Wir beschreiben hier Methoden zur Induktion und Analyse des olfaktorischen erfahrungsabhängigen Umbaus von synaptischen Glomeruli des Antennenlappens im juvenilen Gehirn von Drosophila .
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Methodenartikel
Erfahrungsabhängiger Umbau der synaptischen Konnektivität von olfaktorischen sensorischen Neuronen im juvenilen Gehirn in einer kritischen Phase im frühen Leben
* These authors contributed equally
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Die olfaktorische sensorische Erfahrung im frühen Leben induziert einen dramatischen synaptischen Glomeruli-Umbau im jugendlichen Gehirn von Drosophila , der erfahrungsabhängig dosisabhängig, zeitlich begrenzt und nur in einer kurzen, genau definierten kritischen Periode vorübergehend reversibel ist. Die Richtungsabhängigkeit des Umbaus der synaptischen Konnektivität von Gehirnschaltkreisen wird durch den spezifischen Geruchsstoff bestimmt, der auf die Rezeptorklasse der Befragten von olfaktorischen sensorischen Neuronen wirkt. Im Allgemeinen exprimiert jede Neuronenklasse nur einen einzigen Geruchsrezeptor und innerviert einen einzelnen olfaktorischen synaptischen Glomerulus. Im genetischen Modell von Drosophila wurde das gesamte Spektrum der olfaktorischen Glomeruli anhand der Reaktionsfähigkeit von Geruchsstoffen und der Verhaltensleistung genau kartiert. Der Geruchsstoff Ethylbutyrat (EB) aktiviert Or42a-Rezeptorneuronen, die den VM7-Glomerulus innervieren. Während der kritischen Phase im frühen Leben führt die EB-Erfahrung zu einer dosisabhängigen Synapseneliminierung in den olfaktorischen sensorischen Neuronen von Or42a. Zeitlich begrenzte Zeiträume der dosierten Exposition gegenüber EB-Odorstoffen ermöglichen die Untersuchung der erfahrungsabhängigen Beschneidung der Schaltkreiskonnektivität im juvenilen Gehirn. Die konfokale Mikroskopie der synaptischen Glomeruli des Antennenlappens erfolgt mit Or42a-Rezeptor-gesteuerten transgenen Markern, die eine Quantifizierung der Synapsenzahl und des Innervationsvolumens ermöglichen. Das ausgeklügelte genetische Toolkit von Drosophila ermöglicht die systematische Aufschlüsselung der zellulären und molekularen Mechanismen, die den Umbau von Gehirnschaltkreisen vermitteln.
Einleitung
Der Umbau der Schaltkreise des juvenilen Gehirns während des frühen Lebens stellt die letzte Chance für großflächige Veränderungen der synaptischen Konnektivität dar, um der hochgradig variablen, unvorhersehbaren Umgebung, in die ein Tier geboren wird, gerecht zu werden. Als die am häufigsten vorkommende Gruppe von Tieren teilen Insekten diesen evolutionär konservierten, grundlegenden Mechanismus des Umbaus in der kritischen Periode1. Kritische Perioden beginnen mit dem Einsetzen des sensorischen Inputs, weisen reversible Schaltkreisänderungen auf, um die Konnektivität zu optimieren, und schließen sich dann, wenn die Stabilisierungskräfte einer weiteren Umgestaltung widerstehen2. Insekten sind besonders auf olfaktorische sensorische Informationen angewiesen und weisen eine gut definierte olfaktorische kritische Periode auf. Drosophila bietet ein hervorragendes genetisches Modell, um diese erfahrungsabhängige kritische Phase im juvenilen Gehirn zu untersuchen. Die Geruchserfahrung in den ersten Tagen nach der Eklosion führt zu auffälligen Veränderungen der Schaltkreiskonnektivität in individuell identifizierten synaptischen Glomeruli 3,4. Die Richtung des Umbaus hängt von der spezifischen Geruchserfahrung des Eingangs ab. Einige Geruchsstoffe verursachen eine Zunahme des synaptischen Glomerulusvolumens für einige Tage nach der Eklosion (dpe)3,5,6,7, während andere Geruchsstoffe eine schnelle Eliminierung von Synapsen während der kritischen Periode von 0-2 dpe verursachen, was zu einer verminderten Innervationsvolumina führt 8,9,10. Insbesondere führt die Erfahrung mit Ethylbutyrat (EB)-Odorierstoffen zu einer dosisabhängigen synaptischen Beschneidung der Or42a-Geruchsrezeptor-Neuronen nur während dieser kritischen Phase im frühen Leben8. Die Synapseneliminierung ist durch Modulation des EB-Geruchseintrags innerhalb der kritischen Periode vollständig reversibel, wird aber nach Abschluss der kritischen Periode dauerhaft. Diese von der olfaktorischen Erfahrung abhängige synaptische Beschneidung stellt ein wertvolles experimentelles System dar, um die zeitlich begrenzten Mechanismen aufzuklären, die dem Umbau der juvenilen Gehirnschaltkreise zugrunde liegen.
Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll vor, das zur Induktion und Analyse des EB-erfahrungsabhängigen synaptischen Pruning von olfaktorischen sensorischen Neuronen des Or42a-Rezeptors während der kritischen Phase im frühen Leben verwendet wird. Wir zeigen, dass synaptische Or42a-Terminals im Antennenlappen VM7-Glomerulus spezifisch markiert werden können, indem ein membrangebundener mCD8::GFP-Marker transgen gesteuert wird, der entweder direkt mit dem Or42a-Promotor fusioniert ist (Or42a-mCD8::GFP)11 oder das binäre Gal4/UAS-Expressionssystem verwendet (Or42a-Gal4 treibt UAS-mCD8::GFP an)12. Einzelne Synapsen von Or42a-Neuronen können auf ähnliche Weise markiert werden, indem präsynaptische aktive Zonenmarker gezielt transgenisiert werden, die mit einem Array von Fluoreszenz-Tags (z. B. Bruchpilot::RFP)8 oder einem elektronendichten Signal für ultrastrukturelle Synapsenanalysen (z. B. miniSOG-mCherry)8 fusioniert sind. Die synaptischen Terminals von Or42a können mit einer Kombination aus konfokaler Laser-Scanning-Mikroskopie und Transmissionselektronenmikroskopie abgebildet werden. Wir zeigen, dass die Beschneidung der synaptischen Glomeruli von Or42a EB-abhängig ist und mit der Konzentration des zeitlich festgelegten Geruchserlebnisses skaliert wird. Der prozentuale Anteil des in Mineralöl, das als Vehikel verwendet wird, gelösten EB-Odorstoffs kann variiert werden, ebenso wie die zeitlich festgelegte Dauer der Odorstoffexposition bei Tieren im Entwicklungsstadium. Schließlich zeigen wir die Methoden, mit denen das Ausmaß der synaptischen Glomeruli-Beschneidung durch Messung der Intensität und des Volumens der Innervationsfluoreszenz VM7 analysiert wird. Die Synapsenzahl kann auch durch Zählen markierter synaptischer Punkte und durch Messung synaptischer Ultrastrukturparameter mit Hilfe der Transmissionselektronenmikroskopie8 quantifiziert werden. Insgesamt ist das hier gezeigte Protokoll ein leistungsfähiger Ansatz, der die systematische Dissektion sowohl zellulärer als auch molekularer Mechanismen ermöglicht, die den olfaktorischen Konnektivitätszyklus von Drosophila während einer juvenilen kritischen Phase vermitteln. Das in dieser Studie beschriebene allgemeine Geruchsexpositions-Setup wurde in früheren Studien mit anderen Gerüchen und der Bestimmung anderer Glomeruli verwendet 3,7.
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Protokoll
1. Exposition gegenüber Geruchsstoffen
- Mit einem feinen Pinsel werden 40-50 Tiere im Entwicklungsstadium als dunkle Puppen (90+ h nach der Pupariation bei 25 °C) in 25 mm x 95 mm große Styropor-Drosophila-Fläschchen mit Standardfutter aus Maismehlmelasse sortiert (Abbildung 1A).
