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Methodenartikel

Bewertung der Zytotoxizität von Metaboliten typischer Triazol-Pestizide in Pflanzen

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DOI:

10.3791/66048

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22. Dezember 2023

 ,  ,  ,  , 
1Key Laboratory of Microbial Control Technology for Industrial Pollution in Zhejiang Province, College of Environment, Zhejiang University of Technology, 2Research and Teaching Center of Agriculture, Zhejiang Open University, 3International Joint Research Center for Persistent Toxic Substances (IJRC-PTS), College of Environment, Zhejiang University of Technology

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das Protokoll beschreibt eine neue Methode zur Beurteilung der integralen Zytotoxizität von Metaboliten von Triazol-Pestiziden in Pflanzen.

Zusammenfassung

Verschiedene organische Schadstoffe sind durch anthropogene Aktivitäten in die Umwelt gelangt. Diese Schadstoffe können von Nutzpflanzen aufgenommen werden und in der gesamten Nahrungskette eine potenzielle Bedrohung für das Ökosystem und die menschliche Gesundheit darstellen. Bei der Biotransformation von Schadstoffen in Pflanzen entsteht eine Reihe von Metaboliten, die möglicherweise toxischer sind als ihre Ausgangsverbindungen, was bedeutet, dass die Metaboliten bei der Toxizitätsbewertung berücksichtigt werden sollten. Die Metaboliten von Schadstoffen in Pflanzen sind jedoch äußerst komplex, so dass es schwierig ist, die toxikologischen Informationen aller Metaboliten umfassend zu erhalten. In dieser Studie wurde eine Strategie vorgeschlagen, um die integrale Zytotoxizität von Schadstoffmetaboliten in Pflanzen zu bewerten, indem sie in toxikologischen Tests als Ganzes behandelt werden. Triazol-Pestizide, eine Klasse von Breitbandfungiziden, werden in der landwirtschaftlichen Produktion in großem Umfang eingesetzt. Ihre Schadstoffbelastung durch Rückstände auf landwirtschaftlichen Flächen hat zunehmend Aufmerksamkeit auf sich gezogen. Daher wurden vier Triazol-Pestizide, darunter Flusilazol, Diniconazol, Tebuconazol und Propiconazol, als getestete Schadstoffe ausgewählt. Die Metaboliten wurden durch die Behandlung von Karottenkallus mit getesteten Triazol-Pestiziden erzeugt. Nach einer Behandlung von 72 h wurden die Metaboliten von Pestiziden im Karottenkallus extrahiert, gefolgt von toxikologischen Tests mit der Caco-2-Zelllinie. Die Ergebnisse zeigten, dass die Metaboliten der getesteten Pestizide in Karottenkallus die Lebensfähigkeit von Caco-2-Zellen nicht signifikant hemmten (P>0,05), was keine Zytotoxizität von Pestizidmetaboliten zeigte. Diese vorgeschlagene Methode eröffnet einen neuen Weg zur Bewertung der Zytotoxizität von Schadstoffmetaboliten in Pflanzen, von dem erwartet wird, dass es wertvolle Daten für eine präzise Toxizitätsbewertung liefert.

Einleitung

Kulturpflanzen, die auf landwirtschaftlichen Flächen angebaut werden, können verschiedenen organischen Schadstoffen ausgesetzt sein, die aus anthropogenen Aktivitäten stammen 1,2. Die Schadstoffe können von Pflanzen aufgenommen werden, was das Ökosystem und die menschliche Gesundheit über die Nahrungsketten weiter gefährdet 3,4. Die Xenobiotika in Pflanzen durchlaufen wahrscheinlich eine Reihe von Biotransformationen, wie z. B. den Phase-I- und II-Metabolismus5, wobei eine Reihe von Metaboliten erzeugt werden. Nach dem Konzept der grünen Leber in Pflanzen kann der pflanzliche Stoffwechsel die Toxizität von Xenobiotika verringern 6,7. Es hat sich jedoch gezeigt, dass die Toxizität einiger Metaboliten höher sein kann als die ihrer Eltern. So haben sich beispielsweise das debromierte Produkt von Tetrabromisphenol A (TBBPA) und das O-methylierte Produkt von Bisphenol A (BPA) als wesentlich toxischer erwiesen als ihre Eltern 8,9, und die Debromierung und O-Methylierung stellen die Hauptstoffwechselwege der Phase I in Pflanzen dar. Daher ist die Toxizitätsbewertung, die ausschließlich auf den Schadstoffeltern in Pflanzen beruht, nicht korrekt, während die entsprechenden Metaboliten berücksichtigt werden sollten.

