Hyperpolarisierte 129Xe LungenMRT und Spektroskopie bei mechanisch beatmeten Mäusen

Mariah  L. Costa; Joseph W. Plummer; Abdullah S. Bdaiwi; Brice J. Albert; Elizabeth M. Fugate; Peter J. Niedbalski; Diana M. Lindquist; Zackary I. Cleveland

doi:10.3791/66924

Methodenartikel

Hyperpolarisierte ¹²⁹Xe LungenMRT und Spektroskopie bei mechanisch beatmeten Mäusen

DOI:

10.3791/66924

⸱

11. Oktober 2024

Mariah L. Costa¹^,²^,³ , Joseph W. Plummer¹^,² , Abdullah S. Bdaiwi¹ , Brice J. Albert⁴ , Elizabeth M. Fugate³ , Peter J. Niedbalski⁵^,⁶^,⁷ , Diana M. Lindquist³^,⁸ , Zackary I. Cleveland¹^,²^,³^,⁸^,⁹

¹Center for Pulmonary Imaging Research, Division of Pulmonary Medicine, Cincinnati Children's Hospital Medical Center, ²Department of Biomedical Engineering, University of Cincinnati, ³Imaging Research Center, Department of Radiology, Cincinnati Children's Hospital Medical Center, ⁴Analytical Technology Group, Aurorium, ⁵Division of Pulmonary, Critical Care, and Sleep Medicine, Department of Internal Medicine, University of Kansas Medical Center, ⁶Department of Bioengineering, University of Kansas, ⁷Hoglund Biomedical Imaging Center, University of Kansas Medical Center, ⁸Department of Pediatrics, University of Cincinnati, ⁹Division of Pulmonary Medicine, Cincinnati Children's Hospital Medical Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Die hyperpolarisierte Xenon-MRT kann die regionale Lungenmikrostruktur (Luftraumdimensionen) und die Physiologie (Beatmung und Gasaustausch) in der translationalen Forschung und klinischen Versorgung quantifizieren. Obwohl es eine Herausforderung darstellt, kann es in präklinischen Studien vergleichbare pulmonale Erkenntnisse liefern. Dieses Protokoll beschreibt die Infrastruktur und die Verfahren, die für die Durchführung einer routinemäßigen Xenon-Lungen-MRT bei Mäusen erforderlich sind.

Zusammenfassung

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Hyperpolarisiertes (HP) Xenon-129 (¹²⁹Xe) ist ein inhalatives Kontrastmittel für die Magnetresonanztomographie (MRT) mit einzigartigen spektralen und physikalischen Eigenschaften, das zur Quantifizierung der Lungenphysiologie genutzt werden kann, einschließlich Beatmung, eingeschränkter Diffusion (Alveolen-Luftraum-Größe) und Gasaustausch. Beim Menschen wurde es zur Beurteilung der Schwere und des Fortschreitens der Erkrankung bei einer Vielzahl von Lungenerkrankungen eingesetzt und ist in den Vereinigten Staaten und im Vereinigten Königreich für den klinischen Einsatz zugelassen. Über die klinische Anwendung hinaus ist die Fähigkeit der ¹²⁹Xe-MRT, die pulmonale Pathophysiologie nichtinvasiv zu beurteilen und ortsaufgelöste Informationen zu liefern, für die präklinische Forschung wertvoll. Unter den Tiermodellen sind Mäuse aufgrund der Zugänglichkeit von gentechnisch veränderten Krankheitsmodellen am weitesten verbreitet. Hier ist die ¹²⁹Xe-MRT vielversprechend als minimalinvasive, strahlenfreie und empfindliche Technik zur longitudinalen Überwachung des Fortschreitens der Lungenerkrankung und des Therapieansprechens (z. B. in der Wirkstoffforschung). Diese Technik kann auf präklinische Anwendungen ausgeweitet werden, indem ein MRT-getriggertes Freiatemgerät oder ein mechanisches Beatmungsgerät zur Gasabgabe eingesetzt wird. Hier beschreiben wir die Schritte und stellen Checklisten zur Verfügung, um eine robuste Datenerfassung und -analyse zu gewährleisten, einschließlich der Erstellung eines thermisch polarisierten Xenon-Gasphantoms für die Qualitätskontrolle, der Optimierung der Polarisation, des Umgangs mit Tieren (Sedierung, Intubation, Beatmung und Versorgung von Mäusen) und Protokolle für Beatmung, eingeschränkte Diffusion und Gasaustauschdaten. Während die präklinische ¹²⁹Xe-MRT in verschiedenen Tiermodellen (z. B. Ratten, Schweinen, Schafen) angewendet werden kann, konzentriert sich dieses Protokoll auf Mäuse aufgrund der Herausforderungen, die ihre kleine Anatomie mit sich bringt, die durch ihre Erschwinglichkeit und die Verfügbarkeit vieler Krankheitsmodelle ausgeglichen werden.

Einleitung

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Während Lungenerkrankungen nach wie vor die Hauptursachen für weltweite Morbidität und Mortalität^{sind 1}, haben sich die Ergebnisse für Patienten in den letzten zehn Jahren dramatisch verbessert. Diese Verbesserungen sind zum Teil auf zwei Faktoren zurückzuführen. Erstens priorisieren klinische Phase-III-Studien nun Veränderungen der Lungenfunktion als Endpunkte und nicht mehr die Mortalität, was die Arzneimittelstudien beschleunigt 2,3,4,5. Zweitens haben Fortschritte bei verbesserten Tiermodellen Einblicke in Krankheitsmechanismen geliefert und die Therapieentwicklung unterstützt ^6,7. Mausmodelle werden oft für die translationale Forschung bevorzugt, da sie physiologische Parallelen zum Menschen, Erschwinglichkeit und eine schnelle Krankheitsentwicklung bieten. Die Gentechnik hat das Spektrum und die Qualität der verfügbaren Modelle erweitert: Die International Mouse Strain Resource umfasst heute über 32.000 Mausstämme⁸, verglichen mit nur 4.218 Rattenstämmen (Rat Genome Database⁹). Diese Modelle haben neue Wege für die Untersuchung mechanistischer Treiber und Therapieansprechen für eine Reihe von Lungenerkrankungen eröffnet, darunter chronisch obstruktive Lungenerkrankung (COPD)¹⁰, Mukoviszidose (CF)¹¹, Lungenfibrose^12,13, pulmonale Hypertonie^14,15 und Asthma¹⁶.

Leider ist die Lungenforschung an Mäusen durch die verfügbaren Techniken zur Quantifizierung der Krankheitslast begrenzt. Studien stützen sich häufig auf terminale Verfahren, die 1) Informationen über die gesamte Lunge (biochemische Assays) oder lokalisierte Informationen (Histologie) liefern und 2) Querschnittsdesigns und große Stichprobengrößen erfordern. Damit erfassen sie weder räumliche noch zeitliche Krankheitsdynamiken. Im Gegensatz dazu kann die nicht-invasive, dreidimensionale Bildgebung die Struktur, die molekularen Prozesse und die Funktion in der Lunge im Zeitverlauf beurteilen.

Die Lungenstruktur (z. B. Anomalien der Atemwege und interstitielle Fibrose) kann mit Ultrakurz-Echozeit-MRT (UTE) und Mikrocomputertomographie (μCT) mit hoher Auflösung sichtbar gemacht werden. Funktionelle und mechanistische Informationen (z. B. Beatmung, Perfusion, Tumorstoffwechsel und Entzündungsprozesse) können mit exogenen Kontrastmitteln (z. B. Xenon-verstärkte CT und sauerstoffverstärkte UTE) und ionisierenden nuklearmedizinischen Ansätzen (d. h. Positronen-Emissions-Tomographie [PET] und Einzelphotonen-Emissions-Computertomographie [SPECT]) gewonnen werden. Die funktionelle Bildgebung ist jedoch aufgrund des geringen Kontrast-Rausch-Verhältnisses (insbesondere für sauerstoffverstärkte UTE bei den hohen Magnetfeldstärken, die für die präklinische MRT verwendet werden, bei denen T₁ verlängert wird) ohne den Einsatz ionisierender Modalitäten mit höheren als normalen Strahlungswerten eine Herausforderung. Während die Bildgebung mit diesen Modalitäten in Tiermodellen mit herkömmlichen Dosen gut vertragen wird, kann die kumulative Bestrahlung die Ergebnisse in Studien zu Immunologie, Entzündungen und Lungenkrebs verfälschen¹⁷. Die hyperpolarisierte (HP) Xenon-129 (¹²⁹Xe) Magnetresonanztomographie (MRT) liefert jedoch minimalinvasive, nicht strahlende und hochempfindliche strukturelle und funktionelle Informationen. Obwohl diese Technik in der präklinischen Forschung zur Charakterisierung von Erkrankungen wie Emphysem^18,19, Fibrose²⁰, Lungenkrebs²¹, COPD²² und strahleninduzierter Lungenschädigung²³ zu einem oder mehreren Zeitpunkten eingesetzt wurde, wird sie im präklinischen Umfeld nach wie vor zu wenig genutzt.

Um eine routinemäßige, präklinische ¹²⁹Xe-MRT zu ermöglichen, sind mehrere Voraussetzungen erforderlich, darunter institutionelle regulatorische Unterstützung, ein Hyperpolarisationsgerät, eine ¹²⁹Xe-abgestimmte Radiofrequenzspule (RF) und ein multinuklearfähiger Scanner. Obwohl fortgeschrittene Anwendungen 24,25,26,27,28,29,30,31,32,33 eine herstellerspezifische Impulsprogrammierung erfordern, die außerhalb des Geltungsbereichs dieses Protokolls liegt, können grundlegende Anwendungen mit bescheidenen Softwaremodifikationen erreicht werden. Daher konzentrieren wir uns auf die Qualitätskontrolle, die Handhabung von Magnetisierungen, die Datenerfassung und den Umgang mit Tieren – einschließlich der mechanischen Beatmung –, die für die präklinische ¹²⁹Xe-MRT einzigartig sind (Abbildung 1).

Bisher wurden bei der Bildgebung von Kleintieren ¹²⁹Xe drei MR-sichere Gaszufuhransätze eingesetzt, die jeweils Vor- und Nachteile haben: frei atmend, kolbengetrieben und Druckabfall. Die freie Atmung ermöglicht eine spontane Inhalation ohne Verletzungsgefahr durch Intubation oder Tracheotomie, verbraucht jedoch deutlich mehr HP-Gas und kann Bewegungsartefakte einführen^34,35. Kommerzielle kolbengetriebene Geräte sind selbstkalibrierend und sofort einsatzbereit, können aber unerschwinglich teuer sein³⁶. Der hier verwendete Druckabfall-basierte Ansatz ist in der Literatur gut beschrieben, modular, anpassbar und wird mit Open-Source-Code 37,38,39,40 ausgeführt. Darüber hinaus ist es kostengünstig und kostet in der Regel weniger als 10.000 US-Dollar und einige Wochen dedizierte Entwicklungszeit. Das Druckabfallbeatmungsgerät liefert ¹²⁹Xe aus einem Dosisbeutel in einem unter Druck stehenden Kanister, während es den Atemwegsdruck einer intubierten Maus überwacht.

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Abbildung 1: Überblick über das Protokoll zur routinemäßigen Erfassung von Xenon-129 (¹²⁹Xe) Magnetresonanztomographie (MRT) bei Mäusen. (A) Schritte zur Ersteinrichtung. (Hinweis: Die Scannerprogrammierung ist für jeden Anbieter einzigartig und wird in diesem Protokoll nicht beschrieben.) (B) Schritte zur täglichen Qualitätssicherung (QS) und Tierdaten. (C) Schritte für einen erfolgreichen Abschluss des Experiments und die Datenanalyse. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Hier sammeln und analysieren wir die drei gängigen Klassen von ¹²⁹Xe-MRT-Daten: Beatmung, diffusionsgewichtete Bildgebung (Alveolen-Luftraum-Größe) und Gasaustausch. Beatmungsbilder zeigen die Verteilung des eingeatmeten ¹²⁹Xe-Gases. Regionen der Lunge mit reduziertem Luftstrom erscheinen in HP-Gasbildern dunkel, und die Pathologie wird durch das Volumen der fehlerhaften Beatmung quantifiziert. Beim Menschen hat der Prozentsatz der Beatmungsdefekte (VDP) eine starke Wiederholbarkeit^41,42 und eine hohe Empfindlichkeit gegenüber Lungenobstruktion bei Krankheiten wie COPD 43,44,45 und Asthma^46,47 gezeigt.

Die eingeschränkte Diffusion der ¹²⁹Xe-Atome im Luftraum kann über den scheinbaren Diffusionskoeffizienten (ADC) gemessen werden und dient als Surrogat für die Luftraumgröße. Der ADC wird berechnet, indem ein Basisbild (b₀) ohne Diffusionsgewichtung und ein oder mehrere Bilder aufgenommen werden, die in Gegenwart einer bipolaren gradienteninduzierten Diffusionsgewichtung (b_N) aufgenommen wurden. Ein erhöhter ADC spiegelt eine Vergrößerung des Luftraums aufgrund von Alterung oder emphysematösem Umbau wider^18,48. Darüber hinaus ermöglicht die Verwendung mehrerer b-Wert-Bilder (≥4) die Berechnung detaillierterer morphometrischer Informationen (z. B. mittlerer linearer Schnittpunkt)^49,50.