- Legen Sie feines Edelstahldrahtgeflecht über das Ende der Drosophila-Fläschchen , um die Fliegen einzudämmen und gleichzeitig eine gute Luftzirkulation zu ermöglichen. Befestigen Sie die Drahtgeflechtkappen mit einer transparenten Folie an der Seite der Drosophila-Fläschchen .
- Geben Sie in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen 1 ml 100 % Mineralöl (Fahrzeugsteuerung) oder lösen Sie das Odormittel Ethylbutyrat (EB) in Mineralöl in einem anderen Röhrchen auf, um die gewünschte Konzentration zu erzeugen (z. B. 15 % (150 μL) oder 25 % (250 μL)).
- Platzieren Sie die Röhrchen für die Fahrzeugsteuerung oder die Odorierungsmittel-Mikrozentrifuge aufrecht in einem luftdichten 3700-ml-Glasslock-Behälter. Verankern Sie die Röhrchen mit Klebeband zusammen mit den Drosophila-Fläschchen sicher in der Mitte der Odoriermittelkammern (Abbildung 1B).
- Die versiegelten Fahrzeugsteuerungs- und EB-Odormittelkammern mit den in der Phase befindlichen Drosophila-Pharat-Puppenfläschchen werden in einen befeuchteten (70 %) temperaturgesteuerten (25 °C) Inkubator für einen 12-h/12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus gestellt.
- Entfernen Sie die neu geschlossenen Fliegen nach 4 h Exposition in der Odorierstoffkammer und setzen Sie 20-25 Fliegen schnell in frische Drosophila-Fläschchen in Kammern mit frisch hergestelltem Odorant um (Abbildung 1A, B). Entsorgen Sie die nicht geschlossenen Puppen.
- Bewahren Sie die Fliegen in ihren verschlossenen Odorierkammern in den Brutschränken insgesamt 24 h auf. Für eine längere Dosierung des Odoriermittels können Sie die Fliegen alle 24 Stunden schnell in neue Drosophila-Fläschchen in frisch hergestellten Odoriermittelkammern umfüllen.
- Betäuben Sie die in der Entwicklung befindlichen Fliegen, indem Sie sie 1 Minute lang in eine Schale mit 70 % Ethanol tauchen, um sie für die sofortige Hirndissektion und immunzytochemische Verarbeitung vorzubereiten.
2. Dissektion des Gehirns
- Kennzeichnen Sie Fläschchen als Vehikelkontrolle (nur 100 % Mineralöl) oder EB-exponiert (% EB), indem Sie diese Bezeichnungen kennzeichnen und für die gesamte Dauer der Hirndissektion und anschließenden Verarbeitung beibehalten. Verarbeiten Sie 10-20 Tiere für jeden Genotyp/Geruchszustand.
- Übertragen Sie mit einer Pinzette eine einzelne betäubte Fliege in eine kleine Schale mit frisch hergestellter phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS)13. Tauchen Sie die Fliege in PBS ein und fahren Sie mit der vollständigen Gehirndissektion fort, wobei die Fliege vollständig untergetaucht ist.
- Legen Sie mit einer feinen (#5) geschärften Pinzette in beiden Händen die Fliege mit der Bauchseite nach oben und fassen Sie mit einer Pinzette den oberen Brustkorb und mit der anderen Pinzette den Kopf unter dem Rüssel. Achten Sie darauf, nicht in das Gehirn einzudringen.
- Entferne den Kopf vom restlichen Körper, indem du mit beiden Händen sanft in entgegengesetzte Richtungen ziehst. Der Kopf sollte sich leicht vom Brustkorb lösen; Lassen Sie den isolierten Kopf zum Sezieren (Abbildung 1C).
- Schieben Sie die Pinzette, mit der Sie zuvor den Brustkorb gefasst haben, unter die gegenüberliegende Seite des Rüssels. Beginnen Sie, die Kutikula des Exoskeletts sanft in entgegengesetzte Richtungen zu ziehen, so dass sie zwischen den Augen tränen, um das Gehirn freizulegen.
