Methodenartikel

Etablierung eines experimentellen Mausmodells des Endometrioms zur Untersuchung der damit verbundenen Unfruchtbarkeit

DOI:

10.3791/66240

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5. April 2024

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1Department of Obstetrics and Gynaecology, Faculty of Medicine, The Chinese University of Hong Kong, 2Reproduction and Development, Li Ka Shing Institute of Health Sciences, The Chinese University of Hong Kong, 3School of Biomedical Sciences, Faculty of Medicine, The Chinese University of Hong Kong, 4Chinese University of Hong Kong-Sichuan University Joint Laboratory in Reproductive Medicine, The Chinese University of Hong Kong

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dieser Studie wird ein neuartiges Mausmodell vorgestellt, das speziell zur Simulation von Endometriomen, einem klinisch signifikanten Subtyp der Endometriose, entwickelt wurde. Durch die Verwendung von C57BL/6J-Mäusen zielt das Modell darauf ab, die pathophysiologischen Mechanismen aufzuklären, die der endometriombedingten Unfruchtbarkeit zugrunde liegen, und bietet ein verfeinertes Werkzeug, um die derzeitige Wissenslücke in der Reproduktionsmedizin zu schließen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Endometriom (OMA), ein Subtyp der Endometriose, der durch die Bildung von endometriotischen Zysten in den Eierstöcken gekennzeichnet ist, betrifft 17-44% der Personen, bei denen Endometriose diagnostiziert wurde. Frauen mit OMA leiden häufig unter einer beeinträchtigten Fruchtbarkeit, doch die genauen Mechanismen, die der OMA-assoziierten Unfruchtbarkeit zugrunde liegen, bleiben unklar. Bemerkenswert ist, dass bestehende Tiermodelle die oberflächliche Peritonealendometriose (SUP) und die tief infiltrierende Endometriose (DIE) simulieren, was eine bemerkenswerte Lücke in der Forschung zur OMA hinterlässt. Als Antwort auf die Wissenslücke stellt dieser Artikel ein bahnbrechendes OMA-simulierendes Mausmodell vor und bietet eine umfassende Beschreibung der im Modell verwendeten Techniken und Verfahren. Mit einer hohen Erfolgsrate von 83 % und der Spezifität der Eierstockläsionen ist dieses Modell vielversprechend, um unser Verständnis von OMA zu verbessern, insbesondere im Zusammenhang mit Unfruchtbarkeit. Es bietet eine wertvolle Plattform für die gezielte Erforschung von OMA-assoziierten Fertilitätsproblemen und ebnet möglicherweise den Weg für verbesserte diagnostische und therapeutische Strategien im Bereich der Reproduktionsmedizin.

Einleitung

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Das Endometriom (OMA) ist der vorherrschende Subtyp der Endometriose und wird bei etwa 17-44 % der Personen beobachtet, bei denen Endometriose diagnostiziert wurde 1,2. Es ist gekennzeichnet durch die Bildung von endometriotischen Zysten in den Eierstöcken. Diese umgangssprachlich als "Schokoladenzysten" bezeichneten Zysten leiten ihren Namen von ihrer charakteristischen braunen, teerartigen Konsistenzab 3. Neben der OMA kann sich die Endometriose auch als oberflächliche Peritonealendometriose (SUP) und tief infiltrierende Endometriose (DIE) äußern. SUP bezieht sich auf die Läsionen an der Peritonealschleimhaut, während sich DIE auf Läsionen bezieht, die mehr als 5 mm unter die Peritonealoberfläche eindringen4. Die Heterogenität in Lokalisation, Erscheinungsbild und Tiefe der Läsionen bei diesen Endometriose-Subtypen führt zu unterschiedlichen klinischen Symptomen und unterschiedlichen Schweregraden der Erkrankung 5,6. OMA ist besonders mit schwereren Endometriosestadien assoziiert und wurde mit Unfruchtbarkeit, Beckenverwachsungen und einem erhöhten Eierstockkrebsrisiko in Verbindung gebracht 1,7,8,9.

