Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Rattenmodell des rechtsseitigen kardialen Umbaus und der Arrhythmie unter Verwendung von Lungenarterienbändern

2.1K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/67001

⸱

30. August 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Montreal Heart Institute, 2Department of Pharmacology and Physiology, Université de Montréal, 3Department of Medicine, Faculty of Medicine, Université de Montréal

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Die Rechtsherzinsuffizienz (RHF) ist gekennzeichnet durch eine rechtsseitige Herzdilatation und Hypertrophie, die zu ventrikulären und atrialen Fehlfunktionen führt. Herz-Lungen-Erkrankungen im Zusammenhang mit RHF gehen mit einem erhöhten Risiko für Herzrhythmusstörungen einher. In diesem Artikel wird ein standardisiertes Modell der durch Lungenarterienbanding induzierten RHF beschrieben, das mit einer verstärkten ventrikulären und atrialen Arrhythmogenese einhergeht.

Zusammenfassung

Klinische Erkrankungen, einschließlich chronisch obstruktiver Lungenerkrankung oder pulmonaler arterieller Hypertonie (PAH), können zu chronischer Drucküberlastung des rechten Ventrikels und fortschreitender Rechtsherzinsuffizienz (RHF) führen. RHF kann durch rechtsseitige kardiale Hypertrophie und Dilatation identifiziert werden, die mit einer abnormalen Myokardfunktion einhergeht, die das RV und den rechten Vorhof (RA) betrifft. Wir haben kürzlich gezeigt, dass eine schwere RHF mit einem erhöhten Risiko für Vorhofentzündungen, Vorhoffibrose und Vorhofflimmern (VHF), die häufigste Form von Herzrhythmusstörungen (CA), einhergeht. Jüngste Studien haben gezeigt, dass RV- und RA-Entzündungen eine wichtige Rolle bei der Arrhythmogenese von CA, einschließlich VHF, spielen. Der Einfluss von Entzündungen auf die Entwicklung von CA und VHF bei RHF ist jedoch nur unzureichend beschrieben.

Experimentelle Modelle der RHF sind erforderlich, um den Zusammenhang zwischen rechtsseitiger Myokardentzündung und CA besser zu verstehen. Das Rattenmodell der monocrotalin (MCT)-induzierten pulmonalen Hypertonie (PH) ist gut etabliert, um RHF zu provozieren. MCT löst jedoch eine schwere Pneumotoxizität und Lungenentzündung aus. Daher hilft die MCT-induzierte RHF nicht zu unterscheiden, ob die nachfolgende Myokardentzündung von der RHF an sich oder von zirkulierenden Entzündungssignalen ausgeht, die von der verletzten Lunge sezerniert werden.

In diesem Artikel wurde eine mechanische Methode mit Pulmonalarterien-Stammbanding (PAB) verwendet, um eine rechtsseitige Herzrhythmusstörungsgenese zu provozieren. Die PAB besteht aus einer dauerhaften Naht des Lungenarterienstamms für 3 Wochen. Ein solcher Ansatz führt zu einer erhöhten rechtsseitigen Drucküberlastung. Bei D21 nach PAB führt die Naht zu hypertrophierten, dilatativen und entzündeten RV und RA. Die PAB-induzierte RHF geht auch mit einer Anfälligkeit für ventrikuläre und atriale Arrhythmien, einschließlich Vorhofflimmern, einher.

