Methodenartikel

Das Mouse Stroke Unit Protocol mit standardisiertem neurologischem Scoring für translationale Maus-Schlaganfallstudien

DOI:

10.3791/66847

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7. Februar 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology Medical School of Athens, National and Kapodistrian University of Athens, 2Institute for Stroke and Dementia Research (ISD), University of Munich Medical Center, 3Department of Neurointensive Care, Schoen Clinic Bad Aibling

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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In diesem Artikel wird ein Protokoll zur Ausführung des hochtranslationalen und unabhängig bewährten Maus-Stroke-Unit-Konzepts (mSU) bei Großhubmäusen vorgestellt. Es bietet auch ein standardisiertes Protokoll für die Durchführung der fokalen experimentellen Schlaganfallskala bei Mäusen, das die auch langfristig erkannten fokalen Schlaganfalldefizite bewertet.

Zusammenfassung

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Das Filamentmodell des Mittelarterienverschlusses (fMCAo) ist vielleicht das translationalste Schlaganfallmodell der Maus, das eine kontrollierte Ischämie mit intravaskulärer Reperfusion/Rekanalisation ermöglicht. Es stimmt jedoch nicht mit den aktuellen klinischen Fortschritten in der Schlaganfallversorgung (z. B. Stroke Units) überein, verwendet in der Regel subjektive oder vage neurologische Bewertungen unter den Laboren und weist eine hohe Akutphasenmortalität auf. Hier beheben wir diese Einschränkungen mit validierten videogeführten Protokollen. Wir präsentieren das mSU-Protokoll (Mouse Stroke Unit) mit Lehrvideos und einem Entscheidungsalgorithmus (Risk Stratification Score), der die Lücke zwischen klinischer und Maus-Schlaganfallmodellierung schließt. Um die Genauigkeit und Sensitivität des neurologischen Schlaganfall-Scorings zu erhöhen, präsentieren wir zum ersten Mal ein videostandardisiertes Format der fokalen Experimental Stroke Scale (fESS) und belegen deren Wert bis zu 6 Monate nach dem Schlaganfall. Darüber hinaus werden Protokolle für den Leitersprossentest von Mäusen sowie den bekannten Zylindertest zur unvoreingenommenen, quantitativen Beurteilung der motorischen Funktion der Gliedmaßen vorgestellt. Die Ergebnisse unterstreichen die translationale Wirksamkeit von mSU. Die fokale ESS (fESS) übertrifft andere bekannte Skalen bei der Erkennung von fokalen Schlaganfalldefiziten, der Erfassung der Genesung und der Aufrechterhaltung der Empfindlichkeit für bis zu 6 Monate nach dem Schlaganfall. Leitersprossen- und Zylindertests quantifizieren und überwachen objektiv und langfristig motorische Defizite der Vorder- und Hintergliedmaßen. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die Integration von mSU-, fESS- und Motoriktests einen robusten Rahmen für klinisch relevante Schlaganfalluntersuchungen bietet. Unsere Protokolle verbessern den translationalen Wert in der Schlaganfallforschung von Mäusen.

Einleitung

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Der große ischämische Schlaganfall ist weltweit eine der Hauptursachen für Morbidität und Behinderung1. Dennoch steht die Schlaganfallforschung bei fast allen bisher präklinisch getesteten Behandlungen vor einer translationalen Blockade2. Die vielfältigen Ursachen für dieses Problem und die Bemühungen, es zu überwinden, wurden in der vorangegangenen Veröffentlichung2 ausführlich untersucht. Diese Herausforderungen ergeben sich aus der begrenzten Integration klinischer Fortschritte in relevante Tiermodelle2 und den Schwächen von Verhaltens- und neurologischen Scoring-Systemen bei der genauen und sensitiven Erkennung von Defiziten nach einem Schlaganfall2.

Jüngste Entdeckungen3 belegen, dass das Filamentmodell des Mittelarterienverschlusses (fMCAo) bei Mäusen signifikante translationale Vorteile gegenüber anderen Modellen mit offener Schädelverletzung und Trauma aufweist 2,4. Darüber hinaus ist dies die einzige Studie, die die Reperfusion und die mechanische Thrombektomie klinischer Schlaganfalleinstellungen modelliert 5,6,7. Das Modell ist jedoch zwischen 3 und 7 Tagen nach dem Schlaganfall mit einer hohen subakuten Mortalität konfrontiert, was Langzeitstudien zu großen Schlaganfällen verbietet und bis vor kurzem als inhärentes und unüberwindbares Artefakt des Modells galt. Darüber hinaus ist die Erkennung von neurologischen Defiziten nach einem Schlaganfall bei Mäusen aufgrund ihrer geringen Größe relativ schwierig und verzerrt, insbesondere bei Nicht-Klinikern oder unerfahrenen Forschern 8,9. Um dies zu adressieren, haben verschiedene Gruppen verschiedene Skalen entwickelt, um Defizite zu erkennen. Zu den am häufigsten verwendeten und bekanntesten Skalen gehören die 3-Punkte-Bederson-Skala (BS)10, die 5-stufige modifizierte Bederson-Skala (mBS)11, der 5-Punkte-Longa-Score (LS) (der dem mBS ähnelt)6, die modifizierte Neurologische Schlaganfall-Skala (mNSS)12,13, die 18-Punkte-Garcia-Skala (GS)9 und die detailliertere DeSimoni-Skala14 oder anders bekannt als "Neuroscore" (NS)9, 15 Maßstab. Leider sind einige dieser Skalen entweder zu grob und beschränken sich nur auf die wenigen Akutphasentage nach einem Schlaganfall (BS, mBS und LS)8,9 oder ihre Interpretation wird durch allgemeine Defizite (NS) verwischt.

Vor diesem Hintergrund haben wir zuvor das mSU-Unterstützungsprotokoll (Mouse Stroke Unit) sowie die experimentelle Schlaganfallskala (ESS) für Mäuse13 entwickelt und validiert. Der Grundgedanke für mSU bestand darin, Wissen aus der klinischen Routine (d.h. menschliche Schlaganfalleinheiten) in die präklinische Schlaganfallforschung zu übertragen, während ESS bereits vorhandene, aber "unempfindliche" oder redundante Schlaganfallskalen kritisch in eine praktische, verfeinerte, empfindliche und zeiteffiziente Skala konsolidierte. Die mSU besteht aus einer häufigen und angepassten Überwachung der grundlegenden klinischen Parameter der Maus mit angepasster Tierunterstützung, um das Überleben zu verbessern13.