Der Zusammenhang von Endometriose, insbesondere OMA, mit Unfruchtbarkeit ist ein klinisches Problem, das Anlass zu großer Besorgnis gibt. Endometriose tritt bei 25-50% der unfruchtbaren Frauen auf, wobei 30-50% der Frauen, bei denen Endometriose diagnostiziert wurde, an Unfruchtbarkeit leiden 10,11,12,13,14. Während die genauen OMA-assoziierten Unfruchtbarkeitsmechanismen schwer fassbar sind, wurden einige Hypothesen aufgestellt. Eine deutet darauf hin, dass Endometriose zu einem chronischen Entzündungszustand führt, der die normale Eierstockfunktion stören und die Eizellqualität beeinträchtigen kann15,16. Eine andere schlägt eine abnormale Eisenüberladung in der Follikelflüssigkeit der Eierstöcke vor, von der angenommen wird, dass sie mit einer Eizellreifungsstörung in Verbindung gebracht wird14. Andere Studien befassen sich mit Störungen der hormonellen Regulation17, der Eizellqualität18 und der Embryonalentwicklung19.

In der Vergangenheit haben Nagetiermodelle eine entscheidende Rolle bei der Vertiefung unseres Verständnisses der Endometriose gespielt, insbesondere bei der Untersuchung ihrer Pathologie, ihrer Auswirkungen auf die Fruchtbarkeit und der Schmerzmechanismen 20,21,22,23. Nagetiere, insbesondere Ratten und Mäuse, wurden ausgiebig als Tiermodelle verwendet, um die Ursache-Wirkungs-Beziehungen, die zugrunde liegenden Mechanismen, mögliche Diagnosetechniken und therapeutische Interventionen für diese Krankheit zu erforschen 22,24,25,26. Es ist wichtig zu erkennen, dass alle Tiermodelle ihre spezifischen Verwendungszwecke und Grenzen haben. Die Wahl eines bestimmten Modells hängt von dem spezifischen Ergebnis oder Aspekt ab, der gemessen oder untersucht wird27. So zeigte ein Rattenmodell, dass Stress die Endometriose-Manifestationen verschlimmern und Entzündungsparameter beeinflussen kann, was Einblicke in die möglichen Auslöser der Krankheit gibt28.

Im Rahmen der Endometrioseforschung kommen verschiedene Nagetiermodelle zum Einsatz. Ein häufig verwendeter Ansatz ist das homologe Modell, bei dem Gebärmuttergewebe von Nagetieren in die Bauchhöhle oder die Mesenterialgefäße derselben Spezies transplantiert wird29. Dieses Modell bietet Vorteile in Bezug auf die Immunkompetenz und die Eignung für Langzeitstudien30. Einschränkungen ergeben sich jedoch aufgrund der partiellen Diskrepanz zwischen dem implantierten ektopischen Uterusgewebe der Maus und den Merkmalen endometriotischer Läsionenbeim Menschen 31. Ein weiterer Ansatz ist das heterologe Modell, bei dem eine humane Endometriumbiopsie in eine immunsupprimierte Maus implantiert wird32. Dieses Modell ermöglicht die Verwendung von humanem ektopischem Endometrium als Spendergewebe für die Entwicklung von Läsionen, was eine konstruktive Validität bietet32. Sie ist jedoch auf immunsupprimierte Mäuse als Empfänger angewiesen, was eine umfassende Bewertung der Immunantworten erschwert, die an der Ätiologie der Erkrankung beteiligt sind33. Nichtsdestotrotz ist es wichtig anzuerkennen, dass sich die bestehenden Modelle in erster Linie auf die Spiegelung des generalisierten Zustands SUP konzentrieren und die einzigartigen Eigenschaften von OMA und DIE34 nur unzureichend erfassen. Derzeit gibt es einen Mangel an spezifischen Modellen für die Untersuchung von DIE, da nur wenige Modelle existieren, darunter ein kürzlich von Yan et al. entwickeltes Nagetiermodell35. Diese Knappheit unterstreicht den Bedarf an weiterer Forschung und der Entwicklung von Modellen, die die spezifischen Eigenschaften des DIE genau erfassen. Darüber hinaus ist unser Verständnis von OMA, insbesondere ihres nuancierten Zusammenhangs mit der Fertilität, ebenfalls begrenzt26,36.

