Biogasreinigung durch den Einsatz eines Mikroalgen-Bakterien-Systems in semi-industriellen Hochstrom-Algenteichen

Zusammenfassung

Luftverschmutzung wirkt sich auf die Lebensqualität aller Organismen aus. Hier beschreiben wir den Einsatz der Mikroalgen-Biotechnologie zur Aufbereitung von Biogas (gleichzeitige Entfernung von Kohlendioxid und Schwefelwasserstoff) und die Produktion von Biomethan durch semi-industrielle offene Hochraten-Algenteiche und die anschließende Analyse der Aufbereitungseffizienz, des pH-Werts, des gelösten Sauerstoffs und des Mikroalgenwachstums.

Zusammenfassung

In den letzten Jahren sind eine Reihe von Technologien entstanden, um Biogas zu Biomethan zu reinigen. Diese Reinigung beinhaltet eine Verringerung der Konzentration von umweltschädlichen Gasen wie Kohlendioxid und Schwefelwasserstoff, um den Methangehalt zu erhöhen. In dieser Studie haben wir eine Mikroalgenkultivierungstechnologie verwendet, um Biogas, das aus organischen Abfällen aus der Schweineindustrie hergestellt wird, zu behandeln und zu reinigen, um gebrauchsfertiges Biomethan zu erhalten. Für die Kultivierung und Reinigung wurden zwei 22,2^m3 große Open-Pond-Photobioreaktoren gekoppelt mit einem Absorptions-Desorptions-Kolonnensystem in San Juan de los Lagos, Mexiko, errichtet. Es wurden mehrere Rezirkulations-Flüssigkeits-/Biogas-Verhältnisse (L/G) getestet, um die höchsten Abscheidewirkungsgrade zu erzielen. andere Parameter wie pH-Wert, gelöster Sauerstoff (DO), Temperatur und Biomassewachstum wurden gemessen. Die effizientesten L/G-Werte waren 1,6 und 2,5, was zu einem behandelten Biogasablauf mit einer Zusammensetzung von 6,8 Vol.-% bzw. 6,6 Vol.-% in_CO2 und einer Abscheideeffizienz für_H2Svon bis zu 98,9 % sowie zur Aufrechterhaltung von_{O2-Kontaminationswerten} von weniger als 2 Vol.-% führte. Wir fanden heraus, dass der pH-Wert die CO_{2 -} Entfernung während der Kultivierung stärker bestimmt als L/G, da er am Photosyntheseprozess von Mikroalgen beteiligt ist und aufgrund seiner sauren Natur den pH-Wert bei der Lösung variieren kann. DO, und die Temperatur oszillierte, wie erwartet aus den natürlichen Hell-Dunkel-Zyklen der Photosynthese bzw. der Tageszeit. Das Wachstum der Biomasse variierte mit der CO_{2 -} und Nährstoffzufuhr sowie der Reaktorernte; Der Trend blieb jedoch auf Wachstum ausgerichtet.

Einleitung

In den letzten Jahren sind mehrere Technologien entstanden, um Biogas zu Biomethan zu reinigen, seine Verwendung als nicht-fossiler Brennstoff zu fördern und so die unvermeidbaren Methanemissionen zu verringern¹. Luftverschmutzung ist ein Problem, das den größten Teil der Weltbevölkerung betrifft, insbesondere in städtischen Gebieten. Schließlich atmen rund 92 % der Weltbevölkerung verschmutzte Luft^{ein 2}. In Lateinamerika werden die Luftverschmutzungsraten hauptsächlich durch die Verwendung von Brennstoffen verursacht, wobei im Jahr 2014 48 % der Luftverschmutzung durch den Sektor der Strom- und Wärmeerzeugung verursacht wurden³.

In den letzten zehn Jahren wurden immer mehr Studien über den Zusammenhang zwischen Schadstoffen in der Luft und dem Anstieg der Sterblichkeitsraten vorgeschlagen, wobei argumentiert wurde, dass es eine starke Korrelation zwischen beiden Datensätzen gibt, insbesondere bei Kindern.

Um ein Fortbestehen der Luftverschmutzung zu vermeiden, wurden mehrere Strategien vorgeschlagen. Eine davon ist die Nutzung erneuerbarer Energiequellen, einschließlich Windkraftanlagen und Photovoltaikzellen, die die Freisetzung von CO₂ in die Atmosphäre verringern ^4,5. Eine weitere erneuerbare Energiequelle ist Biogas, ein Nebenprodukt der anaeroben Vergärung organischer Stoffe, das zusammen mit einem flüssigen organischen Gärrest entsteht⁶. Dieses Gas besteht aus einem Gemisch von Gasen, deren Anteile von der Quelle der organischen Substanz abhängen, die für die anaerobe Vergärung verwendet wird (Klärschlamm, Rindermist oder agroindustrielle Bioabfälle). Im Allgemeinen sind diese Anteile CH₄ (53%-70%vol), CO₂ (30%-47%vol),_N2 (0%-3%vol),_H2O (5%-10%vol),_O2 (0%-1%vol),_H2S(0-10.000 ppmv), NH3 (0-100 ppmv), Kohlenwasserstoffe (0-200 mg/m³) und Siloxane (0-41 mg/m³)^7,8,9, wobei die wissenschaftliche Gemeinschaft an dem Methangas interessiert ist, da es die erneuerbare Energiekomponente des Gemisches ist.

Biogas kann jedoch nicht einfach so verbrannt werden, wie es gewonnen wird, da die Nebenprodukte der Reaktion schädlich und verunreinigend sein können. Dies erhöht die Notwendigkeit, das Gemisch zu behandeln und zu reinigen, um den Methananteil zu erhöhen und den Rest zu verringern, wodurch es im Wesentlichen in Biomethan umgewandelt wird¹⁰. Dieser Vorgang wird auch als Upgrade bezeichnet. Auch wenn es derzeit kommerzielle Technologien für diese Behandlung gibt, haben diese Technologien mehrere wirtschaftliche und ökologische Nachteile 11,12,13. Zum Beispiel weisen Systeme mit Aktivkohle- und Wasserwäsche (ACF-WS), Druckwasserwäsche (PWS), Gaspermeation (GPHR) und Druckwechseladsorption (PSA) einige wirtschaftliche oder andere Nachteile der Umweltauswirkungen auf. Eine praktikable Alternative (Abbildung 1) ist der Einsatz biologischer Systeme, wie sie Mikroalgen und in Photobioreaktoren gezüchtete Bakterien kombinieren. Zu den Vorteilen gehören die Einfachheit des Designs und der Bedienung, die niedrigen Betriebskosten sowie der umweltfreundliche Betrieb und die Nebenprodukte 10,13,14. Wenn Biogas zu Biomethan gereinigt wird, kann letzteres als Ersatz für Erdgas verwendet werden, und die Gärreste können als Nährstoffquelle eingesetzt werden, um das Wachstum von Mikroalgen im System zu unterstützen¹⁰.

Eine Methode, die bei diesem Aufbereitungsverfahren weit verbreitet ist, ist das Wachstum von Mikroalgen in offenen Laufbahn-Photoreaktoren in Verbindung mit einer Absorptionssäule aufgrund der geringeren Betriebskosten und^{des minimalen} Investitionskapitals 6. Der am häufigsten verwendete Typ von Raceway-Reaktor für diese Anwendung ist der High-Rate Alg Pond (HRAP), bei dem es sich um einen flachen Laufbahnteich handelt, in dem die Zirkulation der Algenbrühe über ein Schaufelrad mit geringer Leistung¹⁴ erfolgt. Diese Reaktoren benötigen große Flächen für ihre Installation und sind sehr anfällig für Kontaminationen, wenn sie unter Außenbedingungen eingesetzt werden. Bei Biogasreinigungsprozessen wird empfohlen, alkalische Bedingungen (pH > 9,5) und die Verwendung von Algenarten zu verwenden, die bei höheren pH-Werten gedeihen, um die Entfernung von CO₂ und H₂S zu verbessern und gleichzeitig eine Kontamination zu vermeiden^15,16.