- Beim Ziehen können sich die Sehlappen des Gehirns zusammen mit dem Exoskelett trennen. Um dies zu verhindern, ziehen Sie mit den beiden Pinzetten langsam, gleichmäßig, während Sie die Nagelhaut des Exoskeletts entfernen (Abbildung 1C, Mitte).
- Fahren Sie fort, die Nagelhaut des Exoskeletts vom Kopf zu entfernen. Stellen Sie sicher, dass alle Teile des Exoskeletts entfernt sind. Entferne jegliches Gewebe, das mit dem Gehirn verbunden ist, einschließlich des Fettkörpers und aller vorstehenden Luftröhren.
- Um ein Verkleben zu verhindern, spülen Sie eine P20-Pipettenspitze mit PBS + 0,2 % Triton-X 100 (PBST). Unmittelbar nach der Dissektion wird das Gehirn in die Fixierlösung (4 % Paraformaldehyd (PFA) + 4 % Saccharose) in einem verschlossenen Röhrchen überführt (Abbildung 1C, D).
3. Immunzytochemie des Gehirns
- Fixieren Sie das Gehirn für 30 Minuten bei Raumtemperatur (RT) mit einer End-over-End-Rotation. Während Sie das Gehirn in der Tube aufbewahren, pipettieren Sie das gefährliche Fixiermittel ab und entsorgen Sie es ordnungsgemäß. Waschen Sie fixierte Gehirne schnell 3x mit PBS (Abbildung 1D).
- Das Gehirn steckt nach der Rotation oft in der Kappe der Röhren fest. Um einen versehentlichen Verlust des Gehirns zu vermeiden, der bei allen Transfers eine ständige Gefahr darstellt, verwenden Sie beim Pipettieren von Flüssigkeiten ein Präpariermikroskop.
- Zur Vorbereitung auf die Antikörpermarkierung blockieren Sie das fixierte Gehirn für 1 h bei RT in PBST + 1 % Rinderserumalbumin (BSA) + 0,5 % normalem Ziegenserum (NGS) mit konstanter End-over-End-Rotation (Abbildung 1D).
- Entfernen Sie den Block und inkubieren Sie das Gehirn mit dem ausgewählten Primärantikörper, der entsprechend in PBST + 0,2 % BSA + 0,1 % NGS verdünnt ist. Inkubieren Sie das Gehirn über Nacht (14-16 h) bei 4 °C mit konstanter Rotation.
HINWEIS: Verwendete Beispiel-Antikörper: Anti-CadN (Verdünnung 1:50)14 der Ratte zur Markierung synaptischer Glomeruli und Anti-GFP (1:1000)8 des Huhns zur Markierung von Or42a-mCD8::GFP (Abbildung 1D). - Pipettieren Sie den primären Antikörper ab. Waschen Sie die Gehirne 3x für jeweils 20 min mit PBST. Inkubieren Sie Gehirne mit Sekundärantikörpern, verdünnt in PBST mit 0,2 % BSA + 0,1 % NGS für 2 Stunden bei RT mit konstanter Rotation.
HINWEIS: Alternativ können Sie das Gehirn über Nacht (14-16 h) bei 4 °C inkubieren. Verdünnte Antikörper in PBST mit 0,2 % BSA + 0,1 % NGS; Hier verwendete Sekundärantikörper: 488 Ziegen-Anti-Huhn (1:250) und 546 Ziegen-Anti-Ratte (1:250). - Pipettieren Sie die Sekundärantikörper ab. Waschen Sie die Gehirne 3x für jeweils 20 min mit PBST. Zum Schluss waschen Sie das Gehirn 20 Minuten lang mit PBS (Abbildung 1D).
- Bereiten Sie Glasobjektträger (75 mm x 25 mm) vor, indem Sie zwei dünne Streifen doppelseitiges Klebeband im Abstand von ~25 mm auf den Objektträger aufbringen. Dies bietet einen Abstandshalter, um ein Zerquetschen des Gehirns zu vermeiden.
