Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Dynamische Multiparameter-Bewertung der Thrombozytenfunktion mit einem kapazitiven Biosensor

1.1K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/66783

⸱

2. Mai 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, University of Washington

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier wird ein Protokoll für einen neuartigen dynamischen Multiparameter-Thrombozyten-Funktionsassay unter Verwendung eines kapazitiven Biosensors vorgestellt. Dieser Ansatz, der in einer halbstarren Mikroumgebung entwickelt wurde, um die physiologische Relevanz zu erhöhen, bietet drei Ausgangsparameter, die für die Thrombozytenzahl, die Stimulationsstärke und die Aktivierungswege empfindlich sind.

Zusammenfassung

Blutplättchen spielen eine grundlegende Rolle bei der Blutgerinnung durch eine Reihe von regulierten Reaktionen, einschließlich Adhäsion, Ausbreitung, körniger Sekretion, Aggregation und Kontraktion des Zytoskeletts. Die derzeitigen Assays beschränken sich jedoch auf die partielle Analyse der Thrombozytenfunktion unter nicht-physiologischen Bedingungen. Daher ist ein verbesserter Assay erforderlich, der die dynamische und facettenreiche Natur der Thrombozytenfunktion in physiologischen Umgebungen widerspiegelt. In diesem Zusammenhang wird ein neuartiger Ansatz eingeführt, um mehrere Schlüsselparameter im Zusammenhang mit der Thrombozytenfunktion in einer physiologisch relevanteren ex vivo halbstarren Mikroumgebung im Vergleich zu herkömmlichen Assays zu messen. Bei dieser Methode wird ein fortschrittlicher elektrischer Biosensor, der Membrankapazitätssensor (MCS), verwendet, der durch drei verschiedene Auslesungen einzigartige Einblicke in den Gerinnungsprozess bietet. Diese Messwerte sind sehr empfindlich gegenüber Schwankungen der Thrombozytenzahl, der Stimulationsintensität und der spezifischen Aktivierungswege. Als rein elektrische Sensorplattform zeigt das MCS ein erhebliches Potenzial als diagnostisches Werkzeug zur Erkennung primärer hämostatischer Funktionsstörungen, zur Bewertung der Wirksamkeit therapeutischer Behandlungen und zur Förderung des breiteren Verständnisses der Rolle von Blutplättchen bei Blutstillung und Thrombose.

Einleitung

Blutplättchen, spezialisierte Blutzellen, sind entscheidend für die Orchestrierung der hämostatischen Reaktion, um Blutungen nach einer Verletzung zu stoppen und die Heilung von Blutgefäßen zu erleichtern1. Darüber hinaus dienen sie auch als wichtige Mediatoren bei Thrombosen, einer der Hauptursachen für Todesfälle im Zusammenhang mit thromboembolischen Erkrankungenweltweit 2,3,4,5,6. Wenn eine Gefäßverletzung auftritt, durchlaufen Blutplättchen eine Reihe komplexer, regulierter und mehrstufiger funktioneller Prozesse. Dazu gehören die Adhäsion an der Intimamatrix, ein Einstrom von intrazellulärem Kalzium, das Thrombozytenkonformationsänderungen auslöst, die Aktivierung, die Granulsekretion, die Aggregation und die Kontraktion des Zytoskeletts, wodurch schließlich hämostatische Pfropfen gebildet und stabilisiert werden, um die geschädigten Stellen abzudichten und Blutungen zu verhindern 7,8. Trotz erheblicher Fortschritte bei Thrombozytenaggregationshemmern und therapeutischen Strategien 9,10,11 besteht weiterhin ein Thromboserisiko. Das Management der Thrombozytenaggregationshemmung stellt eine Herausforderung dar, darunter das Risiko iatrogener Blutungen, die Schwierigkeit, eine antithrombotische Wirksamkeit bei gleichzeitiger Aufrechterhaltung der Blutstillung zu erreichen, und die Variabilität des Patientenansprechens, einschließlich Arzneimittelresistenz12,13.