Die Metaboliten von Xenobiotika in Pflanzen sind äußerst komplex 10,11, so dass es schwierig ist, sie umfassend zu identifizieren und zu trennen. Darüber hinaus können nur wenige Standards für identifizierte Metaboliten gewonnen werden. Daher liegen nicht alle toxikologischen Daten für alle Metaboliten vor, was eine umfassende Toxizitätsbewertung erschwert. In dieser Studie wurde eine Strategie zur Bewertung der integralen Toxizität von Schadstoffmetaboliten in Pflanzen vorgeschlagen, indem sie in toxikologischen Tests als Ganzes behandelt werden, wodurch neue Daten für eine präzise Bewertung der Toxizität von Schadstoffen in Pflanzen bereitgestellt werden. Unsere frühere Studie hat gezeigt, dass die pflanzliche Kalluskultur einen einfachen und effektiven Weg eröffnet, um Metaboliten von Xenobiotika in Pflanzen zu erhalten12. Dementsprechend wurde in dieser Studie die pflanzliche Kalluskultur eingesetzt, um die Metaboliten von Schadstoffen in Pflanzen zu erzeugen, gefolgt von einer chemischen Extraktion und toxikologischen Tests an einer menschlichen Zelllinie. Der Darmtrakt ist eines der direkten Zielorgane von Xenobiotika, die Tieren und Menschen ausgesetzt sind. Die Caco-2-Zelllinie hat sich als das beste Modell für die Untersuchung des Darmverhaltens und der Toxizität von Xenobiotika in vitro erwiesen 13,14,15. Daher wurde in dieser Studie das Caco-2-Zellmodell ausgewählt.

Triazol-Pestizide, eine Klasse von Breitbandfungiziden, werden in der landwirtschaftlichen Produktion in großem Umfang eingesetzt16. Ihre Rückstandsbelastung auf landwirtschaftlichen Flächen hat zunehmend Aufmerksamkeit auf sich gezogen17,18. Hier wurden vier häufig verwendete Triazol-Pestizide, darunter Flusilazol, Diniconazol, Tebuconazol und Propiconazol, als typische Schadstoffe ausgewählt. Die Karotte wurde in dieser Studie als repräsentative Pflanze für frisches, verzehrfertiges Gemüse ausgewählt. Karottenkallus wurde zunächst den getesteten Pestiziden in einer Konzentration von 100 mg/L ausgesetzt. Nach einer Exposition von 72 h wurden die Metaboliten extrahiert, um die Zytotoxizität anhand der Caco-2-Zelllinie zu beurteilen. Diese Methode kann leicht erweitert werden, um die integrale Zytotoxizität von Metaboliten anderer Arten von Schadstoffen in Pflanzen zu bewerten.

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Protokoll

1. Unterscheidung des Karottenkallus

HINWEIS: Das detaillierte Protokoll zur Differenzierung von Karottenkallus wurde in einer früheren Studiebeschrieben 12. Hier eine kurze Beschreibung.