Der Gasaustausch kann charakterisiert werden aufgrund von 1) der Löslichkeit von ¹²⁹Xe im Kapillarmembrangewebe, im Plasma und in den Erythrozyten (rote Blutkörperchen) und 2) durch die chemische Verschiebung von ¹²⁹Xe um >200 ppm im Downfield, wenn es in diesen Kompartimenten gelöst wird. Sowohl spektroskopische als auch bildgebende Daten geben Aufschluss über kardiopulmonale Erkrankungen (z. B. pulmonale Hypertonie und Linksherzinsuffizienz 51,52,53). Während viele Spezies (Menschen, Hunde und Ratten) einzigartige spektrale Peaks aufweisen, die von jedem Kompartiment ausgehen, fehlt Mäusen aufgrund von Unterschieden in den Wechselwirkungen zwischen Hämoglobin und Xenon ein einzigartiges Erythrozytensignal. Stattdessen werden in Mäusen alle gelösten Komponenten in einem einzigen Signal zusammengefasst⁵⁴. Es ist jedoch möglich, eine deutliche Erythrozytenresonanz bei transgenen Mäusen zu beobachten, die menschliches Hämoglobin exprimieren, wie sie in Modellen der Sichelzellkrankheit verwendet werden⁵⁴. Insgesamt bieten die gelöste 129-Xe-Spektroskopie und -Bildgebung einzigartige Einblicke in die kardiopulmonale Pathophysiologie bei Mäusen ^55,56.

Bevor Sie dieses Protokoll versuchen, ist es notwendig, Hintergrundinformationen über den MRT-Scanner, die mechanische Beatmung und die für Mausstudien erforderlichen Maushandhabungstechniken zu verstehen. Vor Beginn von Tierversuchen müssen alle Verfahren vom örtlichen Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC)⁵⁷ genehmigt werden. Da das gesamte magnetische Moment, das in der Lunge der Maus zur Verfügung steht, von Natur aus gering ist (d. h. das Tidalvolumen ~250 μL), muss die Voxelgröße 1000-fach kleiner sein als beim Menschen, um eine anatomisch äquivalente Auflösung zu erreichen. Auch die Atemfrequenz der Maus ist außerordentlich schnell (>100 Atemzüge/Minute). Daher sind die für die Bildgebung beim Menschen üblichen Verfahren mit nur einem Atemanhalten nicht durchführbar. Stattdessen können nur wenige HF-Anregungen in jedem Atemzug angewendet werden, so dass ¹²⁹Xe-Bilder über Dutzende bis Hunderte von Atemzügen kodiert werden müssen. Eine Impulsprogrammierung kann erforderlich sein, um ein externes Triggern von Aufnahmen zu ermöglichen und Slices, Phasencodierungen und/oder diffusionsgewichtete Bilder ordnungsgemäß zu schleifen, während das Signal-Rausch-Verhältnis (SNR), die Auflösung und die Scandauer ausgeglichen werden. Hier gibt das Beatmungsgerät einmal pro Atemzug einen TTL-Impuls (Transistor-Transistor-Logik) aus, um die Datenerfassung auszulösen (Abbildung 2).

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Abbildung 2: Repräsentativer Zeitpunkt für die maschinelle Beatmung und Datenerfassung. (A) Die benutzergesteuerte Beatmung kann die Datenerfassung am Ende der Inspiration, während des Atemanhaltens oder am Ende des Ausatmens auslösen. (B) Für diese radiale 3D-Beatmungssequenz definiert der Benutzer die Gesamtzahl der erfassten Projektionen und die Anzahl der Projektionen pro Atemzug. (C) Für ein schichtselektives, diffusionsgewichtetes 2D-Bild definiert der Benutzer die Reihenfolge der Schichten, b-Wert-Bilder und Phasenkodierungen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Um eine zuverlässige Beatmung und ¹²⁹Xe-Verabreichung zu ermöglichen, sind robuste Sedierungs- und Intubationsverfahren erforderlich. Für jede Studie müssen die nachgelagerten Wirkungen jedes Anästhetikums berücksichtigt werden - einschließlich Änderungen der Minutenbeatmung, der Herzfrequenz (HF) und des Blutdrucks 58,59,60,61,62,63,64,65,66. Während eine Vielzahl von Beruhigungsmitteln für die präklinische HP-Gas-MRT verwendet wurde, verwenden wir aufgrund seiner Verfügbarkeit, Kosteneffizienz, Zuverlässigkeit und Dauer eine Mischung aus Ketamin, Xylazin und Acepromazin^67,68. Nach der Sedierung müssen die Tiere intubiert werden, um eine effektive mechanische Beatmung zu gewährleisten. Die Intubation von Mäusen ist aufgrund der geringen Größe ihrer Anatomie schwierig, daher ist es wichtig, diese Technik gründlich zu trainieren. Wir ermutigen die Prüfärzte, die veröffentlichten Videoprotokolle^{zu überprüfen 69,70}. Da die meisten kommerziellen Intubationskanülen Edelstahl enthalten, führen wir eine Technik zur Herstellung metallfreier (d. h. MRT- und HP-Gas-kompatibler), keilförmiger Kanülen ein, die an den Durchmesser der Atemwege angepasst werden können, um eine luftdichte Abdichtung mit der Trachealwand der Maus zu schaffen.

Da ¹²⁹Xe-Bilder über viele Atemzüge hinweg gesammelt werden, sind die Einstellungen des Beatmungsgeräts von entscheidender Bedeutung. Schützende Beatmungsstrategien müssen sorgfältig abgewogen werden, um Lungenschäden zu verhindern 71,72,73,74. Insbesondere die Verwendung eines niedrigen Tidalvolumens (TV), eines moderaten positiven endexspiratorischen Drucks (PEEP) und alveolärer Rekrutierungsmanöver (RMs) verringert das Risiko einer beatmungsinduzierten Lungenverletzung bei menschlichen Patienten und Tiermodellen 75,76,77,78,79,80,81. Hier empfehlen wir eine einfache Technik, die mit einer mechanischen ¹²⁹Xe-Beatmung mit Druckabfall kompatibel ist, die schützend ist und ein ausreichendes ¹²⁹Xe-Bild-SNR bietet. Konkret wenden wir PEEP an, indem wir ein handelsübliches PEEP-Ventil an die Ausatemleitung des Beatmungsgeräts anschließen. Um RMs durchzuführen, muss die Ausatemleitung geschlossen werden, so dass das Tier mehrere Einatmungen ohne Ausatmung erhält, bis ein Zieldruck und eine Zieldauer erreicht sind.

Durchgehend stellen wir allgemeine Beatmungseinstellungen zur Verfügung, aber es wird empfohlen, die Literatur zu überprüfen, um spezifische Studienziele zu erreichen^82,83. Neben der Überwachung des inspiratorischen Spitzendrucks während der mechanischen Beatmung ist es wichtig, die Temperatur des Tieres zu überwachen, was mit Standardmethoden zur Überwachung der Maustemperatur erfolgen kann. Die Überwachung der Herzfrequenz über ein Elektrokardiogramm (EKG) ist zwar nicht erforderlich, kann aber von Vorteil sein. Das EKG kann anzeigen, ob ein Tier aus der Sedierung, einer Überdosierung oder einer Belastung erwacht, so dass der Forscher eingreifen kann.

Das von uns beschriebene Protokoll ist darauf ausgelegt, ¹²⁹Xe-3D-radiale Beatmungsdaten⁶¹, diffusionsgewichtete 2D-GRE-Daten⁷⁶ und dynamische Impulserfassungsspektroskopie-Gasaustauschdaten zu erfassen. Dieses Protokoll zielt darauf ab, die Lücke zwischen der präklinischen Forschung in Kleintiermodellen und dem Potenzial der ¹²⁹Xe-MRT zu schließen, um unser Verständnis von Lungenerkrankungen zu verbessern.

Protokoll

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Alle hier beschriebenen Methoden wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Cincinnati Children's Hospital Medical Center genehmigt.

1. Erstvorbereitung des Standorts

Erstellen und testen Sie ein thermisch polarisiertes ¹²⁹Xe-Gasphantom (Abbildung 3).
1. Besorgen Sie sich ein Gefäß aus Borosilikatglas (~60 ml), ein Kolbenventil mit einem O-Ring mit Frontdichtung und einen geschliffenen Schaft aus Borosilikatglas, alle mit einer Nennleistung von bis zu 150 psig. Stellen Sie sicher, dass keine magnetischen Teile vorhanden sind. Befestigen Sie eine Klemmverschraubung am Glasstiel. Festziehen, um eine gasdichte Abdichtung herzustellen.
2. Schließen Sie das Gefäß an eine Vakuumpumpe und einen Sauerstoffbehälter an, wie in Abbildung 3A beschrieben. Vakuumbehälter bis weniger als 100 mTorr Absolutdruck.
3. Füllen Sie das Gefäß mit Sauerstoff bis zu einem Druck von 1,5 atm, um den ¹²⁹Xe T₁ von > 30 min auf ~2 s zu reduzieren (bei 7 T Magnetfeldstärke; Verwenden Sie für einen 9,4-T-Scanner 1,6 atm Sauerstoff). Gefäß versiegeln.
  ANMERKUNG: Bei höheren Feldstärken ist ein etwas höherer Sauerstoffpartialdruck erforderlich, um T₁≤ 2 s⁸⁴ zu erreichen.
4. Füllen Sie ein gasundurchlässiges Reservoir mit 400 mL isotopenangereichertem Xenon (85% ¹²⁹Xe).
  HINWEIS: Die natürliche Häufigkeit von Xenon (26% ¹²⁹Xe) kann ebenfalls verwendet werden, aber die Signalmittelung muss erhöht werden, um die ~3-fache Verringerung des SNR abzuschwächen.
5. Verbinden Sie das Gefäß mit dem Reservoir von ¹²⁹Xe. Vakuumschlauch bis zu einem Absolutdruck von weniger als 100 mTorr.
6. Füllen Sie eine Tischflüssigkeit N₂ Dewar mit offenem Mund auf ~90%. Tauchen Sie den Boden des Behälters (~5 cm) in flüssigen Stickstoff, um O₂ zu kondensieren und ein Vakuum zu erzeugen (Abbildung 3B). Öffnen Sie im eingetauchten Zustand das Ventil, damit ¹²⁹Xe aus dem Behälter in den Behälter fließen kann (Abbildung 3C).
7. Verschließen Sie das Kolbenventil, indem Sie langsam an der Spindel ziehen, bis das Zuflussloch im Kolben am O-Ring vorbei gezogen wird. Unmittelbar nachdem das Loch den O-Ring passiert hat, ziehen Sie es von Hand fest, um das Gefäß abzudichten. Nehmen Sie das Gefäß von flüssigem Stickstoff und lassen Sie es auftauen.
  HINWEIS: Nach dem Auftauen wird das Gefäß auf ~4,5 atm (2 atm O₂ + 2,5 atm ¹²⁹Xe) unter Druck gesetzt.
8. Schützen Sie die Glaswaren (z. B. Behälter in einen gepolsterten Rohrbehälter aus Polyvinylchlorid (PVC) einsetzen, Abbildung 3D).
  HINWEIS: Bei ordnungsgemäßer Wartung kann das Phantom den Druck für ein Jahrzehnt oder länger aufrechterhalten.
9. Messen Sie den T₁ des Phantoms (z. B. mit einer spektroskopischen Inversionswiederherstellungssequenz). Bestätigen Sie T₁ < 2 s für 7 T Scanner. Gleissignal und T₁ im Zeitverlauf für die Qualitätssicherung (QA).

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Abbildung 3: Erstellung eines thermisch polarisierten ¹²⁹Xe-Gasphantoms, das von dem in Schritt 1.1 beschriebenen Protokoll geleitet wird. Die Partialdrücke O₂ und ¹²⁹Xe können verändert werden, um den T₁ so anzupassen, dass er das entsprechende ¹²⁹Xe T_1-fache und die Signalstärke bei einer gegebenen Feldstärke⁸⁴ ergibt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Führen Sie die Qualitätssicherung mit dem thermisch polarisierten Gasphantom durch (Tabelle 1 und Abbildung 4).
1. Platzieren Sie die ¹²⁹Xe-Spule im Isozentrum des Magneten und zentrieren Sie das ¹²⁹Xe-Gasphantom in der Spule. Stellen Sie in einer einzelnen Impuls-und-Erfassungssequenz ("Einzelimpuls") die Arbeitsfrequenz so ein, dass sie der ungefähren ^{Gasfrequenz von 129}Xe im Phantom entspricht (~83,07 MHz bei 7T).
2. Zentrieren Sie die Erfassungs- und Anregungsfrequenzen auf die ¹²⁹Xe Larmor-Frequenz und verwenden Sie diese Frequenz für alle ¹²⁹Xe-Scans zur Phantomkalibrierung und Qualitätskontrolle. In Tabelle 1 finden Sie experimentelle Parameter für alle QA-Scans. Vergewissern Sie sich, dass das Phantom mit einem Phantomlokalisierer zentriert ist (Abbildung 4A).
3. Führen Sie ein Nutationsexperiment durch, um den Flip-Winkel zu kalibrieren: Unter der Annahme, dass das SNR ausreichend ist, verwenden Sie einzelne HF-Impulse mit einem Wiederholungszeitabstand (TR) > 5 x T₁. Erhöhen Sie bei jeder Erfassung schrittweise die HF-Leistung, bis das Signal null wird und zu invertieren beginnt. Der hier verwendete Standard lautet: Anzahl der Impulse = 65; TR = 10 s; Impulsdauer = 125 μs; HF-Leistung = 1-13,8 W, in Schritten von 0,2 W
4. Fourier-Transformation und Phase des ersten Spektrums (d. h. des Spektrums mit der geringsten HF-Leistung). Wenden Sie für alle Spektren die gleiche Phasenlage an. Plotten Sie die realen Spektren als Funktion der HF-Impulsleistung (Abbildung 4B).
5. Die Leistung, die einen Null-Peak (d. h. eine minimale Peakhöhe) erzeugt, entspricht dem 180°-Flip-Winkel. Erreichen Sie einen Schwenkwinkel von 90°, indem Sie die gleiche Leistung bei halber Pulslänge verwenden, die zum Erzeugen des Schwenkwinkels von 180° erforderlich ist. Vorausgesetzt, die Scannersoftware lässt dies zu, stellen Sie diese 90°-Referenzleistung und Impulslänge für die anschließende Flip-Winkel-Skalierung ein.
6. Verwenden Sie einen einzelnen Impuls zum Shiming, indem Sie die volle Breite bei halbem Maximum des ¹²⁹Xe-Spektrums (TR ~ 1 s) minimieren. Zentrieren Sie die Frequenz nach dem Shimming ggf. neu. Zeichnen Sie die Hälfte maximal in voller Breite auf.
7. Führen Sie den QA-Scan des ¹²⁹Xe durch (Tabelle 1 und Abbildung 4C). Zeichnen Sie QA-Daten auf: SNR, mittleres Phantomsignal und Standardabweichung des Rauschens.