In der Tat bestätigen Daten aus unserem Labor und anderen den Wert beider Methoden. Die mSU übersetzt klinische grundlegende unterstützende Maßnahmen und bringt7 vom Menschen in die Maus, reduziert die Mortalität des fMCAo bei Mäusen signifikant von 60-70% auf 10-15%13 und ermöglicht so Studien bei größeren Schlaganfällen, und kann seitdem in unabhängigen Laboratorien effektiv angewendet werden 16,17,18,19. Darüber hinaus kann das ESS zwischen fokalen (fokale Komponente von ESS, fESS) und allgemeinen (allgemeine Komponente von ESS, gESS) post-stroke Defiziten und Symptomen unterscheiden, modelliert das humane klinische Scoring (Unterscheidung zwischen fokalen und allgemeinen Anzeichen und Symptomen beim Menschen), steht in linearem Zusammenhang mit der Größe der Schlaganfallläsion und ist langfristig sensitiv gegenüber Defiziten13,20. Trotz des nachgewiesenen Wertes und der Wirksamkeit von mSU und ESS lässt der Mangel an klaren, visualisierten und standardisierten Anweisungen selbst für unerfahrene Forscher einige offene Fragen zur mSU-Anwendung und eine signifikante Subjektivität bei der Bewertung fokaler Defizite bei fESS offen.

Aus diesem Grund zielt unser vorliegender Artikel darauf ab, videogestützte und klare Anweisungen für mSU- und fESS-Protokolle zu geben. Wir sind fest davon überzeugt, dass es Schlaganfallforscher dabei unterstützen wird, die translationale Effizienz ihrer Schlaganfallstudien zu steigern, den Verlust von Tieren in den ersten 3-10 Tagen nach dem Schlaganfall deutlich zu reduzieren, die Experimentierkosten zu senken und schließlich neurologische Defizite für Monate nach dem Schlaganfall reproduzierbar zu bewerten13. Zusätzlich kann die Add-on-Kombination aus dem Leitersprossentest und dem Zylindertest die fokale Gliedmaßenparese (Vorder- und Hintergliedmaßen) aufgrund von fMCAo leicht quantifizieren.

Um die Effizienz von mSU und fESS zu demonstrieren, liefern wir mittelfristige (14 Tage) und (6 Monate) Daten von Mäusen nach fMCAo. Zwölf Wochen alte männliche C57Bl/6J-Mäuse (n = 31) wurden verwendet und bei kontrollierter Temperatur (22 ± 2 °C) gehalten, mit einer Hell-Dunkel-Zyklusphase von 12 Stunden und Zugang zu pelletiertem Futter und Wasser ad libitum. Die Mäuse wurden in zwei Kohorten eingeteilt, die jeweils 14 Tage (n=10, Kohorte 1) bzw. 6 Monate (n=15, Kohorte 2) beobachtet wurden. Diese Mäuse wurden einer 60-minütigen zerebralen Ischämie unter Verwendung des gut beschriebenen Modells von fMCAo 13,20,21 unter Isofluran-Anästhesie unterzogen. Als Kontrollen dienten scheinoperierte Tiere (n = 6, operiert wie die beiden oben genannten Kohorten, aber es wurde keine Ischämie induziert), die 6 Monate lang beobachtet wurden. Buprenorphin wurde als prä- und 3-tägiges postoperatives Analgetikum verwendet. Die Leitersprossen- und Zylindertests wurden auch für die 6-monatige Kohorte als Teil des neurologischen Scorings durchgeführt.

Alle Tiere wurden in den ersten 14 Tagen nach der Stoke täglich auf humane Endpunkte untersucht, die wie folgt definiert sind: 1) schwere Unterkühlung (<33 °C) und/oder Immobilität (z. B. Punktzahl 4 bei Test 6 des fESS oder "Spontanaktivitätstest" bei gESS), die durch die Behandlung mit der "Maus-Stroke-Unit" (d. h. passive Erwärmung und aktive Fütterung, siehe 1.4) nicht verbessert wurde. 1.6, 1.8) innerhalb einer Stunde, 2) Anzeichen von Schmerzen oder Angstverhalten (z. B. Punktzahl >2 im "Angst/automatisches Verhalten"-Test von gESS), auch nach postoperativer Analgesie gemäß Protokoll.

In diesem Protokoll beginnt die Unterstützung der Mäuse nach einem Schlaganfall in Form von mSU unmittelbar nach der Erholung der Maus von der fMCAo-Operation. Diese besteht aus 3 Phasen: Phase A (0-48 h nach der Reperfusion), Phase B (>48 h und bis zum "Ende der benötigten aktiven Unterstützung", in der Regel an Tag 10-14, abhängig von der Phase B des einzelnen Tieres) und Phase C (ab Tag 14). Es gibt fünf signifikante Interventionen (Besuche/Risk Stratification Score, Fütterung, Flüssigkeiten, Temperatur und lokale Desinfektionen; siehe 1.1. bis 1.8 unten), die auf jedes Tier zugeschnitten sind, entsprechend jeder Phase (A, B oder C) und seinem täglichen tatsächlichen klinischen Status, der mit dem Risk Stratification Score (RSS) bewertet wird, siehe ergänzende Abbildung 1 und Tabelle 1 mit drei typischen Beispielen. Die benötigten Materialien und Werkzeuge für mSU sind in Abbildung 1a dargestellt und in der Materialtabelle beschrieben. Wir stellen auch eine Vorlage für das Tiermonitoring während der mSU zur Verfügung (siehe Ergänzungsdatei 1).

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Protokoll

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Die in diesem Artikel berichteten Versuche wurden nach nationalen und europäischen Richtlinien für die Verwendung von Versuchstieren durchgeführt und von den griechischen Regierungskomitees genehmigt (Athen, Lizenz-Nr. "843895_06-09-2022").