Um die bestehenden Herausforderungen anzugehen, wird in dieser Arbeit ein neuartiges experimentelles homologe Mausmodell vorgestellt, das speziell für die Simulation von OMA entwickelt wurde. Ziel ist es, einzigartige Einblicke in die pathologischen Mechanismen zu geben, die der OMA-bedingten Unfruchtbarkeit zugrunde liegen, und damit die Wissenslücke in diesem wichtigen Bereich der Reproduktionsmedizin zu schließen. Kurz gesagt, C57BL/6J-Mäuse wurden aufgrund ihrer menschenähnlichen Fortpflanzungsmerkmale verwendet. Nach der Synchronisierung des Brunstzyklus wurde Uterusgewebe von Spendermäusen zerkleinert und im Verhältnis 1:2 in den Eierstockschleimbeutel der Empfängermäuse transplantiert. Nach einem 4-wöchigen Intervall wurden sowohl morphologische als auch histologische Untersuchungen der Ovarialläsionen durchgeführt, um das Vorhandensein von OMA zu validieren und eine damit verbundene follikuläre Atresie zu bewerten. Mit einer Erfolgsquote von 83 % bietet dieses Modell den Forschern eine zuverlässige Plattform für OMA-Studien, wobei die Läsionsentwicklung speziell in den Eierstöcken für gezielte Untersuchungen im Vordergrund steht.

Protokoll

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Alle experimentellen Verfahren, die in dieser Studie durchgeführt wurden, wurden von der Ethikkommission der Chinese University of Hong Kong unter der Protokollnummer 21-203-MIS_[C] genehmigt und reguliert.

1. Eingewöhnung und Selektion der Tiere

  1. Vorbereitung der Mäuse
    1. Beziehen Sie 18 C57BL/6J-Mäuse (primipare Weibchen, 8-9 Wochen alt: 6 Spender, 12 Empfänger) von einem seriösen Lieferanten. Überprüfen Sie die Integritätszertifikate.
    2. Halten Sie alle Mäuse in einer kontrollierten Haltungsumgebung: 22-24 °C, Luftfeuchtigkeit zwischen 40 % und 60 % und mit einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus. Verwenden Sie HEPA-gefilterte Luft, falls verfügbar.
    3. Ermöglichen Sie den Mäusen eine 72-stündige Akklimatisierung mit kontinuierlichem Zugang zu Futter und Wasser, wodurch die menschliche Interaktion minimiert wird, um Stress zu reduzieren.
  2. Synchronisierung des Östruszyklus
    1. Sammeln Sie Einstreu mit männlichen Pheromonen; Führen Sie ihn für 48 Stunden in weibliche Käfige ein.
  3. Vaginale Zytologie
    1. Führen Sie am nächsten Morgen eine vaginale Zytologie durch.
      HINWEIS: Es ist notwendig, einen Abstrich zu einer konstanten Tageszeit durchzuführen, in der Regel um 9:00 Uhr.
      1. Bereiten Sie im Voraus doppelköpfige Wattestäbchen, autoklaviertes PBS, eine 35-mm-Petrischale und Objektträger vor. Geben Sie 10 ml PBS in eine Petrischale. Tauchen Sie ein Ende des Wattestäbchens in das PBS, damit es die Flüssigkeit aufnehmen kann.
      2. Nehmen Sie vorsichtig eine Maus aus ihrem Käfig und setzen Sie sie auf den Deckel eines leeren Käfigs.
      3. Fassen Sie den Schwanz mit Daumen und Zeigefinger einer Hand und nehmen Sie mit der anderen Hand das angefeuchtete Wattestäbchen und führen Sie es vorsichtig in die Vagina der Maus ein. Führen Sie die Spitze des Tupferstäbchens vorsichtig bis zu einer Tiefe von ca. 1,0 cm in die Scheide der Maus ein. Drehen Sie den Tupfer vorsichtig und halten Sie dabei einen Winkel von etwa 45° zur Längsachse des Tierkörpers ein.
        HINWEIS: Ein langsames Drehen des Tupfers während des Einführens kann einen reibungsloseren Eingriff ermöglichen und die potenzielle Stimulation des Gebärmutterhalses minimieren.
      4. Entfernen Sie vorsichtig Zellen aus dem Vaginallumen und den Scheidenwänden, indem Sie den Tupfer kontinuierlich drehen, und ziehen Sie den Tupfer dann vorsichtig heraus.
        HINWEIS: Stellen Sie während dieses Vorgangs sicher, dass der Tupfer kontinuierlich gedreht wird, während Sie darauf achten, nicht mit den umgebenden Haaren in Berührung zu kommen. Ziehen Sie anschließend den Tupfer vorsichtig heraus, um eine mögliche Kontamination zu vermeiden.
      5. Übertragen Sie die gesammelten Zellen, indem Sie die Tupferspitze vorsichtig auf einen sauberen, vorbeschrifteten Objektträger rollen.
        HINWEIS: Der Tupferstab sollte nach dem Transfer der Zellen auf Objektträger entsorgt und für jedes Tier ein neuer verwendet werden.
      6. Untersuchen Sie die Objektträger unter einem Mikroskop, um verhornte Epithelzellen zu erkennen. Achten Sie auf das einheitliche Vorhandensein von verhornten Epithelzellen in der vaginalen Zytologie, was auf das Brunststadium hinweist. Machen Sie Fotos und halten Sie die Beobachtungen fest.
        HINWEIS: Mit entsprechender Sachkenntnis ist das Färben von Vaginalabstrichen nicht erforderlich. Wenn ein Experimentator die Abstriche jedoch nicht "lesen" kann, ohne dass sie fleckig werden, dann ist dies notwendig.