- Pipettieren Sie ~10-15 μl Eindeckmedium zwischen die beiden Klebebandstreifen, um das Gehirn zu befestigen. Übertragen Sie mit einer P20-Pipettenspitze, die mit PBST vorgespült wurde, die markierten Gehirne auf den Objektträger (Abbildung 1E).
- Sobald die Gehirne übertragen wurden, richten Sie sie mit einem feinen Pinsel aus und stellen Sie sicher, dass die Antennenlappen nach oben zeigen. Achte auf die Seite mit dem gewölbten Höcker, der die Fühlerlappen enthält.
- Sobald die Gehirne richtig ausgerichtet sind, decken Sie sie mit einem Glasdeckglas (Nr. 1,5H) ab und stellen Sie sicher, dass das Deckglas sicher auf dem Klebeband sitzt. Füllen Sie dann die Seiten des Deckglases mit zusätzlichem Eindeckmedium aus (Abbildung 1E).
- Versiegeln Sie die Ränder des Deckglases mit klarem Nagellack. Lassen Sie den Objektträger gründlich trocknen und bewahren Sie ihn dann für die anschließende Bildgebung im Kühlschrank auf.
4. Konfokale Bildgebung
- Verblinden Sie alle Objektträger des Gehirns sowohl für den Genotyp als auch für die Erfahrungsbedingungen vor der Bildgebung, indem Sie den Objektträger für die spätere Dekodierung mit einem codierten Etikett markieren.
- Verwenden Sie ein konfokales Laser-Scanning-Mikroskop mit einem 63-fach-Ölimmersionsobjektiv. In allen hier gezeigten Bildern verwenden wir ein Zeiss 510 META Mikroskop (Abbildung 1F).
- Verwenden Sie geeignete Laserlinien für die verwendeten Fluorophore. Verwenden Sie hier einen Argon-488- und einen HeNe-543-Laser für die synaptischen Glomeruli des Antennenlappens und die olfaktorische sensorische Neuronenbildgebung von Or42a (Abbildung 2).
- Bestimmen Sie die optimale Verstärkung und den optimalen Offset für beide Kanäle, wobei Sie idealerweise die Verstärkung für beide Kanäle <750 und den Offset ≈0 halten. Dies geschieht, um sicherzustellen, dass das Signal-Rausch-Verhältnis optimal ist und gleichzeitig der Hintergrund begrenzt wird.
- Positionieren Sie die Bildgebung in der Mitte des Gehirns. In der Bildgebung befinden sich die VM7-Glomeruli proximal zu dem Loch in der Mitte des Gehirns, nachdem die Speiseröhre während der Dissektion entfernt wurde (Abbildung 2A).
HINWEIS: Die VM7-Glomeruli befinden sich immer in der Nähe der Öffnung der Speiseröhre. Die genaue Lage und Größe variieren jedoch leicht je nach Hirndissektion und zunehmenden Unterschieden, also berücksichtigen Sie dies bei der Bildgebung. - Wählen Sie die Bildauflösung und die Dicke der optischen Schicht. Hier wird eine Auflösung von 1024 x 1024 mit einer Z-Stapel-Schichtdicke von 0,37 μm verwendet.
- Nehmen Sie eine gesamte konfokale Z-Stack-Projektion durch den Antennenlappen und stellen Sie sicher, dass die vollständige Innervation des Or42a-Neurons der VM7-Glomeruli erfasst wird.
5. Synaptische Messungen
- Laden Sie das Genotyp-/zustandsverblindete Bild in Fidschi (1.54f). Teilen Sie die Laserlinienkanäle, indem Sie auf Bild > Farbe > Kanäle teilen klicken.
- Bestimmen Sie im olfaktorischen Sinneskanal von Or42a, welche Scheiben die Or42a-Innervation enthalten, indem Sie durch den gesamten Z-Stapel scrollen und dort angeben, wo die Fluoreszenz beginnt und endet.
- Erstellen Sie eine Summenschichtprojektion, die nur Schichten enthält, die Or42a-Neuroneninnervation enthalten, indem Sie auf Bild > Stapel > Z-Projekt > Summenschichten klicken und den gewünschten Bereich eingeben.