Einleitung

Die Rechtsherzinsuffizienz (RHF) ist gekennzeichnet durch eine rechtsventrikuläre (RV) und atriale (RA) Hypertrophie und Dilatation, die als Reaktion auf eine chronische RV-Drucküberlastung aufgrund der Verengung der Lungenarterien (PA) zu einer rechtsseitigen Herzinsuffizienz führt1. Daher können Bedingungen, die eine Verengung der PA provozieren, für ein erhöhtes Risiko für RHFverantwortlich sein 1,2,3,4. Klinische Daten zeigten, dass RHF die Hauptursache für Krankenhausaufenthalte (56 %) bei Patienten mit PA-Hypertonie (PAH) ist2. Klinische Studien haben gezeigt, dass Patienten unabhängig von der Ursache der PAH, einschließlich thromboembolischer pulmonaler Hypertonie (PH) und idiopathischer PAH, häufig von RHF betroffen sind und 20 % anfälliger für die Entwicklung von Herzrhythmusstörungen wie supraventrikulären Tachyarrhythmien und Vorhofflimmern (VHF) sind2,5,6.

Um den Zusammenhang zwischen PAH und RHF besser zu verstehen, wurden Tierversuche, einschließlich des Modells einer Einzeldosis von Monocrotalin (MCT), verwendet, um schwere Lungenentzündungen und RHF zu provozieren 7,8. Wir haben kürzlich beobachtet, dass MCT-induzierte RHF mit RA-Entzündungen und VHFassoziiert war 9. Aufgrund der Bedeutung der MCT-induzierten Lungenentzündung und der zirkulierenden Zytokine war es jedoch schwierig zu beschreiben, ob die MCT-induzierte RA-Entzündung eine Folge der RHF ist9. Daher war ein neues Modell der RHF-induzierten Herzrhythmusstörung erforderlich, um den Entzündungsstatus der RA zu untersuchen.

Das experimentelle Modell des PA-Rumpfbandings (PAB) wurde bei verschiedenen Tierarten verwendet, um obstruktive PA-Erkrankungen nachzuahmen und den damit verbundenen pathologischen kardialen Umbau zu untersuchen, der die rechte Seite des Herzens betrifft10. PAB wurde in verschiedenen Studien, die eine RV-Überlastung nachahmen, als wirksame Methode zur Induktion von Dysfunktion und Versagen des rechten RV berichtet 10,11,12,13,14,15,16. Technisch gesehen handelt es sich bei PAB um das Platzieren einer dauerhaften Naht auf dem PA-Rumpf, die eine mechanische Verkleinerung des PA-Rumpfdurchmessers10 provoziert. PAB erzeugt eine erhöhte Drucküberlastung des RV10. Zunächst wird als kompensatorische Anpassung an den plötzlichen Anstieg der RV-Nachlast die RV-Höhle erweitert, was zu einer chronischen RV-Hypertrophie führt10,13. RV-Dilatation und Hypertrophie betreffen die Trikuspidalklappen, die undicht werden13. Genauer gesagt bewirkt die ausgeprägte Dilatation des RV in Verbindung mit einer hohen RV-Nachlast eine Dehnung des zwischen dem RV und dem RA13,17 befindlichen Anulus der Trikuspidalklappe. Aufgrund des unvollständigen Verschlusses der Klappe wird ein Teil des Blutes, das während der Systole aus dem RV ausgestoßen wird, in die RA-Höhle17 geleitet. Eine Leckage der Trikuspidalklappe kann durch Echokardiographie beobachtet werden und wird als Trikuspidalinsuffizienzbezeichnet 17. Dann erhält die RA einen unangemessen hohen Blutdruck, der zu einer erhöhten RA-Dilatation und Hypertrophie beiträgt13. Der chronische RV- und RA-Umbau geht mit lokalen myokardialen Entzündungsreaktionen einher, die zu RV- und RA-Fibrose und Funktionsverlust führen 9,13. Die kardiale Fibrose ist gekennzeichnet durch die Entwicklung von Niederspannungszonen, die weniger kontraktil und anfälliger für die Provokation von Leitungsblockaden und Wiedereintrittskreisläufen sind, die an der Entwicklung von Herzrhythmusstörungen, einschließlich Kammerflimmern und Vorhofflimmern, beteiligt sind18,19.