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Abbildung 4: Qualitätssicherung vor dem Scan. (A) Ein niedrig aufgelöster 2D-GRE-Koronaphantom-Lokalisierer stellt sicher, dass das Phantom im Magneten zentriert ist. (B) Ein Nutationsexperiment zum Einstellen eines 90°-Pulses zeigt einen Null-Peak beim 180°-Puls. (C) Nach der Lokalisierung und Kalibrierung des Flip-Winkels wird ein 2D-GRE-QA-Bild mit höherer Auflösung aufgenommen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Protokoll-Kurzbezeichnung	Beschreibung der Sequenz	TR (ms)	TE (ms)	Durchschnitte / Wiederholungen	Flip-Winkel (°)	Matrixgröße oder N_Punkte	Sichtfeld (mm²)	HF BW (kHz)	Dicke der Scheibe / Platte (mm)	Dauer des Scans
Einzelner Impuls	Impuls erfassen	1000		1 / 1	60	2048		10		1 Sek.
Phantom-Lokalisierer	2D GRE	200	3.7	20 / 1	48	60 × 32	120 × 48	3	60	2 Minuten
Flip-Winkel-Kalibrierung	Impuls erfassen	7000		1 / 65	20	2048		5.12		7,5 Minuten
¹²⁹Xe QA	2D GRE	5000	3.3	8 / 1	90	32²	32²	3	40	21 Minuten

Tabelle 1: Sequenzparameter für die Qualitätssicherung der Phantomkalibrierung. TR = Wiederholzeit, TE = Echozeit, N_pts = Anzahl der Punkte, FOV = Sichtfeld, BW = Bandbreite. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Polarisation planen (Abbildung 5A, B).
1. Wählen Sie das polarisierte ¹²⁹Xe-Volumen und die Akkumulationszeit: 400 ml in 15 Minuten sind optimal für dieses Protokoll (Abbildung 5), können aber leicht für andere Anwendungen und Geräte angepasst werden.
2. Unter der Annahme eines bekannten Totvolumens innerhalb des Hyperpolarisators (z. B. V_Totvolumen = 80 mL) berechnen Sie die Durchflussrate (F_Xe in SLM) für ein _gewünschtes Dosiervolumen V, ¹²⁹Xe Gasfraktion f und die Akkumulationszeit t_acc:
  (1)
  HINWEIS: Längere Produktionszeiten führen in der Regel zu einer höheren Polarisation, sind jedoch für die In-vivo-Bildgebung möglicherweise nicht praktikabel. Verwenden Sie ein geeignetes Modell für den Hyperpolarisator 85,86,87,88, um eine Durchflussrate zu bestimmen, die Produktionszeit und Polarisation ausgleicht. Hier wurde das Modell von J. W. Plummer et ^al.89 (Abbildung 5A) verwendet. Dies gilt für Polarisatoren mit kontinuierlicher Strömung und ist nicht anwendbar für Hyperpolarisatoren mit gestoppter Strömung⁹⁰.
3. Polarisieren Sie das Gas nach diesen Parametern, messen Sie die Polarisation mit einem kommerziellen oder selbstgebauten Gerät und vergleichen Sie sie mit der vorhergesagten Polarisation für die Qualitätssicherung.
4. Messen Sie den Polarisationsverlust während des Transports. Wenn die Polarisation um einen ausreichend großen Betrag abnimmt (z. B. >10 %), bauen Sie eine magnetische Tragetasche, um die Polarisation während des Transports zu schützen. Siehe Ergänzende Datei 1: Umgang mit Polarisation während des Transports und Ergänzende Abbildung 1.

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Abbildung 5: Polarisationsmanagement. (A) Polarisation und produziertes Volumen sind eine Funktion der Akkumulationszeit und der Durchflussrate. Ein 400-ml-Beutel mit Gas sorgt für eine hohe anfängliche Polarisation (~35%) über 20 Minuten. Die Verwendung von 1 l Gas mag zwar attraktiv erscheinen, hat aber eine geringere anfängliche Polarisation (~20%). (B) Nach ~15 Minuten Belüftung würde eine 1-Liter-Charge HP ¹²⁹Xe auf <10 % Polarisation erschöpft sein, während 600 ml Gas¹¹⁶ % übrig blieben. Die Verwendung mehrerer 400-ml-Beutel mit ¹²⁹Xe sorgt somit für eine höhere durchschnittlich abgegebene Polarisation. C) Stellen, an denen sich das Primärfeld und das aktive Abschirmfeld kreuzen (roter Kasten an Position (N,N,N)), können zu einer schnellen Entspannung des HP ¹²⁹Xe führen. Die Charakterisierung des Streifenfeldes des Magneten hilft bei der Identifizierung sicherer Zonen, in denen Reservoirs von HP ¹²⁹Xe ohne schnelle Entspannung platziert werden können (grüner Kasten an Position (0,0,n)). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Ergänzende Datei 1: Umgang mit Polarisation während des Transports. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Messen Sie den positionsabhängigen T₁ von HP ¹²⁹Xe innerhalb des Streifenfeldes (Abbildung 5C).
1. Erstellen Sie Referenzpunkte mit bekannten Abständen und Positionen relativ zum Magnet-Isozentrum entlang der X-, Y- und Z-Dimensionen. Markieren Sie das Isozentrum und beschriften Sie die anderen Positionen n bis N. Die Anzahl der zu untersuchenden Positionen hängt vom verfügbaren Platz ab.
2. Hyperpolarisieren Sie ein kleines Volumen von ¹²⁹Xe (~250 mL) und transportieren Sie es in den MRT-Kontrollraum. Füllen Sie eine große Spritze (50-100 mL) mit ¹²⁹Xe und platzieren Sie sie am Isozentrum innerhalb des Magneten (Position 1 in Abbildung 5C). Spielen Sie einen ~1° Flip-Winkel-Impuls ab, um das Signal zu messen.
3. Lassen Sie die Spritze ~10 Minuten lang in Position und nehmen Sie dann ein weiteres Spektrum auf. Messen Sie das Signal alle 10 Minuten neu, bis das Signal um mindestens 1 T₁ abgefallen ist (d. h. das Signal ist auf ~1/3 seines Anfangswerts abgeklungen).
4. Starten Sie ein neues T_1-Experiment mit einer neuen Spritze ¹²⁹Xe, indem Sie Schritt 1.4.2 wiederholen.
5. Bringen Sie die Spritze in eine neue Position (z. B. Position n in Abbildung 5C) und lassen Sie sie dort 10 Minuten lang. Bringen Sie die Spritze wieder in das Isozentrum zurück, um ein zusätzliches Schwenkwinkelspektrum von ~1° zu erfassen.
6. Wiederholen Sie diesen Vorgang: Bewegen Sie die Spritze in Position n, warten Sie 10 Minuten, setzen Sie sie wieder auf das Isozentrum und messen Sie das Signal erneut, bis es mindestens 1 T₁ abgeklungen ist.
7. Wiederholen Sie die Schritte 1.4.4 - 1.4.6 für die verbleibenden Referenzpositionen, die die X-, Y- und Z-Richtungen abdecken.
8. Das Anfangssignal (S₀) zerfällt monoexponentiell über n HF-Pulse mit einem θ-Flip-Winkel. Passen Sie das Signal (S) als Funktion der Zeit (t) in das Streifenfeld ein, um T₁ in jeder Position zu berechnen:
  (2)
9. Identifizieren Sie eine Position mit ausreichendem T₁ (>20 min) für die Platzierung des ¹²⁹Xe-Reservoirs.
Erstellen Sie metallfreie Intubationskanülen (Abbildung 6).
1. Besorgen Sie sich zwei venöse Verweilkatheter aus Polytetrafluorethylen (PTFE) mit Luer-Konnektoren. Entsorgen Sie die Nadeln in einem Behälter zur Entsorgung scharfer Gegenstände.
  HINWEIS: Verwenden Sie für Mäuse >25 g Katheter mit 18 g und 20 g. Verwenden Sie bei kleineren Tieren 20 g und 22 g Katheter.
2. Schneiden Sie den Luer-Konnektor von den Kathetern ab. Führen Sie den kleineren Katheter in das obere Ende des größeren Katheters ein, um eine sich stärker verjüngende und längere Kanüle zu erhalten. Schneiden Sie die Kompositkanüle auf ~4,6 cm mit abgeschrägtem Ende, ohne die Luer-Basis (Abbildung 6A, B).
3. Schneiden Sie das breitere Ende einer 200-μl-Pipettenspitze auf eine Länge von ~2,6 cm ab (Abbildung 6C).
4. Beschichten Sie die Innenseite der Pipettenspitze mit allgemeinem Trennschmiermittel. Verwenden Sie eine weitere Pipettenspitze, die in das Gleitmittel eingeführt wird, um es dünn zu verteilen. Füllen Sie die Pipettenspitze mit Acetoxysilikon-Vulkanisationspaste Epoxidharz (Abbildung 6D, E).
5. Stecken Sie die Kanüle mit einem 22-G-Draht ein, der aus beiden Enden herausragt. Führen Sie den Kanülenschlauch durch das Silikon in der Pipettenspitze. Verlängern Sie das Röhrchen ~7 mm über das Ende der Pipettenspitze hinaus (Abbildung 6F, G).
6. Schieben Sie das Kanülenröhrchen an der breiteren Seite der Pipettenspitze durch einen Luer-Stecker aus Kunststoff und kleben Sie die Teile mit dem Epoxidharz zusammen. Schneiden Sie den Schlauch ab, der über den Luer-Anschluss hinausragt (Abbildung 6H).
7. Warten Sie, bis das Epoxidharz getrocknet ist (>24 h), und entfernen Sie dann vorsichtig die Silikon-Intubationskanüle aus der Pipettenspitzenform. Entfernen Sie den Draht von der Kanüle und stellen Sie sicher, dass der Schlauch nicht verschlossen wurde (Abbildung 6I).
8. Um einen Griff für eine einfache Intubation herzustellen, verbinden Sie den Schlauch (1/16" oder 1/8") mit einer Luer-Buchse. Wenn Sie für die Intubation bereit sind, verbinden Sie diese weibliche Luer-Konnektorin mit der männlichen Luer-Intubationskanüle. Dieses Stück kann nach der Intubation leicht abgelöst werden (Abbildung 6J).
9. Desinfizieren Sie vor jeder Anwendung bei Tieren: Wischen Sie die Außenseite der Kanüle mit 70% Alkohol ab. Wischen Sie den 20-G-Draht mit einem Desinfektionsmittel ab und führen Sie den Draht durch die Kanüle, um das Innere zu desinfizieren und sicherzustellen, dass keine Verstopfungen entstehen.

figure-protocol-6
Abbildung 6: Herstellung von MRT- und HP ¹²⁹Xe-kompatiblen Maus-Intubationskanülen. Diese Kanülen bestehen aus Venenkathetern, Pipettenspitzen und Silikondichtmittel, wie in Schritt 1.5 beschrieben. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

2. Tägliche Datenerfassung

HINWEIS: Siehe Ergänzende Datei 2: QS-Checkliste für präklinische Scans.

Ergänzende Datei 2: QS-Checkliste für präklinische Scans. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Führen Sie die tägliche Qualitätskontrolle des Scanners durch und richten Sie das Beatmungsgerät ein (Abbildung 4).
1. Führen Sie bei Phantomen QA-Protokolle auf dem Scanner aus (siehe Tabelle 1 für QA-Scan-Parameter und Schritt 1.2 für tägliche Qualitätskontrollschritte).
2. Kalibrieren Sie das Beatmungsgerät nach der Methode von J. Nouls et ^al.38. Siehe Ergänzende Datei 3: Kalibrierung von Beatmungsgeräten, Ergänzende Abbildung 2 und Ergänzende Abbildung 3.
3. Legen Sie die Beatmungsgeräteeinstellungen für die Bildgebung am Ende der Inspiration fest (Tabelle 2). Stellen Sie das Tierbett auf das Scannergestell und das Lebenserhaltungsmodul (d. h. mechanische Beatmungsgeräteteile) auf den Tisch neben dem Scanner.
4. Aktivieren Sie die standortspezifische Tierheizung. Stellen Sie eine Heizung auf 35,5 - 40 °C ein, schalten Sie die Umluft ein und platzieren Sie den Luftschlauch in einem Abstand von ~5" von der Stelle, an der der Kopf des Tieres aufliegt, um die Bohrung des Scanners vorzuwärmen.