Diese Forschung zielte darauf ab, die Effizienz der Biogasaufbereitung und die Endproduktion von Biomethan unter Verwendung von HRAP-Photobioreaktoren in Verbindung mit einem Absorptions-Desorptions-Säulensystem und einem Mikroalgenkonsortium zu bestimmen.

Protokoll

1. Aufbau des Systems

HINWEIS: Ein Rohrleitungs- und Instrumentierungsdiagramm (P&ID) des in diesem Protokoll beschriebenen Systems ist in Abbildung 2 dargestellt.

1. Aufbau des Reaktors
   1. Bereiten Sie den Boden vor, indem Sie ihn nivellieren und verdichten, um die Stabilität des Reaktors zu verbessern.
   2. Auf offenem Feld zwei Langlöcher graben und 3 m vom Ende entfernt ein^{3 m 2} und 1 m tiefes Loch graben (bekannt als Belüftungsbrunnen).
   3. Platzieren Sie zwei HRAPs (Abbildung 3) im Raum auf mit Dichtungsmembranen bedeckten Metallträgern. Jeder Reaktor muss eine Betriebskapazität von 22,2^m3 haben.
   4. Platzieren Sie eine Luftpumpe pro Reaktor mit einer Leistung von 1728,42 Watt (2,35 PS) in der Nähe der Stelle, an der die Belüftungsbrunnen gegraben wurden.
   5. Befestigen Sie ein Schaufelrad (bewegt von einem 1103,24 Watt [1,5 PS] starken Elektromotor) über dem Reaktor, um den Kontakt zwischen Biomasse und Medien zu fördern.
2. Aufbau der Gasaufbereitung (Abbildung 4)
   1. Bauen Sie die Desorptionssäule mit einem 6-Zoll-Rohr aus Polyvinylchlorid (PVC) auf, bei dem der Eingangsstrom 2 m von der abgedeckten Oberseite und der Ausgangsstrom von unten eintritt (Abbildung 2).
   2. Stellen Sie den Absorptionsbehälter (V_t: 2,55 m³) auf, in dem der gasförmige Einlassstrom (unbehandeltes Biogas) von unten durch 11 Diffusorrohre geleitet wird und aus dem anaeroben Fermenter durch eine 4-Zoll-PVC-Rohrleitung durch ein Biogasgebläse, ein 1-Zoll-Rotameter und eine Probenahmeöffnung fließt, während die Flüssigkeit aus der Medienrückführung nach der Desorptionssäule am Boden des Tanks kommt. Der Flüssigkeitsauslass befindet sich an der Seite des Tanks. Er transportiert das mit CO₂ angereicherte Medium zur Niveauregulierungssäule, und das Gas tritt aus dem Auslass an der Oberseite des Tanks aus, der mit einer 1-Zoll-PVC-Rohrleitung verbunden ist, um das gewonnene Biomethan zu einem Brenner für seine kontinuierliche Verbrennung zu leiten (Abbildung 2).
   3. Verbinden Sie den Absorptionstank über einen 4-Zoll-PVC-Schlauch mit der Desorptionssäule und führen Sie ihn zwischen beiden Arbeitsgängen durch eine Probenahmeöffnung (Abbildung 2).
   4. Bauen Sie die Niveauregulierungssäule mit einem 6-Zoll-PVC-Rohr auf, bei dem sich der Einlass unten befindet. Es verfügt über zwei Auslässe (gesteuert mit Absperrklappen), je nach den Anforderungen des Systems; der erste befindet sich in einer Höhe von 2,5 m und der zweite in 3 m Höhe über dem Boden (Abbildung 2).
   5. Verbinden Sie die HRAP-Photobioreaktoren über eine 2-Zoll-PVC-Rohrleitung mit der 6-Zoll-Desorptionssäule und durchlaufen Sie eine Umwälzkreiselpumpe (1103,24 Watt [1,5 PS]) und ein 1-Zoll-Rotameter (Abbildung 2).
   6. Verbinden Sie die Niveauregulierungssäule durch ein 4-Zoll-PVC-Rohr mit einem PVC-Rohr der Liste 40 und führen Sie es durch eine Probenahmeöffnung. Verbinden Sie es als Nächstes mit einem Teil eines flexiblen PVC-Schlauchs, gefolgt von einem weiteren PVC-Schlauch der Liste 40 und schließlich einem 4-Zoll-PVC-Schlauch, der sich zu den HRAP-Photobioreaktoren öffnet (Abbildung 2).
   7. Richten Sie den Bypass der Desorptionssäule mit einer 2"-PVC-Rohrleitung ein und verbinden Sie ihn mit dem Hauptrohr vor der Probenahmeöffnung (Abbildung 2).

2. Funktionsprüfung des Systems

1. Umwälzkreiselpumpe (1103,24 Watt [1,5 PS])
   1. Um die maximale Durchflussmenge der Pumpe zu bestimmen, saugen Sie den Innenraum mindestens 10 Minuten lang an, um Luftansaugung zu vermeiden, und starten Sie sie mit 230 V und 1 Phase.
   2. Testen Sie den Rezirkulationsfluss, indem Sie ihn durch das 1"-Rotameter fließen lassen.
2. Biogas-Sprudelanlage
   1. Um die Kraft zu bestimmen, die erforderlich ist, um mindestens eine Luftsäule von 200 mbar zu blasen, werden mindestens 3 Gebläse mit unterschiedlichen Leistungen (485,52 Watt [0,66 PS], 1838,74 Watt [2,5 PS] und 3309,74 Watt [4,5 PS]) getestet, indem Luft in den Absorptionstank geblasen wird.
   2. Überprüfen Sie visuell die Größe und Verteilung der Luftblasen im Tank. Unter den hier beschriebenen Betriebsbedingungen beträgt der prognostizierte durchschnittliche Durchmesser der Blasen 3 mm.

3. Inokulation und Wachstum unter Innenraumbedingungen

1. Ein reiner Stamm von Arthrospira maxima wird von Agarplatten in 15 ml wässriges Mineralmedium¹⁷ (NaHCO₃ [10 g/L], Na₃PO₄ ·12H₂O [0,033 g/L], NaNO₃ [0,185 g/L], MgSO₄ ·7H₂O [0,014 g/L], FeSO₄ ·7H₂O [0,0008 g/L], NaCl [0,4 g/L]) überführt.
2. Skalieren Sie die Kultur auf 500-ml-Kolben mit unschädlichem wässrigem Jourdan-Medium, wobei 100 % des Kolbenvolumens verwendet werden, und lassen Sie sie in 12 Stunden lichter/12 h dunkler Photoperiode unter Verwendung von LED-Lampen (Light Emitting Dioden) mit SMD 2835 wachsen, die kaltes Licht mit 2000 lm und unter kontinuierlichem Mischen durch Luftblasenbildung (0,3 l/min oder 0,6 vvm) liefern. (Schritt dauert ca. 1 Monat).
3. Setzen Sie den Skalierungsprozess fort, indem Sie 20 % des vorherigen Volumens zum neuen Volumen hinzufügen, bis 50 l erreicht sind.
4. Anpassung der Kultur an die natürlichen Lichtverhältnisse und Jourdan-Nährmedien in einem Gewächshaus in transparenten 50-Liter-Säcken (Schritt ca. 2 Monate).
5. Fahren Sie unter diesen Bedingungen mit der Skalierung bis zu 5 m³ HRAP-Photobioreaktoren fort (Schritt dauert etwa 2 Monate).