Die Originalität dieser Arbeit liegt in der Verwendung einer standardisierten Methode des PAB-induzierten rechtsseitigen kardialen Umbaus, um die Induzierbarkeit von Herzrhythmusstörungen in 3 Wochen nach PAB zu provozieren und zu untersuchen. Die Hauptvorteile dieses chirurgischen Ansatzes sind: i) die direkte Kontrolle über die Verringerung des PA-Rumpfdurchmessers und ii) die Vermeidung von Lungenentzündungen, um sich auf RHF-induzierte Myokardentzündungen zu konzentrieren, um Herzrhythmusstörungen, einschließlich Vorhofflimmern, zu untersuchen.

Der hier beschriebene Ansatz umfasst ein präzises mikrochirurgisches Verfahren zur Erstellung des PAB, die Beurteilung einer erhöhten RV-Nachlast, eine Echokardiographie zur Beobachtung des PAB-induzierten strukturellen und funktionellen Umbaus des Myokards und eine elektrophysiologische Studie zur Bewertung der Anfälligkeit für Herzrhythmusstörungen, einschließlich Vorhofflimmern.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle unten beschriebenen Verfahren wurden von der Ethikkommission des Montreal Heart Institute (Protokollnummern: 2021-2938-2021-47-01 und 2024-3412-2024-48-01) genehmigt und hielten sich strikt an die Richtlinien des Canadian Council on Animal Care (CCAC). Für die Eingriffe wurden männliche Wistar-Ratten (225-275 g) im Alter von 6-8 Wochen verwendet. Alle Tiere wurden in der Tierpflegeeinrichtung des Montreal Heart Institute untergebracht, mit freiem Zugang zu Wasser und Futter.

1. Präoperative Vorbereitung

  1. Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente und Materialien vor der Operation mit einem Autoklaven mit Hochdruck-Sattdampf bei Temperaturen zwischen 121 °C und 134 °C unter 15-30 psi für 30-40 Minuten, gefolgt von einem Trocknungszyklus von 25 Minuten.
  2. Bereiten Sie alle für die Operation erforderlichen Mengen an Medikamenten vor. Verwenden Sie einen multimodalen analgetischen Ansatz mit Buprenorphin (0,05 mg/kg) und Ketoprofen (5 mg/kg), die 30 Minuten vor der Operation subkutan injiziert und 6 Stunden (Buprenorphin) und 24 Stunden nach der Operation (Buprenorphin und Ketoprofen) wiederholt werden. Führen Sie zusätzlich eine lokale Analgesie an der Inzisionsstelle durch (Lidocain 5 mg/ml).
  3. Führen Sie vor der Operation eine transthorakale Echokardiographie durch (siehe detailliertes Verfahren für die transthorakale Echokardiographie in den Schritten 6.1-6.13.), um den PA-Durchmesser zu bestimmen, und wählen Sie die geeignete Nadel aus, die als Elektrode verwendet wird, um die erwartete 60%ige Reduzierung des PA-Durchmessers während der PAB zu erzielen.
    HINWEIS: In dieser Arbeit wurden männliche Wistar-Ratten mit einem Gewicht von 225-275 g verwendet, und die Verwendung einer 19-g-Nadel war angemessen, um eine solche 60%ige Reduzierung des PA-Durchmessers zu erzielen.
  4. Bereiten Sie eine 19-G-Nadel (oder das geeignete Kaliber wie in Schritt 1.3 bestimmt) vor, das als Elektrode verwendet wird (siehe unten: Schritte 4.18 und 4.19), um eine optimale PA-Rumpfverengung zu erhalten, die einen schweren Umbau des Rattenherzens provoziert. Biegen Sie die 19 G mit einer Pinzette auf 90-110° (Abbildung 1A).
    HINWEIS: Das Biegen des 19 G erleichtert i) die Positionierung in der Nähe des PA-Rumpfes und ii) das Anlegen der Ligatur während des Eingriffs. Die 19 G werden als Elektrode verwendet, um die herum die Naht angelegt wird, um den Durchmesser des PA auf 1,0 mm zu reduzieren (60 % Reduktion bei Ratten mit einem Gewicht von 225-275 g), was zu einer signifikanten RV-Drucküberlastung führt, die für einen schweren RV-Umbau in 3 Wochen verantwortlich ist.