Einstellung der Belüftung	Empfehlung für HP ¹²⁹Xe MRT	Notizen
Tidalvolumen (TV)	8–10 ml/kg ideales Körpergewicht	Mäßiges Fernsehen; Niedriger Fernseher erfordert einen höheren BR, was zu Bewegungsartefakten in Bildern führen kann
Positiver endexspiratorischer Druck (PEEP)	2–6 cmH₂Ω
Atemfrequenz (BR)	80–120 Br/min
Rekrutierungsmanöver (RMs)	~35 cmH₂O für 6 s alle 5 min
Dauer der Beatmung; Position	< 6 h; Supinum	Rückenlage, um die Bewegung des Brustkorbs besser sehen zu können
Anteil des eingeatmeten Sauerstoffs (F_IO₂)	0.3–0.5	Verhindern Sie Hypoxie bei anästhesierten Mäusen
Inspiratorisches zu exspiratorisches Verhältnis (I:E)	1:2–1:4
Inspiratorisch zur Gesamtzyklusdauer	0.2–0.4
Minimale Belüftung	≥0,57 mL·^g-1·^min-1
Unsere Ansprüche:
BR = 80 b/min, Inspirationsdauer = 200 ms, F_IO₂ = 0,3
Bildgebung am Ende der Inspiration: Atemanhalten = 200 ms, Triggerverzögerung = 200 ms nach Beginn der Inspiration
Bildgebung während des Atemanhaltens: Atemanhalten = 250 ms, Triggerverzögerung = 250 ms nach Beginn der Inspiration
Bildgebung am Ende der Exspiration: Atemanhalten = 200 ms, Triggerverzögerung = 650 ms nach Beginn der Inspiration

Tabelle 2: Empfohlene Beatmungsgeräteeinstellungen für ^{die 129}Xe-Bildgebung. Die Parameter können für spezifische Studienziele und experimentelle Bedingungen fein abgestimmt werden 117,118,119,120,121,122,123,124. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Ergänzende Datei 3: Kalibrierung des Beatmungsgeräts. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Betäubung und Intubation des Tieres.
1. Schalten Sie den Inkubator auf 27,7 °C und/oder das elektrische Heizkissen auf 37,7 °C ein. Messen und notieren Sie die Körpermasse des Tieres. Berechnen Sie die Beruhigungsmitteldosierung basierend auf der Masse. In Tabelle 3 finden Sie ein typisches Dosierungsschema.
2. Injizieren Sie das Beruhigungsmittel intraperitoneal. Notieren Sie sich den Zeitpunkt der Injektion und stellen Sie den Timer für die nächste Dosis des Beruhigungsmittels ein.
  HINWEIS: Führen Sie die verbleibenden Schritte in Abschnitt 2 (Tägliche Datenerfassung) so schnell wie möglich aus, um die Zeit unter Sedierung und das Risiko einer Überdosierung zu minimieren.
3. Tragen Sie Augenschmiermittel auf die Augen des Tieres auf und setzen Sie das Tier in einen Käfig auf dem Heizkissen oder in einen Inkubator, um eine Unterkühlung zu vermeiden.
4. Bestätigen Sie, dass das Tier vollständig sediert ist, indem Sie 10-15 Minuten nach der Beruhigungsmittelinjektion einen Zehenquetschtest durchführen⁶⁸. Intubieren Sie nach den in Das et ^al.69 beschriebenen Verfahren.
  HINWEIS: Der Artikel von Das et ^al.69 wird von einer umfassenden Videodemonstration der Technik begleitet. Die Schritte sind wie folgt:
5. Hängen Sie das Tier in Rückenlage an den Zähnen auf ein schräges Brett. Verwende einen Nagetier-Zungenspatel, um die Zunge herauszuziehen.
6. Um sicherzustellen, dass die Stimmbänder sichtbar sind, geben Sie weißes Licht über ein Glasfaserkabel in der Intubationskanüle oder ein helles Licht, das an der Außenseite des Rachens platziert wird. Führen Sie die Kanüle weniger als 5 mm über die Stimmbänder hinaus ein.
7. Stellen Sie sicher, dass sich die Kanüle in der Luftröhre und nicht in der Speiseröhre befindet, indem Sie sie mit einem Schlauch verbinden, in dem sich ein kleiner Wassertropfen befindet. Wenn sich der Wassertropfen im Takt mit den Atemzügen des Tieres bewegt, ist die Positionierung wahrscheinlich korrekt.

Agent	Dosis	Route	Dauer	Kommentare
Inhalative Wirkstoffe
Isofluran	Induktion: 4 % – 5 % Wartung: 1%– 3% oder zur Wirkung	Eingeatmet	Während des kontinuierlichen Flusses	• Erfordert die Verwendung eines kalibrierten Verdampfers
Injizierbare Mittel
Empfohlen: Ketamin + Xylazin + Acepromazin	90 + 9 + 3 mg/kg	Intraperitoneal	20–60 Minuten	• Schafft Anfälligkeit für Unterkühlung
				• Bei wiederholter Dosierung wird empfohlen, auf eine Ketamin + Xylazin-Mischung umzusteigen, um eine Überdosierung zu vermeiden
				• Verursacht Erschütterungen, wenn es nachlässt. Halten Sie sich bei der Bildgebung strikt an den Dosierungsplan
				• Kann Bradykardie verursachen
Ketamin + Xylazin	90 + 9 mg/kg	Intraperitoneal	20–40 Minuten	• Siehe oben (Ketamin + Xylazin + Acepromazin)
Pentobarbital	50 - 70 mg/kg	Intraperitoneal	20–60 Minuten	• Senkt die Atemfrequenz und -bewegung
				• Die Kosten können unerschwinglich sein
				• Pharmazeutische Qualität ist möglicherweise nicht verfügbar
Haftungsausschluss: Dies sind allgemeine Richtlinien. Konsultieren Sie vor der Implementierung einen Tierarzt, um weitere Informationen zu erhalten.

Tabelle 3: Gängige Anästhesieformel für Mäuse. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Tiere belüften (Tabelle 2).
1. Befestigen Sie das Tier über den Luer-Konnektor an der Intubationskanüle am Beatmungsgerät. Überwachen Sie die Zwerchfellbewegung und den maximalen Inspirationsdruck (~10-12 cm H₂O für ein Atemzugvolumen von 10 ml/kg Körpergewicht). Wenn der Druck oder die Atembewegung abnormal ist, passen Sie den Halswinkel und die Tiefe der Kanüle sorgfältig nach Bedarf an.
2. Stellen Sie sicher, dass die Intubationskanüle luftdicht ist, indem Sie ein Rekrutierungsmanöver durchführen: Verhindern Sie das Ausatmen (z. B. mit einem Finger die Ausatemöffnung blockieren), so dass das Tier mehrmals einatmet, ohne auszuatmen.
  HINWEIS: Wenn der Atemwegsdruck 35 cmH₂O Spitzeninspirationsdruck über ~6 s erreicht, ist die Atemwegsdichtung ausreichend dicht. Wenn nicht, lesen Sie die Diskussion zur Problembehandlung.
3. Lassen Sie die normale Ausatmung wieder aufnehmen. Führen Sie Rekrutierungsmanöver zwischen den Scans und alle ~5 Minuten durch, wenn Sie nicht scannen, um die Lungencompliance aufrechtzuerhalten und Atelektasen zu verhindern. Verbinden Sie das PEEP-Ventil mit der Ausatemleitung. Stellen Sie den PEEP auf 4 cmH₂°C ein. Beobachten Sie, wie der inspiratorische Spitzendruck um diesen Betrag ansteigt.
4. Planen und initialisieren Sie nach erfolgreicher Intubation die Produktion von HP ¹²⁹Xe um das Beruhigungsmittel-Redosisschema herum, um zu verhindern, dass das Tier während eines Scans aufwacht. Überwachen Sie die Körpertemperatur während des gesamten Experiments.
Datenerfassung: Sammeln Sie Lüftungsbilder.
HINWEIS: Die Datenerfassungsschritte 2.4, 2.5 und 2.6 können in beliebiger Reihenfolge ausgeführt werden
1. Stellen Sie das Beatmungsgerät gemäß Tabelle 2 für die Bildgebung am Ende der Inspiration ein.
2. Laden Sie die folgenden Setup-Protokolle: Proton Animal Localizer, Einzelpuls zur Zentrierung auf die Gasfrequenz in der Lunge der Maus und ¹²⁹Xe Animal Localizer. In Tabelle 4 finden Sie die Scan-Parameter.
3. Positionieren Sie das Tier im Isozentrum und bestätigen Sie, dass sich die Brusthöhle in der Mitte des Sichtfeldes mit Protonenlokalisierung befindet. Wenn Sie Einfrequenzspulen verwenden, ersetzen Sie die Protonenspule durch eine ¹²⁹Xe-abgestimmte HF-Spule.
4. Zeichnen Sie eine Polarisation ^{von 129}Xe auf und transportieren Sie sie zum MRT-Scanner. Siehe Ergänzende Datei 4: QA-Checkliste für die Xenon-Polarisation.
5. Legen Sie einen Beutel mit ¹²⁹Xe in den Beatmungsbehälter und verschließen Sie ihn. Schließen Sie den Behälter in einer Linie mit dem Ventilator an und lassen Sie den Behälter unter Druck setzen (3 - 6 psig).
6. Mechanische Beatmung ¹²⁹Xe einleiten. Jedes Mal, wenn die ¹²⁹Xe-Beatmung aktiviert wird, lassen Sie das Tier ~5 Atemzüge durchführen, bevor Sie einen Scan starten, um die funktionelle Restkapazität der Lunge zu überprüfen.
  HINWEIS: Wechseln Sie zwischen ¹²⁹Xe-Scans zum N₂/O_2-Gemisch, um hyperpolarisiertes Gas zu sparen.
7. Passen Sie die Arbeitsfrequenz mit einem einzigen Impuls an die In-vivo-Resonanzfrequenz von gasförmigem ¹²⁹Xe an (~83,07 MHz bei 7 T) an. Kopieren Sie die Frequenz auf alle nachfolgenden Scans der Gasphase ¹²⁹Xe. Führen Sie ^{eine 129}Xe-Lokalisierung durch, um zu bestätigen, dass sich die Lungen im Isozentrum befinden.
8. Laden und starten Sie die radiale Lüftungssequenz ¹²⁹Xe. Überwachen Sie den inspiratorischen Spitzendruck.
  HINWEIS: Wenn das ¹²⁹Xe-Gas ausgeht, bevor das Protokoll abgeschlossen ist, sinkt der Spitzeninspirationsdruck schnell ab. Ein 400-ml-Beutel mit ¹²⁹Xe kann eine 30-g-Maus ~24 Minuten lang beatmet, wenn er mit 70 % beatmet ^{wird, 129}Xe bei 80 Atemzügen pro Minute mit einem Atemzugvolumen von 10 ml/kg idealem Körpergewicht.
9. Wenn der Scan abgeschlossen ist, wechseln Sie zur Belüftung mit dem N₂/O_2-Gemischund entfernen Sie den leeren Beutel mit ¹²⁹Xe.
10. Für die Bildgebung am Ende der Exspiration ändern Sie die Dauer des Atemanhaltens und die Auslöseverzögerung gemäß Tabelle 2 und wiederholen Sie die Schritte 2.4.2 - 2.4.9.
11. Exportieren Sie die Rohdaten aus dem Scanner.

Protokoll-Kurzbezeichnung	Beschreibung der Sequenz	Auslösen	TR (ms)	TE (ms)	Wiederholungen	Flip-Winkel (°)	Matrixgröße oder N_Punkte	Sichtfeld (mm²)	HF BW (kHz)	Dicke der Scheibe/Platte (mm)	Dauer des Scans
Einzelner Impuls	Impulserfassung (Gasphase)	Wahlfrei	1000		1	60	2048		10		1 Sek.
Tier-Lokalisierer	2D GRE	Ja	50	1.7	1	60	64² kg	32²	3	25	60 Sek.
Radiale Belüftung	3D Multi-Echo radial	Ja	20	Siehe Bildunterschrift	1	30	61³ kg	22³	32.05	30	16 Minuten
Gelöste Phase, Einzelimpuls	Impulserfassung (gelöste Phase)	Nein	80		1	90	512		10.35		80 ms
Dynamische Spezifikation der gelösten Phase.	Impulserfassung (gelöste Phase)	Nein	50		1000	90	512		10.5		50 Sek.
Diffusionsgewichtet	2D GRE	Ja	12.2	8.1	4	45	64² kg	32²	3	1.5	18 Minuten

Tabelle 4: In vivo Sequenzparameter. Die zuvor beschriebene 3D-Multiecho-Radialventilationssequenz³⁹ nimmt Bilder mit einer Echozeit von 6 Echozeiten auf. Die Ergebnisse sind für das erste Echobild dargestellt (TE = 1,12 ms, Abbildung 7). Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Ergänzende Datei 4: QA-Checkliste für die Xenon-Polarisation. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Datenerfassung: Führen Sie eine dynamische Spektroskopie der gelösten Phase durch.
1. Stellen Sie das Beatmungsgerät gemäß Tabelle 2 für die Bildgebung während des Atemanhaltens ein. Stellen Sie den BR auf 100 Atemzüge/min ein. Bereiten Sie sich auf einen neuen Beutel mit ¹²⁹Xe vor, wie in den Schritten 2.4.2 - 2.4.5 beschrieben.
2. Mechanische Beatmung ¹²⁹Xe einleiten. Laden Sie einen einzelnen Impuls und lassen Sie ihn ausführen, um die Arbeitsfrequenz an die gelöste Frequenz anzupassen (~83,084 MHz bei 7 T). Kopieren Sie die Arbeitsfrequenz in die dynamische Spektroskopie der gelösten Phase.
  HINWEIS: Dies ist ein einzelner Peak bei Mäusen mit Wildtyp-Hämoglobin⁵⁴.
3. Laden und starten Sie die dynamische Spektroskopiesequenz, die sich auf die gelöste Frequenz in der Tierlunge konzentriert. Wenn der Scan abgeschlossen ist, wechseln Sie zur Belüftung mit dem N₂/O_2-Gemisch und entfernen Sie den leeren Beutel mit ¹²⁹Xe. Exportieren Sie die Rohdaten aus dem Scanner.
Datenerfassung: Sammeln Sie diffusionsgewichtete Bilder.
1. Stellen Sie das Beatmungsgerät gemäß Tabelle 2 für die Bildgebung während des Atemanhaltens ein. Bereiten Sie sich auf einen neuen Beutel mit ¹²⁹Xe vor, wie in den Schritten 2.4.2 - 2.4.7 beschrieben.
2. Laden Sie die diffusionsgewichtete Sequenz, und führen Sie sie aus. Wenn der Scan abgeschlossen ist, wechseln Sie zur Belüftung mit dem N₂/O_2-Gemisch und entfernen Sie den leeren Beutel mit ¹²⁹Xe. Exportieren Sie die Rohdaten aus dem Scanner.