Obwohl die molekularen Mechanismen, die die Thrombozytenreaktionsphasen steuern, gut dokumentiert sind, sind die derzeitigen Methoden zur Überprüfung der Thrombozytenfunktion nach wie vor suboptimal. Herkömmliche laborbasierte Tests greifen oft zu kurz, da sie nur begrenzte Aspekte der Thrombozytenaktivität im frühen bis mittleren Stadium bewerten, wie z. B. Adhäsion, Aggregation oder Gerinnselviskosität 7,14,15,16,17,18. Diese partielle Analyse kann zu unzureichenden Informationen führen. Darüber hinaus bieten diese Tests keine gleichzeitige, kontinuierliche und schnelle Beurteilung mehrerer wichtiger funktioneller Thrombozytenelemente innerhalb eines einzigen Assays. Folglich behindert diese Einschränkung Fortschritte sowohl in der klinischen als auch in der experimentellen Hämatologie. Im Laufe der Zeit wurde eine Vielzahl von impedimetrischen oder kapazitiven Sensoren für verschiedene biomedizinische Anwendungen entwickelt 19,20,21,22,23,24,25,26,27,28.

Hier stellen wir das Protokoll für eine Multiplex-Bewertung der Thrombozytenfunktion mit einem kapazitiven Biosensor vor. Der vorgeschlagene Ansatz bietet eine attraktive Eigenschaft, indem er dynamische Veränderungen in einem breiten Spektrum von Thrombozytenfunktionen auf zellulärer Ebene sensitiv überwacht. Der vorgestellte Ansatz verwendet einen Biosensor, der aus zwei Mikrochips besteht: einem Top-Silikonchip, der Einweg ist und eine Probenvertiefung für citriertes plättchenreiches Plasma und eine mit humanem Fibronektin beschichtete Sensorelektrode enthält, um die Thrombozytenadhäsion zu erleichtern, sowie einen wiederverwendbaren unteren Siliziumchip, der eine Referenzelektrode enthält. Die kontinuierliche Messung dynamischer Kapazitätsänderungen während des gesamten Gerinnungsprozesses, einschließlich der Thrombozytenadhäsion, Aktivierung und Nachaktivierung, ermöglicht eine empfindliche Analyse im Zusammenhang mit Schwankungen der Thrombozytenzahl, des Grades der Thrombozytenaktivierung und der Hemmung von Aktivierungswegen. Die klinische Machbarkeit und der Nutzen dieser Methode wurden anhand einschlägiger menschlicher Plasmaproben gezeigt, was ihr Potenzial für eine robuste Beurteilung der Thrombozytenfunktion im klinischen Umfeld unterstreicht.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Der Studienantrag wurde von der Human Subjects Division (HSD) des Internal Review Board der University of Washington (UW-IRB; Studien-ID: STUDY00005211). Alle freiwilligen Probanden, die an der Studie teilnahmen, gaben eine schriftliche Einverständniserklärung ab. Die Einzelheiten zu den in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Fertigungsschritte für den membran-kapazitiven Sensor (MCS)

HINWEIS: Der MCS-Sensor wurde unter Verwendung traditioneller Mikrofabrikationstechniken hergestellt. Dieser Biosensor bestand aus einem oberen (T-) und einem unteren (B-) Membrankapazitätschip (MCC). In Abbildung 1 sind die Fertigungsschritte kurz dargestellt.