- Klicken Sie in Fidschi auf das Lasso-Werkzeug in der oberen Leiste, um den Umriss der Innervation des Or42a-Neurons im VM7-Glomerulus nachzuzeichnen, wobei jeder Glomerulus auf der Gehirnseite unabhängig voneinander behandelt wird (Abbildung 3).
- Multiplizieren Sie den Umfang mit der Anzahl der Z-Stapel-Scheiben und der Dicke jeder Scheibe, um das VM7-Synapsen-Glomerulus-Innervationsvolumen zu erhalten. Um die Synapsenzahl zu quantifizieren, kann das Werkzeug "Maxima suchen" zusammen mit dem Makro "Maxima Stacks suchen" verwendet werden, um Synapsen-Puncta in der umrissenen Region 8,15 zu zählen.
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Ergebnisse
Abbildung 1 zeigt den Arbeitsablauf für die von der Geruchserfahrung abhängige Geruchsstoffexposition in der kritischen Periode und bildgebende Verfahren des Gehirns. Das Protokoll beginnt mit der Altersanpassung von dunklen Puppen pharate unmittelbar vor der Eklosion (Abbildung 1A). Die Puppen werden für 4 Stunden in Odoriermittelkammern gelegt, und dann werden neu eingeschlossene Erwachsene in frische Fläschchen entweder in der Fahrzeugkontrolle oder in dosier...
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Diskussion
Das hier vorgestellte Protokoll zur Exposition gegenüber Geruchsstoffen und zur Bildgebung des Gehirns kann verwendet werden, um die erfahrungsabhängige Beschneidung der synaptischen Glomeruli durch olfaktorische sensorische Neuronen während einer kritischen Phase im frühen Leben zuverlässig zu induzieren und zu quantifizieren. Frühere Studien, die dieses Behandlungsparadigma zur Erforschung des Umbaus des olfaktorischen Schaltkreises verwendeten, begannen mit der Geruchsexposition am 2<...
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Offenlegungen
Die Autoren erklären, dass keine konkurrierenden Interessen bestehen.
Danksagungen
Wir danken den anderen Broadie Lab-Mitgliedern für ihren wertvollen Input. Die Figuren wurden mit BioRender.com erstellt. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse des National Institute of Health MH084989 und NS131557 an K.B. unterstützt.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| For Odor Exposure | |||
| Drosophila fläschchen | Genesee Scientific | 32-110 | |
| Ethylbutyrat | Sigma Aldrich | E15701 | |
| Mikrozentrifugenröhrchen | Fisher Wissenschaftlich | 05-408-129 | |
| Mineralöl | Sigma Aldrich | M3516 | |
| Geruchskammern | Glasslock | ||
| Pinsel | Winsor & Newton | Series 233 | |
| Parafilm | Thermofisher | S37440 | |
| Drahtgeflecht | Scienceware | 378460000< | |
| strong>Brain Dissection | |||
| Ethanol, 190 proof | Decon Labs | 2801 | Verdünnt auf 70% |
| Pinzette | Fine Science Tools | 11251-30 | Dumont #5 |
| Paraformaldehyd | Elektronenmikroskop Wissenschaften | 157-8 | Verdünnt auf 4% |
| Petrischalen | Fisher Scientific | 08-757-100B | |
| Phosphatgepufferte Kochsalzlösung | Thermo Fisher Scientific | 70011-044 | Verdünnt auf 1x |
| Saccharose | Fisher Scientific | BP220-1 | |
| Sylgard | Elektronenmikroskop Sciences | 24236-10 | |
| Triton-X 100 | Fisher Scientific | BP151-100 | |
| Brain Immunocytochemistry | |||
| 488 | Anti-Hühner-Invitrogen | A11039 | |
| 546 Anti-Ratte | Invitrogen | A11081 | |
| Rinderserumalbumin | Sigma Aldrich | A9647 | |
| Huhn Anti-GFP | Abcam | 13970 | |
| Deckgläser | Avantor | 48366-067 | 25 x 25 mm |
| Doppelseitiges Klebeband | Scotch | 34-8724-5228-8 | |
| Fluoromount-G | Elektronenmikroskop Sciences | 17984-25 | |
| Objektträger | Fisher Scientific | 12-544-2 | 75 x 25 mm |
| Nagellack | Sally Hansen | 109 | Xtreme Wear, Invisible |
| Normales Ziegenserum | Sigma Aldrich | G9023 | |
| Ratte Anti-CadN | Entwicklungsstudien Hybridom Bank | AB_528121 | |
| Konfokal/Analyse | |||
| Jeder Computer/Laptop | |||
| Konfokalmikroskop | Carl Zeiss | Zeiss 510 META | |
| Fidschi Software | Fidschi | Version 2.14.0/1.54f |
Referenzen
- English, S., Barreaux, A. M. The evolution of sensitive periods in development: insights from insects. Curr Opinion Behav Sci. 36, 71-78 (2020).