3. Abschluss des Versuchs

Tier bergen.
1. Ziehen Sie die Intubationskanüle gerade aus dem Maul des Tieres. Wenn das Tier nicht sofort spontan zu atmen beginnt, ist eine leichte Herzdruckmassage durchzuführen. Falls verfügbar, verabreichen Sie einen leichten Fluss von medizinischem Sauerstoff in der Nähe des Gesichts des Tieres, um die Genesung der Sedierung zu unterstützen.
2. Sobald das Tier gleichmäßig von selbst atmet und das Tier >2 h lang sediert wurde, verabreichen Sie 0,5 - 1 ml normale Kochsalzlösung subkutan, um eine Dehydrierung zu verhindern.
3. Setzen Sie das Tier von selbst in einen Käfig zurück. Stellen Sie den Käfig in einen Inkubator oder auf ein Heizkissen.
  HINWEIS: Sedierte Tiere sind anfällig für Kannibalismus und können nicht mit Käfiggenossen in einen Käfig gesetzt werden, bis sie sich vollständig erholt haben (d. h. selbstständig herumlaufen). Betäubte Tiere können ihre Körpertemperatur nicht regulieren. Verwenden Sie den Handrücken, um alle paar Minuten die Temperatur des Tieres zu spüren.
4. Beobachten Sie das Tier genau, bis sein Aufrichtreflex zurückgekehrt ist (d. h. es kann selbstständig von der Rückenlage in die Bauchlage wechseln).
5. Nehmen Sie das Tier von der Hitzestütze, sobald es selbstständig laufen kann. Setzen Sie das Tier mit seinen Käfiggenossen in einen Käfig zurück.
  HINWEIS: Wenn das Tier keine Käfiggenossen hat, ist es anfälliger für sedierungsinduzierte Hypothermie. Stellen Sie dem Tier zusätzliche Einstreu zur Verfügung und lassen Sie, falls verfügbar, das Tier über Nacht in einem Brutkasten.
6. Erfassen Sie das Gewicht des Tieres 2 Wochen lang einmal pro Woche, um seine Gesundheit zu überwachen.
  HINWEIS: Wenn das Tier durch die Intubation eine Verletzung am Maul oder an der Speiseröhre erlitten hat, kann es aufhören zu fressen. Wenn das Tier >20 % seines ursprünglichen Körpergewichts verliert, konsultieren Sie einen Tierarzt über die Euthanasie.
Analysieren Sie Lüftungsbilder (Abbildung 7).
1. Laden Sie Rohdaten in eine Programmierplattform. Laden Sie das Open-Source-Rekonstruktions-Framework für nicht-kartesische Bilder^{herunter 91}.
2. Rekonstruieren Sie Bilder gemäß den Anweisungen des Open-Source-Frameworks. Normalisieren Sie den ersten Punkt auf jeder radialen Projektion³⁹.
3. Segmentieren Sie das Lungenparenchym in den Bildern, einschließlich Voxeln mit niedrigem oder keinem ¹²⁹Xe-Signal. Große Atemwege nicht einschließen. Segmentieren Sie das Hintergrundrauschen im Bild, ohne Lunge, Atemwege und Bildgebungsartefakte.
  HINWEIS: Das Bild des Protonenlokalisierers kann bei der Bestimmung der Parenchymgrenzen hilfreich sein.
4. Berechnen Sie das SNR mit der Formel:
  (3)
5. Quantifizieren Sie fehlerhafte Beatmung.
  HINWEIS: Es wurden verschiedene Methoden vorgeschlagen, um eine gestörte Beatmung in Kleintiermodellen zu quantifizieren. Analysemethoden bleiben ein offenes Forschungsgebiet, aber leicht zu implementierende Ansätze umfassen: (i) Semiquantitative manuelle Segmentierung⁹², (ii) Histogramm-Ansatz unter Verwendung des Signals aus der Luftröhre zur Normalisierung des parenchymalen Signals⁴⁷ und (iii) Segmentierung des Gesamtlungenvolumens (TLV) und Definition einer Signalschwelle (z. B. <60 % des gesamten Lungenmittelwerts), um die Lunge in defektes Volumen und beatmetes Lungenvolumen (VV) zu unterteilen. Quantifizieren Sie VDP ^93,94 nach:
  (4)
Analysieren Sie die dynamische Spektroskopie der gelösten Phase (Abbildung 8).
1. Laden Sie Rohdaten in eine Programmierplattform. Führen Sie eine schnelle Fourier-Transformation durch und phasen Sie die Spektren (gleichzeitiges manuelles Phasenschalten der Spektren nullter Ordnung ist für diese Anwendung ausreichend).
2. Berechnen Sie die Standarddaten der Kernspinresonanz (NMR)^95,96: SNR, volle Breite halbmaximal, integrierte Fläche, chemische Verschiebung und Phase beider Peaks.
3. Teilen Sie aus den Magnitudendaten bei jeder Wiederholung die Signalamplitude des gelösten Spektrums durch die des Gasspektrums, um das Verhältnis von gelöstem zu flüssigem Gas über die Zeit zu ermitteln.
Analysieren Sie diffusionsgewichtete Bilder (Abbildung 9).
1. Laden Sie Rohdaten in eine Programmierplattform. Segmentieren Sie das Lungenparenchym des b_0-Bildes wie in Schritt 3.2.3. Berechnen Sie das SNR für jedes b-Wert-Bild.
2. Berechnen Sie das Signalwert-Rausch-Verhältnis, SVNR_0, indem Sie das Signal in jedem Voxel des b 0-Bildes durch die Standardabweichung des Bildrauschens dividieren. Schließen Sie Voxel mit SVNR₀ < 2,5-fachem Bildrauschen⁹⁷ aus.
  HINWEIS: Die SVNR₀ist eine individuelle Voxelmetrik, während das parenchymale SNR eine Ganzlungenmetrik ist.
3. Berechnen Sie den ADC, indem Sie den Signalausklang über die b-Werte (b_i) gemäß Gleichung 5^98,99 anpassen:
  (5)

Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lüftungs-Bilder

Wenn die Verfahren zur Vorbereitung und Beatmung der Tiere richtig durchgeführt werden, kann die radiale 3D-Bildgebung die Beatmungsmuster erfolgreich erfassen, wenn die Datenerfassung entweder beim Ein- oder Ausatmen durchgeführt wird (Abbildung 7). Während diese Bilder über viele Atemzüge hinweg gesammelt werden, ähnelt die hier beschriebene Methode der beim Menschen verwendeten Bildgebungsmethode mit nur einem Atemzug. Dies liegt daran, dass alle Linien des k-Raums zu einem bestimmten Zeitpunkt während des Atemzyklus gesammelt werden (z. B. alle am Ende der Inspiration), wodurch kumulativ ein Bild entsteht, das für eine einzelne Einatmung repräsentativ ist. In diesen Bildern sind die großen Atemwege (Luftröhre und Bronchien) deutlich sichtbar, es sind keine offensichtlichen Bildartefakte vorhanden, und das Lungenparenchym erscheint vollständig aufgebläht mit hohem SNR (~15 oder höher, abhängig von der anfänglichen Polarisation). Die Bilder, die bei der Inspiration aufgenommen wurden (Abbildung 7A, SNR = 15), zeigen zwar kontraintuitiv, zeigen aber ein niedrigeres SNR als diejenigen, die bei Ablauf aufgenommen wurden (Abbildung 7B, SNR = 27). Dies hängt mit dem bescheidenen Antriebsdruck und dem langsamen Durchfluss zusammen, der bei der Belüftung dieser Maus verwendet wird. Zur Inspiration: Das HP-Gas war noch nicht vollständig in das Parenchym der Lunge eingedrungen, was dazu führte, dass sich das ¹²⁹Xe (und damit das Signal) in größeren Atemwegen konzentrierte. Dieser Effekt wird durch die k-Raum-Skalierung bei der Bildrekonstruktion visuell noch verstärkt, da das hohe Atemwegssignal den Dynamikbereich der Daten dominiert. Nichtsdestotrotz sollte die Analyse einfach sein, wenn das Parenchym so segmentiert wird, dass die großen Atemwege weggelassen werden.

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Abbildung 7: Repräsentative 3D-Bilder der radialen Beatmung an einer erwachsenen C57BL/6J-Maus, aufgenommen mit zuvor veröffentlichten Methoden³⁹. Während beide Bilder ein relativ hohes SNR haben, haben Bilder bei (A) Inspiration ein niedrigeres SNR als Bilder bei (B) Exspiration, hauptsächlich weil das ¹²⁹Xe-Gas noch nicht die Zeit hatte, in die Lunge zu spülen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Es ist wichtig, zwischen krankhaft verstopfter Beatmung und anderen Ursachen für ein niedriges SNR zu unterscheiden. In Abbildung 7A wird keine Beatmungsobstruktion erwartet (d. h. ein niedriger VDP), da es sich bei dem Tier um eine gesunde Wildtyp-Maus handelte. Wenn die Belüftung behindert würde, würden die Defekte typischerweise als Bereiche mit niedrigem bis keinem ¹²⁹Xe-Signal erscheinen. Zu den nichtpathologischen Ursachen für ein schwaches Signal gehören häufig:

(i) Niedrige ¹²⁹Xe-Polarisation: Dies führt zu einem niedrigen SNR im Lungenparenchym und in den Atemwegen ohne begleitende Artefakte. Eine niedrige Polarisation kann in der Regel auf die falsche Befolgung von Polarisationsverfahren, Depolarisation während des Transports oder einen zu hohen_O2-Gasgehalt im HP ¹²⁹Xe-Förderschlauch (z. B. durch ein falsch kalibriertes Beatmungsgerät) zurückgeführt werden.

(ii) Zu tief eingeführte Intubationskanüle: Wenn die Kanüle zu tief in die Luftröhre eingeführt wird, kann sie nach unten durch den linken oder rechten Bronchus abgelenkt werden. Wenn es eng genug platziert ist, kann das Tidalvolumen der gesamten Lunge auf nur wenige Lappen und Atemwege beschränkt sein, während der Rest der Lunge keine erhält. In diesem Fall könnten die überblähten Lappen verletzt werden, und es kann notwendig sein, das Tier einzuschläfern. Alternativ kann die Spitze der Kanüle in direkten Kontakt mit dem Gewebe kommen. In diesem Fall wird ¹²⁹Xe hauptsächlich auf das Innere der Kanüle beschränkt sein, was zu einem hellen Signal von einem sichtbar geraden Schlauch und einem minimalen Signal innerhalb des Parenchyms führt. In diesem Fall sollte die Kanülenposition umgehend korrigiert und das Tier auf Anzeichen von Leiden (z. B. abnormale, fehlende oder asynchrone Brustbewegung im Vergleich zum Beatmungsgerät) überwacht werden.

(iii) Intubationskanüle, die zu flach platziert ist: Wenn ein Gasbolus zu flach in den Oropharynx abgegeben wird, kann der Widerstand gegen diesen Bolus, der in die Lunge fließt, stärker sein als der Widerstand gegen diesen Bolus, der um die Außenseite der Kanüle herum und aus dem Mund fließt. Dies kann zu einer schlechten Lungeninflation führen. Das tracheale SNR kann hoch sein, während das parenchymale SNR niedrig ist. Bewegungsartefakte können aufgrund von Gas vorhanden sein, das während der Datenerfassung die Luftröhre hinaufströmt. Der Charakter des Artefakts variiert je nach Sequenztyp (GRE, radial usw.).

(iv) Falsches Erfassungs-Timing: Wenn HF-Pulsation und Datenerfassung in Perioden inspiratorischer oder exspiratorischer Gasströmung auftraten, sind in der Regel schwere Bewegungsartefakte vorhanden – insbesondere bei der Verwendung kartesischer Sequenzen – und das parenchymale SNR ist niedrig.

(v) Spontanatmung: Wenn das Tier während der Datenerfassung unzureichend sediert wird, wird die spontane Atembewegung asynchron über das mechanische Beatmungsmuster gelegt. Dies führt zu einer variablen ¹²⁹Xe-Abgabe von Atem zu Atem, mäßigen bis schweren Bewegungsartefakten und einem schlechten parenchymalen SNR. Eine sorgfältige Überwachung der Beruhigungsmitteldosis und des Zeitpunkts ist von entscheidender Bedeutung.

(vi) Tod von Tieren: In seltenen Fällen können Mäuse sterben (z. B. aufgrund einer falschen Kanülenposition, unzureichender O2-Verabreichung, einer Überdosierung von Beruhigungsmitteln oder einer schweren experimentellen Pathologie). In diesem Fall versteift sich das Lungengewebe schnell und das Lungenparenchym bläht sich schlecht auf. Die obere Luftröhre kann hell bleiben, aber das Lungenparenchym ist sehr signalarm.