  1. Mikrofabrikationsschritte für T-MCC (Abbildung 1A)
    1. Entwerfen Sie das Layout des T-MCC mit einer Standard-CAD-Layoutsoftware für ein 4-Zoll-Siliziumwafersubstrat.
    2. Übertragen Sie das Design auf eine Fotomaske aus Chromglas unter Verwendung des Standardverfahrens zur Herstellung von Masken29,30.
    3. Auf einem sauberen, doppelseitig polierten Siliziumsubstrat (400 μm dick) wird Si3N4 mit einer Dicke von 500 nm unter Verwendung der Standardtechnik der chemischen Gasphasenabscheidung (LPCVD)31 abgeschieden. Schleuderbeschichtung von 12 μm AZ 9260 Fotolack bei 2000 U/min für 25 s mit einem manuellen Spin-Coater.
    4. Unter Verwendung der Standard-UV-Photolithographie-Technik32 wird der Fotolack strukturiert, was das Belichten des Fotolacks mit der Chromglas-Fotomaske in einem UV-Aligner und das Entwickeln des Resists in einer Entwicklerlösung umfasst, um den UV-belichteten Bereich des Resists zu entfernen.
    5. Strukturieren Sie die darunter liegende, 500 nm dicke Siliziumnitridschicht mit einem reaktiven Ionenätzverfahren, das das Siliziumsubstrat freilegt.
    6. Entfernen Sie das freiliegende 400 μm dicke Silikonsubstrat mit einem Standardverfahren von Bosch: Deep Reactive Ion Si Etch process33.
    7. Berechnen Sie die gewünschte Anzahl von Ätzzyklen, um 400 μm Silizium zu entfernen.
      HINWEIS: Dies hängt von dem Werkzeug ab, das für den Prozess verwendet wird, da sie die Ätzrate beeinflussen (in diesem Fall betrug sie 1,8 μm/Zyklus).
    8. Um ein versehentliches Ätzen der Si3N4-Schicht zu verhindern, stoppen Sie das Trockenätzen mindestens 10 μm vorher (d. h. bei 390 μm). Entfernen Sie das restliche Silikon mit dem herkömmlichen hochselektiven KOH bei 80 °C für 5 min.
    9. 20 nm Cr- und 150 nm Au-Metallschichten werden nacheinander unter Verwendung eines E-Strahl-Verdampfungsverfahrens34 und einer Schattenmaske abgeschieden, um die Messelektrode im T-MCC herzustellen.
    10. In dieser Phase werden die T-MCCs im Wafer durch winzige Siliziumhalter verbunden. Trennen Sie die T-MCCs, indem Sie die winzigen Halter vorsichtig durchstechen.
  2. Mikrofabrikationsschritte für B-MCC (Abbildung 1B)
    1. Auf einem sauberen, thermisch oxidierten Siliziumsubstrat (400 μm dick) werden Cr/Au-Metallschichten (20 nm, 150 nm) mit einer Schattenmaske abgeschieden, ähnlich wie in Schritt 1.1.9.
    2. Verwenden Sie die Standard-Fotolithographie32 mit Rückseitenausrichtung, gefolgt von einem KOH-Nassätzschritt, um die B-MCCs freizugeben.
      HINWEIS: Der T- und der B-MCC haben 2,5 x 1,5 cm große Kontaktpads.

2. Biofunktionalisierung des kapazitiven Sensors

HINWEIS: In diesem Schritt geht es kurz gesagt darum, die T-MCC-Elektrode mit humanem Fibronektin (Fn) zu beschichten, um die Thrombozytenbefestigung am Sensor zu erleichtern.

  1. Reinigen Sie die Sensorelektrode vor biomolekularen Beschichtungen 45 s lang mit Sauerstoffplasma bei 100 W.
  2. Geben Sie 1-Dodecanthiol (1 mM) in 200-prozentigem Ethanol in die Probenvertiefung auf T-MCCs.
  3. Legen Sie die T-MCCs für 24-48 Stunden in einen mit trockenem Stickstoff gefüllten, versiegelten und mit Parafilm umwickelten Behälter.
  4. Spülen Sie die Goldoberfläche mit entionisiertem Wasser und 200-prozentigem Ethanol ab und trocknen Sie anschließend mit Stickstoff bei Raumtemperatur. Lagern Sie die Sensoren zu diesem Zeitpunkt bei 2-8 °C in einer trockenen Stickstoffatmosphäre bis zu den nächsten Schritten.
  5. Fn-Lösung in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS, 50 μg/ml) 12 h vor der Messung in die Vertiefung geben und bei 37 °C für 2-8 h inkubieren.