- Fabian, B., Sachse, S. Experience-dependent plasticity in the olfactory system of Drosophila melanogaster and other insects. Fron Cell Neurosci. 17, 1130091(2023).
- Devaud, J. M., Acebes, A., Ferrús, A. Odor exposure causes central adaptation and morphological changes in selected olfactory glomeruli in Drosophila. J Neurosci. 21 (16), 6274-6282 (2001).
- Devaud, J. M., Acebes, A., Ramaswami, M., Ferrús, A. Structural and functional changes in the olfactory pathway of adult Drosophila take place at a critical age. J Neurobiol. 56 (1), 13-23 (2003).
- Sachse, S., et al. Activity-dependent plasticity in an olfactory circuit. Neuron. 56 (5), 838-850 (2007).
- Das, S., et al. Plasticity of local GABAergic interneurons drives olfactory habituation. Pro Natl Acad Sci U S A. 108 (36), E646-E654 (2011).
- Kidd, S., Struhl, G., Lieber, T. Notch is required in adult Drosophila sensory neurons for morphological and functional plasticity of the olfactory circuit. PLoS Genet. 11 (5), e1005244(2015).
- Golovin, R. M., Vest, J., Vita, D. J., Broadie, K. Activity-dependent remodeling of Drosophila olfactory sensory neuron brain innervation during an early-life critical period. J Neurosci. 39 (16), 2995-3012 (2019).
- Golovin, R. M., Vest, J., Broadie, K. Neuron-specific FMRP roles in experience-dependent remodeling of olfactory brain innervation during an early-life critical period. J Neurosci. 41 (6), 1218-1241 (2021).
- Chodankar, A., Sadanandappa, M. K., Raghavan, K. V., Ramaswami, M. Glomerulus-selective regulation of a critical period for interneuron plasticity in the drosophila antennal lobe. J Neurosci. 40 (29), 5549-5560 (2020).
- Stephan, D., et al. Drosophila Psidin regulates olfactory neuron number and axon targeting through two distinct molecular mechanisms. J Neurosci. 32 (46), 16080(2012).
- Doll, C. A., Broadie, K. Activity-dependent FMRP requirements in development of the neural circuitry of learning and memory. Development. 142 (7), 1346-1356 (2015).
- Tito, A. J., Cheema, S., Jiang, M., Zhang, S. A simple one-step dissection protocol for whole-mount preparation of adult Drosophila brains. J Vis Exp. (118), e55128(2016).
- Okumura, M., Kato, T., Miura, M., Chihara, T. Hierarchical axon targeting of Drosophila olfactory receptor neurons specified by the proneural transcription factors Atonal and Amos. Genes to Cells. 21 (1), 53-64 (2016).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Vita, D. J., Meier, C. J., Broadie, K. Neuronal fragile X mental retardation protein activates glial insulin receptor mediated PDF-Tri neuron developmental clearance. Nat Comm. 12 (1), 1160(2021).
- Gugel, Z. V., Maurais, E. G., Hong, E. J. Chronic exposure to odors at naturally occurring concentrations triggers limited plasticity in early stages of Drosophila olfactory processing. eLife. 12, 85443(2023).
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Nachdrucke und Genehmigungen