Gasaustausch-Spektroskopie

Bei menschlichen Probanden bieten spektroskopiegestützte Parameter (z. B. Signalintensität, spektrale Breite, chemische Verschiebung und Phase) Einblicke in die kardiopulmonale Dynamik und den Krankheitszustand^52,53. Anders als bei Menschen⁸⁶, Hunden¹⁰⁰ und Ratten^20,101 zeigen Ganzlungenspektren von Mäusen, die erhalten wurden, wenn die ¹²⁹Xe-Magnetisierung auf das Lungenparenchym beschränkt ist, eine einzelne, breite, gelöste Phasenresonanz, die ¹²⁹Xe entspricht, die im Kapillarmembrangewebe, im Blutplasma und in den Erythrozyten^{gelöst ist 54} (Abbildung 8A, 197 ppm). Wenn es durch Blutfluss zu distaleren Geweben transportiert wird, erzeugt ¹²⁹Xe unterschiedliche Resonanzfrequenzen von verschiedenen Geweben, einschließlich Fettgewebe⁵⁴, Muskeln, grauer Substanz und weißer Substanz¹⁰²^, ¹⁰³. Aufgrund der relativ langen Transitzeiten (mehrere Sekunden) und der geringen Löslichkeit¹⁰⁴ (Ostwald-Löslichkeit = 0,1 - 0,3) sind diese Signale jedoch typischerweise schwach und werden nur bei gezielten, sorgfältigen Experimenten beobachtet. Die Ausnahme ist ¹²⁹Xe, das im Fettgewebe gelöst ist (Abbildung 8A, 189 ppm). Aus diesen Geweben kann innerhalb weniger Sekunden ein ¹²⁹Xe-Signal auftreten (z. B. während der ersten Atemzüge während der Tiervorbereitung). Darüber hinaus kann die Signalintensität hoch sein, da die Ostwald-Löslichkeit von ¹²⁹Xe in Fettgeweben fast 20-fach höher ist als im Blutplasma (d.h. 1,7 vs. 0,094 bei 37 °C¹⁰⁴). Es wird auch erwartet, dass die longitudinalen Relaxationszeiten relativ lang sind (in vivo beträgt T₁ ~20 s in Lipiden¹⁰⁵ vs. 3-8 s im Blut¹⁰⁶). Infolgedessen kann das ¹²⁹Xe-Signal aus dem Fettgewebe im Vergleich zu anderen Geweben relativ hoch sein.

Aufgrund der unterschiedlichen Signaldynamik können ¹²⁹Xe-Spektroskopie-Experimente darauf zugeschnitten werden, Fettgewebe (z. B. auf die Thermometrie¹⁰⁷ des braunen Fettgewebes) oder die Gasaufnahme in der Lunge zu untersuchen, indem die richtigen Erfassungsparameter ausgewählt werden. Wenn ¹²⁹Xe-Spektren aus der Lunge mit den in Tabelle 4 beschriebenen Einstellungen erfasst werden (d. h. TR = 50 ms und ein 90°-Flip-Winkel zentriert auf den Peak der gelösten Phase), werden sowohl Peaks der Gasphase als auch der gelösten Phase beobachtet (Abbildung 8A,B). Bemerkenswert ist, dass das Gasvolumen in der Lunge der Maus 2-3x höher ist als das Gewebevolumen, und die Löslichkeit von ¹²⁹Xe in diesem Gewebe beträgt nur ~104.108.109.110.111^. Trotzdem übersteigt die Amplitude des gelösten Signals die der Gasphase um etwa das 2-fache, da die Gasphasenanregung weit von der Resonanz entfernt ist (~15 kHz bei 7 T; Abbildung 8B, SNR = 102 vs. 43). Daher kann der 20- bis 30-fach größere Magnetisierungspool in der Gasphase als stabiles (d. h. nicht erschöpftes) Reservoir für das Lösephasensignal während statischer Abschnitte des Atemzyklus approximiert werden.

Mit einem neuen Magnetisierungshauch alle ~600 ms und einer TR von 50 ms oszilliert die Signalintensität sowohl der Gasphase als auch der gelösten Phase ¹²⁹Xe. Für das Gassignal ist dies auf die Änderung des Gesamtgasvolumens zurückzuführen (d. h. hoch bei der Inspiration und niedrig bei Exspiration). Für das gelöste Signal ist die Situation komplexer, da die Magnetisierung des Quellgases, T₂* und das Kapillarblutvolumen, mit dem Aufblaszustand schwanken können. Infolgedessen oszilliert auch das Amplitudenverhältnis des gelösten zu dem gasförmigen Signals in Bezug auf den Atemzyklus (Abbildung 8C, mittleres Verhältnis gelöst:Gas = 1,9 ± 0,39).

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Abbildung 8: Repräsentative dynamische Spektroskopie an einer erwachsenen C57BL/6J-Maus. (A) Ein einzelnes Pulsspektrum zeigt Signale, die von ¹²⁹Xe in der Gasphase stammen, im Fettgewebe (189 ppm) gelöst und sowohl in der Kapillarmembran als auch im Blutgewebe (197 ppm) gelöst sind. (B) Dynamische Spektroskopie, die die zeitlich veränderliche Signalintensität sowohl von gelöstem als auch von gasförmigem ¹²⁹Xe zeigt (Wiederholzeit = 50 ms). Zur besseren Visualisierung werden nur fünf Spektren angezeigt. Diagonale Linien auf der Zeitachse stellen Maßstabsbrüche dar. (C) Das Verhältnis der Amplitude des gelösten zu dem gasförmigen Signal über ein Intervall von 2 s (entsprechend dem Bruch der roten Skala in Feld B) zeigt eine deutliche Variation mit dem Atemzyklus (0,6 s pro Atemzug). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Im Folgenden finden Sie eine Liste von Faktoren, die die Ergebnisse der ¹²⁹Xe-Gasaustauschspektroskopie beeinträchtigen könnten. In jedem Fall ist das wahrscheinliche Ergebnis ein niedriges SNR, was die spektrale Anpassung und die daraus resultierenden Metriken (z. B. Amplitudenverhältnis zwischen gelöstem und gasförmigem Signal, chemische Verschiebung, spektrale Breite und Phase) ungenau machen kann.

(i) Falsche Arbeitsfrequenz: Aufgrund des deutlich höheren Gasvolumens und der geringen Gewebelöslichkeit erzeugen HF-Impulse, die auf die Gasphasenfrequenz zentriert sind, kein gelöstes Phasensignal. HF-Impulse sollten bei oder nahe der Frequenz der gelösten Phase zentriert werden.

(ii) Zu breite Bandbreite: Die Anregungsbandbreite sollte breit genug sein, dass eine Gasphase ¹²⁹Xe angeregt wird, um das Verhältnis der Amplitude des gelösten zu dem gasförmigen Signals zu messen. Ist die Bandbreite jedoch zu groß, zerstört der Anregungsimpuls die Magnetisierung in der Gasphase, bevor er sich im Gewebe auflöst. Dies kann als ein sehr hohes Gassignal und ein niedriges bis kein gelöstes Phasensignal angesehen werden, obwohl der Impuls auf die gelöste Phasenfrequenz zentriert ist.

(iii) Unoptimierte TR: Um die Signaldynamik über einen Atemzug zu untersuchen, erfordert das Nyquist-Shannon-Sampling-Theorem, dass das Signal mit mindestens der doppelten Frequenz abgetastet wird (hier wurden alle 50 ms 100 Atemzüge pro Minute oder ~12x pro Atemzug abgetastet). Abhängig von den experimentellen Bedingungen ist eine weitere Abfrage der kardiopulmonalen Signaldynamik mit einer schnelleren Abtastrate möglich. Die Ergebnisse dieser Experimente hingen von vielen Faktoren ab, darunter die Erregungsbandbreite, die Atemfrequenz und die Herzfrequenz. Die Xenon-Austauschzeit (d.h. die Zeit, in der sich Xenon im Gewebe auflöst; ~56 ms⁵⁴) und die pulmonale Transitzeit (d.h. die Zeit, in der das Blut vom rechten in den linken Ventrikel fließt; ~830 ms für eine Herzfrequenz von ~436 Schlägen/min¹¹²) müssen ebenfalls berücksichtigt werden. Eine zu häufige Probenahme führt zu einer frühzeitigen Zerstörung der Magnetisierung und einem niedrigen Signal, verringert aber auch den Einfluss des Blutflusses. Wenn weniger häufig entnommen wird, kann sich die Magnetisierung weiter auflösen und mehr Signal aufbauen, aber sie wird stärker vom Blutfluss abhängig und weniger an den Gasaustauschregionen in den Lungenbläschen lokalisiert.

Diffusionsgewichtete Bilder

Die diffusionsgewichteten Bilder, die zur Quantifizierung der Alveolen-Luftraumgröße verwendet werden, wurden in Kleintiermodellen mit traditionellen histomorphometrischen Methoden rigoros validiert ^98,113,114. Hier beschränkten wir die Diskussion auf die schichtselektive 2D-Bildgebung, um die Scanzeit und den Gasverbrauch zu minimieren und gleichzeitig zuvor validierte Protokolle zu erfüllen⁹⁸. Für die Berechnung des ADC sind mindestens 2 b-Wert-Bilder ausreichend, und für fortgeschrittene Morphometrieberechnungen (z. B. mittlerer linearer Schnittpunkt) sind 4 oder mehr b-Wert-Bilder erforderlich. Die Aufnahme mehrerer b-Wert-Bilder bietet einen erheblichen Vorteil, da sie die Genauigkeit der Berechnungen erhöht. Im Gegensatz zur Bildgebung des Menschen während eines einzigen Atemanhaltens liefert die präklinische Bildgebung über viele Atemzüge ein kontinuierlich aufgefülltes Signal. Aus diesem Grund ist es möglich, viele Bilder mit hohem b-Wert des SNR aufzunehmen, die nur durch das verfügbare Volumen des verfügbaren HP-Gases und die Dauer der Sedierung bei Tieren begrenzt sind. Hier haben wir 7 b-Wert-Bilder mit jeweils einem SNR >15 mit 400 mL ¹²⁹Xe-Gas über eine Scanzeit von 18 Minuten aufgenommen (Abbildung 9). Das Signal in jedem Bild zerfällt mit zunehmender Diffusionsgradientenstärke (b-Wert). Dieser Signalabfall ist proportional zum ADC des ¹²⁹Xe in der Lunge. Große Atemwege können durch den Vergleich von b₀ und b₆ Bildern von Azinusgewebe unterschieden werden. In Regionen, in denen anatomisch wahrscheinlich Atemwege enthalten sind, erscheinen Pixel im b_0-Bild sehr hell, aber dunkel im b_6-Bild (rote Pfeile, Abbildung 9). Diese Pixel sollten von der Analyse des Lungenparenchyms ausgeschlossen werden.

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Abbildung 9: Repräsentative diffusionsgewichtete Bilder in einer C57BL/6J-Maus für Erwachsene. Große Atemwege (rote Pfeile), durch die ¹²⁹Xe in Verdünnung mit Sauerstoff frei diffundiert, weisen eine erhöhte Signaldämpfung im Verhältnis zum Lungenparenchym auf. Dies führt zu hellen Atemwegen im b_0-Bild und zu schwachen Signalwegen im b_6-Bild . Mäuse und Ratten haben im Vergleich zum Menschen ähnlich kleine ADC-Werte, aber die Werte hängen von biologischen und experimentellen Faktoren wie Alter, Atemzugvolumen, Druck und Diffusionsparametern ab. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Der ADC dieser gesunden, erwachsenen Wildtyp-Maus folgt dem erwarteten Ergebnis basierend auf der Literatur, dem Alter, dem SNR, den Akquisitionsparametern und mehr. Zu den Faktoren, die sich nachteilig auf die Präzision und Genauigkeit der ADC-Ergebnisse auswirken können, gehören:

(i) Niedriges SNR: Wichtig ist, dass ein niedriges SNR in den Bildern die ADC-Berechnung in Richtung niedrigerer Werte^99.115 verzerrt. Aus diesem Grund schließen wir Voxel mit SVNR₀< 2,5-fachem Bildrauschen⁹⁷ aus.

(ii) Unsachgemäße Segmentierung: Eine schlechte Segmentierung (z. B. die Verwendung von Signalschwellenwerten ohne visuelle Inspektion zur Qualitätskontrolle) kann die Ergebnisse verzerren. Wenn die Bilder Artefakte enthalten (z. B. solche, die durch Bewegung verursacht werden), können sie den Schwellenwert überschreiten und fälschlicherweise als Parenchym kategorisiert werden. Darüber hinaus ist es besonders wichtig, Pixel in der Nähe großer Atemwege auszuschließen, da partielle Volumeneffekte ihren ADC zu höheren Werten verzerren können.

(iii) Falsch skalierter Ventilator: Im Allgemeinen kann die Verdünnung von ¹²⁹Xe mit leichteren Gasen (z. B. O₂ oder N₂) den ADC in Richtung höherer Werte verschieben, so dass eine Belüftung mit bekannten Gasgemischen für quantitative Vergleiche erforderlich ist. Bei der Beatmung mit einem ¹²⁹Xe/_{O 2-Gemisch} erhöht eine Erhöhung der Sauerstoffkonzentration vor der Abgabe die T_1-Relaxation und verringert die ¹²⁹Xe-Magnetisierung im Gasförderschlauch, wodurch das SNR verringert wird.

(iv) Derekrutierung der Lunge: Bei anästhesierten und mechanisch beatmeten Tieren kann es im Laufe der Zeit zu einem Alveolarkollaps (Atelektase) kommen. Wenn dies während der Beatmung mit konstantem Volumen geschieht, wird notwendigerweise das gleiche Tidalvolumen auf die Alveolen umverteilt, die rekrutiert bleiben. Wenn sich eine mittelschwere bis schwere Atelektase entwickelt, kann der Rest der Lunge hyperaufgebläht werden, was zu Verletzungen und erhöhtem ADC in diesen Regionen führt. Regelmäßige Rekrutierungsmanöver und PEEP verhindern einen Alveolarkollaps, vermeiden eine verminderte Lungencompliance und minimieren das Risiko von Lungenverletzungen, die die ADC-Ergebnisse verzerren können.