4. Inbetriebnahme der Anlage unter Außenbedingungen

1. Addieren Sie das gesamte Volumen dieser 5^m3 HRAP-Photobioreaktoren zu HRAPs Photobioreaktoren von 13^m3 , die sich im Freien befinden, und füllen Sie den Rest des Volumens mit Jourdan-Nährmedium. Beginnen Sie mit dem Mischen durch ein Schaufelrad mit einer Geschwindigkeit von 30 cm/s und kultivieren Sie es 15 Tage lang im Batch-Modus oder bis es 0,7 g/L erreicht (Schritt dauert etwa 1 Monat).
2. Sobald das Wachstum 0,7 g/L erreicht, wird das Volumen auf die 22,2^m3 HRAP übertragen, der Rest mit Jourdan-Medien gefüllt und das Schaufelrad auf eine Geschwindigkeit von 30 cm/s eingestellt. Lassen Sie die Biomasse wachsen, bis sie 0,7 g/L und einen pH-Wert von 10 erreicht. Sobald diese Bedingungen erfüllt sind, beginnen Sie bei Bedarf mit der Probenahme und Ernte.
3. Starten Sie die Flüssigkeitsrückführung vom HRAP-Photobioreaktor zum Absorptionstank mit variablem Durchfluss, um die Produktivität der Biomasse zu erhöhen. Biogas wird nach 2 h mit einem durchschnittlichen Durchfluss von 3,5 m³/h sprudeln, um der Kultur anorganischen Kohlenstoff zuzuführen. Achten Sie auf den pH-Wert, da dieser über 9 bleiben muss.
   HINWEIS: Bevor Sie das Medium durch den Absorptionstank umwälzen, lassen Sie die oben beschriebene Kreiselpumpe ansezieren.
4. Nährstoffzugabe: Überwachen Sie die Nährstoffbedingungen wöchentlich während der Ernte und die Gesamtstickstoffbilanz unter der Annahme eines stabilen Zustands, die wie folgt berechnet wird:
   M_NaNO3 = (M_Biomasse x 0,10)/0,12 [g]
   Wo:
   M_NaNO3 = Natriumnitratmasse [g]
   M_Biomasse = Geerntete Biomasse [g]
   1.10: Massenausbeute Stickstoff/Biomasse¹⁶ [g/g]
   1.12: Massenanteil von Stickstoff in Natriumnitrat [g/g]
5. Mit den Ergebnissen der Stickstoffbilanz wird das Jourdan-Medium neu formuliert, um die proportionale Menge an Na3PO₄·12H2O, MgSO₄·_7H2Ound FeSO₄·_7H2Ohinzuzufügen. Fügen Sie nicht mehr Natriumbicarbonat oder Natriumchlorid hinzu.
   HINWEIS: Lösen Sie die Nährstoffe in sauberem Wasser auf, bevor Sie sie in die Reaktoren geben.
6. Überwachen Sie die Wasserverdunstung und fügen Sie sie bei Bedarf wöchentlich hinzu.

5. Probenahme und Analyse

1. Biogas
   1. Das Biogas wird aus der Probenahmestelle vor dem Absorptionsbehälter und aus der Probenahmestelle nach der Tankfüllung entnommen, indem ein 10-Liter-Polyvinylfluoridbeutel mit einem flexiblen Schlauch mit geeignetem Durchmesser an den Auslass angeschlossen wird. Legen Sie sie jeweils in separate Polyvinylfluoridbeutel.
   2. Kalibrieren Sie den tragbaren Gasanalysator, indem Sie den Druckwandler auf Null stellen und auf die Stabilisierung warten. Drücken Sie dazu auf "Start" und dann auf "Weiter" und schließen Sie ein durchsichtiges Röhrchen und ein gelbes Röhrchen an, wie vom Analysator angegeben. Drücken Sie auf Weiter und abschließend auf Gasmesswerte.
   3. Schließen Sie jede in den Polyvinylfluoridbeuteln enthaltene Probe an den Analysator an, drücken Sie auf Weiter und messen Sie die CH4_-, CO_2-,_O2- und_H2S-Konzentrationen als %vol von beiden Punkten des Systems.
   4. Bestimmen Sie das volumetrische Rezirkulationsverhältnis von Flüssigkeit zu Biogas (L/G), indem Sie den Flüssigkeitsrezirkulationsstrom durch den Biogasproduktionsstrom dividieren. Berechnen Sie den entsprechenden Gasstrom (m³/h), der die höchste Effizienz der CO_{2 -} und H₂S-Entfernung aufweist.
2. Online-Messung von Systemzuständen (pH-Wert, gelöster Sauerstoff, Temperatur)
   1. Kalibrieren Sie alle Sensoren nach den Vorgaben des Herstellers.
   2. Platzieren Sie einen pH-Sensor, einen Sensor für gelösten Sauerstoff (DO) und einen Temperatursensor in der Flüssigkeit jedes HRAP.
      HINWEIS: Die Marke und die Spezifikationen für die einzelnen Sensoren finden Sie in der Materialtabelle.
   3. Schließen Sie die pH- und Sauerstoffsensoren an ein Datenerfassungsgerät an, das aus einem 1,4-GHz-64-Bit-Quad-Core-Prozessor besteht, der mit einem tragbaren Bildschirm verbunden ist, auf dem ein vorgefertigtes Python-Programm gespeichert ist, das in der integrierten Entwicklungs- und Lernumgebung (IDLE) 2.7 geschrieben wurde.
      1. Öffnen Sie das Programm über den Bildschirm und geben Sie die Zeitintervalle an, in denen jeder Datenpunkt gespeichert werden soll (in diesem Fall alle 2 Minuten).
      2. Erstellen Sie eine Tabelle, in der das Programm die gesammelten Daten automatisch speichert.
      3. Klicken Sie auf die Schaltfläche EIN, um anzuzeigen, dass sie bereit ist, mit dem Speichern von Daten zu beginnen.
      4. Um die Datenerfassung zu stoppen, klicken Sie auf die Schaltfläche mit der Aufschrift OFF.
      5. Um die Informationen herunterzuladen, schließen Sie einen USB-Bus (Universal Serial Bus) an und importieren Sie die Tabelle.
   4. Schließen Sie den Temperatursensor an einen Thermoschreiber an, um die während der Experimente aufgezeichneten Daten zu speichern.
3. Kurze explorative Tests
   1. Bestimmen Sie die effizienteste L/G
      1. Regulieren Sie den eingehenden Biogasstrom, um den zu prüfenden L/G-Wert auszuwählen (0,5, 1, 1,5, 1,6, 2, 2,5, 3,3, 3,4).
      2. Messen Sie den pH-Wert und die Ein- und Auslasskonzentrationen jedes Gases (CH₄, CO₂, H₂S, O₂, N₂) zu Beginn und alle 15 Minuten für eine Stunde (60 Minuten) mit den zuvor beschriebenen Geräten.
      3. Bestimmen Sie die effizienteste L/G, indem Sie die Auslasswerte vergleichen, und wählen Sie diejenige aus, die je nach den Anforderungen des Experiments am besten geeignet ist.
   2. Zusammenhang zwischen L/G, pH und CO₂
      1. Wählen Sie mindestens zwei L/G's zum Vergleich.
      2. Für jedes L/G sind der pH-Wert und die Ein- und Auslasskonzentrationen von CO₂ sowie von H₂S, O₂ und N₂ als Kontrolle zu Beginn alle 15 Minuten für 60 Minuten und dann stündlich für insgesamt 5 Stunden mit den zuvor beschriebenen Instrumenten zu messen.
      3. Berechnen Sie den prozentualen Anteil der CO₂ -Entfernung anhand der folgenden Gleichung:
         %CO₂ -Entfernung = ((CO₂in - CO₂out)/(CO₂in)) x 100
      4. Stellen Sie die Ergebnisse grafisch dar und vergleichen Sie das Verhalten von pH und CO₂ für jeden der getesteten L/G's.
4. Kalibrierungskurve zur Korrelation des Biomassegewichts pro Liter Kultur mit der Absorption bei 750^{nm 18}
   1. Probieren Sie die Algenkultur aus, um eine Absorption von 1,0 zu erhalten. Wenn die Kultur eine Absorption unter 1,0 aufweist, wird Wasser durch Filtration (0,45-μm-Filter) aus einer Kulturprobe extrahiert. Wenn die Absorption größer als 1 ist, kann sie durch Zugabe eines frischen Nährmediums verringert werden.
   2. Bereiten Sie fünf Algenzellsuspensionen mit der Probe vor und fügen Sie frisches Kulturmedium in Volumen/Volumenprozentsatz (V/V) hinzu: 100 %, 80 %, 60 %, 40 % und 20 %.
   3. Messen und zeichnen Sie die Absorption der fünf Lösungen bei 750 nm mit einem Spektralphotometer unter Verwendung von Kunststoffküvetten auf, wobei das frische Nährmedium der Blindwert ist.
   4. Bestimmen Sie das Biomassegewicht pro Liter Kultur jeder Suspension, indem Sie 10 ml durch einen zuvor gewogenen 0,45-μm-Filter filtern und die Probe 24 Stunden und später 48 Stunden lang in einem Silica-Exsikkator trocknen, um ein konstantes Gewicht zu gewährleisten. Wiederholen Sie diesen Schritt für jede der fünf Lösungen.
      HINWEIS: Eine höhere Temperatur (über 60 °C) wird für die Trocknung nicht empfohlen, da bestimmte Schlüsselverbindungen verloren gehen, die sich verflüchtigen und das Gewicht der Probe verändern könnten.
   5. Nachdem Sie das Gewicht bestätigt haben, berechnen Sie die Biomassekonzentration im Reaktor mit der folgenden Gleichung:
      Biomassekonzentration = (Biomassegewicht - Filtergewicht) x 1000/Gefiltertes Volumen [g/L]
   6. Erstellen Sie eine lineare Regression der Biomassegewichtsdaten in Gramm pro Liter Kultur als Funktion der bei 750 nm gemessenen Absorption mit einer Tabellenkalkulation oder einer anderen Software. Der lineare Regressionskoeffizient sollte größer als 0,95 sein. Andernfalls ist die Kurve nicht nützlich, und das Protokoll sollte wiederholt werden.
      ANMERKUNG: Es wird als Biomassegewicht und nicht als Trockengewicht wie die meisten Methoden bezeichnet, da die verwendete Trocknungsmethode keine vollständige Entfernung von Wasser in der Probe zulässt, so dass ein Wassergehalt von weniger als 5 % ^verbleibt19.
5. Wachstum der Biomasse
   1. Überwachen Sie die Reaktoren täglich. Entnehmen Sie eine 1-Liter-Probe auf halbem Weg zwischen dem Schaufelrad und seinem Rücklauf aus jeder Kultur und bringen Sie sie ins Labor.
   2. Überprüfen Sie das Koloniewachstum und die Reinheit der Kultur unter dem Mikroskop.
   3. Messen und zeichnen Sie die Extinktion der Proben bei 750 nm mit einem Spektralphotometer auf, wobei das frische Nährmedium der Blindwert ist.
   4. Vergleichen Sie mit der Kalibrierungskurve, um das geschätzte Biomassegewicht in Gramm pro Liter zu erhalten.
   5. Zeichnen Sie das Wachstum jedes Raceway-Reaktors auf.
6. Produktion von Biomasse - Ernte
   1. Überwachen Sie die Reaktoren täglich. Wenn das Biomassewachstum während der Probenahme über 0,7 g/L steigt, muss geerntet werden.
   2. Abwechselnd zwischen beiden HRAPs wird ein Polyestergewebe auf einen Abschnitt an einem Ende des Reaktors gelegt und ein Ende eines flexiblen PVC-Schlauchs in den Durchfluss der Flüssigkeit gelegt, so dass das andere Ende die Flüssigkeit auf das Gewebe abfließen lässt.
   3. Zwischen 4500 l und 7500 l (abhängig von der Biomassesättigung des Reaktors) auf das Gitter ablassen und dabei einen kontinuierlichen Rückfluss zum entsprechenden HRAP aufrechterhalten. Die Biomasse wird auf dem Netz zurückgehalten.
   4. Um zu ernten, entfernen Sie das Netz von der Oberseite des Reaktors und legen Sie es auf eine andere Oberfläche, um die Biomasse abzukratzen und in einen Trichter zu legen.
   5. Schieben Sie die Biomasse durch den Trichter, um längliche Formen auf einem sauberen und trockenen Netz zu erzeugen. Stellen Sie das Netz für 48-72 h in einen warmen, überdachten Raum (34-36 °C).
   6. Nach dem Trocknen die Biomasse aus dem Netz entfernen und wiegen. Berechnen Sie die geerntete Biomassekonzentration in g/L mit diesen Gleichungen:
      Volumen der abgelassenen Flüssigkeit = Durchflussmenge der Pumpe x Ablasszeit [L]
      Biomasse-Erntekonzentration = Biomassegewicht der geernteten Biomasse/Volumen der abgelassenen Flüssigkeit [g/L]