2. Etablierung eines Endometriommodells

HINWEIS: In der Modelleinrichtung werden nur Mäuse im Brunststadium als Spender- und Empfängermäuse ausgewählt. Wenn Sie Experimente an einer Maus durchführen, stellen Sie sicher, dass sie außerhalb der Sichtweite anderer ist und dass sie nicht wieder in die Gesellschaft anderer Tiere eingeführt wird, bis sie vollständig genesen ist. Das Diagramm der Modellgenerierung ist in Abbildung 1 zu sehen.

  1. Vorbereitung des Spendergewebes
    1. Sedieren Sie die Spendermäuse mit einer Kombination aus Ketamin (75 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg). Euthanasieren Sie die Spendermäuse durch zervikale Translokation unter Narkose.
    2. Desinfizieren Sie den Bauchbereich mit einem 70%igen Ethanoltupfer.
    3. Verwenden Sie eine sterile chirurgische Schere, um einen Schnitt (1 cm) entlang der Mittellinie des Bauchfells zu erstellen, um die Muskelschicht freizulegen. Wählen Sie eine andere chirurgische Schere, um die Muskelschicht zu durchtrennen und die Beckenhöhle freizulegen.
    4. Schließen Sie die Spitzen der Pinzette und heben Sie den Darm vorsichtig mit dem stumpfen Mittelteil an.
    5. Lokalisieren Sie das Gebärmutter- und Eierstockgewebe. Führen Sie eine sterile Dissektion des gesamten Gebärmutterhorns durch, einschließlich beider Gebärmutterhörner, und stellen Sie sicher, dass die ungefähre Größe des zu entfernenden Stücks ~1,5 cm lang ist. Legen Sie das herausgeschnittene Gewebe in eine Petrischale, die PBS enthält, und entfernen Sie überschüssiges Fettgewebe.
    6. Präparieren Sie das Gewebe mit einem sterilisierten Skalpell minutiös in 1 mm³ große Stücke. Halten Sie das Gewebe feucht, indem Sie regelmäßig PBS hinzufügen.
  2. Ablauf der Transplantation
    1. Betäuben Sie die Empfängermäuse mit einer Mischung aus Ketamin (75 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg).
    2. Tragen Sie eine Augensalbe auf, um Augentrockenheit während der Operation zu verhindern. Legen Sie die Mäuse in Rückenlage auf eine sterile Operationsplatte.
    3. Bestimmen Sie die Operationsstelle, indem Sie die Hinterbeine der Maus vorsichtig manipulieren, wobei ein knöcherner Vorsprung unter der Haut tastbar ist. Dieser durch die Haut deutlich sichtbare Protuberanz dient während des chirurgischen Eingriffs als zuverlässiger anatomischer Marker für die Eierstöcke der Empfängermaus.
    4. Rasieren Sie die Operationsstelle und stellen Sie sicher, dass 150 % des umgebenden Bereichs von Fell befreit sind. Desinfizieren Sie dann die Haut mindestens 3 Mal abwechselnd mit Betadin und 70% Alkohol. Verwenden Sie ein steriles OP-Tuch, um den Kontakt zwischen Gewebe, sterilen Instrumenten und Nähten mit Fellresten zu verhindern. Abschließend wird ein präziser seitlicher Schnitt (3-5 mm) an der vorgegebenen Operationsstelle angelegt.
    5. Stabilisieren Sie den Eierstock mit einer nicht-dominanten Handzange. Injizieren Sie vorsichtig 100 μl PBS in den Schleimbeutel der Eierstöcke und achten Sie dabei auf den leichten Abstand.
    6. Mache einen winzigen Schlitz in den Schleimbeutel. Transplantieren Sie die Fragmente des Gebärmuttergewebes (1 mm³) mit einer Mikrozange.
      HINWEIS: Vermeiden Sie eine Überfüllung, um Druck auf das umgebende Gewebe zu vermeiden.
    7. Für die Scheinchirurgie wiederholen Sie alle Schritte außer Schritt 2.2.6.
  3. Postoperative Versorgung
    1. Vernähen Sie die Muskelschichten mit resorbierbaren Nähten (z. B. 5-0 Vicryl) und die Haut mit nicht resorbierbaren Nähten (z. B. 5-0 Nylon).
    2. Lege eine Maus auf ein Heizkissen, das auf 37 °C eingestellt ist, bis du wieder bei vollem Bewusstsein bist. Überwachen Sie die Atmung und warten Sie, bis sich die Extremitäten rosa färben.
    3. Buprenorphin (0,1 mg/kg, subkutan) gegen Schmerzen alle 12 h für 48 h verabreichen. Überprüfen Sie die ersten 24 Stunden alle 8 Stunden und dann 3x täglich in den nächsten 3 Tagen auf Anzeichen von Schmerzen, Infektionen oder Beschwerden.
      HINWEIS: Das Tier wird nicht unbeaufsichtigt gelassen, bis es wieder genug Bewusstsein erlangt hat, um das Brustliegen aufrecht zu erhalten.