3. Einrichtung des Kapazitätssensors

HINWEIS: Abbildung 2 zeigt das Foto des Versuchsaufbaus.

  1. Verwenden Sie ein LCR-Messgerät mit Mikropositionierern und Nadelsonden, um elektrischen Kontakt mit dem Sensor herzustellen.
  2. Verwenden Sie 3D-gedruckte Kunststoffhalterungen (siehe Materialtabelle), um das T- und das B-MCC sicher zu platzieren. Die untere Halterung ist mit Stoppern auf der x-y-Achse ausgestattet, um eine präzise Ausrichtung des T-MCC über dem B-MCC zu gewährleisten und einen Kondensator zu bilden.
    HINWEIS: Alle verwendeten 3D-Drucker stammten von der University of Washington.
  3. Legen Sie ein sinusförmiges Signal (0,5 V) bei 100 kHz und einer Abtastrate von 8 Hz an.

4. Aufbereitung von citratiertem plättchenreichem Plasma (c-PRP)

HINWEIS: Alle Blutproben stammten von Freiwilligen, die an dieser Studie teilgenommen haben. Keiner der Teilnehmer hatte eine zuvor bekannte Thrombozytenanomalie oder Gerinnungsstörung, und sie hatten in den zwei Wochen vor der Probenentnahme keine Thrombozytenmedikamente, einschließlich nichtsteroidaler Antirheumatika (NSAIDs), eingenommen. Ein zugelassener Phlebotomiker führte eine Blutabnahme mit einer 21-g-Nadel zu Standard-3,2%-Citratröhrchen durch. Der erste 1 ml wurde verworfen, um eine Kontamination mit Gewebefaktoren zu vermeiden. Die Proben wurden in einem Styroporbehälter transportiert und alle Messungen wurden innerhalb von 6 Stunden nach der Blutentnahme durchgeführt.

  1. Zentrifugieren Sie die Vollblutprobe bei 200 x g für 10 min bei 20 °C, um c-PRP zu erhalten.
  2. Übertragen Sie das c-PRP in einen sterilen Behälter und führen Sie die Thrombozytenzählung durch. Für Inhibitorstudien inkubieren Sie das c-PRP mit einer vordefinierten Konzentration des Arzneimittels in Tyrode-Puffer (siehe Abschnitt "Ergebnisse" für Details).

5. Funktionstest für Blutplättchen

HINWEIS: Das Schema für den vorgestellten Thrombozyten-Funktionsassay ist in Abbildung 3 dargestellt.

  1. Montieren Sie das T- und das B-MCC in die 3D-gedruckten Vorrichtungen.
  2. Messen Sie die Kapazitätsmessung zu Studienbeginn für 5 Minuten und geben Sie dann 45 μl c-PRP in die Probenvertiefung im T-MCC.
  3. Warten Sie 30 Minuten, bis die Blutplättchen an der Fn-beschichteten Elektrode im T-MCC haften.
  4. Entfernen Sie 30 μl des c-PRP vorsichtig, ohne die an der Membran befestigten Blutplättchen zu berühren, und füllen Sie es sofort mit Tyrode-Puffer auf. Wiederholen Sie das Waschen mindestens 5 Mal im Abstand von 20 s, um sicherzustellen, dass nach der Aktivierung keine zusätzlichen Blutplättchen oder Makroaggregate auf der Sensorelektrode landen.
  5. Geben Sie 10 μl der Agonistenlösung (Thrombin oder ADP) in einer gewünschten Konzentration hinzu. Erlauben Sie eine Äquilibrierungszeit von 80 Minuten.

6. Daten- und statistische Analyse für die Signalmarker

HINWEIS: Die Kapazität wird kontinuierlich in den Schritten 5.2 bis 5.5 gemessen.

