zwischen SBP und DBP und die Impulsdruckvariabilität (PPV), indem Sie die Differenz zwischen dem Spitzenimpulsdruck bei der Einatmung und der Exspiration während des Atemzyklus berechnen. Führen Sie das Thermodilutions-Herzzeitvolumen (CO) mit der gerätespezifischen Volumentemperatur-/Volumenkalibrierung durch. Um einen pulmonalen Kapillarkeildruck (PCWP) zu erhalten, blasen Sie den PAC-Ballon mit 1,5 ml Luft auf, schieben Sie den Katheter vor, bis sowohl "v"- als auch "a"-Wellen sichtbar werden, die einen eingeschränkten Blutfluss von rechts nach links darstellen, und zeichnen Sie den PCWP als den Druckwert der "a"-Welle am Ende der Exspirationauf 16.
    7. Um die Urinausscheidung zu überwachen, legen Sie einen Foley-Katheter (siehe Materialtabelle) in die Harnröhre des Schweins. Bei männlichen Schweinen ist eine chirurgische suprapubische Katheterisierung erforderlich17.
    8. Verabreichen Sie Kristalloide (PlasmaLyte, siehe Materialtabelle) mit einer Geschwindigkeit von 100 mL über 10 Minuten, um ein PCWP von 8-12 mmHg (Euvolämie) zu erreichen, bevor Sie mit Ölsäure beginnen. Überprüfen Sie PCWP alle 100 ml, bis 10 mmHg erreicht sind.

2. Ölsäure-Infusion

  1. Zubereitung von Ölsäure
    1. Bereiten Sie die Ölsäurelösung (16%) vor, indem Sie 16 ml Ölsäure mit 84 ml normaler Kochsalzlösung kombinieren.
      HINWEIS: Gehen Sie vorsichtig mit Ölsäure um und stellen Sie sicher, dass das Personal Schutzhandschuhe, Schutzbrillen und Masken trägt, um direkten Hautkontakt, Einatmen oder Augenkontakt zu vermeiden. Häufiges Rühren ist notwendig, um eine Trennung zu verhindern, und Dimethylsulfoxid kann hinzugefügt werden, wenn eine Trennung erfolgt.
    2. Entlüften Sie die Ölsäurelösung in einer intravenösen Flüssigkeitsleitung und verbinden Sie sie mit dem distalen Port des Katheters der linken Pulmonulararterie (siehe Materialtabelle).
  2. Einleitung der Ölsäure
    1. Beginnen Sie die Ölsäureinfusion mit einer Geschwindigkeit von 0,2 ml/kg/h, wobei die offizielle Startzeit 18,19,20 markiert ist (Abbildung 1).
      HINWEIS: Bestätigen Sie die hämodynamische Überwachung und die Katheterplatzierung, bevor Sie mit der Ölsäureinfusion beginnen. Techniken wie Fluoroskopie oder transthorakale Echokardiographie können eine korrekte Platzierung gewährleisten21,22.
    2. Stellen Sie unmittelbar nach dem Starten der Ölsäure die Einstellungen des Beatmungsgeräts so ein, dass sie die Raumluftbedingungen nachahmen (FiO2 = 21 %, PEEP = 0 cm H2O).
  3. Hämodynamische und respiratorische Überwachung während der Ölsäureinfusion
    1. Kontinuierliche Überwachung der Herzfrequenz (HF), des Anteils des sauerstoffgesättigten Hämoglobins (SpO2), der Atemfrequenz (RR), des endtidalen Kohlendioxids (ETCO2), des zentralvenösen Drucks (CVP), des systolischen Blutdrucks (SBP), des diastolischen Blutdrucks (DBP), des mittleren arteriellen Drucks (MAP), der Pulsdruckvariabilität (PPV) und des mittleren Lungenarteriendrucks (MPAP).
      1. Messen Sie den partiellen arteriellen Sauerstoffdruck (PaO2), den pH-Wert, den Laktat-Überschuss, den Basenüberschuss, das Herzzeitvolumen (CO) und den Lungenkapillarkeildruck (PCWP) alle 30 Minuten in den ersten 60-90 Minuten und danach alle 15 Minuten bis zur Tötung (Abbildung 1). Rekord des Spitzendrucks der Atemwege und des Plateaudrucks bei gleichzeitiger Messung von PaO2 .
        HINWEIS: Typische Startwerte für kontinuierlich überwachte Variablen sind 95 %-100 %, 15-20 Atemzüge pro Minute, 25-35 mmHg, 70-80 mmHg, 40-50 mmHg, 55-65 mmHg, 1 %-4 % bzw. 10-20 mmHg. Die Ausgangswerte für intermittierende Variablen betragen 10 mmHg, 7,4, 0-2 mg/dl, -2 +2 mEq/l, >5 l/min bzw. 8-10 mmHg.
    2. Betrachten Sie das Experiment als abgeschlossen, sobald das arterielle PaO2/Fraktion des eingeatmeten O2 (P/F) weniger als <10023 beträgt.
      HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt kann das Tier eingeschläfert werden (siehe unten), und bei Bedarf können lungenpathologische Proben entnommen werden (Abbildung 2).