2. Einleitung der Anästhesie und Vorbereitung der Tiere

HINWEIS: Die Analysen wurden an männlichen Wistar-Ratten (225-275 g) im Alter von 6-8 Wochen durchgeführt. Verwenden Sie während aller Schritte der folgenden Verfahren ein Heizkissen, um die Körpertemperatur des Tieres bei etwa 37 °C zu halten. Legen Sie eine rektale Sonde an, um die Körpertemperatur zu überwachen.

  1. Betäuben Sie das Tier mit kontinuierlich inhaliertem Isofluran 3% und 100% Sauerstoff 2-3 L/min.
  2. Tragen Sie Augenschmiergel auf, um die Hornhaut vor dem Austrocknen zu schützen.
  3. Überprüfen Sie den Grad der Anästhesie mit dem Zehenkneifreflex.

3. Intubation

HINWEIS: Die Intubation wurde wie zuvor beschrieben durchgeführt20.

  1. Bringen Sie das Tier in Rückenlage in eine geneigte Intubationsstation. Halten Sie die Ratte mit einer Fadenschlaufe an den oberen Schneidezähnen fest, um den Körper in einer schwebenden Position bei 45° zu halten, um eine bessere Sicht auf den Hals zu erhalten.
  2. Richten Sie eine flexible Lichtquelle auf die Halsoberfläche, um durch den Rachen-Rachen-Pigtlottik-Bereich zu lichten.
  3. Strecken Sie die Zunge mit einem Wattestäbchen aus und stabilisieren Sie sie am Oberkiefer mit einem gebogenen Wiegespatel als Zungenspatel.
  4. Visualisieren Sie die Luftröhre und die Stimmbänder.
  5. Verwenden Sie einen 16-G-Angiokatheter, um die Intubation durchzuführen. Verwenden Sie den Katheter als Trachealtubus und stumpfen Sie die Nadel mit abgeschrägter Spitze ab, um sie als Einführhilfe zu verwenden.
  6. Schieben Sie den Endotrachealtubus (16 G Angiokatheter), der auf dem Einführkopf (Nadel mit abgeschrägter Spitze) montiert ist, in die Luftröhre und entfernen Sie nach dem Positionieren den Einführkopf (Abbildung 1B).
  7. Bestätigen Sie die korrekte Position des Schlauchs, indem Sie ein normales Atemmuster (ca. 80 Atemzüge/min für Ratten mit einem Gewicht von 225 g und ca. 70 Atemzüge/min für Ratten mit einem Gewicht von 275 g) und das Vorhandensein von Nebel auf der Oberfläche des Metallspatels (oder kleinen Spiegels) beobachten, wenn er am Flansch der Kanülennabe platziert wird.
  8. Nach der korrekten Intubation wird das Tier schnell in Rückenlage über einem homöothermen Heizkissen in die Operationsstation gebracht.
  9. Passen Sie das Atemzugvolumen und die Atemzugrate des Beatmungsgeräts an das Körpergewicht der Ratte an. Ratten mit einem Gewicht von etwa 225-275 g erhalten ein Atemzugvolumen von 2,0-2,5 ml und 70-80 Atemzüge/min mit dem Beatmungsgerät.
  10. Schließen Sie den Endotrachealtubus an das Beatmungsgerät an, um die mechanische Beatmung einzuleiten. Setzen Sie die Auslaufspitze des Ventilators in einen Wasserzylinder ein. Die Luftblasen, die nach jedem Atemzug aus dem Ausfluss austreten, signalisieren eine erfolgreiche Intubation.
  11. Sobald eine gleichmäßige Atmung hergestellt ist, befestigen Sie den Endotrachealtubus mit chirurgischem Klebeband und befestigen Sie die Rektalsonde entlang des Schwanzes, um die Körpertemperatur zu überwachen.