(v) Schlechte Datenanpassung: Die Methode der ADC-Schätzung muss berücksichtigt werden. Die logarithmisch-lineare Anpassung ist die recheneffizienteste, führt aber bei Bildern mit niedrigem SNR zu Verzerrungen. Daher wird es am besten auf Bilder mit hohem SNR (>20) angewendet. Die gewichtete lineare Methode reduziert diese Verzerrung und ist für Bilder mit einem Signal- und Rauschpotenzial von > 15 geeignet. Die Bayes'sche Schätzung kann selbst bei einem SNR <10 zu Schätzungen des ADC mit geringer Unsicherheit führen, ist aber rechenintensiv⁹⁹.

(vi) Suboptimale Diffusionszeit: Die optimale Diffusionszeit wird durch die maximale Gradientenstärke des MRT-Scanners und den azinären Atemwegsradius bei Mäusen (Radius ~100 μm⁴⁹) beeinflusst, der etwa dreimal kleiner ist als der beim Menschen. Um optimale Bedingungen zu gewährleisten, wird die Diffusionszeit so eingestellt, dass eine Diffusionslänge erreicht wird, die größer als der durchschnittliche Alveolarradius, aber kleiner als die mittlere Länge der Alveolarkanäle ist. Die optimale Diffusionszeit für die ortsspezifische maximale Gradientenstärke kann mit den von Sukstanskii und Yablonskiy⁴⁹ beschriebenen Methoden bestimmt werden. Die Verwendung einer suboptimalen Diffusionszeit kann zu einer nichtlinearen Abnahme des ¹²⁹Xe ADC führen, was die Interpretation der Ergebnisse erschwert.

(vii) Suboptimale b-Werte: Es besteht ein Kompromiss zwischen der Maximierung des SNR und der Maximierung des Kontrast-Rausch-Verhältnisses (CNR), das über b-Wert-Bilder erzeugt wird. Wenn die CNR durch die Verwendung nur niedriger b-Werte geopfert wird (d. h. diffusiver Signalabfall, als wenn nur die ersten 3 b-Wert-Bilder in Abbildung 9 aufgenommen würden), dann ist die ADC-Schätzung aufgrund einer schlechten Anpassung ungenau. Wenn die Diffusionsgewichtung zu stark ist, ist das resultierende SNR unzureichend und der ADC wird in Richtung niedrigerer Werte verzerrt.

Diskussion

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Die hyperpolarisierte ¹²⁹Xe-MRT entwickelt sich zu einer ausgeklügelten und leistungsfähigen Technik zur Untersuchung der Mikrostruktur und Funktion der Lunge in Kleintiermodellen. Dieses Protokoll soll als Leitfaden für die Vorbereitung der ersten Stelle dienen und experimentelle Verfahren beschreiben, die zur Quantifizierung von Beatmung, Diffusion und Gasaustausch in der Lunge von Mäusen mit HP ¹²⁹Xe erforderlich sind. Zu den wichtigsten Voraussetzungen für die Versuche gehören die Etablierung eines ¹²⁹Xe-Gasphantoms und die Sicherstellung einer hohen Gaspolarisation an das Tier. Letzteres erfordert eine sorgfältige Planung der Polarisationsparameter, die Minderung von Polarisationsverlusten während des Gastransports (z. B. Aufbau eines magnetischen Tragegehäuses) und die Charakterisierung (und idealerweise Vermeidung) der_{T1-Relaxation} innerhalb des Streifenfeldes des präklinischen MRT-Magneten^116,125. Parallel zum Aufbau der notwendigen HP ¹²⁹Xe-Infrastruktur ist es unerlässlich, robuste Protokolle und Verfahren für den Umgang mit Tieren zu etablieren. Dazu gehören eine effektive Sedierung, um eine robuste mechanische Beatmung zu ermöglichen, eine nicht verletzende Intubation, um Längsschnittstudien zu ermöglichen, und Beatmungsstrategien, die die Notwendigkeit einer hohen ¹²⁹Xe-Magnetisierung mit sicheren und physiologisch relevanten Beatmungsbedingungen in Einklang bringen.

Die hier beschriebenen Methoden, Verfahren und Ergebnisse hängen bis zu einem gewissen Grad von der verwendeten Hardware ab (z. B. Beatmungsgerät, Polarisator und MRT-Scanner). Wenn alternative Geräte zur Verfügung stehen, können experimentelle Techniken relativ leicht modifiziert werden. Darüber hinaus können die täglichen Qualitätssicherungsverfahren optimiert werden (Schritt 1.2, Abbildung 4 und Tabelle 1). Sorgfältige Aufzeichnungen während der ~30 Minuten der Qualitätssicherung sind bei der Einrichtung einer neuen Website von entscheidender Bedeutung. Es ermöglicht die frühzeitige Erkennung von Hardwareproblemen und die Möglichkeit, diese bei der Fehlerbehebung auszuschließen. Sobald die täglichen Schwankungen der QA-Metriken gut charakterisiert sind, können die Flip-Winkel-Kalibrierung und der ~21-minütige QA-Scan aus Gründen der Effizienz zurückgefahren werden. Darüber hinaus kann der allgemeine Ansatz auf andere gängige Kleintierarten (z. B. Ratten und Kaninchen) ausgeweitet werden, indem die Anästhesiedosierungen, die Beatmungsgeräteeinstellungen und die Erfassungsparameter angepasst werden. Die grundlegenden Protokolle können verwendet werden, um die beatmungsabhängige Physiologie zu untersuchen, wie z. B. den Einfluss von Atemfrequenz, Volumen und PEEP-Werten auf den Gasaustausch oder die Alveolarrekrutierung. Wenn keine Längsschnittdaten erforderlich sind oder eine Längsschnittstudie abgeschlossen ist, ermöglicht die Intubationskanüle eine bronchoalveoläre Lavage oder eine schnelle Lungenfixierung und -entnahme für konventionelle Analysen (z. B. Histologie oder morphometrische Messungen). Darüber hinaus erstreckt sich das Potenzial für Modifikationen dieses Protokolls auf MRT-Sequenzen und -Parameter, die einen dynamischen Aspekt der ¹²⁹Xe-MRT-Forschung darstellen.

Die Platzierung der Kanüle ist entscheidend für die Sicherheit der Tiere und die Bildqualität. Da die Intubationskanüle nicht starr befestigt wird – zum Beispiel durch Nähen um die Luftröhre herum – können relativ kleine Verschiebungen (z. B. Bewegungen beim Anschluss physiologischer Überwachungsgeräte) den luftdichten Verschluss mit der Luftröhre aufbrechen. Dieser luftdichte Verschluss ist notwendig für Rekrutierungsmanöver (~35 cm H₂O inspiratorischer Spitzendruck), die für die Aufrechterhaltung der Lungencompliance und die Vorbeugung von Atelektasen entscheidend sind. Sollte das Rekrutierungsmanöver nicht den Zieldruck erreichen, muss der Untersucher die Korrekturstrategien im Rahmen der Studienziele abwägen (z.B. diffusionsgewichtete Bildgebung vs. Beatmungsbildgebung; Einzelzeitpunkt vs. longitudinal). Zu den Strategien zur Risikominderung gehören 1) das Entfernen der Kanüle und das Reintubieren, 2) das Anpassen der Kanülenposition, um den Kontakt mit den Trachealwänden zu erhöhen, während sie noch eingeführt ist, und 3) das Fortsetzen des Experiments ohne eine gasdichte Abdichtung. Vom Standpunkt der Datentreue aus ist die Reintubation die robusteste Option, aber sie kann zeitaufwändig sein und zu einem unerwünschten ¹²⁹Xe-Magnetisierungszerfall führen. Die Einstellung der Kanülenposition ist schneller, sollte aber mit Vorsicht erfolgen, da sie ein größeres Verletzungsrisiko birgt. Die Fortsetzung des Experiments ohne RMs ist am besten, wenn die Maus <20 Minuten lang beatmet wird, um atelektaseinduzierte Veränderungen der Lungendynamik zu vermeiden¹¹⁷.

Abgesehen von der offensichtlichen Notwendigkeit eines sicheren Umgangs mit den Tieren ist der Schlüssel zur Entwicklung eines robusten und zuverlässigen MRT-Programms für die HP ¹²⁹Xe Maus – und zur Behebung seiner Herausforderungen – eine sorgfältige Aufzeichnung. Für die Produktion des HP ¹²⁹Xe ist es ratsam, die Laserleistung, die Akkumulationszeit, die Durchflussrate und die Polarisation zu verfolgen. Bei der Phantombildgebung und Spektroskopie ist es am besten, das Bild-SNR, die Peakposition, die spektrale Linienbreite und die HF-Leistung aufzuzeichnen, die zum Erreichen eines 90°-Impulses erforderlich ist. Für die In-vivo-Bildgebung sollten ähnliche QS-Daten zusammen mit physiologischen Überwachungsparametern (inspiratorischer Spitzendruck, Körpertemperatur usw.) und einer detaillierten Zeitleiste der Tierhandhabungsereignisse aufgezeichnet werden. Einige wichtige Ausrüstungsgegenstände können die Fehlerbehebung bei Beatmungsgeräten erleichtern. Dazu gehören ein_O2-Sensor , ein Spirometer für Kleintiere und ein Manometer zur Kalibrierung von Beatmung und PEEP-Druck. Ein Oszilloskop und ein Voltmeter können dabei helfen, zu bestätigen, dass das Timing des Beatmungsgeräts präzise ist und auf das Gating des MRT-Scanners abgestimmt ist. Schließlich ist ein tragbares Gaussmeter unverzichtbar, um die Unversehrtheit einer magnetischen Tragetasche zu bestätigen, wenn sie für den Transport benötigt wird. Bei der Fehlerbehebung bei MRT-Sequenzen wird empfohlen, sowohl das in diesem Protokoll beschriebene Gasphantom als auch eine mit HP-Gas gefüllte Spritze zu verwenden. Die Verwendung einer Spritze, die HP ¹²⁹Xe-Gas enthält, ist besonders vorteilhaft für die Fehlersuche bei diffusionsgewichteten Sequenzen, da die Genauigkeit der Daten anhand der Frage beurteilt werden kann, ob sie eine bekannte Grundwahrheit widerspiegeln: den freien Diffusionskoeffizienten von reinem ¹²⁹Xe in der Spritze.

Bei der Anwendung dieses Protokolls müssen mehrere Einschränkungen beachtet werden. Erstens hängt es von spezialisierter Ausrüstung und Fachwissen ab, was die Zugänglichkeit für neue Standorte verringert. Mit der jüngsten behördlichen Zulassung für den klinischen Einsatz in den USA wird jedoch erwartet, dass die Zahl der Standorte, die mit ¹²⁹Xe-MRT-Funktionen ausgestattet sind, steigen wird. Die Technik ist auch durch die inhärenten Einschränkungen des hyperpolarisierten Gases eingeschränkt, einschließlich einer relativ kurzen Polarisationslebensdauer und der Notwendigkeit einer schnellen Datenerfassung. Die Verwendung eines mechanischen Beatmungsgeräts verbessert in der Regel das Bild-SNR und vermeidet Bewegungsartefakte, maskiert jedoch die natürliche Atemdynamik, die durch den Einsatz eines frei atmenden Gasabgabegeräts erfasst werden könnte. Darüber hinaus sollten Ergebnisse aus Kleintiermodellen, die dieses Protokoll verwenden, bei der Extrapolation auf die Humanphysiologie angesichts erheblicher Speziesvariationen vorsichtig interpretiert werden. Eine weitere Einschränkung ist die Herausforderung der oralen Intubation und der mechanischen Beatmung, die bei Mäusen mit einem Gewicht von weniger als 25 g schwierig sind. Dies kann Rüden unter ~8 Wochen und Hündinnen unter ~20 Wochen ausschließen, es sei denn, es werden spezielle Geräte und Verfahren verwendet. Die eklatanteste Einschränkung dieses Protokolls ist das Fehlen von Pulsprogrammierung und fortschrittlichen Bildrekonstruktionstechniken. Die Aufnahme solcher Methoden in ein verallgemeinertes Protokoll ist aufgrund ihrer komplizierten technischen Details und ihres Fachwissens nicht praktikabel. Schließlich beschreibt dieses Protokoll grundlegende quantitative Metriken wie SNR, VDP und ADC, aber keine fortgeschritteneren Messungen wie regionale fraktionierte Ventilation, Diffusionsmorphometrie und Gasaustauschbildgebung. Diese erweiterten Metriken lassen sich leichter implementieren, sobald die hier beschriebene grundlegende Infrastruktur eingerichtet ist.

Obwohl die HP ¹²⁹Xe Gas-MRT von Kleintieren ressourcenintensiv und experimentell herausfordernd ist, hat sie das Potenzial, die präklinische Lungenforschung deutlich voranzubringen. Es bietet ein minimal-invasives und sensitives Mittel zur Quantifizierung der regionalen Beatmung, der Größe des Alveolenluftraums und der Dynamik des Gasaustauschs. Als solches kann es ein einzigartiges Mittel zur Beurteilung der Lungenphysiologie, des Krankheitsverlaufs und therapeutischer Interventionen im Laufe der Zeit darstellen. Es stellt daher eine Verbesserung gegenüber herkömmlichen präklinischen Techniken dar, einschließlich Histologie, biochemischer Analysen, ionisierender Bildgebungsmodalitäten und invasiver Lungenmechanikmessungen. Darüber hinaus ist die ¹²⁹Xe-MRT für Kleintiere nach wie vor ein sich aktiv entwickelndes Teilgebiet der Forschung, und die Balance zwischen der relevanten Bildgebungsphysik und den präklinischen Anforderungen stellt erhebliche Forschungsmöglichkeiten für sich dar. Da die klinische ¹²⁹Xe-MRT immer mehr akzeptiert und klinisch eingesetzt wird, werden die Möglichkeiten für translationale Studien von Maus zu Mensch und zurück mit der Zeit weiter wachsen.