1. Die "mouse Stroke-Unit" (mSU)

  1. Beurteilen Sie den klinischen Zustand des Tieres täglich ("Besuche") und berechnen Sie seinen RSS-Score
    1. Drucken Sie die Zusatzdatei 1 aus, vorzugsweise vor der Operation eines Tieres, zur Datenerfassung und Überwachung.
    2. Untersuchen Sie jedes Tier klinisch zu Standardzeitpunkten (Besuche): früh morgens (gegen 08:00 Uhr), mittags (zwischen 14:00 und 16:00 Uhr) und spät in der Nacht (gegen 22:00 bis 23:00 Uhr).
      HINWEIS: Passen Sie diese Standardbesuche entsprechend der Nachbeobachtungsphase des Tieres an: Überprüfen Sie den Status des Tieres 2x/täglich (morgens-abends) für Phase A, 3x/täglich für Phase B und einmal täglich für Phase C. Passen Sie die Häufigkeit der Besuche weiter an den RSS-Score an (siehe 1.1.6). Arbeiten Sie vorzugsweise in einem Team von >2 Personen zur Arbeitserleichterung. Die morgendlichen und abendlichen Besuche sind entscheidend für eine erfolgreiche Unterstützung, Überwachung und Mortalitätsreduzierung, da die nächtliche (aktive) Phase der Mäuse den Stoffwechsel- und Energiebedarf erhöht 13,22,23 und mit einer erhöhten nächtlichen Mortalität nach einem Schlaganfall verbunden ist.
    3. Wiegen Sie die Maus während des morgendlichen Besuchs mit einer empfindlichen Standardwaage.
    4. Messen Sie die Temperatur mit einem kontaktlosen Thermometer, das während des morgendlichen Besuchs über der Bauchkörpermitte platziert wird. Halten Sie die Maus mit dem Rücken fest und fixieren Sie sie. Nehmen Sie die Messung innerhalb der ersten Sekunden nach der Immobilisierung vor (siehe Abbildung 1f).
      HINWEIS: Verwenden Sie kein Rektumthermometer wegen möglicher Darmruptur nach wiederholten Messungen mit gleichzeitiger Bauchfellentzündung.
    5. Beurteilen und erfassen Sie den allgemeinen klinischen Zustand der Maus (Mobilität, Wunden, Harnröhrenkappe, Reaktivität, Fell, Hydratationsstatus usw.) während des morgendlichen Besuchs für alle Phasen, täglich bis zum 14. Tag.
    6. Berechnen Sie den RSS-Score beim morgendlichen Besuch, indem Sie die Punkte entsprechend dem Gewicht, der Temperatur und dem fESS-Score des Tieres addieren, wie in der ergänzenden Abbildung 1 beschrieben. Für die automatische Berechnung des RSS in einer Tabellenkalkulation verwenden Sie die Formel in Tabelle 1 und passen Sie sie an. Das Tier mit einer institutionell zugelassenen Methode einschläfern, wenn humane Endpunkte vorliegen (siehe oben).
    7. Passen Sie sowohl die Häufigkeit der Besuche als auch die Intensität der Unterstützung täglich an den RSS-Score und die Phase des Tieres nach dem Schlaganfall an.
      HINWEIS: Phase B ist die kritischste Phase für die Mortalität. Erhöhen Sie die Häufigkeit der Besuche und die Intensität der Unterstützung für RSS ≥3 (Definition und Anweisungen siehe Tabelle 1). Wenn das Tier in Phase C weiterhin einen RSS >3 aufweist, besuchen Sie es und unterstützen Sie es wie in Phase B. Verwenden Sie das RSS und allgemeine Beschreibungen (z. B. genesend, stabil, niedrig/mittelkrank und kritisch krank), um seinen klinischen Zustand im Support-Team zu beschreiben. Nach Tag 14 reduzieren Sie die Tierbesuche auf diejenigen, die im Versuchsprotokoll vorgeschrieben sind (z. B. für verhaltensbezogene/neurologische Beurteilungen).
  2. Zubereitung des Gelfutters zur Unterstützung der Ernährung
    1. Pulverisieren Sie gängige Lebensmittelpellets mit einem Mixer (Abbildung 1a).
    2. Fügen Sie handelsüblichen Zucker in einer Menge von 5-10% hinzu, um den Kaloriengehalt des Lebensmittels zu erhöhen.
    3. Fügen Sie Wasser hinzu, um eine gelartige flüssige Textur zu erzeugen (Abbildung 1b).
    4. Verwenden Sie dieses Gelfutter sowohl zur passiven als auch zur aktiven Ernährungsunterstützung.
      HINWEIS: Verwenden Sie optional gebrauchsfertiges handelsübliches Gelfutter. Fertiggerichte können 2-3 Tage im Kühlschrank aufbewahrt werden.
  3. Passive Ernährungsunterstützung der Mäuse
    1. Füllen Sie eine Petrischale mit Gelfutter und stellen Sie es auf den Käfigboden (passive Ernährungsunterstützung durch Bereitstellung von Gelfutter für einen einfachen Zugang zur Maus). 2-3 Futterpellets neben der Petrischale stehen lassen.
    2. Erfrischen Sie die Petrischale täglich mit Gelnahrung. In den ersten Tagen können Mäuse die Petrischale füllen oder mit Käfigeinstreu abdecken. Einige fangen an, davon zu fressen (Abbildung 1c).
  4. Aktive Ernährungsunterstützung (aktive Fütterung)
    HINWEIS: In Phase B findet eine aktive Fütterung statt. Die Standard-Fütterungsfrequenz beträgt 3x/täglich und wird je nach RSS-Score auf mehr Male angepasst (z.B. sogar 4-5 Mal/Tag). Gelegentlich wird bei Mäusen, die ständig einen RSS-Score von 0-1 haben (d. h. kleiner Schlaganfall) und aktiv von selbst fressen, die Häufigkeit auf 1-2/Tag herabgestuft.
    1. Füllen Sie 1-ml-Spritzen mit Gelnahrung vor.