3. Validierung des Modells

  1. Brutto-Validierung
    1. Nach 4 Wochen wird die Empfängermäuse mit einer Kombination aus Ketamin (75 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) anästhesiert. Dann euthanasieren Sie die Mäuse unter tiefer Narkose, indem Sie eine zervikale Translokation durchführen.
    2. Führen Sie einen Schnitt in der Mittellinie durch und legen Sie die Bauchhöhle für die Organinspektion frei.
    3. Extrahieren Sie die Eierstöcke mit sichtbaren Läsionen und machen Sie Fotos.
    4. Gründlich auf fremde endometriotische Läsionen untersuchen.
  2. Histologische Validierung
    HINWEIS: Aufgrund des Vorhandenseins von potenziell reizenden geruchsintensiven Lösungsmitteln in den histologischen Experimenten sollte die Durchführung in einem Abzug durchgeführt werden.
    1. Fixieren Sie die Eierstöcke zusammen mit Läsionen in 10% neutral gepuffertem Formalin.
    2. Verarbeiten Sie das Gewebe nach den gleichen Verfahren wie von Adeniran et al.37 beschrieben, einschließlich Gewebezuweisung, Fixierung und Einbettung.
    3. Gewebe mit einer Dicke von 4-5 μm seriell schneiden, in einem Wasserbad bei 45 °C schwimmen lassen und auf Objektträger aufsetzen. Beschriften Sie die Folien deutlich mit der Mausnummer, der Eierstockseite und der Abschnittsnummer. Über Nacht bei 37 °C trocknen.
    4. PAS-Hämatoxylin-Färbung
      1. Entparaffinisierung: Legen Sie die Objektträger in Xylol oder einen Xylolersatz, um das Paraffin zu entfernen.
        HINWEIS: Möglicherweise müssen Sie diesen Schritt einige Male ausführen.
      2. Rehydratisierung: Rehydrieren Sie die Gewebeabschnitte schrittweise, indem Sie die Objektträger in eine Reihe von abnehmenden Ethanolkonzentrationen (100 %, 95 %, 80 %, 70 %) legen.
      3. Periodische Säurebehandlung: Decken Sie die Gewebeabschnitte mit einer 1%igen Periodensäurelösung ab und lassen Sie sie 5-10 Minuten bei Raumtemperatur ruhen.
        HINWEIS: Dieser Schritt oxidiert die Glykolgruppen des Gewebes zu Aldehydgruppen, was eine Reaktion mit dem Schiff-Reagenz und die Bildung eines violett-rosa Flecks ermöglicht, um die Eierstockstrukturen anzuzeigen.
      4. Spülen Sie die Objektträger gründlich mit destilliertem Wasser ab, um Reste periodischer Säure zu entfernen.
      5. Färben Sie die Gewebeschnitte 15 min lang mit einer Schiff-Lösung.
      6. Spülen Sie die Objektträger zuerst in fließendem heißem Leitungswasser ab, um überschüssige Flecken zu entfernen, dann in destilliertem Wasser.
      7. Die Schnitte mit 1 g/L Meyer's Hämatoxylin für 2-3 min gegenfärben.
      8. Spülen Sie die Objektträger 2-3 Minuten lang unter fließendem Leitungswasser ab.
      9. Tragen Sie das Bläuereagenz 30 s lang auf.
      10. Spülen Sie die Objektträger in destilliertem Wasser ab.
      11. Entwässern Sie die Abschnitte nach und nach, indem Sie sie in steigende Ethanolkonzentrationen (70 %, 80 %, 95 % und 100 %) eintauchen.
      12. Tauchen Sie die Abschnitte in ein Clearing-Mittel (z. B. Xylol), um sie transparent zu machen.
      13. Tragen Sie ein Montagemedium auf die Abschnitte auf den Objektträgern auf und legen Sie vorsichtig ein Deckglas über die Abschnitte, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen vorhanden sind. Lassen Sie die Dias in der Haube an der Luft trocknen, um die Verfestigung des Einbettmediums zu erleichtern.
    5. Unter einem Lichtmikroskop untersuchen. Dokumentieren Sie das Vorhandensein von Endometriumdrüsen, Stroma und hämorrhagischen Zysten, die eine Endometriose im Eierstock bestätigen.