  1. Sterilisieren Sie die Oberfläche der vernalisierten Samen 20 Minuten lang mit 75 % Ethanol, gefolgt von 20 % H2O2 für 20 Minuten. Waschen Sie die Wäsche mindestens 3x mit destilliertem Wasser.
  2. Säen Sie die Samen auf hormonfreies, mit Agar geliertem (1 % w/v) Murashige und Skoog (MS) Medium (pH = 5,8, autoklaviert bei 121 °C) und inkubieren Sie sie unter 16 h Photoperiode (350 μmol/m2s) bei 26 °C für 15 Tage, um die Sämlinge zu bilden.
  3. Ernten Sie die Explantate, indem Sie das Hypokotyl und das Keimblatt der Sämlinge in kleine Stücke (0,5 cm) schneiden und die Explantate in MS-Medium mit Auximon von 1 mg/L, 2,4-Dichlorphenoxyessigsäure und Phytokinin von 0,5 mg/L, 6-Benzylaminopurin enthalten, bei 26 °C im Dunkeln für 3-4 Wochen inkubieren, um die Hornhaut zu induzieren.
  4. Entnehmen Sie die Hornhaut (ca. 1 cm Durchmesser, kompakt) mit Skalpell und Pinzette.

2. Behandlung von Karottenkallus mit Pestiziden

  1. Lösen Sie jeweils 10 mg Flusilazol, Diniconazol, Tebuconazol und Propiconazol in 100 ml sterilem MS-Medium mit Endkonzentrationen von 100 mg/l (pH von 5,6-7,0).
    HINWEIS: Die Behandlungskonzentration der getesteten Pestizide wurde als maximale Konzentration von 50 % Zellwachstumshemmung (IC50) für Caco-2-Zellen gewählt.
  2. 3 g Karottenkallus (aus Schritt 1.4) mit 10 ml vorbereiteten Schädlingsbekämpfungsmittellösungen (aus Schritt 2.1) werden in Glaskolben unter sterilen Bedingungen gemischt.
  3. 3 g Karottenkallus (aus Schritt 1.4) mit 10 ml aseptischem MS-Medium in Glaskolben unter sterilen Bedingungen mischen.
    HINWEIS: Alle Glaskolben wurden autoklaviert.
  4. Die Karottenkallus (aus Schritt 2.2 und 2.3) bei 130 U/min und 26 °C im Dunkeln 72 h inkubieren.
    Stellen Sie alle Behandlungen in dreifacher Ausfertigung ein.
  5. Sammeln Sie die Karottenkallus aus dem Medium durch Filtration mit Glasfaserfiltern (0,45 μm) nach einer Inkubation von 72 h. Waschen Sie die Hornhaut 3x mit Reinstwasser.
  6. Trocknen Sie die Hornhaut mit einem Gefriertrockner bei -55 °C und homogenisieren Sie sie anschließend mit einer Hochdurchsatz-Gewebemühle bei 70 Hz für 3 min.

3. Chemische Extraktion von Karottenkallus

  1. Mischen Sie 0,2 g gemahlenes Pulver des gefriergetrockneten Kallus mit 3 mL Acetonitril in einem Zentrifugenröhrchen (10 mL).
  2. Das Zentrifugenröhrchen 8 min lang vortexen und dann 5 min lang beschallen (150 W, 40 kHz).
  3. Die Überstände werden durch Pipettieren nach der Zentrifugation bei 8.000 x g bei 4 °C für 10 min aufgefangen.
  4. Wiederholen Sie die Extraktionsvorgänge 3x und poolen Sie die Extrakte in einem sauberen Zentrifugenröhrchen (10 mL).
  5. Die gepoolten Extrakte werden mit einem Stickstoffblaskonzentrator bei 40 °C bis zur Trockenheit konzentriert.
  6. Die Rückstände von Extrakten (aus Schritt 3.5) werden mit 1 ml modifiziertem Eagle's Medium (DMEM) von Dulbecco mit 0,3 % Dimethylsulfoxid (DMSO) wieder gelöst.
    HINWEIS: Die Rückstände in Schritt 3.6 wurden aus den Extrakten von mit Pestiziden behandeltem Kallus (aus Schritt 2.2) gewonnen.
  7. Löse die Rückstände von Extrakten (aus Schritt 3.5) mit 1 ml DMEM mit 0,3 % DMSO wieder auf und löse 1 mg Flusilazol, Diniconazol, Tebuconazol und Propiconazol in jeweils 4 verschiedenen Röhrchen auf.
    HINWEIS: Die Rückstände in Schritt 3.7 wurden aus den Extrakten des leeren Kallus (aus Schritt 2.3) gewonnen.
    HINWEIS: DMEM wurde mit 10 % fötalem Rinderserum (FBS) und 1 % Antibiotika (Penicillin und Streptomycin) hergestellt.