    2. Fassen Sie die Maus und halten Sie sie sanft, aber fest von ihrem Halsfell aus, wie in Abbildung 1d (rote Pfeilspitze) gezeigt.
    3. Stabilisieren Sie die Wange der Maus mit dem Mittelfinger, wie durch rote Pfeile in Abbildung 1d dargestellt: Halten Sie die Maus fest und schieben Sie den Finger seitlich in Richtung der Mausnase gegen die Wange. Position halten.
    4. Stecken Sie die Spitze der Spritze zwischen die Zähne der Maus in den Mund und richten Sie sie auf die Innenseite der Wange (roter Pfeil, Abbildung 1e).
    5. Geben Sie jedes Mal etwa 40-50 μl Gelfutter (einen Bissen).
    6. Setzen Sie die Maus vorsichtig wieder auf das Käfiggitter ein. Lass dir Zeit zum Kauen.
    7. Wiederholen Sie die Fütterung nach 1-2 Minuten, bis jede Maus 1-1,5 ml des Gelfutters gefressen hat.
      HINWEIS: Füttern Sie 5-10 Mäuse pro Lauf (1-2 Käfige); Die anderen essen und schlucken das Gelfutter, während jede Maus einen Bissen bekommt. Der Prozess bedeutet für Mäuse keinen Stress. Es wurde auch beobachtet, dass sich einige Tiere schließlich zum Greifen und Füttern positionieren.
  5. Normale Kochsalzlösung
    1. Wiegen Sie die Maus während des morgendlichen Besuchs (siehe 1.1.2 und 1.1.3).
    2. Berechnen Sie den Gewichtsverlust/die Gewichtszunahme im Vergleich zur vorherigen Messung, indem Sie die Werte subtrahieren.
    3. Ergänzen Sie das Gewichtsdefizit (in Gramm) mit ml normaler Kochsalzlösung (subkutan).
      HINWEIS: Vermeiden Sie Flüssigkeitsüberlastung und Ödeme um jeden Preis. Überschreiten Sie nicht 1-2 ml pro Dosis und 3-4 ml Flüssigkeit pro Tag. Beginnen Sie nach 36 Stunden nach fMCAo.
  6. Glukose-Supplementierung
    1. Überprüfen Sie den berechneten RSS-Score der Maus und ihre Gesamtbewegung.
    2. Injizieren Sie 0,5 - 1 ml 5% Glukose subkutan, wenn RSS >3 und die Maus gleichzeitige Anzeichen einer Hypothermie (<34 °C) oder Immobilisierung/Bradykinesie zeigt. Injizieren Sie vorzugsweise nur während des Nachtbesuchs.
      HINWEIS: Vermeiden Sie Hyperglykämie nach einem Schlaganfall um jeden Preis. Hyperglykämie nach einem Schlaganfall ist toxisch7. Ergänzen Sie Glukose daher nur nach aktiver Fütterung und bei schwerem klinischem Zustand oder zur Vorbeugung von Hypoglykämie während der Nachtaktivität. Die aktive Fütterung (siehe 1.4) sollte die wichtigste Unterstützungsmessung sein, da sie eine sanftere und länger anhaltende Energieunterstützung bietet und die klinischen Leitlinien umsetzt 7. Ergänzen Sie Glukose nicht vor Tag 3.
  7. Temperaturmanagement (passiv)
    1. Messen Sie die Körperoberflächentemperatur des Tieres präoperativ zu Beginn und postoperativ bei jedem Besuch (Abbildung 1a). Messung wie in Abbildung 1f gezeigt und in Abschnitt 1.1.4 beschrieben. Notieren Sie sich die Werte.
      HINWEIS: Hypothermie bei Mäusen ist definiert als Körpertemperatur <35 °C 24,25. Frühere Daten13 deuten darauf hin, dass jede Temperatur unter 34 °C ein Warnzeichen für eine Unterstützung nach einem Schlaganfall ist (siehe unten).
    2. Wenn eine Unterkühlung zwischen 33 und 34 °C beobachtet wird, erwärmen Sie die Maus passiv in einem Käfig auf einer Heizplatte (oder einem anderen passiven Heizgerät), bis sie eine Körpertemperatur >34 °C erreicht. Füttern Sie die Maus aktiv, um Energie für die aktive Wärmeproduktion des Tieres bereitzustellen (länger anhaltende Energiezufuhr).
      HINWEIS: Halten Sie das Tier 1 bis einige Stunden lang auf passiver Heizung. Vermeiden Sie passive Hyperthermie um jeden Preis.
    3. Bei Hypothermie <33 °C) ist die Unterstützung mit zusätzlicher subkutaner Glukosegabe zu verstärken (schnelle, aber kurzfristige Energiezufuhr; siehe 1.6 oben).
  8. Reinigung von Genitalien und/oder Halswunden (lokale "Desinfektionen")
    HINWEIS: Gelegentlich kann eine Wunddehiszenz oder ein Harnröhrenpfropfen beobachtet werden. Eine Wunddehiszenz ist selten. Der Harnröhrenpfropfen ist ein harter Pfropfen an der Spitze der Genitalien der Maus (Abbildung 1g) und wird häufiger beobachtet, insbesondere bei Tieren mit höherem Schlaganfallschweregrad. Wenn der Pfropfen die Harnröhre blockiert, kann ein harnwegsobstruktives Syndrom auftreten, das zu Morbidität und Tod führen kann26. Daher sollte es gut gereinigt werden.
    1. Tränken Sie den Harnröhrenpfropfen, falls vorhanden, mit normaler Kochsalzlösung, um die Entfernung zu erleichtern.
    2. Entfernen Sie den Harnröhrenpfropfen vorsichtig mit einem kleinen Tupfer oder einer einfachen Pinzette bei jeder Tierkontrolle/jedem Tierbesuch. Desinfizieren Sie die Harnröhre mit einem Messgerät oder einem Tupfer, der mit einer antiseptischen Lösung getränkt ist.
    3. Wenn eine Wunddehiszenz vorliegt, desinfizieren Sie diese lokal mit einer gängigen chirurgischen antiseptischen Lösung (z. B. Octanisept) und nähen Sie die Wunde routinemäßig mit vorzugsweise einer 5/0-Seidennaht.