Ergebnisse

Dem Protokoll folgend, wurde das System gebaut, getestet und geimpft. Die Bedingungen wurden gemessen und gespeichert, die Proben entnommen und analysiert. Das Protokoll wurde ein Jahr lang durchgeführt, von Oktober 2019 bis Oktober 2020. Es ist wichtig zu erwähnen, dass die HRAPs von nun an als RT3 und RT4 bezeichnet werden.

Biomethan-Produktivität
Um die Bedingungen zu bestimmen, die die höchste_{H2S- und CO2-Entfernung} und damit die höchste Methankonzentration begünstigen, wurden mehrere Rezirkulations-Flüssig/Biogas-Verhältnisse (L/G) in einem Bereich von 0,5 bis 3,4 ausprobiert. Diese Ergebnisse wurden für Versuche mit einer Dauer von mindestens 60 min (1 h) kontinuierlicher Biogassprudelung im Zeitraum zwischen dem 25^. September und dem 28. September erzielt. Während dieser Tests fixierten die Mikroalgen das CO_{2 und} die Bakterien oxidierten das H₂S, konzentrierten das Methan (CH₄) und reinigten im Wesentlichen das Gasgemisch.

Unter Berücksichtigung der gemittelten CO_{2 -} Eliminierungskapazität des gesamten Systems (HRAP-Volumen + Tankvolumen = 24,75^m3) und einer stabilen Biomassekonzentration von 0,8 g/L wurde eine spezifische Fixierungsrate geschätzt, die zu 65 mgCO₂/gBiomasse h führt, was niedriger ist als der maximal angegebene theoretische Wert (300 mgCO₂/gbiomasse h). Dies bedeutet, dass der Biogasreinigungsprozess auf Basis von Mikroalgen-Bakterien geeignet ist, verbessert zu werden.

Im Allgemeinen hatte die Biogasreinigung eine erhöhte Wirksamkeit bei höheren L/G-Werten, wobei die Abscheideeffizienz bei oder über 98 % für_H2Sund weniger als 7,5 Vol.-Gehalt für CO₂ lag (Abbildung 5, Abbildung 6 und Abbildung 7). Die O2-Biomethan-Kontamination durch die photosynthetische Produktion dieses Gases war jedoch bei höheren L/G-Werten viel höher, was für die kommerzielle Nutzung ein potenzielles Problem darstellen kann, da die_{O2-Konzentrationen} laut Gesetz recht niedrig bleiben müssen, um das Explosionsrisiko zu verringern²⁰. Ein weiterer Grund hängt damit zusammen, dass vermieden wird, den Heizwert durch_{O2-Verdünnung} zu verringern. Stattdessen könnte argumentiert werden, dass die L/Gs 1,6 und 2,5 insgesamt die effizientesten Ergebnisse darstellen, mit CO₂ -Konzentrationen zwischen 6,6 % vol und 6,8 % vol, CH₄ mit 87 % vol und_O2 mit weniger als 1,5 % vol sowie mit H₂S-Entfernungseffizienzen von über 98,5 % (Abbildung 5, Abbildung 6, und Abbildung 7). Ein Vergleich zwischen den ermittelten Prozentsätzen und den gesetzlich zulässigen Werten ist in Tabelle 1 zu finden.

Es ist interessant festzustellen, dass das Verhältnis von Rezirkulationsflüssigkeit zu Biogas von 2 eine höhere CO₂ -Konzentration (7,4 % vol) aufweist, selbst wenn der Wert zwischen den effizientesten L/Gs liegt; Dies könnte darauf zurückzuführen sein, dass es in RT3 statt in RT4 getestet wurde. In diesem Fall waren die Bedingungen für die CO_{2 -} Entfernung ungünstiger, möglicherweise aufgrund einer geringeren Biomassekonzentration. Insgesamt belief sich die durchschnittliche Biomethanproduktion unter diesen Bedingungen auf 20,68^m3/Tag bei einer durchschnittlichen Durchflussrate von 4,14^m3/h.