4. Wiederbelebung der Caco-2-Zelle

HINWEIS: Alle Reagenzien und Materialien, die an den Caco-2-Zelltests beteiligt waren, wurden 20 Minuten lang autoklaviert und 2 Stunden lang unter ultraviolettem Licht sterilisiert.

  1. Entfernen Sie das Kryokonservierungsröhrchen (zur Lagerung gefrorener Zellen) aus dem Flüssigstickstofftank und geben Sie es schnell in ein Wasserbad bei 37 °C. Schütteln Sie es ständig, um die gefrorene Lösung aufzutauen.
    HINWEIS: Vermeiden Sie beim Schütteln Wasser, das über den Deckel des Kryokonservierungsröhrchens fließt.
  2. Desinfizieren Sie die Oberfläche des Kryokonservierungsröhrchens mit 75% Alkohol, nachdem die gefrorene Lösung aufgetaut ist. Übertragen Sie die Zelllösung schnell durch Pipettieren in ein steriles Zentrifugenröhrchen.
  3. Entfernen Sie die Überstände im Kryokonservierungsröhrchen nach der Zentrifugation bei 1.000 x g bei 4 °C für 3 min. Fügen Sie 1 ml DMEM hinzu und suspendieren Sie die Zellen durch leichtes Klopfen und Schütteln.
  4. Die Zellsuspension (aus Schritt 4.3) durch Pipettieren in einen Glaskolben überführen. Geben Sie 5 ml DMEM in den Glaskolben und schütteln Sie den Glaskolben vorsichtig, um die Zellen gleichmäßig zu verteilen.
  5. Inkubieren Sie die Zellen in einem Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2.
    HINWEIS: Die Schritte 4.2-4.4 wurden in einer supersauberen Werkbank durchgeführt.

5. Passage der Caco-2-Zelle

  1. Nehmen Sie den Glaskolben aus dem Inkubator und entsorgen Sie das Nährmedium, wenn die Zelldichte über 80 % liegt. Waschen Sie die Zellen mit PBS 3x.
  2. Fügen Sie 1 ml Trypsin-EDTA-Lösung hinzu und verteilen Sie sie gleichmäßig, um einen vollständigen Kontakt mit den Zellen zu gewährleisten.
  3. Entfernen Sie die Verdauungslösung, wenn die Zellen von der adhärenten Form zu einer kleinen runden Spitze schrumpfen und nicht unter der Beobachtung durch das Mikroskop (100-fache Vergrößerung) aufgehängt sind. Klopfen Sie vorsichtig auf die Kolbenwand, um die Entfernung der Zellen zu bewirken.
  4. Fügen Sie 2 mL DMEM hinzu, wiederholen Sie das Spülen der Kolbenwand 10x, klopfen Sie vorsichtig auf die Kolbenwand und übertragen Sie 1 mL Zellsuspension in einen anderen Glaskolben.
  5. 5 ml DMEM in Glaskolben geben. Klopfen Sie vorsichtig auf die Kolbenwand, um die Zellen gleichmäßig zu verteilen.
  6. Inkubieren Sie die Zellen im Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2. Ersetzen Sie das Kulturmedium alle 24 Stunden durch frisches DMEM, bis die Zelldichte über 80 % erreicht.
  7. Wiederholen Sie die Zellpassage, bis genügend Zellen (ca. 2 x 106) für die folgenden Expositionstests entnommen wurden.
    HINWEIS: Die Schritte 5.1-5.5 wurden in der Super-Clean-Bank durchgeführt. Die Anzahl der Zellen wurde mit einem Hämozytometerbestimmt 19.