  1. Für das Kapazitätssignal während der Adhäsionsphase (Schritt 5.3) ist die maximale Kapazitätsänderung nach der 30-minütigen Äquilibrierungszeit zu messen, die als ΔCadh bezeichnet wird.
  2. In ähnlicher Weise ist für die Aktivierungsphase (Schritt 5.5) die maximale Kapazitätsänderung zu messen, die als Δ C-Akt bezeichnet wird, und die Steigung der Kurve zwischen 200 und 300 s nach der Aktivierung, die als S-Akt bezeichnet wird.
  3. Verwenden Sie die Varianzanalyse (ANOVA) mit der Post-hoc-Methode von Tukey, um die Ergebnisse zwischen den Gruppen zu vergleichen. Verwenden Sie die Shapiro-Wilk-Güte der Anpassung für die Normalverteilungsanalyse.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Ziel dieser Studie ist es, eine dynamische Bewertung der Thrombozytenfunktion durchzuführen. Gemäß dem oben beschriebenen Protokoll wurde die c-PRP-Lösung hergestellt und die Thrombozyten auf die Fn-beschichtete Elektrode in T-MCC ausgesät. Die frei schwebenden Blutplättchen wurden durch den Waschschritt ausgewaschen und mit einem Agonisten versetzt, um die angehängten Blutplättchen zu aktivieren. Detaillierte Ergebnisse und Diskussionen finden Sie in unserem vorherigen Bericht28.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Diese Studie leistete Pionierarbeit für eine neuartige kapazitätsbasierte Methode zur Beurteilung der Thrombozytenfunktion, die sowohl die Adhäsion als auch die Thrombozytendynamik nach der Aktivierung innerhalb eines einzigen Geräts bewertet, und markierte damit das erste berichtete Beispiel für einen solchen Ansatz. Das neuartige Versuchsprotokoll führt eine relativ einfache Technik ein, um den Auswirkungen der Fibrinbildung und der Plasmagerinnungsfaktoren durch ein Auswaschverfahren ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass keine konkurrierenden Interessen bestehen.

Danksagungen

Die Autoren danken Dr. Moritz Stolla und Dr. Jason Acker für die wertvollen Gespräche und die fachliche Unterstützung. Sie danken auch der Biology Imaging Facility an der University of Washington für ihre Infrastruktur und Unterstützung. Diese Arbeit wurde teilweise vom CoMotion Innovation Fund an der University of Washington finanziert (Grant No. 682548, D.Y.G.).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1-DodecanthiolSigma-Aldrich, MO, U.S.A471364-100ML1 mM
200-proof EthanolSigma-Aldrich, MO, U.S.AEX0276-1
3D-DruckerShenzhen Creality 3D Technology Co, Ltd.Ender-3 V3
3D-DruckmaterialHATCHBOX 3D, CA, U.S.A3D PLA-1KG-1.75
Adenosin 5′-diphosphatSigma Aldrich, U.S.A01905-250MG-FADP
Aspirin Sigma-Aldrich, MO, U.S.AA2093-100G
Tiefes reaktives IonenätzenOmega Engineering, Inc.SPTS Rapier DRIE
DimethylsulfoxidSigma-Aldrich, MO, U.S.AD8418-50MLDMSO
Hochvakuum-AbscheidungssystemeCHA  SEC-600
Humanes FibronektinSigma-Aldrich, MO, U.S.ACLS356008-1EAFn
KOHSigma-Aldrich, MO, U.S.AP1767-250G
LCR-Messgerät  Keithley Instruments, Inc., OH, U.S.AKeithley EL 4980AL
LCR-MessgerätehalterSignatone Corporation, CA, U.S.ASCA-50-4
Mask Aligner SystemABM, U.S.A, Inc.ABM/6/350/NUV/DCCD/SA
MikropositioniererSignatone, CA, U.S.AS-725
NadelsondeSignatone Corporation, CA, U.S.ASCAT5T-412,5 μ m
radius Phosphatgepufferte KochsalzlösungSigma-Aldrich, MO, U.S.AP4474-1LPBS, pH 7,4
Reaktives IonenätzenPlasma-Therm, U.S.ARIE Vision 320
SiliziumsubstratWafer World IncSKU# 1766
Standard 3,2% CitratröhrchenTiger Medical, NJ, U.S.A.Covidien / Cardinal Health 8881340478 Monoject
ThrombinEnzyme Research Laboratories, USAHT 1002a
TicagrelorSigma-Aldrich, MO, U.S.APHR2788-400MG
Tyrode' s PufferBoston Bioproducts, U.S.ABSS-375
UV-FotolackAZ electronic materials, NC, U.S.A.AZ 926015um