Ergänzende Abbildung 1: Ein Schaltplan für den magnetischen Transportkoffer. Ein Magnet aus Kupferlackdraht, L1, ist parallel zu V1, einer wiederaufladbaren, verschlossenen 12-Volt-Blei-Säure-Batterie, geschaltet. Der Widerstand des Widerstands R1 kann gewählt werden, um den Strom über V1 und L1 zu steuern. Eine LED-Anzeigelampe, R2 und D1, ist ebenfalls parallel zu V1 verdrahtet. Ein Kippschalter, S1, ist mit V1 in Reihe geschaltet. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Abbildung 2: Ergebnisse der Kalibrierung von Beatmungsgeräten für Stickstoff. Die Volumenabgabe von 30 Atemzügen wurde in dreifacher Ausfertigung gemessen. Eine lineare Regression wurde durchgeführt, um den Antriebsdruck zu bestimmen, der zur Erzeugung relevanter Gasmengen erforderlich ist. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Abbildung 3: Spickzettel für die Druckeinstellungen des Ventilators. Die Ergebnisse der Steigung und des Schnittpunkts aus der linearen Regression jedes Gases werden in Gleichung S1 verwendet. Diese Gleichung wurde verwendet, um den Treibdruck zu bestimmen, der erforderlich ist, um ein Atemzugvolumen von 10 ml/kg idealem Körpergewicht für Gasgemische von 70 % N₂ + 30 % O₂und 70 % ¹²⁹Xe + 30 % O₂ für relevante Tiergewichte zu erzeugen. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Peter Niedbalski ist Berater bei Polarean Imaging, Plc.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren bedanken sich herzlich bei Jerry Dalke dafür, dass er eine Vorreiterrolle bei der Konstruktion von Beatmungsgeräten gespielt hat. Wir danken Carter McMaster für das Brauen von HP ¹²⁹Xe Gas. Wir möchten uns auch bei Dr. Matthew Willmering und Dr. Juan Parra-Robles für ihre zum Nachdenken anregenden wissenschaftlichen Diskussionen bedanken. Figuren, die mit BioRender.com erstellt wurden. Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health finanziert (Grant Nos: NHLBI R01HL143011, R01HL151588)

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
1 mL Spritze	fisher scientific	Katalog-Nr.14-955-464	https://www.fishersci.com/shop/products/sterile-syringes-single-use-12/14955464
10 mL Messzylinder	Cole-Parmer	UX-34502-69	https://www.coleparmer.com/i/cole-parmer-essentials-graduated-cylinder-glass-hexagonal-base-10-ml-2-pk/3450269?PubID=UX&persist=true&ip=no& gad_source=1& gclid=CjwKCAi A6KWvBhAREiwAFPZM7h3do -ssjascARuVviKd7V7kC5ztdIB6 _70DnMr-K3qk9RKeJ7-IrhoCeT 0QAvD_BwE
18 G - venöse PFTE-Katheter (unsteril)	Terumo Surflo	SROX1832CA	https://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-18-x-1-25inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source= google& utm_medium=google_ Einkaufen& gad_source=1& gclid= CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEsoW 4oTvZkAgWQCda6ocVtQlulVrG 2536FNbu5soMVSFN8xK_g1Uh pXIRoCGwoQAvD_BwE
20 G - venöse PFTE-Katheter (unsteril)	Terumo Surflo	SROX2051CA	https://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-20-x-2inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source =google& utm_medium=google_ Einkaufen& gad_source=1& gclid= CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEsoW 87ggCkgToD_XF_UgpQBTpmN dgSNfCml6TkDKlW8k27Dq_daR itPuhoCnBQQAvD_BwE
22 G - venöse PFTE-Katheter (unsteril)	Terumo Surflo	SROX2225CA	https://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-22-x-1inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source= google& utm_medium=google_ Einkaufen& gad_source=1& gclid =CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEso W9IM6mpee6m7e-lBfR8dZhSN KYbMUs7qgEU4gYCRTW_rJAs W_lGkthoCm30QAvD_BwE
400 mL Tedlar	Beutel Jensen Inert Products	GST-001S-3507TJC	NA
60 mL Spritze	fisher scientific	Katalog-Nr.14-955-461	https://www.fishersci.com/shop/products/sterile-syringes-single-use-12/14955461
70% Alkohol	Cole-Parmer	UX-80024-34	https://www.coleparmer.com/i/labchem-isopropyl-alcohol-70-v-v-500-ml/8002434?PubID=UX&persist=true&ip= nein& gad_source=1& gclid=CjwKC AiA6KWvBhAREiwAFPZM7gGh p8g7MBHBBKadaRCAwfEMgV gna5fhYRsuXIuqoqOiToCC4fem nhoCGMEQAvD_BwE
Dewar für flüssigen Stickstoff	Terra Universal	4LDB	https://www.laboratory-equipment.com/tw-4ldb-liquid-nitrogen-dewar-ic-biomedical.html?srsltid=AfmBOooxwMtOA1Z2TweR P8V5Iy5EvYT3alZuzoiY 3UF3Ib9RgFnDxVTfWP0
Augenschmiermittel	Refresh	AKTUALISIERUNG NACHMITTAGS	https://www.refreshbrand.com/Products/refresh-pm
Lichtleiter	AmScope	HL250-AY	https://amscope.com/products/hl250-ay?tw_source=google & tw_adid=& tw_campaign= 16705014684& gad_source= 1& gclid=CjwKCAiA6KWvBhA REiwAFPZM7p-DpyvHJaGxR pAD1385hzGf1oPdKHHLFDR Sp8yrtxry11SNJeJnKxoCtAoQ AvD_BwE
Gaussmeter	Apex Magnete	GMHT201	https://www.apexmagnets.com/magnets/accessories/ht-digital-gaussmeter-with-peak-hold-can-display-gauss-or-tesla
Glasgefäß (Phantom)	Ace Glass	8648-24	https://aceglass.com/results.php?t=8648-24&t=8648-24
Heizkissen	Office Depot	9206211	Pure Enrichment PureRelief Express Designer Series Heizkissen 12 x 15 Palm Aqua - Office Depot
Hyperpolarisator	Polarean	9820	https://polarean.com/xenon-mri-platform/
Intubationsboard	Hallowell EMC	000A3467	https://hallowell.com/product/rodent-tilting-workstand/
Intubationszubehör	Teileliste an anderer Stelle veröffentlicht	NA	https://app.jove.com/t/50318/a-simple-method-of-mouse-lung-intubation
Isotopenangereicherter Xenonzylinder	Linde-Isotope	XE-129(1%)N2(10%)HE CGMP 302SZ	NA
Flüssigstickstoff	Linde	NI LC160-22	https://www.lindedirect.com/store/product-detail/nitrogen_n2_nitrogen_liquid _lc160_22_psi_ni_lc160_22 /ni-lc160-22?cat_id=shop& node=b89
Außengewinde	Cole-Parmer	UX-21943-27	https://www.coleparmer.com/i/diba-omnifit-t-series-solvent-waste-cap-adapter-polypropylene-male-luer-slip-x-1-16-id-hose-barb-5-pk/2194327
Manometer	Grainger	3T294	https://www.grainger.com/product/3T294?gucid=N:N:PS: Bezahlt:GGL:CSM-2295:4P7A1P: 20501231& gad_source=1& gclid =CjwKCAiAi6uvBhADEiwAWiyR dltxrPJmmcm0bFiYLuPrB25HV QFdEfKMBqvgJBNdQUs3DZ7b TLr8CRoCanAQAvD_BwE& gclsrc=aw.ds
Minivent Beatmungsgerät	Harvard Gerät	73-0044	https://www.harvardapparatus.com/minivent-ventilator-for-mice-single-animal-volume-controlled-ventilators.html
Maus Ohr Stanzer	Fischer wissenschaftlich	13-812-201	https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-animal-ear-tag-punch/13812201
Maus Zungenspatel	Medizinische Werkzeuge	VRI-617	https://medical-tools.com/shop/rodent-tongue-depressor.html
Maus Waage	Cole-Parmer	UX-11712-12	https://www.coleparmer.com/i/adam-equipment-cqt2000-core-portable-balance-2000g-x-1g-220-v/1171212?PubID=UX&persist=true&ip=no&gad _source=1& gclid=CjwKCAiA6K WvBhAREiwAFPZM7iYnAG5Ilc Z5DZWrdJ6wcLDZSCSfNJHOH m2PQOpyyWe0TjFa75R3tBoCjB sQAvD_BwE
MRT-Scanner	Bruker	7T Biospec horizontales System	https://www.bruker.com/de/products-and-solutions/preclinical-imaging/mri/biospec.html
Multimeter	Home Depot	1007898529	https://www.homedepot.com/p/Klein-Tools-600-Volt-Digital-Multi-Meter-Manual-Ranging-MM325/320822947
Natürliche Häufigkeit Xenon	Linde Isotope	UN 2036	NA
Nadel	fisher scientific	305194	https://www.fishersci.com/shop/products/bd-general-use-precisionglide-hypodermic-needles-20/148266C?keyword=true
Nadelsicherer Spritzenhalter	fisher scientific	NC2703873	https://www.fishersci.com/shop/products/ndlsafe-ii-syr-uncap-deca/NC2703873#?keyword=needlesafe
Stickstoffflasche	Linde	NI M-K	https://www.lindedirect.com/store/product-detail/nitrogen_n2_nitrogen_nf_k/ni-m-k?cat_id=shop&node=b89
Sauerstoffflasche	Linde	OX M-K	https://www.lindedirect.com/store/product-detail/oxygen_o2_oxygen_usp_k/ox-m-k?cat_id=shop&node=b90
Sauerstoffsensor	Apogee Instrumente	MO-200	https://www.apogeeinstruments.com/mo-200-oxygen-sensor-with-handheld-meter/
Inline-Durchflusskopf für Sauerstoffsensor	Apogee instruments	AO-002	https://www.apogeeinstruments.com/ao-002-oxygen-meter-sensor-flow-through-head/
PEEP-Ventil	Hallowell EMC	000A6556A	https://hallowell.com/product/adjustable-peep-valve-with-exhaust-port-range-5-20cm-disposable/
Pipettenspitzen	fisher scientific	Katalog-Nr.02-707-108	Fisherbrand Stack-Rack Platzspartipps: 101-1000 l Standard; Blau; Lautstärke: \| Fisher Scientific
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Präklinische Spule	Doty wissenschaftliche	Sonderanfertigung	https://dotynmr.com/products/bmax-xy-low-e/
Druckregler	Cole-Parmer	UX-98202-11	https://www.coleparmer.com/i/cole-parmer-single-stage-regulator-1500-scfh-capacity-346-cga-fitting/9820211?PubID=UX&persist=true&ip=no& gad_source=1& gclid=CjwKCAi A6KWvBhAREiwAFPZM7pruR xCAiaj52nA_8Y1nveQZRsD6B f0QO65o2DKFYqRoz0PopSkX QxoCxqcQAvD_BwE
Druckabfallventilator	an anderer Stelle veröffentlicht	NA	https://sites.duke.edu/driehuyslab/resources/ PVC-Rohr
für Phantom	Home Depot	193682	https://www.homedepot.com/p/IPEX-1-2-in-x-10-ft-White-PVC-SCH-40-Potable-Pressure-Water-Pipe-30-05010HD/319692959
SAI Heizsystem für Tiere	SAII	Modell 1030	https://i4sa.com/product/model-1030-monitoring-gating-system/
Saline	Farris Laboratories Inc.	0409488820-1	https://www.farrislabs.com/products/bacteriostatic-sodium-chloride-0-9-30ml-bottle?variant=42807174824167¤cy =USD& utm_medium=product_ sync& utm_source=Google& utm_ content=sag_organic& utm_ Kampagne=sag_organic& utm_ kampagne=gs-2021-09-24& utm _source=google& utm_medium = smart_campaign & gad_source =1& gclid=CjwKCAiA6KWvBh AREiwAFPZM7oS3-hFDETO_2f6OWOoKyBMb WuDuWqYxdWRYUWEkY M2Py73VfGzVtRoC2FQQAvD_BwE
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Silikon Epoxid	Grainger	3KMY7	https://www.grainger.com/product/3KMY7?gucid=N:N:PS:Paid:GGL:CSM- 2295:4P7A1P:20501231& gad_ Quelle=1& gclid=CjwKCAiA6KW vBhAREiwAFPZM7voahkm8tda t1Euql1A8DFhC6AZVJ0wXzCE PfE6iUzrIJXV-Hl8o4xoCQLYQA vD_BwE& gclsrc=aw.ds
Silikon-Trennmittel	Grainger	19MW95	https://www.grainger.com/product/CRC-Mold-Release-Agent-16-oz-19MW95
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Schlauch - 1/4 OD	Clippard	URH1-0402-CLT-050	https://www.clippard.com/part/URH1-0402-CLT-050
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Referenzen

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Hyperpolarisiertes Xenon MRT Xenon 129 MRT Lungenphysiologie Gasaustausch eingeschr nkte Diffusion mechanische Beatmung Mausmodell pr klinische Bildgebung Magnetresonanzspektroskopie

Hyperpolarisierte 129Xe LungenMRT und Spektroskopie bei mechanisch beatmeten Mäusen

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