6. Exposition der Caco-2-Zelle

  1. Nehmen Sie die Glaskolben (aus Schritt 5.7) aus dem Inkubator und wiederholen Sie die Schritte 5.1-5.4, um die Zellen zu entnehmen.
  2. Klopfen Sie vorsichtig auf die Kolbenwand, um die Zellen gleichmäßig zu verteilen, und übertragen Sie die Zellsuspensionen in ein Zentrifugenröhrchen (15 mL).
  3. Die Zellsuspension (aus Schritt 6.2) wird mit DMEM in Kombination mit Zytometrie verdünnt, um eine Zelldichte von ca. 1 x 105 Zellen/ml zu erreichen. Klopfen Sie vorsichtig auf die Kolbenwand, um die Zellen gleichmäßig zu verteilen.
  4. Geben Sie 100 μl PBS in die äußeren Vertiefungen der 96-Well-Platte, um eine Verdunstung des Kulturmediums aufgrund des Kanteneffekts zu verhindern.
    HINWEIS: Klopfen Sie kontinuierlich auf die Wand des Zentrifugenröhrchens, um die Zellensuspension gleichmäßig zu halten.
  5. 100 μl Zellsuspension (aus Schritt 6.3) in die linke Vertiefung der 96-Well-Platte geben und 10 Minuten ruhen lassen.
  6. Inkubieren Sie die Zellen im Inkubator bei 37 °C mit 5% CO2 für 48 h.
  7. Nehmen Sie die 96-Well-Platte nach einer Inkubation von 48 Stunden aus dem Inkubator und entsorgen Sie das Nährmedium.
  8. Legen Sie eine Pestizid-Metabolitengruppe fest, indem Sie 100 μl Lösungen (aus Schritt 3.6) in jede Vertiefung geben.
    HINWEIS: In jeder Vertiefung in Schritt 6.8 wurden Pestizidmetaboliten aus 0,1 mg Eltern erzeugt.
  9. Legen Sie eine Pestizid-Elterngruppe fest, indem Sie zum Vergleich 100 μl Lösungen (aus Schritt 3.7) in jede Vertiefung geben.
    HINWEIS: In jeder Vertiefung in Schritt 6.9 befanden sich 0,1 mg Pestizid-Eltern.
  10. Stellen Sie eine Blindkontrolle ein, indem Sie 100 μl DMEM mit 0,3 % DMSO in jede Vertiefung geben. Verwenden Sie sechs Vertiefungen für jede Gruppe (Schritt 6.8-6.9).
  11. Inkubieren Sie die Zellen im Inkubator bei 37 °C mit 5% CO2 für 24 h.
    HINWEIS: Die Schritte 6.1-6.5 und 6.7-6.10 wurden in der Super-Clean-Bank durchgeführt.

7. Beurteilung der Lebensfähigkeit der Zellen

  1. Die 96-Well-Platte (von 6.11) wird aus dem Inkubator genommen und das Nährmedium nach 24-stündiger Exposition entsorgt. Waschen Sie die Zellen mit PBS 2x.
  2. Geben Sie 100 μl DMEM in jede Vertiefung und fügen Sie dann 10 μl CCK-8-Reagenzien hinzu. Schütteln Sie die Platte vorsichtig, um die Zellen gleichmäßig zu verteilen.
  3. Inkubieren Sie die Zellen im Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2 für 4 h.
  4. Nehmen Sie die 96-Well-Platte nach einer Inkubation von 4 Stunden aus dem Inkubator und messen Sie die optische Extinktion (OD) bei 450 nm mit einem Fluoreszenzspektrophotometer.
  5. Berechnen Sie die Zellviabilität nach der folgenden Gleichung:
    Zellviabilität (%) = (OD-Experimentalgruppe - ODDMEM) / (OD-Kontrolle - ODDMEM)×100%.
    HINWEIS: Die Schritte 7.1-7.2 wurden in der Super-Clean-Bank durchgeführt.