Ergebnisse

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Die erfolgreiche Etablierung von OMA
Von den 12 Mäusen, die dem Transplantationsprotokoll unterzogen wurden, wiesen 10 charakteristische OMA-Läsionen auf, sowohl auf grobanatomischer als auch auf histologischer Ebene, was einer Erfolgsrate von 83% entspricht. Die grobe Untersuchung ergab flüssigkeitsgefüllte Läsionen, die an den Eierstöcken anhafteten und an klinische OMA-Präsentationen erinnerten (Abbildung 2). Die histopathologische Untersuchung, wie in Abbildung 3 dargestellt, bestätigte die erfolgreiche Implantation des ektopischen Endometriumgewebes. Darüber hinaus führte die Infiltration von endometriotischen Läsionen zu einer massiven Atresie der Follikel neben den Implantaten, was auf eine Beeinträchtigung des ovariellen Milieus hinweist.

Modellspezifität
Entscheidend für die Validität des Modells war seine Spezifität für die ovarielle Endometriose. Bei einer gründlichen Untersuchung wurden keine fremden endometriotischen Implantate in einem anderen Becken- oder Bauchorgan identifiziert, was die Präzision des Modells und sein Potenzial als robustes Werkzeug zur Untersuchung des Endometrioms und der damit verbundenen Unfruchtbarkeit unterstreicht.

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Abbildung 1: Generierung des Endometriommodells. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 2: Grobanatomie des Endometrioms. Im Vergleich zur Scheinkontrollgruppe war in der OMA-Gruppe in der Morphologie 4 Wochen nach der Transplantation ein ektopisches Endometriumzystenwachstum in Verbindung mit der Ovarialmorphologie sichtbar. Blau gestrichelter Umriss: endometriotische Läsion. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 3: Histologisch gefärbter Schnitt einer Endometriumläsion aus dem Mausmodell. Im Vergleich zur Schein-Kontrollgruppe war in der OMA-Gruppe in der Histologie 4 Wochen nach der Transplantation ein ektopisches endometriumzystisches Wachstum in Assoziation mit dem Ovar sichtbar. Schwarze Pfeile zeigen atretische Follikel an. Maßstabsleisten = 0,5 mm. Abkürzung: OMA = Endometriom. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

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Die Prävalenz von OMA in der weiblichen Weltbevölkerung unterstreicht ein kritisches Gesundheitsproblem38. Neben den allgemeinen Symptomen der Endometriose bringt OMA zusätzliche Herausforderungen für die Fertilität mit sich, darunter starke Beckenschmerzen, das Potenzial für Eierstocktorsionen und andere bemerkenswerte Auswirkungen39,40. Während das Verständnis der OMA-Pathogenese und -Progression weitgehend in Geheimnisse gehüllt ist, behindert das Wissensvakuum nicht nur die Formulierung gezielter therapeutischer Strategien, sondern führt auch dazu, dass viele Frauen weiterhin unter suboptimalen Behandlungen und wiederkehrenden Symptomen leiden. Die Entscheidung vieler moderner Frauen, die Geburt eines Kindes zu verschieben, verstärkt die Fruchtbarkeitsbedenken im Zusammenhang mit der OMA weiter und macht es noch wichtiger, ihre Pathophysiologie zu verstehen und umfassend anzugehen.