2. Die zentrale Komponente der Experimental Stroke Scale (fESS)

  1. Vorbereiten des Testfeldes
    1. Reinigen Sie eine Bank mit 70 % Alkohol, um äußere Reize (optische oder Gerüche) zu entfernen, und bereiten Sie die Prüfmaterialien vor, wie in Abbildung 2a gezeigt.
    2. Drucken Sie den ESS-Bewertungsbogen aus, der als Zusatzdatei 2 bereitgestellt wird, und befolgen Sie die Tests nacheinander.
  2. Parese der Vordergliedmaßen (Test 1)
    1. Heben Sie die Maus an und halten Sie sie vorsichtig von ihrem Schwanzansatz weg.
    2. Überprüfen und beurteilen Sie visuell die symmetrische Vorwärtsstreckung und symmetrische Beweglichkeit der Vordergliedmaßen, wenn sich die Maus bewegt (Abbildung 2c).
    3. Punktzahl in Abhängigkeit von den Sehbefunden wie folgt: 0 für normale, symmetrische Streckung und Bewegung der Vordergliedmaßen; 1 für "leichte Asymmetrie", definiert als leichte Beugung und/oder verminderte Bewegung der kontraläsionalen Extremität oder Steifheit der Gliedmaße; 2 für "ausgeprägte Flexion" der kontraläsionalen Extremität; 3 für die Adhärenz des kontraläsionalen Gliedes am Rumpf; Punktzahl 4 für keine Bewegung von Körper oder Gliedmaßen.
      HINWEIS: Der Test weist eine Parese der kontraläsionalen Vordergliedmaße nach. Es ist auch Teil der BS-, LS-, mNSS- und NS-Skalen. Punktzahl 1 kann aufgrund der Fluchtmanöver des Tieres schwierig zu definieren sein.
  3. Parese der Hintergliedmaßen (Test 2)
    1. Halten Sie die Maus weiterhin an der Schwanzbasis, wie in Test 1 beschrieben.
    2. Überprüfen Sie visuell die symmetrische Streckung und Bewegung der Hintergliedmaßen und Zehen (Abbildung 2c).
    3. Punktzahl in Abhängigkeit von den Befunden wie folgt: 0 für normale, symmetrische Position/Streckung und Bewegung der Hintergliedmaßen und Zehen; 1 für eine deutliche Asymmetrie, wenn signifikant verminderte Bewegung und asymmetrische Position/Streckung der kontralateralen (rechten) Hintergliedmaße (Abbildung 2d).
      HINWEIS: Der Test weist eine Parese der kontraläsionalen Hintergliedmaße nach. Es ist auch Teil der mNSS-Skala. Es kann schwierig sein, diesen Test genau zu bewerten.
  4. Rumpfsymmetrie (Test 3)
    1. Halten Sie die Maus weiterhin an ihrer Schwanzbasis (nach 2.3.) und beurteilen Sie ihre Rumpfbewegungen.
    2. Punktzahl in Abhängigkeit von den Befunden wie folgt: 0 für normale, keine Rumpfbeugung oder symmetrische leichte Rumpfbeugung/-bewegung zu beiden Seiten (als "Flucht"-Manöver); 1 für ausgeprägte (>30°) Kopf-/Rumpfbeugung, überwiegend kontraläsional (nach rechts), innerhalb der ersten 10 Sekunden nach dem Halten.
      HINWEIS: Der Test weist eine Asymmetrie durch einseitige motorische Läsionen nach. Es ist auch Teil des mNSS-Scorings.
  5. Kreisverhalten (Test 4)
    1. Legen Sie die Maus vorsichtig auf eine ebene Fläche und lassen Sie sie mindestens 1 Minute lang frei bewegen. Beobachte sein Bewegungsmuster.
    2. Punktzahl in Abhängigkeit von den Befunden wie folgt: 0 für explorative, lebendige, lineare Bewegung ohne Kreisverhalten; 1 für die Tendenz, sich zur Seite zu drehen, aber nicht in geschlossenen Kreisen; 2 für unbeständige Bewegung in geschlossenen Kreisen zu einer Seite; 3 für ständige Bewegung in geschlossenen Kreisen zu einer Seite; 4 für Schwenken, Pendeln oder gar keine Bewegung.
      HINWEIS: Der Test stellt sensomotorische und räumliche Navigationsdefizite fest. Es ist auch Teil von NS.
  6. Körpersymmetrie (Test 5)
    1. Fahren Sie mit Test 4 fort und lassen Sie die Maus frei auf der ebenen Fläche laufen. Beobachten Sie die Nose-to-Tail-Achse.
    2. Punktzahl in Abhängigkeit von den Befunden wie folgt: 0 für normale Haltung mit erhöhtem Rumpf von der Bank und geradem Schwanz; 1 für "leichte Asymmetrie", wenn sich der Körper leicht zur Seite biegt und der Schwanz distal gebogen ist; 2 für "mäßige Asymmetrie", wenn sich der Körper offensichtlich beugt oder sich zur kontraläsionalen Seite neigt, wobei der proximal gebogene Schwanz und/oder die Gliedmaßen aus dem Körper herausragen; 3 für "ausgeprägte Asymmetrie" bei ausgeprägter Körperbeugung, eine Seite unständig auf der Bank liegt und der Schwanz deutlich proximal gebogen ist (mehr als Score 2); 4 für "extreme Asymmetrie" Wenn der Körper gebogen ist, liegt eine Seite ständig auf der Bank und der Schwanz ist stark gebogen.
      HINWEIS: Es erkennt sensomotorische einseitige Rumpf- und Schwanzdefizite. Es ist auch Teil der NS-Skala.
  7. Beurteilung des Gangs (Test 6)
    1. Fahren Sie mit Test 5 fort und lassen Sie die Maus frei auf der ebenen Oberfläche bewegen. Beobachten Sie nun seinen Gang und prüfen Sie auf gangmotorische Defizite wie Paresen, Steifheit der Gliedmaßen, spastischer Gang, Gliedmaßenbildung.
    2. Punktzahl in Abhängigkeit von den Befunden wie folgt: 0 für normalen Gang, wenn explorativ, symmetrisch und schnell mit flexiblen Gliedmaßen, die sich "versteckt" unter dem Körper bewegen; 1 für steifen, unflexiblen und langsameren Gang einer frei beweglichen Maus ohne Hinken; 2 für klares Hinken mit asymmetrischen (Links-Rechts) Bewegungen; 3 zum Zittern, Treiben oder Fallen nach sanftem Stoß; 4 für kein spontanes Gehen (geht nicht länger als 3 Schritte, wenn es durch sanften Druck stimuliert wird).
      HINWEIS: Er erkennt kombinierte Gangdefizite. Es ist auch Teil von NS.
  8. Obligatorisches Kreisen (Test 7)
    1. Halten Sie die Maus an der Schwanzbasis, um sie von der Oberfläche abzuheben, und lassen Sie sie nur auf den Vordergliedmaßen laufen. Beobachte seine Bewegung.
    2. Punktzahl in Abhängigkeit von den Befunden wie folgt: 0 für normale lineare Bewegung; 1 für die Tendenz, sich zur Seite zu drehen; 2 zum Drehen auf eine Seite in geschlossenen Kreisen; 3 wenn das Schwenken zu einer Seite mit ungeschickten Bewegungen oder träge einen Kreis nicht vollzieht; 4 wenn kein Vorschub vorhanden ist und der vordere Teil des Kofferraums auf der Bank liegt.
      HINWEIS: Der Test ergänzt den Test des Kreisverhaltens (Test 4, siehe 2.5). Vermutlich erkennt sie sensomotorische und räumliche Defizite. Es ist auch Teil des NS-Punktesystems.
  9. Haltung gegen Querkräfte (Test 8)
    1. Platzieren Sie die Maus auf der Handfläche, wobei die Schwanznasenachse (longitudinal) parallel zur sagittalen Handflächenachse verläuft.
    2. Schwenken Sie die Maus mit gleichmäßiger Geschwindigkeit von vorne nach hinten, um Kräfte senkrecht zu ihrer Längsachse zu induzieren.