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Ergebnisse

Abbildung 1 zeigt das Schema der vorgeschlagenen Methode zur Erzeugung, Extraktion und Bewertung der Zytotoxizität von Pestizidmetaboliten in Karottenkallus. In Abbildung 2 sind die Aufnahme- und Stoffwechselkinetikkurven der getesteten Pestizide dargestellt, aus denen hervorgeht, dass die Konzentrationen von Pestiziden in Nährmedien exponentiell abgenommen haben, während die Konzentrationen in Karottenkallus zu steigen begannen und bei 4 oder 8 Stunden ihren Hö...

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Diskussion

Dieses Protokoll wurde entwickelt, um die integrale Zytotoxizität von Metaboliten von Triazol-Pestiziden in Pflanzen durch die Kombination von Pflanzenkallus- und menschlichen Zellmodellen zu bewerten. Die kritischen Schritte für dieses vorgeschlagene Protokoll sind die Kultur von Pflanzenkallus und Caco-2-Zelle. Der schwierigste Teil und die relativesten Ratschläge für die pflanzliche Kalluskultur wurden in unserer vorherigen Studie12 gegeben. Hier ist zu beachte...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Studie wurde von der National Natural Science Foundation of China (21976160) und dem Zhejiang Province Public Welfare Technology Application Research Project (LGF21B070006) unterstützt.

     

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
2,4-DichlorphenoxyessigsäureWAKO1 mg/L
20% H2O2Sinopharm Chemisches Reagenz Co., Ltd.10011218-500ML
6-BenzylaminopurinWAKO0,5 mg/L
75% EthanolSinopharm Chemisches Reagenz Co., Ltd.1269101-500 mL
96-Well-PlatteThermo Fisher
AcetonitrilSigma-Aldrich
Inkubator für künstliches KlimaNingbo DongNan Lab Equipment Co., LtdRDN-1000A-4
AutoklavenSTIKMJ-Serie
Caco-2 ZellenNuoyang Biotechnology Co., Ltd.
CCK8 ReagenzienNanjing Jiancheng Bioengineering Institute, ChinaG021-1-3
ZentrifugeThermo Fisher
CO2 InkubatorLabtripHWJ-3-160
DimethylsulfoxidSolarbio Life SciencesD8371
Diniconazol, 98,7%J& K Scientific83657-24-3
Dulbecco's modifiziertes Eagle's MediumSolarbio Life Sciences11965-500 mL
elektronischeWaage Shanghai Precision Instrument Co., LtdFA1004B
fötales RinderserumCellmax
FluoreszenzspektrophotometerTecanInfinite M200
Flusilazol, 98,5 %J& K Scientific85509-19-9   
GefriertrocknerSCIENTZ
Gewebeschleifmaschine für hohen DurchsatzSCIENTZ
Inverses MikroskopLeica BiosystemsDMi1
Milli-Q SystemMilliporeMS1922801-4L
Murashige & Skoog mediumHOPEBIOHB8469-7
Stickstoff-BlaskonzentratorAOSHENGMD200-2
PBSSolarbio Life SciencesP1022-500 mL
Penicillin-Streptomycin FlüssigkeitSolarbio Life SciencesP1400-100 mL
Propiconazol, 100%J& K Scientific60207-90-1 
Forschung plusEppendorf10-1000 μ L
Samen von Little Finger Karotte (Daucus carota var. sativus)Shouguang Seed Industry Co., Ltd
Shaking IncubatorsShanghai bluepard instruments Co.,Ltd.THZ-98AB
Tebuconazol, 100%J& K Scientific107534-96-3
Trypsin-EDTA-LösungSolarbio Life SciencesT1300-100 mL
UltraschallgerätZKIUC-6
UV-sterilisierte Super-Clean-BankAIRTECH
Vortex-InstrumentWuxi Laipu Instrument Equipment Co., LtdBV-1010