Referenzen

  1. George, J. N. Platelets. Lancet. 355 (9214), 1531-1539 (2000).
  2. Wendelboe, A. M., Raskob, G. E. Global burden of thrombosis: Epidemiologic aspects. Circ Res. 118 (9), 1340-1347 (2016).
  3. Heit, J. A. Epidemiology of venous thromboembolism. Nat Rev Cardiol. 12 (8), 464-474 (2015).
  4. Moran, A. E., et al. The global burden of ischemic heart disease in 1990 and 2010: The global burden of disease 2010 study. Circulation. 129 (14), 1493-1501 (2014).
  5. Campbell, B. C. V., et al. Ischaemic stroke. Nat Rev Dis Primers. 5 (1), 70(2019).
  6. Ruggeri, Z. M. Platelets in atherothrombosis. Nat Med. 8 (11), 1227-1234 (2002).
  7. Harrison, P. Platelet function analysis. Blood Rev. 19 (2), 111-123 (2005).
  8. Van Der Meijden, P. E. J., Heemskerk, J. W. M. Platelet biology and functions: New concepts and clinical perspectives. Nat Rev Cardiol. 16 (3), 166-179 (2019).
  9. Bhatt, D. L., Topol, E. J. Scientific and therapeutic advances in antiplatelet therapy. Nat Rev Drug Discov. 2 (1), 15-28 (2003).
  10. Mcfadyen, J. D., Schaff, M., Peter, K. Current and future antiplatelet therapies: Emphasis on preserving hemostasis. Nat Rev Cardiol. 15 (3), 181-191 (2018).
  11. Michelson, A. D. Advances in antiplatelet therapy. Hematology Am Soc Hematol Educ Program. 2011, 62-69 (2011).
  12. Sweeny, J. M., Gorog, D. A., Fuster, V. Antiplatelet drug 'resistance'. Part 1: Mechanisms and clinical measurements. Nat Rev Cardiol. 6 (4), 273-282 (2009).
  13. Mega, J. L., Simon, T. Pharmacology of antithrombotic drugs: An assessment of oral antiplatelet and anticoagulant treatments. Lancet. 386 (9990), 281-291 (2015).
  14. Carr, M. E. Development of platelet contractile force as a research and clinical measure of platelet function. Cell Biochem Biophys. 38 (1), 55-78 (2003).
  15. Gresele, P., Bury, L., Mezzasoma, A. M., Falcinelli, E. Platelet function assays in diagnosis: An update. Expert Rev Hematol. 12 (1), 29-46 (2019).
  16. Pakala, R., Waksman, R. Currently available methods for platelet function analysis: Advantages and disadvantages. Cardiovasc Revasc Med. 12 (5), 312-322 (2011).
  17. Paniccia, R., Priora, R., Liotta, A. A., Abbate, R. Platelet function tests: A comparative review. Vasc Health Risk Manag. 11, 133-148 (2015).
  18. Rand, M. L., Leung, R., Packham, M. A. Platelet function assays. Transfus Apher Sci. 28 (3), 307-317 (2003).
  19. Alafeef, M., Dighe, K., Moitra, P., Pan, D. Rapid, ultrasensitive, and quantitative detection of sars-cov-2 using antisense oligonucleotides directed electrochemical biosensor chip. ACS Nano. 14 (12), 17028-17045 (2020).
  20. Chowdhury, A. D., Takemura, K., Li, T. C., Suzuki, T., Park, E. Y. Electrical pulse-induced electrochemical biosensor for hepatitis e virus detection. Nat Commun. 10 (1), 3737(2019).
  21. Park, J. H., et al. Capacitive biosensor based on vertically paired electrodes for the detection of sars-cov-2. Biosens Bioelectron. 202, 113975(2022).