      HINWEIS: Dies zwingt die Maus, ihre aufrechte Position beizubehalten und gegen die seitlichen Kräfte während des Schwungs zu balancieren. Sein Körper berührt normalerweise weder die Handfläche noch die Finger.
    3. Beobachten und fühlen Sie alle Handflächenkontakte der linken und rechten Seite der Maus, während sie gegen die Schaukel balanciert. Überprüfen Sie, ob ein asymmetrischer Sturz, eine Berührung der Handfläche oder Anzeichen einer seitlichen Schwäche vorhanden sind.
    4. Bewerten Sie je nach Befund wie folgt: 0, wenn die Maus in einer normal aufrechten Position mit dem Rücken parallel zur Handfläche steht und gegen den Schwung balancieren kann, ohne die Handfläche stark zu berühren; 1 wenn die Maus ihren Körper während des Schwungs abflacht, um Stabilität zu gewinnen; 2 wenn ein Teil der Maus während des Schwungs auf der Handfläche liegt oder sie kurz berührt; 3 wenn die Maus auf einer Seite liegt und kaum in der Lage ist, die aufrechte Position wiederherzustellen; 4 Wenn die Maus in Bauchlage liegt und nicht in der Lage ist, die aufrechte Position wiederherzustellen.
      HINWEIS: Der Test erkennt Haltungsdefizite gegenüber der Querbeschleunigung, aber seine Bewertung kann subjektiv sein. Es ist auch Teil von mNSS, NS.
  10. Gezielte Platzierung der Vordergliedmaßen (Test 9)
    1. Halten Sie die Maus vom Rücken oder von der Schwanzbasis weg. Richten Sie es senkrecht auf den Strahl aus, der als "zu erreichendes Ziel" fungiert. Achten Sie auf symmetrisches "Ausstrecken" und Greifen.
    2. Sobald es den Balken gleichmäßig greift, ziehen Sie es vorsichtig weg und achten Sie auf ein symmetrisches "Lösen" der Vordergliedmaßen.
    3. Punktzahl in Abhängigkeit von den Befunden wie folgt: 0 für symmetrisches "Reach-Out", "Greifen" und "Loslassen"; 1 für jede Asymmetrie in "Reach Out" und/oder "Release", die auf eine Schwäche der kontraläsionalen Vordergliedmaßen hinweist.
  11. Sensomotorisches Defizit der Vordergliedmaßen (Test 10)
    1. Halten Sie die Maus fest am Rücken und richten Sie sie nach ventral aus (siehe Video oder Abbildung 1e).
    2. Stimulieren Sie die Vorderpfoten nacheinander mit einer feinen Spitze (z.B. Holzzahnstocher) aus einem toten Winkel. Beobachte die Reaktion der Vorderpfote.
    3. Punktzahl in Abhängigkeit von den Befunden wie folgt: 0 für normale, prompte Greifbewegung beidseitig; 1 für fehlendes oder deutlich verzögertes kontraläsionales Greifen.
      HINWEIS: Sowohl 2.10 als auch 2.11 testen auf feinsensomotorische Defizite der Vordergliedmaßen. Sie sind auch Teil von mNSS.
  12. Beam-Walking (Test 11)
    1. Platzieren Sie einen Holzbalken von 1 m Länge (Materialtabelle), um zwei erhöhte Flächen (z. B. Bänke, Tische) in einer Höhe von 1-1,5 m über dem Boden zu verbinden. Stabilisieren Sie die Kanten des Balkens, um Vibrationen oder Instabilität zu vermeiden.
    2. Platzieren Sie die Maus in der Mitte des Strahls, wobei die Nase-Heck-Achse parallel zum Strahl verläuft (Abbildung 2e). Lassen Sie das Gleichgewicht oder den freien Spaziergang auf dem Balken zu. Beobachten Sie das Gleichgewicht oder die Parese der Gliedmaßen und das Abfallen.
      HINWEIS: Die Maus sollte das Gleichgewicht auf dem Balken gewinnen, bevor sie ihn trifft. Halten Sie einen dicken Handschuh unter das Tier (in einem Abstand von ca. 15-20 cm), um es vor einem Herunterfallen zu schützen.
    3. Abhängig von den Befunden wird wie folgt bewertet: 0, wenn die Maus balanciert und in ruhiger Haltung zu einer Seite des Balkens geht; 1 wenn er die Seite des Balkens umklammert und nicht darauf läuft; 2 wenn ein Ast vom Balken fällt; 3 wenn zwei Gliedmaßen vom Balken fallen; 4 wenn die Maus versucht, auf dem Balken zu balancieren, aber herunterfällt (nach 40 Sekunden); 5, wenn es zwischen 20 und 40 Sekunden abfällt; Punktzahl 6, wenn er fällt, ohne dass versucht wird, das Gleichgewicht zu halten oder am Balken zu hängen (<20 Sekunden).
      HINWEIS: Der Test erkennt kombinierte motorische Defizite der Vordergliedmaßen, der Hintergliedmaßen und des Rumpfes. Es ist auch Teil der mNSS-Skala.
  13. Whisker-Empfindung (Test 12)
    1. Platzieren Sie die Maus auf einer offenen Arbeitsplatte (wie in den Tests 4 und 5). Planen Sie etwas Zeit für die Unterbringung ein.
    2. Stimulieren Sie nacheinander die linken und rechten Schnurrhaare mit einem dünnen Wattestäbchen mit langer Spitze aus einem "blinden Winkel". Achten Sie auf eine schnelle Drehreaktion des Kopfes auf die Stimulation.
    3. Punktzahl in Abhängigkeit von den Befunden wie folgt: 0 für normale, schnelle Kopfdrehung bei Stimulation, beidseitig; 1 für eine langsamere kontraläsionale Reaktion auf die Stimulation; 2 für ausbleibende kontraläsionale Reaktion (keine Drehung); 3 für fehlendes kontraläsionales und langsameres ipsilesionales Ansprechen; 4 für bilaterale Abwesenheitsantwort.
      HINWEIS: Vermeiden Sie eine visuelle Erkennung der Baumwolle, da dies fälschlicherweise eine ipsilaterale Kopfdrehung verursachen würde. Technisch korrekt ist der Test erst, wenn die Maus von der Whisker-Stimulation "überrascht" wird. Der Test ist ebenfalls Teil von NS und detektiert sensomotorische Defizite von Schnurrhaaren (Barrel Cortex).
  14. Klettern (Test 13)
    1. Verwenden Sie eine gummibeschichtete, um 45° abgewinkelte, geneigte Oberfläche (Abbildung 2a) und platzieren Sie die Maus in der Mitte. Beobachte, wie sich die Maus beim Klettern anstrengt.
    2. Punktzahl je nach Befund wie folgt: 0 (normal), wenn die Maus schnell und mühelos an die Oberfläche klettert; 1 wenn es mit Anstrengung klettert, mit Schwäche der Gliedmaßen; 2 wenn er sich am Hang festhält, ohne zu rutschen oder zu klettern; 3 wenn es trotz Anstrengungen, einen Sturz zu verhindern, den Hang hinunterrutscht; 4 wenn es ohne Anstrengung rutscht, um einen Sturz zu verhindern.
      HINWEIS: Der Test ist auch Teil von NS und misst die allgemeine Motorstärke.
  15. Berechnen Sie die Punktzahl von fESS, indem Sie alle Ergebnisse der Tests 1 bis 13 addieren
    HINWEIS: Ein fESS-Score von 0 steht für eine normale Maus, der maximale Score ist 42. Große Infarkte mit striatalen und kortikalen Läsionen führen in der Regel zu Werten >7-9. Untersuchen und bewerten Sie mehrere normale Mäuse, bevor Sie mit der Bewertung von Schlaganfallmäusen beginnen, um Schwankungen des normalen Verhaltens zu berücksichtigen und falsch positive fESS-Bewertungen zu reduzieren. Verwenden Sie ständig das bereitgestellte Videoprotokoll zur Standardisierung der Bewertung während des gesamten Experiments.