3. Venöse Wellenformanalyse und Verfahren zur Behandlung des Beatmungsgeräts

  1. Respiratorische nicht-invasive Analyse venöser Wellenformen
    - Respiratorischer Index (RIVA-RI)
    HINWEIS: Unser Forschungsteam verwendet dieses Modell, um Veränderungen der venösen Wellenformen während Atemnot zu untersuchen. Periphere venöse Wellenformen werden nichtinvasiv am Oberarm eines Schweins mit einem piezoelektrischen Sensor erfasst (siehe Materialtabelle). Für die Analyse dieser Wellenformen mit niedriger Amplitude sind Signalverarbeitung und -verstärkung erforderlich. Die Fourier-Transformation wird dann angewendet, um die Daten im Frequenzbereich darzustellen, wobei eine Wellenform mit niedriger Amplitude bei etwa 0,2 Hz (als "f R0" bezeichnet) angezeigt wird, die der Atmung entspricht. Diese Hypothese deutet darauf hin, dass diese Welle aus der retrograden Ausbreitung des negativen intrathorakalen Drucks während der Inspiration aus dem rechten Vorhof/der Hohlvene durch das venöse System resultiert. Die gewichteten Beiträge der Amplituden des Atemsignals (fR0) können ratiometrisch normiert werden, um Daten auf einer gemeinsamen Skala zu vergleichen und die Leistung zu verbessern, und die Amplitude der Frequenz der Pulsfrequenz (f0), um einen RIVA-RI7 zu erzeugen.
    1. Platzieren Sie die Piezoelektrode auf dem Venenplexus der vorderen oberen Extremität unmittelbar proximal des Ellenbogens.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Sie mit dem Piezoelektrodengerät aufnehmen und hochladen können. Beispiele für frühere Aufnahmeprototypen finden sich in der Literatur 7,24,25,26,27.
    2. Beginnen Sie mit der Aufzeichnung venöser Wellenformen mit der LabChart-Software (siehe Materialtabelle), wann immer venöse Wellenformen während des Experiments gewünscht werden.
  2. Euthanasie
    1. Bestätigen Sie die Beibehaltung von Isofluran bei 1%.
    2. Herbeiführung eines Herzstillstands durch intravenöse Injektion von Natrium-Pentobarbital (125 mg/kg) (gemäß institutionell anerkannten Protokollen).
    3. Bestätigen Sie den Mangel an Vitalwerten nach der Injektion, um den Tod zu bestätigen.

Ergebnisse

Frühe Pilotdaten bei Einzelschweinen zeigen einen Anstieg der RIVA-RI vor Änderungen anderer Atemwegsüberwachungsmaßnahmen (RR und SpO2), die mit den Veränderungen der PaO2 übereinstimmen (Abbildung 3). Der Rückgang von PaO2 ist das "positive" Ergebnis, das dieses Modell erreichen will. Vorläufige Daten zeigen auch, dass RIVA-RI mit fortschreitender Erkrankung ab der 30-Minuten-Marke zunimmt und der PaO2 abnimmt (Abbildung 3; roter Pfeil). PaO2 ist der hämodynamische Parameter, der bei der Überwachung des Atemwegszustands am interessantesten ist, da er das Gleichgewicht zwischen Sauerstoffzufuhr und -verbrauch unabhängig vom klinischen Zustand eines Patienten widerspiegelt28,29. Sie treibt auch die Diagnose von akuter Atemnot und die Durchführung von Behandlungenvoran 30. Beide Werte veränderten sich lange vor der Abnahme von SpO2 im Schweinemodell, die verzögert auf die 60-Minuten-Marke31 kam (Abbildung 3). Die vorläufigen Daten stützen auch die zuvor berichtete Einschränkung bei der singulären Anwendung vonSpO 2 als klinischer Indikator für den Schweregrad der Lungenerkrankung 29,32,33,34. Diese Daten unterstützen, dass dieses beschriebene Modell erfolgreich ist, um ein akutes respiratorisches Versagen zu erreichen, indem Ölsäure direkt über ein PAC verabreicht wird.