Historisch gesehen war eines der größten Hindernisse für ein besseres Verständnis von OMA das Fehlen eines entschlossenen und genauen Tiermodells. Obwohl in der Vergangenheit mehrere Modelle untersucht wurden, konnten sie die Spezifitäten von OMA oft nicht reproduzieren oder zusätzliche Störvariablen aufgrund der Manifestation von Läsionen in anderen Organen als den Eierstöcken einführen41. Wir haben ein Mausmodell entwickelt, um OMA zu replizieren und unser Verständnis der Krankheit zu verbessern. Unsere Operationstechnik bestand darin, gehacktes Uterusgewebe in die Schleimbeutel der Eierstöcke von Mäusen zu implantieren, um die Entwicklung von endometriotischen Läsionen in den Eierstöcken sicherzustellen. Eine genaue Überwachung nach der Operation ermöglichte es uns, das Fortschreiten der OMA zu beurteilen und das Wohlbefinden der Mäuse sicherzustellen. Um die Relevanz des Modells zu erhöhen, haben wir den Schleimbeutel der Eierstöcke intakt gelassen, anstatt ihn zu entfernen. Diese Änderung zielte darauf ab, das Auslaufen von Implantaten in andere Organe zu verhindern und die spezifische Lokalisierung von Läsionen in den Eierstöcken zu gewährleisten. Darüber hinaus befassten wir uns mit möglichen Komplikationen wie Blutungen oder Infektionen während des Eingriffs. In dieser Studie wurde die PAS-Färbung verwendet, um das Vorhandensein von Schleim nachzuweisen, was üblicherweise zur Beurteilung der Histologie von Ovarialfollikeln durchgeführt wird42,43. Die Identifizierung von atretischen Follikeln in Ovarialschnitten, die an die endometriotische Läsion angrenzen, ist ein entscheidender Beweis dafür, wie sich Endometriose negativ auf die Follikelentwicklung auswirkt 43,44,45. Dieser Befund ist von großer Bedeutung für weitere Untersuchungen der Unfruchtbarkeit im Zusammenhang mit Endometriomen, wie durch unser Modell unterstützt. Die Einbeziehung der histologischen Validierung ermöglichte ein umfassendes Verständnis der pathologischen Veränderungen, die mit Endometriose in unserem Modell verbunden sind. Diese Einbeziehung stärkt die Verlässlichkeit und Relevanz unserer Befunde und hilft dabei, den Zusammenhang zwischen Endometriose und ovarieller Dysfunktion herzustellen. Es ist auch wichtig, die Grenzen unserer Technik anzuerkennen. Obwohl dieses Modell erfolgreich ovarielle Läsionen im Zusammenhang mit OMA replizierte, erfasst es möglicherweise nicht vollständig die Komplexität der Endometriose. Die Übertragung von Erkenntnissen aus Tiermodellen auf den Menschen hat aufgrund von Unterschieden zwischen den Spezies inhärente Grenzen.

Im Gegensatz dazu baut diese Studie auf früheren Forschungen an Mausmodellen der ovariellen Endometriose auf, bei denen ein ähnliches Verfahren zur Implantation von Gebärmutterhörnern in die Eierstöcke durchgeführt wurde46. Es gibt jedoch bemerkenswerte Unterschiede zwischen dieser Methode und früheren Modellen. Zunächst bildet dieses Modell ausschließlich Läsionen an den Eierstöcken, während das Vorgängermodell endometriotische Läsionen auch in anderen Organen und nicht nur in den Eierstöcken zeigte. Diese Unterscheidung macht es wahrscheinlicher, dass ihr Modell die kombinierten Subtypen der Endometriose nachahmt, anstatt spezifisch für OMA zu sein. Unsere fokussierte Manifestation ermöglicht es den Forschern, sich speziell auf die Nuancen der OMA zu konzentrieren, ohne den verwirrenden Einfluss von Läsionen in anderen Organen. Durch die Überwindung dieser Einschränkungen bietet unser Modell eine genauere Darstellung der OMA und dient als robuste Plattform für zukünftige Untersuchungen. Zweitens zeigt dieses Modell eine lobenswerte Erfolgsquote von 83% bei der Spiegelung der OMA, was eine hohe Wiedergabetreue bei der Reproduktion der Krankheit gewährleistet.