3. Allgemeine Komponente des ESS (gESS)

HINWEIS: Beurteilen Sie den gESS, um Anzeichen einer "allgemeinen Mauserkrankung" zu erkennen, z. B. Entzündungen oder Infektionen, die in der Regel in den ersten 1-2 Wochen nach der fMCAo auftreten. Verwenden Sie den Bewertungsbogen in der Zusatzdatei 2. Beurteilen Sie gESS vorzugsweise nach Abschluss der fESS.

  1. Stellen Sie die Maus auf eine ebene Fläche (Bank) und lassen Sie sie frei bewegen wie in 2.5. Bewerten Sie nacheinander die folgenden Bewertungen.
  2. Beobachte sein Fell. Punktzahl gemäß gESS-Bewertungsbogen (Noten 0-2, siehe Zusatzdatei 2).
  3. Überprüfen Sie die Schreckreaktion der Maus: Überraschen Sie die Maus mit einem plötzlichen Klatschen aus einem unübersichtlichen Winkel, wenn sie entspannt ist. Überprüfen und bewerten Sie die Reaktion der Mausohren gemäß dem gESS-Bewertungsbogen (Noten 0-2, siehe Zusatzdatei 2).
  4. Beurteilen Sie visuell die Augen der entspannten Maus: Überprüfen Sie auf offene/geschlossene Augen oder Schleim. Punktzahl gemäß gESS-Bewertungsbogen (Noten 0-4, siehe Zusatzdatei 2).
  5. Beobachten Sie die allgemeine spontane Aktivität und Wachsamkeit der Maus. Punktzahl gemäß gESS-Bewertungsbogen (Noten 0-4, siehe Zusatzdatei 2).
  6. Beobachten Sie das allgemeine spontane Verhalten der Maus auf Angstzustände, Übererregbarkeit, Aggression oder Drehungen um ihre Achse während der Handhabung. Punktzahl gemäß gESS-Bewertungsbogen (Noten 0-4, siehe Zusatzdatei 2).
  7. Berechnen Sie die Punktzahl von gESS, indem Sie die Punktzahlen aller oben genannten Schritte addieren (Beobachtungsbewertung, Schritte 3.2 bis 3.6).
    HINWEIS: Der gESS-Score erkennt weder die durch Schlaganfallläsionen induzierten fokalen Defizite noch wird er durch mSU beeinflusst, wie zuvor gezeigt 13. Alle Tests sind von der NS-Skala 9,15 adaptiert.

4. Quantifizierung von Defiziten der Vordergliedmaßen mit dem Zylindertest

HINWEIS: Die Zylinderprüfung wurde zuvor in 9,15,27 ausführlich beschrieben und wird hier nicht im Detail beschrieben. Der Zylindertest ist ein unabhängiger Verhaltenstest, der Defizite der Vordergliedmaßen unverzerrt quantifiziert (siehe 4.2).

  1. Führen Sie den Test gemäß den hier angegebenen Anweisungen aus15. Nehmen Sie Videos auf und analysieren Sie sie wie in 15. Messen Sie die ersten Gliedmaßenkontakte rechts und links mit den Wänden. Abbildung 3a,b zeigt Bilder des Setups.
  2. Berechnen Sie die Lateralisierung der Extremitätennutzung aufgrund einer kontraläsionalen (rechten) Parese in % Prozent. Verwenden Sie die Formel: % Präferenz für linke Schritte = [(links - rechts) erste Kontakte / (rechts + links) Kontakte] x 100.
    HINWEIS: Führen Sie für jede Maus einen Basiszylindertest durch, bevor Sie einen Hub auslösen. Führen Sie Tests zu Zeitpunkten gemäß jedem Versuchsplan durch.

5. Quantifizierung von Defiziten der Vorder- und Hintergliedmaßen mit dem Leitersprossentest

HINWEIS: Bauen Sie die Apparatur für Mäuse aus Plexiglas (siehe Abbildung 3c): einen 1 m langen Korridor mit 20 cm hohen Wänden, Kunststoffsprossen (3 mm Durchmesser), die in regelmäßigen Abständen von 15 mm angeordnet sind (Abbildung 3c1) und eine "Zufluchtsbox" am distalen Ende. Legen Sie Tiereinstreu in die Zufluchtsbox, um sich vertraut zu machen, und einige Futterpellets oder Erdnussbutter als Belohnung. Die Breite des Flurs sollte 10 cm betragen und ca. 30cm über dem Boden liegen.