figure-protocol-1
Abbildung 1: Wichtige Instrumente, die für die Vorbereitung des mikrochirurgischen Eingriffs der PAB erforderlich sind. (A) Modifizierte 19-G-Nadel, die als Elektrode verwendet wird, um einen Durchmesser des PA-Rumpfes von 1 mm nach PAB zu erhalten. (B) Verwendete endotracheale Werkzeuge oder erfolgreiche Intubation von Ratten. 1. Der Spatel wird bei anästhesierten Ratten als Zungenspatel verwendet, um die Luftröhre freizulegen. 2. Der 16G-Katheter fungiert als Endotrachealtubus, nachdem er die Spitze seines Stifts abgestumpft hat. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

4. PAB-Operation (Abbildung 2)

HINWEIS: Alle Eingriffe müssen nach strengen aseptischen Operationstechniken durchgeführt werden.

  1. Rasieren Sie die linke Seite des Brustkorbs mit einem Haarschneider und einer Enthaarungscreme und bereiten Sie die Haut mit 2 % Chlorhexidin vor, gefolgt von Peelings mit 70 % Alkohol (dreimal wiederholt).
  2. Immobilisieren Sie die Vordergliedmaßen in offener Position mit medizinischem Klebeband und achten Sie darauf, die Gliedmaßen nicht zu überdehnen, um die Atmung nicht zu beeinträchtigen.
  3. Ziehe das rechte hintere Glied leicht nach unten und fixiere es entlang der Rute.
  4. Strecken Sie die linke Hintergliedmaße aus und adduktieren Sie sie und fixieren Sie sie an der rechten Seite des Tieres, um eine leichte rechte Seitenposition zu erzeugen, wodurch die linke Seite der Brust freigelegt wird.
  5. Verwenden Sie bei diesem Schritt sterile Handschuhe für den restlichen Teil der Operation.
  6. Positionieren Sie ein steriles Tuch über dem Tier und machen Sie einen 2-3 cm langen Hautschnitt auf der linken Seite des Brustkorbs, der etwa 2 cm über dem Processus xiphoideus beginnt und diagonal zur Basis der linken Vordergliedmaße der Ratte ausgerichtet ist.
  7. Unter der Haut wird anschließend die Brustmuskulatur (Pectoralis minor und major) abgetrennt und durch stumpfe Dissektion mit einer Rundschere zur Seite geschoben. Verwenden Sie magnetische Retraktoren, um die Muskeln zu halten, um eine korrekte Visualisierung des darunter liegenden Brustkorbs zu ermöglichen.
  8. Entblasen Sie die Lunge, indem Sie den Abflussschlauch (der mit dem Beatmungsgerät verbunden ist) aus dem Wasserzylinder entfernen (siehe Schritt 3.10). Durch die Entfernung des Abflussrohrs aus dem Wasser wird der Druck in die Lunge gesenkt, wodurch das Aufblasen der Lappen erzeugt wird.
  9. Führen Sie eine linksseitige Thorakotomie mit einer gebogenen Präparierzange durch. Durchstechen Sie ein kleines Loch in die mittlere Schlüsselbeinlinie des Muskels, das sich zwischen der 3. und 4. Rippe befindet.
  10. Führen Sie die gebogene Pinzette in die Öffnung ein und schieben Sie sie entlang der linken Innenwand des Muskels zwischen den beiden Rippen, um die linke Brustwand leicht anzuheben und zu vermeiden, dass Sie beim Schneiden des Muskels die Lunge berühren.
  11. Nehmen Sie die eingeführte Pinzette als Leitfaden und machen Sie mit einer Irisschere einen Schnitt in Längsrichtung zu den Rippen auf ca. 1 cm. Halten Sie die linke Brustwand angehoben und manipulieren Sie die Schere vorsichtig, um eine Beschädigung der linken Lungenlappen direkt darunter zu vermeiden.
  12. Erweitern Sie den Interkostalschnitt mit einer Rundschere auf 1-2 cm links vom Tier.