Neben dem erfolgreichen Erreichen einer akuten Ateminsuffizienz anhand von Gasaustauschdefinitionen zeigte die histologische Bewertung von Schweinelungengewebe 5,6 (formalinfixiert, paraffineingebettet und mit Hämatoxylin und Eosin gefärbt) nach erfolgreichem Erreichen der Atemnot Veränderungen, die mit der akuten Atemnot beim Menschen übereinstimmten (Abbildung 2). Dies unterstützt die bisherige Literatur über die Verwendung von Ölsäure bei akuter Atemnot9.

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Abbildung 1: Zeitleiste einer Studie zu akuter Atemnot bei Schweinen bei Yorkshire-Schweinen. RIVA-RI-Werte, hämodynamische Daten (Herzfrequenz, Atemfrequenz, Blutdruck, SpO2, Pulmonalarteriendruck, pulmonaler Kapillarkeildruck, zentralvenöser Druck, Pleuradruck, Plateaudruck und Spitzendruck) und arterielle Blutgasanalyse (PaO2, PaCO2, Laktat, Basenüberschuss und pH-Wert) wurden in den ersten 1,5 Stunden alle 30 Minuten und danach alle 15 Minuten bis zur Tötung erhoben. Das NHLBI ARDS Clinical Network Mechanical Ventilation Protocol wird eingeleitet, wenn das P/F-Verhältnis <100 beträgt. Die Anpassung des Beatmungsgeräts erfolgt nach diesem Protokoll mit dem Ziel einer Sauerstoffversorgung von PaO2 55-80 mmHg oder SpO2 88 %-95 %. Vor einer Eskalation von FiO2 und/oder PEEP dauert es mindestens 2 Minuten für die Erfassung der venösen Wellenform. Abkürzungen: ABG = arterielles Blutgas; RIVA = Respiratorische nicht-invasive venöse Wellenformanalyse; min = Minute; PaO2 = Partialdruck des Sauerstoffs; PaCO2 = Partialdruck von Kohlendioxid; mL = Millimeter; kg = Kilogramm; h = Stunde; FiO2 = Anteil des eingeatmeten Sauerstoffs; PEEP = positiver endexspiratorischer Druck. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 2: Histologie der Schweinelunge nach Ölsäureinfusion mit PaO2/FiO2 <100. Histologische Veränderungen des Lungengewebes von Schweinen bestätigen dieses Ölsäuremodell mit dem Nachweis von alveolär erweiterten Alveolarsepten durch myxoid erscheinendes fibröses Gewebe, Pneumozytenhyperplasie und lymphozytäre Infiltration (rote Pfeile) - klassische Befunde von akuter Atemnot. Maßstabsleiste = 500 μm; Vergrößerter Teil = 100 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 3: Grafische Beziehung zwischen RIVA-RI und PaO2 und SpO2 über die Zeit der Ölsäureinfusion in einem Schweinemodell eines Schweins. Da akute Atemnot durch die direkte Infusion von Ölsäure in die Lungenarterie induziert wird, steigt RIVA-RI an, während PaO2 (A) und SpO2 (B) abnehmen. Wenn RIVA-RI über den gesamten Verlauf der Ölsäureinfusion im Farbspektrum (C) sichtbar gemacht wurde, wurde nach 40 Minuten der Infusion ein Anstieg des RIVA-RI-Wertes beobachtet und während der Entwicklung der Atemnot erhöht. Rote Pfeile zeigen den Punkt bei 30 min an, an dem RIVA-RI und PaO2 zu verändern begannen, SpO2 jedoch gleich blieb. Abkürzungen = RIVA-RI = Respiratory non-Invasive Venous Waveform Analysis Respiratory Index, PaO2 = Partialdruck von Sauerstoff, SpO2 = Sauerstoffhämoglobinsättigung, min = Minuten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Das Schlüsselelement dieses Protokolls besteht darin, den hämodynamischen Zustand des Schweins während der Verabreichung von Ölsäure zur Induktion von Atemnot15 genau zu überwachen. Für Forscher ist es von größter Bedeutung, sich die notwendige Zeit zu nehmen, um die hämodynamischen Überwachungsgeräte angemessen zu positionieren. Ein spezifischer Nachteil dieses Modells ist die potentielle hämodynamische Instabilität, die als Folge einer Entzündung und Verletzung des respiratorischen Gefäßsystems auftreten kann 8,10,18. Obwohl die direkte Verabreichung von Ölsäure in die Lungenarterie zu einer geringeren Instabilität führt als ihre Verabreichung am jugularen/atrialen Übergang, sollte die Möglichkeit einer solchen Instabilität dennoch anerkannt werden. In der Regel tritt etwa 45-60 Minuten nach Beginn des Eingriffs ein signifikanter Anstieg des MPAP auf. Daher kann es erforderlich sein, eine hämodynamische Unterstützung bereitzustellen, um ein Atemversagen bei Schweinen zu erreichen. Normalerweise wird die Verabreichung von 50-70 μg Noradrenalin und/oder 10-30 μg Adrenalin für SBP unter 60 mmHg und/oder HR unter 50 Schlägen pro Minute die hämodynamische Verschlechterung korrigieren und die Fortsetzung des Experiments ermöglichen. Die Entwicklung einer hämodynamischen Instabilität wurde als primäre Einschränkung dieses Modells identifiziert.