Referenzen

  1. Fan, Y., et al. Uptake of halogenated organic compounds (HOCs) into peanut and corn during the whole life cycle grown in an agricultural field. Environ Pollut. 263, 114400(2020).
  2. Wu, Q., et al. Trace metals in e-waste lead to serious health risk through consumption of rice growing near an abandoned e-waste recycling site: Comparisons with PBDEs and AHFRs. Environ Pollut. 247, 46-54 (2019).
  3. Liu, A. F., et al. Tetrabromobisphenol-A/S and nine novel analogs in biological samples from the Chinese Bohai Sea: Implications for trophic transfer. Environ Sci Technol. 50 (8), 4203-4211 (2016).
  4. Awasthi, A. K., Zeng, X., Li, J. Environmental pollution of electronic waste recycling in India: A critical review. Environ Pollut. 211, 259-270 (2016).
  5. Zhang, Q., et al. Plant accumulation and transformation of brominated and organophosphate flame retardants: A review. Environ Pollut. 288, 117742(2021).
  6. Sandermann, H. Higher plant metabolism of xenobiotics: the 'green liver' concept. Pharmacogenetics. 4, 225-241 (1994).
  7. Zhang, J. J., Yang, H. Metabolism and detoxification of pesticides in plants. Sci Total Environ. 790, 148034(2021).
  8. Debenest, T., et al. Ecotoxicity of a brominated flame retardant (tetrabromobisphenol A) and its derivatives to aquatic organisms. Comp Biochem Phys C. 152 (4), 407-412 (2010).
  9. McCormick, J. M., Van Es, T., Cooper, K. R., White, L. A., Haggblom, M. M. Microbially mediated O-methylation of bisphenol A results in metabolites with increased toxicity to the developing zebrafish (Danio rerio) embryo. Environ Sci Technol. 45 (15), 6567-6574 (2011).
  10. Zhang, Q., et al. Multiple metabolic pathways of 2,4,6-tribromophenol in rice plants. Environ Sci Technol. 53 (13), 7473-7482 (2019).
  11. Hou, X., et al. Glycosylation of tetrabromobisphenol A in pumpkin. Environ Sci Technol. 53 (15), 8805-8812 (2019).
  12. Wu, J., et al. Elucidating the metabolism of 2,4-Dibromophenol in plants. J Vis Exp. (192), e65089(2023).
  13. Zucco, F., et al. An Inter-laboratory study to evaluate the effects of medium composition on the differentiation and barrier function of Caco-2 cell lines. Atla-Altern Lab Anim. 33, 603-618 (2005).
  14. Eisenbrand, G., et al. Methods of in vitro toxicology. Food Chem Toxicol. 40, 193-236 (2002).
  15. Sambuy, Y., et al. The Caco-2 cell line as a model of the intestinal barrier: influence of cell and culture-related factors on Caco-2 cell functional characteristics. Cell Biol Toxicol. 21, 1-26 (2005).
  16. Li, H., et al. Uptake, translocation, and subcellular distribution of three triazole pesticides in rice. Environ Sci Pollut Res. 29 (17), 25581-25590 (2022).
  17. Satapute, P., Kamble, M. V., Adhikari, S. S., Jogaiah, S. Influence of triazole pesticides on tillage soil microbial populations and metabolic changes. Sci Total Environ. 651, 2334-2344 (2019).
  18. Xu, Y., et al. A possible but unrecognized risk of acceptable daily intake dose triazole pesticides exposure-bile acid disturbance induced pharmacokinetic changes of oral medication. Chemosphere. 322, 138209(2023).
  19. Louis, K. S., Siegel, A. C. Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods. Methods Mol Biol. 740, 7-12 (2011).

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