  22. Qureshi, A., Pandey, A., Chouhan, R. S., Gurbuz, Y., Niazi, J. H. Whole-cell based label-free capacitive biosensor for rapid nanosize-dependent toxicity detection. Biosens Bioelectron. 67, 100-106 (2015).
  23. Rassaei, L., Mathwig, K., Kang, S., Heering, H. A., Lemay, S. G. Integrated biodetection in a nanofluidic device. ACS Nano. 8 (8), 8278-8284 (2014).
  24. Wang, L., et al. A sensitive DNA capacitive biosensor using interdigitated electrodes. Biosens Bioelectron. 87, 646-653 (2017).
  25. Zhurauski, P., et al. Sensitive and selective affimer-functionalized interdigitated electrode-based capacitive biosensor for her4 protein tumor biomarker detection. Biosens Bioelectron. 108, 1-8 (2018).
  26. Pourang, S., et al. Assessment of fibrinolytic status in whole blood using a dielectric coagulometry microsensor. Biosens Bioelectron. 210, 114299(2022).
  27. Sekar, P. K., et al. Simultaneous multiparameter whole blood hemostasis assessment using a carbon nanotube-paper composite capacitance sensor. Biosens Bioelectron. 197, 113786(2022).
  28. P, K. S., et al. Comprehensive multiparameter evaluation of platelet function using a highly sensitive membrane capacitance sensor. Biosens Bioelectron. 228, 115192(2023).
  29. Franssila, S. Introduction to microfabrication. , 2nd edn, John Wiley & Sons. (2010).
  30. Syed Rizvi, S. R. Handbook of photomask manufacturing technology. , CRC Press. (2018).
  31. Yota, J., Hander, J., Saleh, A. A. A comparative study on inductively-coupled plasma high-density plasma, plasma-enhanced, and low pressure chemical vapor deposition silicon nitride films. J Vacuum Sci Technol A. 18 (2), 372-376 (2000).
  32. Thompson, L. F. An introduction to lithography. ACS Symp Series. 219, 1-13 (1983).
  33. Laermer, F., Urban, A. Challenges, developments and applications of silicon deep reactive ion etching. Microelectron Eng. 67 - 8, 349-355 (2003).
  34. Harsha, K. S. Principles of vapor deposition of thin films. , Elsevier. eBook ISBN: 9780080480312 (2005).
  35. Lea-Henry, T. N., Carland, J. E., Stocker, S. L., Sevastos, J., Roberts, D. M. Clinical pharmacokinetics in kidney disease: Fundamental principles. Clin J Am Soc Nephrol. 13 (7), 1085-1095 (2018).
  36. Offermanns, S. Activation of platelet function through g protein-coupled receptors. Circ Res. 99 (12), 1293-1304 (2006).
  37. Trejo-Velasco, B., et al. Impact of comorbidities and antiplatelet regimen on platelet reactivity levels in patients undergoing transcatheter aortic valve implantation. J Cardiovasc Pharmacol. 78 (3), 463-473 (2021).
  38. Violi, F., Pignatelli, P., Basili, S. Nutrition, supplements, and vitamins in platelet function and bleeding. Circulation. 121 (8), 1033-1044 (2010).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

MembrankapazitätssensorThrombozytenadhäsionThrombozytenaktivierungThrombozytenaggregationHämostase-Beurteilungthrombozytenreiches Plasmaelektrische SensorplattformThrombinaktivierung
Dynamische Multiparameter-Bewertung der Thrombozytenfunktion mit einem kapazitiven Biosensor
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.