Eine weitere Einschränkung dieses Modells ist die für das Experiment erforderliche Dauer. Basierend auf früheren Erfahrungen dauert es in der Regel durchschnittlich 60 Minuten, bis sich die ersten Anzeichen von Atemnot manifestieren. In den meisten Fällen nimmt derPaO 2 weiter ab; Es gab jedoch vereinzelte Fälle, in denen eine Form der vermuteten Anpassung auftrat, die zu einem vorübergehenden Wiederanstieg von PaO2 führte. Bis heute hat dieser Rückprall während der laufenden Ölsäureinfusion nicht länger als 30 Minuten angehalten. Es ist wichtig zu verstehen, dass die Verwendung von Ölsäure direkt toxisch für die Endothelzellen ist, und auf diese Verletzung folgt eine erhöhte pulmonale mikrovaskuläre Permeabilität und ein intrapulmonaler Shunt11. Aus diesem Grund wird angenommen, dass eine direktere Verabreichung zu einer stabileren und isolierteren Lungenverletzung und akutem Atemversagen führt – das Ziel dieses Protokolls.

Diese Methode wurde auf der Grundlage der Fusion mehrerer Berichte konzipiert, bei denen Ölsäure zur Induktion von Atemnot bei Schweinen verwendet wurde. Böker et. al. verwendeten Ölsäure-induzierte Lungenverletzungen, um Veränderungen von PaO2, Lungencompliance und proinflammatorischen Zytokinen für den Vergleich der mechanischen Beatmung unter Verwendung von ARDSnet-Niedertidalvolumina20 zu untersuchen. Sie verwendeten eine kontinuierliche Infusion von Ölsäure, definierten aber Atemversagen als PaO2 kleiner oder gleich 65 mmHg für zwei aufeinanderfolgende Messungen im Abstand von 5 Minuten20. Sie unterstützten ihre Hämodynamik mit einer kontinuierlichen Dopamininfusion (5-12 μg/kg/min), titriert, um den MAP von mehr als 50 mmHg20 zu kontrollieren. Mutch et. al.19 untersuchte auch mechanische Beatmungsstrategien nach akuter Atemnot unter Verwendung eines Ölsäuremodells. Sie legten einen 5 Fr-Katheter in die Oberschenkelvene, aber ihr Katheter endete in den rechten Vorhöfen, und Ölsäure wurde mit einer Rate von 0,2 ml/kg/h verabreicht19. Dopamin wurde auch zur hämodynamischen Unterstützung mit MAP-Zielen von 60 mmHg19 verwendet. Respiratorisches Versagen wurde definiert als ein PaO2 gleich oder weniger 60 mmHg für zwei aufeinanderfolgende Messungen im Abstand von 5 Minuten19. Es bestehen mehrere Unterschiede zwischen dem hierin beschriebenen Modell und diesen beiden vorherigen Beispielen für die Verwendung von Ölsäure. Erstens gab es einen offensichtlichen Unterschied in der Aufrechterhaltung der hämodynamischen Kontrolle. Eine prophylaktische vasoaktive Infusion war nicht erwünscht, und für dieses Protokoll wurde eine reaktivere Verabreichung beim ersten Anzeichen einer hämodynamischen Belastung gewählt, um das Schwein von vasoaktiven Medikamenten zu ersparen, falls dies nicht erforderlich war. Ein zweiter Unterschied wurde bei der Verabreichung von Ölsäure beobachtet. Sie entschieden sich für eine systemischere Verabreichung durch einen 5 Fr Einlumenkatheter, der etwa 1-2 cm über dem Zwerchfell durch die Oberschenkelvene endete, und es wurde eine hämodynamischere Instabilität bei systemischer Verabreichung beobachtet. Im Gegensatz dazu ist es signifikant geringer, wenn es über einen speziellen Lungenarterienkatheter direkt in die Lungenarterie verabreicht wird.