Die Ergebnisse können je nach Wachstumsbedingungen, Art des Biogases (synthetisch oder echt) und Algen variieren. Zum Beispiel verwendeten Serejo et ^al.21 zwei synthetische Biogasgemische, die ein reines CO₂ - und N₂ -Gasgemisch simulierten, um es mit einem normalen Biogas zu vergleichen, das aus 70 % vol CH₄, 29,5 % vol_CO2 und 0,5 % vol_H2Shergestellt wurde, und reinigten es durch ein 180 L HRAP-Absorptionssäulensystem, das Chlorella vulgaris kultivierte. In dieser Arbeit testet Serejo auch verschiedene L/G-Verhältnisse, die von 0,5 bis 67 reichen, in einem kleineren, aber ähnlichen System bei niedrigeren pH-Werten und künstlicher Beleuchtung. Es wurde eine vollständige Entfernung von H₂S und ein durchschnittlicher Entfernungsprozentsatz von 80 % in den besten Verhältnissen (über 15) erreicht. Diese Entfernungseffizienzen stiegen linear mit dem Verhältnis an; Allerdings nahm auch die Sauerstoffbelastung zu, was zu Problemen in der Gesamtqualität des entstehenden Biomethans führen könnte. Der Anstieg unserer CO_{2 -} Abscheideeffizienzen war nicht linear; Dennoch ist bei größeren Verhältnissen eine bessere CO_{2 -} Eliminierung zu erkennen. Die Erklärung ist multikausal und umfasst den pH-Wert, die Nährstoffbedingungen der Kultur, das Wachstum der Biomasse sowie das Sprudeln von Biogas.

Der Einfluss des L/G-Verhältnisses auf die Leistung der Biogasaufbereitungsanlage wurde ohne Wiederholung bewertet. Dies war gerechtfertigt, da die Proben in einer Tagesperiode von 10:00 bis 13:00 Uhr durchgeführt wurden (dies würde eine stabile Sonneneinstrahlung und Außentemperatur induzieren); Daher induzierte es nahezu optimale Wachstumsbedingungen für photosynthetische Mikroorganismen, dann konnte davon ausgegangen werden, dass der pH-Wert der einflussreichste Parameter auf die_{CO2-Absorption} ²² ist, wobei auch eine sehr geringe Standardabweichung von weniger als 2% für die Assays berichtet wurde, die die Wirkung des L/G-Verhältnisses auf die Effizienz der CO2-Absorptionsentfernung bewerteten.

Die Reaktoren werden im Außenbereich kultiviert, was bedeutet, dass selbst wenn es sich bei dem Inokulum um eine Reinkultur von Arthrospira maxima-Algen handelt, die Wahrscheinlichkeit einer Kontamination mit anderen Organismen, die unter den rauen pH-Bedingungen innerhalb der Kultur überleben können, hoch ist. Dies ist der Fall bei schwefeloxidierenden Bakterien^23,24. Diese Kontamination erweist sich jedoch als vorteilhaft für den Endzweck des Experiments, da diese Bakterien dazu beitragen, das_H2Saus dem Biogas zu entfernen, diese Aufgabe im Wesentlichen zu übernehmen und die Qualität des resultierenden Biomethans zu verbessern.

Unter den während des Anlagenbetriebs herrschenden Umgebungs- und Ionenfestigkeitsbedingungen wurde das gelöste_H2Sdurch oxisch-abiotische Reaktionen zu Polysulfiden und Thiosulfat oxidiert, wo es nach einigen Tagen vollständig zu Sulfat²⁵ oxidiert sein sollte. Die_{H2S-Entfernung}durch Fällung mit Kationen im wässrigen Nährmedium ist aufgrund der unzureichenden Menge an Kationen, die dem System zugeführt werden, im Vergleich zur H2S-Beladungsrate unbedeutend (Erreichen von Kationen/_{H2S-Molverhältnissen}viel weniger als 2). Die Abwesenheit von Ausfällungen wurde durch unsere Sichtprüfung während der Durchführung des Biogasaufbereitungsprozesses bestätigt. Die biologische Sulfidoxidation wurde zu diesem Zeitpunkt nicht überprüft, da das System für die Umgebung offen ist.

Systembedingungen
Gelöster Sauerstoff (DO) und pH-Schwankungen wurden sowohl unter hellen als auch unter dunklen Bedingungen gemessen. Tagsüber (Lichtverhältnisse) stieg der Sauerstoffgehalt aufgrund der photosynthetischen Sauerstoffproduktion durch die Mikroalgen an, während er nachts (dunkle Bedingungen) sowohl aufgrund mangelnder Photosynthese als auch aufgrund des heterotrophen Stoffwechsels, der die Atmung nutzt, abnahm (Abbildung 8).

Der pH-Wert variierte auch mit dem Vorhandensein von CO₂ in der Flüssigkeit (Abbildung 8), wobei der Wert zunahm, wenn weniger CO₂ gelöst wurde, und abnahm, wenn weniger CO₂ entfernt wurde. Bemerkenswert ist, dass es um die Zeiten, in denen kein CO₂ mehr zugeführt wurde, kleinere Spitzen gibt, auf die weiter unten eingegangen wird. Morgens erreichte der pH-Wert gegen 11:00 Uhr seinen Höhepunkt und gegen 18:00 Uhr die niedrigsten Werte, was auch mit der Photosyntheseaktivität von Algen übereinstimmt. Es ist wichtig, die Aufmerksamkeit auf den großen Rückgang um Tag 2 zu lenken. Der kurze Erkundungstest mit dem L/G-Wert von 1,64 wurde am 29^. September durchgeführt und lieferte etwa 24 Stunden lang (etwa am 1. Tag) kontinuierlich Biogas und führte zu einer massiven Destabilisierung des Systems, die die Zufuhr von Harnstoff zur Unterstützung der Stickstoffrückgewinnung erforderte. Der andere kurze Erkundungstest mit 1,58 wurde am 5^. Oktober (um Tag 7) durchgeführt, allerdings unter besseren Systembedingungen (Biogasversorgung bei Tageslicht), weshalb der pH-Wert nur zwei Tage lang geringfügig von den regulären Spitzenwerten abwich, bevor er sich wieder normalisierte.

Die kleineren Spitzen des pH-Werts in Abbildung 8 können auf eine Phase der Selbstregulierung der Algen gegenüber der Umgebung zurückgeführt werden, während sie von der Photosynthese zur Atmung übergingen.

Unter Bezugnahme auf die kurzen explorativen Tests, um pH und L/G mit dem Prozentsatz der CO₂ -Entfernung in Beziehung zu setzen (Abbildung 9), testeten wir, wie bereits erwähnt, zwei Verhältnisse, 1,64 und 1,58. Beides sind Mittelwerte aus den während der Experimente aufgezeichneten L/Gs. Es können zwei unterschiedliche Verhaltensweisen festgestellt werden, bei denen der Entfernungsprozentsatz und der pH-Wert bei einem Verhältnis von 1,58 bemerkenswert weniger stabil und viel niedriger waren als die für das Verhältnis von 1,64 aufgezeichneten.

Dies wird durch die von Bahr et ^al.15 durchgeführte Biogasaufbereitung durch den Einsatz eines HRAP-Säulensystems mit einer Algenart von Arthrospira maxima unterstützt. Bahr bewertete die Abscheideeffizienz von CO₂ bei unterschiedlichen pH-Bedingungen und Medienflüssigkeitsdurchflussraten sowie die Entfernung von H₂S_{- und O2-Verunreinigungen} an verschiedenen synthetischen Gaszusammensetzungen, die von reinem_CO2-N2 bis hin zu Biogaszusammensetzungen mit variierenden_{H2S-Konzentrationen}(bis zu 0,5 % vol) reichten. Sie kamen zu dem Schluss, dass bei höheren pH-Werten (Bereich 9-10) und einer höheren Durchflussrate der Nährmedienflüssigkeit (80 ml/min) die CO₂ -Entfernungsprozentsätze nahe 100 % betrugen, aber eine höhere O₂ -Kontamination aufwiesen, während bei höheren pH-Werten (Bereich 9 bis 10) und einer niedrigeren Flüssigflussrate des Nährmediums (20 ml/min) die CO₂ -Entfernungsprozentsätze nahe 100 % blieben und viel weniger O₂ -Kontamination beobachtet wurde. Sie berichteten auch über die vollständige Entfernung von H₂S unter diesen Bedingungen.