  13. Positionieren Sie die Retraktoren wieder unter den Rippen, um die Wunde offen zu halten.
  14. Beobachten Sie den unteren Teil des Thymus und einen Teil des linken Lungenlappens.
  15. Schieben Sie den Thymus und die Lunge auf dieser Höhe beiseite, da diese Organe viel Platz einnehmen. Trennen Sie die Thymuslappen durch stumpfe Dissektion mit einer Pinzette und halten Sie die Lunge mit feuchter Gaze auf der linken Seite. Dann legen Sie den oberen Teil des Herzens, den linken Vorhof (LA) sowie den Lungenstamm und den Aortenbogen frei.
  16. Präparieren Sie vorsichtig die dünne Perikardschicht, die das Herz in diesem Bereich bedeckt, zusammen mit anhaftendem Fettgewebe, um den Teil zu lokalisieren, an dem die Aorta und der Lungenstamm noch befestigt sind. Präparieren Sie das Perikard minimal und vermeiden Sie es, die Pleuramembran zu berühren.
  17. Führen Sie die gebogene Pinzette in geschlossener Position in den Raum zwischen dem LA-Anhang und dem Lungenstamm ein, in der Mitte des sichtbaren Teils des Gefäßes, um die andere Seite des Gefäßes zu erreichen (Abbildung 2A).
    ACHTUNG: Vermeiden Sie es, zu nahe an der Aortenwurzel des Herzens zu arbeiten, um das Risiko eines Gefäßrisses und einer Blutung zu vermeiden.
  18. Stellen Sie sich die Spitze der Pinzette durch die Bindehaut kranial zum Lungenstamm vor. Verwende die zweite Pinzette, um über die Spitze zu sezieren, und durchstiche die Membran vorsichtig, um eine kleine Öffnung zu schaffen. Die gebogene Pinzette, die unter dem Lungenstamm positioniert ist, wird dann leicht geöffnet, um einen 5-0 Silk Faden zu greifen. Ziehen Sie die Pinzette zurück, um den Faden von einer Seite des Lungenstamms zur anderen zu bringen (Abbildung 2B, C).
  19. Führen Sie die Verengung des Lungenstamms durch. Üben Sie zunächst einen lockeren Doppelknoten des 5-0 Silk nahe der Arterie. Führen Sie die 19 G Nadel entlang des Gefäßes und unter den Faden ein. Ziehen Sie diesen ersten Knoten fest und fixieren Sie ihn mit einem zweiten einfachen Knoten, bevor Sie die 19 G entfernen (Abbildung 2D).
    ACHTUNG: Arbeiten Sie schnell und vorsichtig, um die Dauer der vollständigen Obstruktion des Lungenstamms zu minimieren.
  20. Machen Sie einen letzten einfachen Knoten und schneiden Sie den restlichen 5-0 Seidenfaden etwa 0,5-1 cm vom Knoten entfernt ab (Abbildung 2D).
  21. Positionieren Sie die Thymuslappen neu und entfernen Sie die Brustretraktoren.
  22. Blasen Sie die Lunge wieder auf, indem Sie den Abfluss des Beatmungsgeräts für 2 s abklemmen.
  23. Schließen Sie den Brustkorb, indem Sie ein Kreuzstichmuster mit einem synthetischen, resorbierbaren 5-0-Nahtfaden ausführen.
  24. Tragen Sie einige Tropfen 0,9%ige Kochsalzlösung auf den Wundbereich auf und komprimieren Sie jede Seite der Brustwand, um Luftblasen zu entfernen und den thorakalen Unterdruck wiederherzustellen.
  25. Positionieren Sie die Brustmuskulatur neu und wischen Sie die restliche Kochsalzlösung mit einer sterilen Gaze ab.
  26. Tragen Sie mit einer Spritze einen Spritzblock Lidocain auf die Oberfläche und den umgebenden Bereich der Wunde auf.
  27. Verschließen Sie die Haut mit einem synthetischen, resorbierbaren 5-0-Nahtfaden mit einer Nadel in einem kontinuierlichen subkutikulären Muster.
    HINWEIS: Scheinratten erhalten das gleiche Verfahren ohne die Schritte 4.18 und 4.19.