  1. Trainieren Sie die Mäuse 1-3 Tage vor Beginn des Experiments an der Apparatur. Führen Sie das Training wie in den Schritten 5.1.1 bis 5.1.4 aus.
    HINWEIS: Eine Schulung ist notwendig, um die Tiere an ein gleichmäßiges, normales Gehen durch den Sprossenkorridor zu gewöhnen, ohne Pausen, Wenden oder Erkundungsverhalten. Führen Sie das Training an 2 aufeinanderfolgenden Tagen (2 Sitzungen) durch. Jede Trainingseinheit besteht aus 3 Läufen (Lauf = ein einziger Spaziergang durch den gesamten Gang in Richtung Schutzbox). Für die Nachverfolgung ist die Erhebung von Ausgangsdaten erforderlich.
    1. Reinigen Sie die Sprossen und Wände vor jedem Lauf mit 70% Alkohol, um Gerüche und "explorative" Ablenkungen/Stopps der Maus zu vermeiden.
    2. Positioniere die Maus am Anfang des Leitersprossenkorridors, mit Blick auf die Zufluchtsbox, um einen Lauf zu starten. Lass die Maus frei auf die Zufluchtsbox am Ende des Ganges zulaufen. Zwingen Sie das Tier nicht zum Laufen.
      HINWEIS: Läufe während des Trainings sind in der Regel sehr variabel in Bezug auf Dauer und Gehmuster. Das Ziel des Trainings ist ein stabiler Gang in Richtung der Schutzbox, in der Regel innerhalb von <10 s, ohne Pausen/Wenden, was in der Regel bis zum Ende des zweiten Trainingstages erreicht wird. Gehen Sie immer vorsichtig mit dem Tier um, um Stressinduktion zu vermeiden, die vom richtigen Training ablenkt. Entfernen Sie Tiere aus dem Korridor und wiederholen Sie den Lauf, wenn sie im Korridor bleiben, und erkunden Sie die Gegend >1 Minute lang, um eine Gewöhnung zu vermeiden.
    3. Führen Sie den 1. Trainingslauf durch. Lassen Sie das Tier nach dem 1. Lauf 5 Minuten in der Schutzbox ruhen.
      HINWEIS: Diese verlängerte Ruhezeit ermöglicht es der Maus, sich mit der Zufluchtsbox vertraut zu machen und sie als ein "ruhendes/lohnendes" Ziel wahrzunehmen, das es zu erreichen gilt. Das Erreichen einer "lohnenden Wahrnehmung" der Schutzbox ist entscheidend für erfolgreiche Läufe.
    4. Entfernen Sie die Maus aus der Zufluchtsbox und führen Sie den zweiten und dritten Trainingsdurchlauf wie in 5.1.2 durch. Gönnen Sie sich am Ende dieser Läufe eine kürzere Ruhezeit in der Schutzbox (30-60 s), um eine Gewöhnung zu vermeiden.
      HINWEIS: Das Training ist an Tag 2 abgeschlossen. An Tag 2 lernen fast alle Tiere, in gleichmäßigem Tempo durch den Gang zu laufen. Erwägen Sie, Tiere von weiteren Versuchen auszuschließen, wenn sie nicht lernen.
  2. Führen Sie das Experiment an trainierten Mäusen durch. Testen Sie die Mäuse jedes Mal für 2 Durchläufe während aller Zeitpunkte des Experiments und der Baseline.
    1. Führen Sie Ausführungen durch, wie in den Schritten 5.1.1 und 5.1.2 beschrieben. Planen Sie zwischen den 2 Läufen in der Schutzbox maximal 5 Minuten Ruhezeit ein.
    2. Verwenden Sie ein Smartphone (oder eine gleichwertige Kamera) und einen "Selfie-Stick", um Videos (Daten) der Tiere in einem leichten ventralen und "blinden" Winkel aus einiger Entfernung aufzunehmen (wie in Abbildung 3c2 gezeigt). Achte darauf, dass du die Gliedmaßen einfängst, wenn das Tier durch den Gang läuft. Lenken Sie die Maus während des Laufs nicht visuell ab und folgen Sie ihren Gliedmaßen während des Laufs (Abbildung 3c2).
    3. Zeichnen Sie beide Ausführungen auf, verwenden und analysieren Sie jedoch die Daten aus der zweiten Ausführung.
    4. Messen Sie die Anzahl der Fehlerschritte (Stürze) zwischen den Sprossen für jedes Glied (links/rechts, Vorder-/Hintergliedmaßen) (Abbildung 3c3), indem Sie das Video mit einer beliebigen Mediaplayer-Software mit Zeitlupenoptionen überprüfen. Berechnen Sie die absolute oder prozentuale Differenz zwischen den Fehlerschritten der rechten und linken Extremität, getrennt für Vorder- und Hintergliedmaßen.
      HINWEIS: Der zweite Lauf liefert zuverlässigere Ergebnisse. Eine fehlerfreie Maus hat in der Regel 0-1 willkürliche Fehlerschritte pro Gliedmaße (rechts oder links) während ihres zweiten Durchlaufs, was normalerweise einen Differenzbereich von 0 ±1 ergibt. Eine gestreichelte Maus macht Fehlerschritte mit ihrer rechten (kontraläsionalen) paretischen Gliedmaße (Vorder- oder Hintergliedmaße), was zu einer positiven "rechten" Lateralisation führt. Ein schwer geschlagenes Tier kann in den ersten 7-10 Tagen nach dem Schlaganfall langsamer sein oder den Lauf nicht beenden, aber danach wird es ordentliche Läufe erzielen und schwere Defizite aufweisen.

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Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die mSU beginnt, wie oben beschrieben, nach der fMCAo-Operation. Unsere repräsentativen Ergebnisse in den beiden unabhängigen Mauskohorten fMCAo, Schlaganfall und Schein (Abbildung 4a) bestätigen den zuvor nachgewiesenen Wert der mSU, insbesondere während der kritischen Phase zwischen den Tagen 3 und 1013. In unseren Kohorten trat die Mortalität bei 3/15 Tieren der Kohorte 1 (Schlaganfall, 6 Monate Nachbeobachtung), 2/10 der Kohorte 2 (Schlaganfall, 14 Tage Nachbeobac...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das vorliegende Protokoll ist ein umfassender Leitfaden für das mSU-Unterstützungsprotokoll, das entwickelt wurde, um die künstliche Mortalität zwischen den Tagen 3 und 10 bei Mäusen zu reduzieren, die mit dem fMCAo-Modell13 großen territorialen Schlaganfällen ausgesetzt waren. Darüber hinaus enthält das vorliegende Protokoll einen standardisierten Videoleitfaden für die fokale Komponente der ESS-Skala (fESS), um die erweiterte Subjektivität und Verzerrung des neu...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Es gibt keine Angaben zu berichten.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wir danken Nikolaos Plakopitis und Ioannis Tatsidis für die wertvolle chirurgische Unterstützung während Teilen der Studie.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Tools für mSU
5% Dextrose-Lösung VIOSER S.Ana (nicht zutreffend)Jedes generische
kontaktlose DigitalthermometerAVRONYTC20095Jedes generische digitale
WaageKERN & Sohn GmbhFCB6K1Jedes Genericon
LebensmittelpelletsMucedola srlnaJedes Genericon, verwenden Sie das normale Futter Ihrer Tierhaltung
HeizplattePhotaxnaPhotax Geschirrwärmer 2
Flüssiges AntiseptikumSchü LKE & Mayr GmbHnaOctenisept®
NormalernaZum Pulverisieren von Pellets. Beliebiges Genericon
Normale KochsalzlösungDEMO S.A.naNatriumchlorid-Injektion 0,9%
Pinsetter und WattestäbchennaJedes Genericon
ZuckernaJedes Genericon
Spritzen (1ml) mit 27-Gauge-NadelnaJedes Genericon. Für die Verabreichung von Lebensmitteln (ohne Nadel) und für die Verabreichung von subkutaner Flüssigkeit (mit Nadel)
Werkzeuge für ESS
deg; abgewinkelte Oberfläche Hergestelltaus Plexiglas oder einem anderen Material, mit Gummi-Oberfläche, für Klettertests
Wattestäbchen Jedes generischeOhr Wattestäbchen, machen Sie seine Wattespitze lang und verdünnt
kantengeschärftes HolzstäbchenJedes genericonnaz.B. Zahnstocher
Langer Balken Maße: 1 x 1 x1cm, ca. 100cm lang, Holz. Zwischen zwei Tischkanten für den Beam-Walking-Test platzieren
Dicker Handschuh Jedes Genericonna, um Tierverletzungen beim Sturz vom Balken zu verhindern
Mixer 45&

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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