In ähnlicher Weise kann die DO-Oszillation (Abbildung 8) auf die photosynthetische Aktivität der Algen zurückgeführt werden, da die DO tagsüber aufgrund der photosynthetischen Sauerstoffproduktion durch die Mikroalgen zunahm, während sie nachts sowohl aufgrund mangelnder Photosynthese als auch aufgrund des heterotrophen Stoffwechsels, der die Atmung nutzt, abnahm.

Die Temperatur im HRAP-Photobioreaktor (RT4) schwankte je nach Tageszeit und Herbstwetter und erreichte an den meisten Tagen gegen 17:00 Uhr ihren Höhepunkt zwischen 23 °C und 28 °C und gegen 6:00 Uhr die niedrigsten Werte zwischen 11 °C und 15 °C (Abbildung 10). Gelegentlich wurde die Temperatur am Ein- und Auslass des Absorptionsbehälters gemessen, was zu einer Durchschnittstemperatur von 30,1 °C bzw. 32,5 °C führte. Daher muss der Wassergehalt (Dampf) nach der Behandlung etwas höher sein (13,5 %) als vor der Biogasbehandlung, vorausgesetzt, dass in beiden Fällen die Feuchtigkeit im Biogas eine Sättigung erreicht hat. Es wird dringend empfohlen, einen Biogastrockner zu installieren, um das gereinigte Biogas optimal zu verwalten und weiter zu nutzen.

Der durchschnittliche L/G-Wert, der für den Zeitraum zwischen dem 28^. September und dem 10. Oktober vorgesehen war, betrug 1,6, da die kurzen Tests darauf hindeuteten, dass dieses Verhältnis zu besseren Ergebnissen führen würde. Es war jedoch aufgrund der übermäßigen Ansäuerung der Mikroalgenkultur, die durch eine schlechte pH-Pufferkapazität der wässrigen Nährmedien verursacht wurde, nicht möglich, sie in den Nächten aufrechtzuerhalten. Daher wurde dem Absorptionsbecken nur tagsüber Biogas zugeführt, wodurch die L/G-Werte auf etwa 1,5 eingestellt wurden.

Produktivität der Biomasse
Die Inokulation auf RT3 wurde am 20^. Mai 2020 und auf RT4 am 27^. Mai 2020 durchgeführt; Die Zeit zwischen den Tests (September) und der Impfung diente dazu, die Kultur zu stabilisieren und aufgetretene Betriebsprobleme wie Seuchen und Fehlfunktionen im System unter Berücksichtigung der globalen COVID-Pandemie zu lösen.

Das Wachstum der Biomasse wurde auf zwei Arten gemessen: durch Probenahme und Ernte. Für die Zwecke dieses Artikels bezieht sich die Probenahme auf die Konzentration der Biomasse zu einem bestimmten Zeitpunkt im Reaktor, während sich die Ernte auf die Produktionseffizienz der Biomasse bezieht, d. h. auf die Menge an Biomasse, die während des Prozesses zurückgewonnen wurde, um eine Wachstumshemmung zu vermeiden. Die Tests wurden vom 29. September bis zum 9. Oktober bei einem durchschnittlichen L/G-Wert von 1,5 durchgeführt, obwohl ein Verhältnis von 1,6 bevorzugt wurde. Der Grund für den Rückgang war das Verhältnis von 1,15, das um Tag 11 herum verzeichnet wurde.

Die Probenahme (Abbildung 11) erfolgte regelmäßig von Tag 1 bis Tag 11 (vom 29^. September bis zum 9. Oktober), wobei der Wachstumstrend in beiden Reaktoren sehr ähnlich war: Er begann mit einer höheren Konzentration, erreichte den niedrigsten Wert für das Experiment an den Tagen 4 und 5, erholte sich stetig in RT4 und mit einigen Schwankungen in RT3. endlich wieder fallen. Das gleiche Verhalten ist bei der Ernte zu beobachten, was darauf hindeutet, dass ein Ereignis (höchstwahrscheinlich ein äußerer Faktor) das Wachstum beider Kulturen gleichzeitig beeinflusst hat.

Die Ernte (Abbildung 12) erfolgte halbwegs regelmäßig, wobei abwechselnd eine Ernte für RT3 und die nächste Ernte für RT4 erfolgte. Der Maßstab muss jedoch berücksichtigt werden; Sowohl bei der Probenahme als auch bei der Ernte ist die Variation zwischen den Zahlen sehr gering, was darauf hindeutet, dass das Ereignis, das beide Reaktoren betraf, nicht kritisch war. Die rot gestrichelte Linie in Abbildung 8 gibt den Zeitraum an, in dem die Reaktoren nicht geerntet wurden. Dies war auf zwei Faktoren zurückzuführen: Einige Tage lagen am Wochenende, an denen die Reaktoren leider nicht für die Probenahme oder Ernte zugänglich waren (was auch in Abbildung 11 bestätigt werden kann), und die Methodik sieht vor, dass der Reaktor mit der höchsten Konzentration geerntet werden muss. In dem Komplex befanden sich vier Reaktoren, von denen nur zwei (RT3 und RT4) an dieser Studie teilnahmen, so dass die Tage nach dem Wochenende Tage waren, an denen die anderen beiden Reaktoren (RT1 und RT2) vom Team geerntet wurden, was zu keinen Erntedaten von RT3 und RT4 führte. Die Erntedaten lagen rund 50 % unter den Probenahmedaten; Dies könnte daran liegen, dass die Effizienz der Methodik geringer ist.

Die Variation zwischen den Werten pro Tag war gering (Abbildung 11), was auf eine resiliente Kultur hinweist, die Änderungen der Systembedingungen zulässt und stabil bleibt. Arthrospira maxima wächst bevorzugt in stark kohlensäurehaltigen Medien bei hohem pH-Wert und reagiert sehr empfindlich auf_NH3-Hemmung ¹⁵, was mit den in Abbildung 8 gezeigten Ergebnissen übereinstimmt. Die im August 2020 durchgeführte Kalibrierung ist in Abbildung 13 dargestellt.

Überprüfung nach der Produktion und Nebenprodukte
Um das Potenzial dieses Gases zur Verringerung schädlicher Emissionen in die Umwelt zu überprüfen, wurde ein vollständiger Bericht eines externen Unternehmens erstellt, in dem festgestellt wurde, dass das mit dieser Technologie erzeugte Biomethan die gesamten direkten CO_{2 -} Emissionen um 84 % reduzierte, verglichen mit der Verwendung des ungereinigten Biogases direkt aus dem anaeroben Fermenter. Bei einer Lebenszyklusanalyse des Stroms, der sowohl durch das Rohbiogas als auch durch das gereinigte Biomethan erzeugt wurde, war die Gesamtwärmekapazität, die das Biomethan bereitstellen konnte, um 23.000 kJ höher als die Wärmekapazität des Rohbiogases.

Schließlich ist ein Nebenprodukt dieses Reinigungsprozesses die geernteten Mikroalgen, die, sobald sie getrocknet sind, eine Vielzahl von Anwendungen in anderen Branchen haben, die der Methode einen Mehrwert verleihen und den Prozess kostengünstiger machen könnten²⁶. So wurde beispielsweise eine Studie an Basilikumpflanzen durchgeführt, um Parameter wie die Anzahl der Blätter, das Frisch- und Trockengewicht der Triebe und das Frischgewicht der Blätter bei Verwendung von getrockneter Scenedesmus-Biomasse im Vergleich zu einem normalen anorganischen Dünger zu bewerten. Sie fanden vergleichbare Ergebnisse in diesen Kriterien sowohl bei Biomasse als auch bei Düngemitteln²⁷. Ähnliche Ergebnisse wurden in einer anderen Studie gefunden, in der das Wachstum von vier kommerziellen Nutzpflanzen verglichen wurde, während sie unterschiedliche Konzentrationen eines Düngers aus Algenbiomasse verwendeten, die in Wasser suspendiert war. Selbst bei geringen Konzentrationen (20 %) des Düngers erreichten die Pflanzen ein maximales Wachstum, vergleichbar mit chemischen Düngemitteln²⁸.