Es ist erwähnenswert, dass das Wiederauftreten von OMA ein großes Problem darstellt, da viele Frauen auch nach anfänglichen Behandlungseingriffen wiederkehrende Symptome haben. In mehreren Studien wurden das Wiederauftreten der Endometriose und diagnostische Tests in diesem Zusammenhang ausgewertet. Zum Beispiel diskutierten Yildiz et al. die Verwendung von transvaginalem Ultraschall als diagnostisches Instrument zur Erkennung spezifischer Ultraschallmarker und -muster für eine genaue Diagnose und Überwachung des Rezidivs47. Eine weitere Studie konzentrierte sich auf die Langzeitnachsorge von Frauen mit Endometriose und untersuchte die Rezidivrate nach chirurgischer Behandlung48. Diese Studie unterstreicht die Bedeutung individualisierter Behandlungsstrategien, die auf Krankheitsmerkmalen und Patientenfaktoren basieren, um das Risiko eines erneuten Auftretens zu minimieren. Darüber hinaus untersuchten einige Forscher das Potenzial zirkulierender Biomarker für die Vorhersage eines Rezidivs der Endometriose49. Die Studie untersucht spezifische molekulare Marker und deren Zusammenhang mit dem Wiederauftreten von Krankheiten und gibt Einblicke in die Entwicklung nicht-invasiver diagnostischer Tests und personalisierter Behandlungsansätze. Diese Studien unterstreichen die laufenden Bemühungen, das Wiederauftreten von Endometriose zu verstehen und zu behandeln, sowie die Entwicklung diagnostischer Tests zur Verbesserung der Patientenergebnisse. Die Einbeziehung von Erkenntnissen aus diesen Studien in unsere OMA-Mausmodellforschung kann zu einem umfassenden Verständnis der Krankheit, der Rezidivmuster und potenzieller diagnostischer Strategien zur Überwachung und Behandlung von OMA beitragen.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die Etablierung dieses spezifischen OMA-Mausmodells als Grundstein für eine neue Ära der Forschung auf dem Gebiet der Endometriose dient. Indem es eine seit langem bestehende Lücke schließt, verspricht es eine Kaskade von Erkenntnissen und Durchbrüchen, die die Art und Weise, wie wir Endometriome verstehen, behandeln und möglicherweise verhindern, revolutionieren könnten, was zu verbesserten klinischen Ergebnissen und einer verbesserten Lebensqualität für betroffene Frauen führen könnte. Wichtig ist, dass wir durch den Vergleich dieser Methode mit früheren OMA-Modellen und die Einbeziehung von Erkenntnissen aus Studien zum Wiederauftreten von Endometriose und diagnostischen Tests die Relevanz und Anwendbarkeit unserer Forschung im breiteren Kontext der Endometrioseforschung und der Patientenversorgung weiter verbessern können.

Offenlegungen

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Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Danksagungen

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Diese Studie wird durch das Theme-based Research Scheme finanziert, das vom Research Grants Council der Regierung der Sonderverwaltungsregion Hongkong (T13-602/21-N) gewährt wird.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1 cc Spritze mit 25 G NadelBD Biowissenschaften301320
10 mm GewebekulturschaleFALKE353001
10% gepuffertes FormalinFisher ScientificSF100-4
10x Puffer mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS)Fisher ScientificAM9625
30 G NadelBD Biowissenschaften305107
5-0 schwarzes geflochtenes SeidennahtEthicon Inc.W500H
70% Ethanol
Selbstklebende Objektträger für MikroskopeMarienfeld810401
Buprenorphin Injektion Med-Vet InternationalRXBUPRENOR5
Doppelköpfiges WattestäbchenSANYO Co., LTD.HUBY-340
Feine PinzetteWerkzeuge für die Feinwissenschaft11254-20
KetaminAlfasan International b.v2203095-08
MikroröhrchenCorning MCT-150-C
NadelhalterExcelta Corporation2827-NH-35-SE-ND
AugensalbeWichtige Pharmazeutika10033691
Periodisches Säureschiff (PAS) Färbeset Abcam (Englisch)Artikel-Nr.: 150680
Puderfreie, sterile HandschuheFisher Scientific19020558
Verarbeitung/Einbettung von KassettenFisher Scientific15-197-700A
Skalpell Größe 3Fisher Scientific22-079-657
Kleine gezackte, halbgekrümmte PinzetteRoboz Chirurgische Instrumente Co.RS-5135
Kleine chirurgische SchereRoboz Chirurgische Instrumente Co.RS-5850
Standard-LichtmikroskopZur Auswertung von vaginalzytologischen Abstrichen und histologischen Analysen.
Skalpellklingen aus Stahl #10B.BraunBB510
Sterile GazeMEDICOMHMWS 077
Petrischalen aus sterilisiertem PyrexglasCorning70160-101
Thermogeregelter elektrischer Belag
VICRYL RAPIDE (Polyglactin 910) resorbierbares NahtmaterialEthicon Inc.Nr. W9918
Xylazin Alfasan International b.v2110333-10

Referenzen

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