Eine andere Methode zur Induktion einer akuten Lungenschädigung bei Schweinen wurde von Rissel et. al.11, wo sie sowohl eine bronchoalveoläre Lavage als auch eine Injektion von Ölsäure durchführten. Ihre Double-Hit-Methode führt eindeutig zu schweren Lungenverletzungen, indem sie die beiden zentralen Elemente des Pathomechanismus des akuten Atemnotsyndroms (ARDS) nachahmt11 und zeigte ein ähnliches PaO2/FiO2 bei 1 hNote 11. Ihr beschriebenes Ziel ist es jedoch, bei Schweinen eine schwere Lungenschädigung zu verursachen, die geeignet ist, verschiedene Behandlungsoptionen bei ARDS11 zu untersuchen. Das Ziel des beschriebenen Protokolls ist es, ein isoliertes akutes Atemversagen zu erzeugen; Daher wurde die Hinzufügung eines weiteren Schritts zur Sicherstellung der Tensidverarmung sowie des Alveolarkollapses als nicht notwendig befunden und wurde bisher in diesem beschriebenen Modell nicht durchgeführt.

Angesichts des Innovations- und Forschungsbedarfs auf dem Gebiet der Atemwegserkrankungen ist die Etablierung eines effizienten, zuverlässigen und reproduzierbaren Tiermodells von größter Bedeutung. Die Verwendung von Ölsäure zur Induktion eines akuten Atemversagens wurde ausführlich untersucht 8,10,11,18,19,20. Der vorliegende Bericht enthält eine detaillierte Darstellung der Kanülierung, des hämodynamischen Monitorings und der Ölsäureverabreichungsstrategien, die zur Induktion eines akuten Atemversagens bei erwachsenen Schweinen eingesetzt werden. Zusammen mit der vorhandenen Literatur soll diese umfassende Modellbeschreibung zukünftigen Wissenschaftlern die Untersuchung zentraler Hypothesen innerhalb des Feldes erleichtern.

Offenlegungen

Die Autoren (BA, CB und KH) haben ein vorläufiges Patent auf geistiges Eigentum im Zusammenhang mit der nicht-invasiven venösen Wellenformanalyse der Atemwege angemeldet.

Danksagungen

Die Autoren danken Dr. José A. Diaz, Jamie Adcock, Mary Susan Fultz und dem S.R. Light Laboratory am Vanderbilt University Medical Center für ihre Hilfe und Unterstützung. Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium des National Heart, Lung, and Blood Institute der National Institutes of Health (BA; R01HL148244). Der Inhalt liegt in der alleinigen Verantwortung der Autoren und gibt nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health wieder.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1% IsofluranPrimal, Boston, MA, USA26675-46-7https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl
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ArterienkatheterMerit Medical, South Jordan, UT, USAMAK401MAK Mini Access Kit 4F
BlutdruckverstärkerAD Instruments, Colorado Springs, CO, USAFE117https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp
Zentraler VenenkatheterArrow International, Cleveland, OH, USAAK-098008,5 Fr. x 4" (10 cm) Arrow-Flex
Einweg-DruckmessumformerAD Instruments, Colorado Springs, CO, USAMLT0670 https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Edwards Lifesciences Dreistufige VenenkanülenEdwards Life Sciences, Irvine, CATF293702https://www.graylinemedical.com/products/edwards-lifesciences-triple-stage-venous-cannulas-venous-dual-stage-cannula-tf293702?variant=31851942576185&gad=1&
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TM4aAufGEALw_wcB
Kelly ScissorsMPM Medical Supply, Freehold, NJ 07728104-5516https://www.mpmmedicalsupply.com/products/kelly-scissors
Kendall 930 FoamElectrodesCovidien, Mansfield, MA, USA22935https://www.cardinalhealth.com/en/product-solutions/medical/patient-monitoring/electrocardiography/monitoring-ecg-electrodes/radiolucent-electrodes/kendall-930-series-radiolucent-foam-electrodes.html
Ketaminhydrochlorid 100 mg/ml, injizierbare Lösung, 10 mLPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-894-8462https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078948462?omni=ketamine
LabChart 8 SoftwareAD Instruments, Colorado Springs, CO, USAN/A
Lahey RetractorBOSS Instruments LTD, Gordonsville, VA 2294218-1210https://bossinstruments.com/product/7-3-4-lahey-thyroid-retractor-6mmx28mm/
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