Abbildung 1: Visuelle Darstellung des biologischen Prozesses bei der Biogasreinigung mit Hilfe von Mikroalgen Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: R&I-Diagramm für das im Protokoll beschriebene System. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Foto von HRAPs, die während des Experiments verwendet wurden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Absorptionstank. (A) Fotografien des Nährmediums und der Biogaseinlässe in den Absorptionstank. (B) Vorder- und Rückansicht des Absorptionstanks. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 5: Kurze explorative Tests in RT3 zur Bestimmung der L/G-Effizienz. Dunkelgrün entspricht CH₄, Grün entspricht CO₂, Hellrosa entspricht O₂ und Dunkelrosa entspricht N₂. Durchschnittlicher pH-Wert 9,2435; Flüssigkeitseinlass 60-100 L/min; Gaseinlass 50-120 L/min. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 6: Kurze explorative Tests in RT4 zur Bestimmung der L/G-Effizienz. Dunkelrosa entspricht N₂, hellrosa entspricht O₂, dunkelgrün entspricht CO₂ und hellgrün entspricht CH₄. Durchschnittlicher pH-Wert 9,95; Flüssigkeitseinlass 116-118 L/min; Gaseinlass 35-75 L/min. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 7: Vergleich aller Entfernungsprozentsätze für H₂S in jedem L/G während der kurzen explorativen Versuche. Die L/Gs von 0,5, 1, 1,5 und 2 entsprechen RT3 und 1,6, 2,5, 3,3 und 3,4 RT4. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 8: pH- und DO-Profil. pH-Profil (dunkelgrün) und DO-Profil (hellgrün) für RT4 zwischen dem 28. September und dem 10. Oktober 2020. Flüssigkeitseinlass 75-118 L/min; Gaseinlass 57-75 L/min. Durchschnittliche Einsatzkonzentrationen für jedes Gas: CH₄- 60 % vol, H₂S - 2400 ppmv, CO_{2 -} 34 % vol, O₂ - 0,6 % vol. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 9: prozentuale Entfernungsprofile für CO₂ in Abhängigkeit von pH-Werten und L/G. Grün entspricht den prozentualen Anteilen der CO₂ -Entfernung bei den L/G-Verhältnissen: 1,58 (dunkelgrüne Dreiecke) und 1,64 (hellgrüne Kreise). Rosa entspricht den pH-Werten bei den L/G-Verhältnissen: 1,58 (dunkelrosa Dreiecke) und 1,64 (hellrosa Kreise). Flüssigkeitseinlass 75-118 L/min; Gaseinlass 57-75 L/min. Durchschnittliche Einsatzkonzentrationen für jedes Gas: CH₄- 60 % vol, H₂S - 2400 ppmv, CO_{2 -} 34 % vol, O₂ - 0,6 % vol. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 10: Temperaturprofil für RT4 zwischen dem 28. September und dem 10. Oktober 2020. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 11: Stichprobenergebnisse für RT4 (hellgrüne Quadrate) und RT3 (dunkelgrüne Kreise) zwischen dem 28. September und dem 10. Oktober 2020. Die L/G-Verhältnisse sind mit Pfeilen gekennzeichnet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 12: Ernteergebnisse für RT4 (hellgrüne Quadrate) und RT3 (dunkelgrüne Kreise) zwischen dem 28. September und dem 10. Oktober 2020. Die L/G-Verhältnisse sind mit Pfeilen gekennzeichnet. In rot gestrichelten Linien ist der Zeitraum dargestellt, in dem es für keinen der beiden Reaktoren eine Ernte gab. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 13: Die im August 2020 durchgeführte Kalibrierungskurve, die die Konzentration der Algenkultur in Gramm pro Liter mit der Absorption bei 750 nm korreliert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Komponente (%vol)	Erhaltene Biogaszusammensetzung	Verbesserte Biogaszusammensetzung	Kommerzielles Biomethan Zusammensetzung NOM-001-SECRE-2010
CH4	64,2 ± 0,8	85,1 ± 2,0	>84
CO2	33,8 ± 0,1	7,2 ± 1,2	<3
H2S (ppmv)	2539 ± 32	30,5 ± 4,2	<6
O2	0,3 ± 0,1	1,7 ± 0,5	<0,2

Tabelle 1: Vergleichende Zusammensetzung von Biogas

Diskussion

Im Laufe der Jahre wurde diese Algentechnologie getestet und als Alternative zu den harten und teuren physikalisch-chemischen Techniken zur Reinigung von Biogas eingesetzt. Insbesondere die Gattung Arthrospira wird zusammen mit Chlorella häufig für diesen speziellen Zweck verwendet. Es gibt jedoch nur wenige Methoden, die in halbindustriellem Maßstab hergestellt werden, was diesem Verfahren einen Mehrwert verleiht.

Es ist wichtig, niedrigere_{O2-Konzentrationen} aufrechtzuerhalten, indem das richtige L/G-Verhältnis verwendet wird. Dies hängt jedoch von der Region ab, in der dieses Protokoll angewendet wird. Der Sauerstoffgehalt in Biomethan ist aufgrund der Explosions- und Korrosionsgefahr in den Rohrleitungen stark reguliert. Einige Länder in der Europäischen Union verlangen einen Gehalt von nur 1%vol 29,30,31. Methan hingegen muss eine Konzentration von mehr als 65 Vol.-%^{aufweisen 31}. In Mexiko gibt es fast keine Vorschriften für Biogas und Biomethan, da es als gleichwertig mit Erdgas gilt, wo nach mexikanischen Standards³² der Mindestgehalt an_CH4 in Biomethan 84 Vol.-% beträgt und ein maximaler_O2-Gehalt von 0,20 Vol.-% zulässig ist.

Darüber hinaus bestimmt der pH-Wert die CO_{2 -} Entfernung während der Kultivierung stärker als L/G, weshalb es wichtig ist, den pH-Wert während der gesamten Methodik, insbesondere während des Blasens von Biogas, richtig zu kontrollieren. Es ist wichtig zu verstehen, dass, sobald CO₂ in der Flüssigkeit gelöst ist, ein chemisches Gleichgewicht im Spiel ist, das sich direkt auf den pH-Wert auswirkt. Bei den pH-Werten, um die diese Kulturen oszillierten (8,5-9,5), sind Bikarbonate die Form, in der dieses Molekül vorliegt, mit einem leichten Anstieg der Karbonate am oberen Ende des pH-Bereichs³³. In dieser Form sind die Mikroalgen auch in der Lage, den Kohlenstoff während der Dunkelreaktionen der Photosynthese zu Kohlenhydraten zu verstoffwechseln³⁴. Wichtig ist auch der Zeitpunkt des Sprudelns des Biogases, von dem es empfohlen wird, das Sprudeln tagsüber beizubehalten. Nichtsdestotrotz beeinflusst L/G auch die CO_{2 -} Entfernung und den pH-Wert, wie in Abb. 5 zu sehen ist. Der Entfernungsprozentsatz und der pH-Wert bei einem Verhältnis von 1,58 waren weniger konsistent und viel niedriger als die für das Verhältnis von 1,64 aufgezeichneten. Dieses Verhalten könnte auf eine höhere Gasaufnahme im Rezirkulationsverhältnis zurückgeführt werden (mehr Gas ergibt ein kleineres Verhältnis), was den pH-Wert schneller senkte. Es könnte jedoch auch argumentiert werden, dass der Ausgangs-pH-Wert für 1,64 höher war, was das gepufferte Verhalten der CO_{2 -} Eliminierungseffizienzen während dieses Tests begünstigte. L/G wird in diesem Protokoll durch die Menge an Biogas gesteuert, die geblasen wird. Andere Protokolle variieren jedoch die Umlaufflüssigkeitsrate, was ebenfalls eine Option ist. Des Weiteren ist es aufgrund der Ansäuerung der Kultur und des Algenstoffwechsels nicht möglich, nachts Biogas zu sprudeln, da zu dieser Zeit kein künstliches Licht zur Verfügung gestellt wird.

Ein weiteres Phänomen, das zu einer Variabilität in der Aussagekraft der Ergebnisse führt, ist die intermittierende Luftblasenbildung, die zur Vermeidung von Biomassesedimentation in den Reaktoren verwendet wird, wodurch eine Wachstumshemmung durch Sauerstoffansammlung verhindert wird. Dies lässt sich jedoch nicht vermeiden, wenn diese Methode angewendet wird. Eine Alternative zur Luftblasenbildung ist das Hinzufügen von mehr Schaufelrädern, um die Bewegung entlang der Länge des Reaktors zu verbessern, was in anderen Experimenten wirksam sein könnte. Auf der anderen Seite die großen Flächen, die für die Installation der Reaktoren benötigt werden, sowie der erhebliche Wasserverbrauch für den Start und die Wartung des Systems, um eine faire Biomethanproduktivität zu erreichen.

Es ist wichtig zu beachten, dass bei diesem regelmäßigen Probenahmeverfahren die Kalibrierungskurve für das Gewicht der Biomasse verwendet wird (Abbildung 9), bei der die Korrelation zwischen den Daten fast 1 (0,9995) beträgt. Auch wenn die Methode nicht auf einem früheren Artikel über dieselbe Alge basiert, zeigt der Bestimmungskoeffizient einen starken statistischen Zusammenhang, dass diese Methode zuverlässig ist. Darüber hinaus ist es wichtig, die Bedeutung sowohl der Probenahme als auch der Ernte bei einer Methodik wie dieser zu beschreiben. Die Probenahme ermöglichte eine ordnungsgemäße Pflege der Algenkultur, während die Ernte einen dreifachen Zweck erfüllte: Erstens wurde eine Wachstumshemmung aufgrund einer Überfüllung der Kultur vermieden, die zu einer Sauerstoffansammlung führen könnte³⁵; zweitens kann die Rückgewinnung von Algenbiomasse zu weiteren wirtschaftlichen Möglichkeiten führen; Und schließlich bot es eine weitere Gelegenheit, den Wachstumstrend für die Kultur zu messen.

Nichtsdestotrotz ist auch die Bestimmung der geeigneten Zeitpunkte für die Ernte (die in diesem Protokoll durch die Probenahmeergebnisse definiert werden) ein kritischer Schritt, da sie die Biomasse in den Reaktoren senkt. Eine niedrigere Biomassekonzentration wirkt sich auf den pH-Wert und die CO_{2 -}Entfernung als Kreislauf aus: Bei ungünstigen Systembedingungen (z. B. bei niedrigeren pH-Werten) verlangsamt sich das Wachstum der Biomasse, was wiederum die Fähigkeit des Systems verringert, CO₂ zu eliminieren, da weniger Biomasse vorhanden ist, um es zu verstoffwechseln; mehr gelöstes_CO2 würde das Nährmedium ansäuern und den Kreislauf³⁶ schließen. Viele andere Faktoren tragen zum Wachstum des pH-Werts und der Biomasse bei, die bei dieser Vereinfachung von Ursache und Wirkung nicht übersehen werden sollten. Die Verfügbarkeit von Stickstoff kann für die Algen Arthrospira maxima äußerst wichtig sein, ebenso wie die klimatischen Bedingungen wie Temperatur und Lichtintensität^16,36, die in einem System wie diesem nicht kontrolliert werden können. Die Zugabe von Harnstoff, wie in Abbildung 4 zu sehen, ist beispielsweise ein Beweis dafür, dass Stickstoff zusammen mit höheren pH-Werten ein Algensystem regulieren kann.

Weitere Einschränkungen dieser Methode hängen mit der Ernteproduktivität zusammen, die im Vergleich zur Probenahme um etwa 50 % weniger effizient ist, was die wirtschaftliche Machbarkeit des Systems beeinträchtigt und eine Verbesserung der Filtrationstechniken erfordern würde. Die Ergebnisse des Erntegewichts werden um 6 % überschätzt (gemessen im Nachhinein nach Standard-Trockengewichtsmethoden), da die Trocknungsbedingungen in diesem Teil des Protokolls nicht zu einer vollständigen Wassereliminierung führen. Zum Thema Biomasse werden die Probenahmeergebnisse (einschließlich der Kalibrierkurve) aufgrund der unvollständigen Eliminierung von Wasser in der Methodik um mindestens 5 % überschätzt¹⁹; Da es sich jedoch um einen systematischen Fehler handelt, wird empfohlen, nur eine thermogravimetrische Analyse durchzuführen, um den Wassergehalt in der zu berücksichtigenden Kultur zu überprüfen und die analytischen Korrekturen an den Ergebnissen und der Kalibrierungskurve vorzunehmen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
1" Rotameter	CICLOTEC	N/A
1" Rotameter	GPI	A10-LMA100IA1
Absorptionsbehälter	EFISA	Hergestellt unter vorheriger Konstruktion
Luftgebläse (2,35 PS)	Elmo Rietschle	2BH11007AH01
Biogasgebläse (2 PS)	Elmo Rietschle	2BH11007AH01
Biogaszusammensetzung messen	Geotech	BIOGAS 5000
Datenerfassungsgerät	LabJack Co.	U3-LV
Diffusorrohre	Aero-Tube	C3060AR
DO-Sensor	Applisens	Z10023525
Dodecahydratisiertes Trinatriumphosphat	Quimica PIMA	N/A	Düngemittelqualität (Gewächshaus- und Experior-Verwendung)
Dodekahydratisiertes Trinatriumphosphat	Fermont	35963	Analytische Qualität (wird in Kulturen im Labor verwendet)
Durapore-Membran (45 & Mikro; m)	MerckMillipore	HVLP04700
Elektromotor 1,5 PS	Weg	00158ET3ERS56C
Eisensulfat-Heptahydrat	Agroquimica Samet	N/A	Düngemittelqualität (Gewächshaus- und Exexperimentieranwendungen)
Eisensulfat-Heptahydrat	Fermont	63593	Analytische Qualität (wird in Kulturen im Labor verwendet)
Dichtungsbahn	GEOSINCERE	N/A
Magnesium Sulfat-Heptahydrat	Tepeyac	N/A	Düngemittelqualität (Gewächshaus- und Experior-Gebrauch)
Magnesiumsulfat-Heptahydrat	Fermont	63623	Analytische Qualität (wird in Kulturen im Labor verwendet)
Schaufelrad	GSI	Hergestellt unter früherem Design
pH-Sensor	Van London pHoenix	715-772-0041
Tragbarer Bildschirm	Himbeere	Pi 3 B+
Umwälzkreiselpumpe (1,5 PS)	Aquapak	ALY 15
Natriumbicarbonat	Industria del alcali	N/A	Düngemittel (Verwendung im Gewächshaus und im Ausland)
Natriumbicarbonat	Fermont	12903	Analytische Qualität (wird in Kulturen im Labor verwendet)
Natriumchlorid	Sal Colima	N/A	Düngemittelqualität (Verwendung im Gewächshaus und im Ausland)
Natriumchlorid	Fermont	24912	Analytische Qualität (wird in Kulturen im Labor verwendet)
Natriumnitrat	Vitraquim	N/A	Düngemittelqualität (im Gewächshaus und im Exexperimentierbereich)
Natriumnitrat	Fermont	41903	Analytische Qualität (wird in Kulturen im Labor verwendet)
Lagerprogramm (pH, DO)	Python Software Foundation	Python IDLE 2.7
Tedlar Taschen	SKC Inc.	232-25
Temperaturschreiber	T& D	TR-52i
UV-Vis Spektralphotometer	ThermoFisher Wissenschaftliches Instrument	GENESYS 10S
Vakuumpumpe	EVAR	EV-40