figure-protocol-2
Abbildung 2: PAB-Verfahren und Validierung von 5.0 Silk-Naht im Vergleich zu Metallclips. Fotografie der schrittweisen Isolierung und Ligatur des PA-Rumpfes, die (A) die Exposition und Isolierung des PA-Rumpfes, (B) die Positionierung der Naht (5.0 Silk) um den PA-Rumpf, (C) die Ligatur des PA (PAB) (mit einer 19-G-Nadel als Elektrode) zeigt; (D) die Überprüfung der Herzbewegung und der PA-Wurzel- und RV-Überlastung nach PAB; (E) ein Vergleich von PAB, das mit Seidennaht durchgeführt wurde, mit einem Metallclip; und (F) die Validierung der Wahl der Seidennaht für PAB, um einen reproduzierbareren Durchmesser von 1 mm um den PA-Rumpf zu erzeugen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

5. Postoperative Genesung

  1. Entfernen Sie das Isofluran, während Sie die Ratte unter mechanischer Beatmung mit nur Sauerstofffluss halten. Drehen Sie die Ratte auf die rechte Seite oder nach Bauch, um die Atmung zu erleichtern.
  2. Injizieren Sie ein Volumen von 0,9 % Kochsalzlösung subkutan in den dorsalen Halsbereich, um die Flüssigkeitsrückgewinnung zu fördern (berechnet als 10 ml/kg/h Anästhesie).
  3. Sobald die autonome Atmung bestätigt ist, entfernen Sie den Endotrachealtubus sanft.
  4. Beobachten Sie, wann sich die Ratte von selbst zu bewegen beginnt, und bringen Sie das Tier vom Heizkissen in einen neuen sterilen Käfig, um sich zu erholen. Wasser und Nassfutter ad libitum bereitstellen.
  5. Stellen Sie den Käfig während der postoperativen Phase (4-6 Stunden) über ein Heizkissen (die Hälfte des Käfigs), um die Körpertemperatur zu halten und das Tier genau zu überwachen.
  6. Behandeln Sie sofort Anzeichen von Schmerzen, Atembeschwerden oder abnormalem Verhalten.
  7. In der postoperativen Versorgung, 6 Stunden nach der Operation, injizieren Sie eine zweite Dosis von 0,05 mg/kg Buprenorphin. Am nächsten Tag, 24 Stunden nach der Operation, injizieren Sie eine dritte Dosis von 0,05 mg/kg Buprenorphin und eine zweite Dosis von 5 mg/kg Ketoprofen.
  8. Überwachen Sie die Ratten, bis sich ihre Gesundheit vollständig erholt hat.

6. Transthorakale Echokardiographie

HINWEIS: Diese Arbeit zeigt Daten, die am 21. Tag nach der Operation erhoben wurden, als die Ratten einer transthorakalen Echokardiographie unterzogen wurden. Abhängig von den Forschungszielen und den Anforderungen an das Studiendesign können die Forscher jedoch andere Zeitpunkte für die transthorakale Echokardiographie vor und nach der PAB definieren.

  1. Führen Sie vor der Operation eine transthorakale Echokardiographie durch, um den PA-Durchmesser zu bestimmen und die geeignete Messnadel auszuwählen, die als Elektrode verwendet wird, um die erwartete 60%ige Reduzierung des PA-Durchmessers während der PAB zu erzielen.
    HINWEIS: In dieser Studie wurden männliche Wistar-Ratten mit einem Gewicht von 225-275 g verwendet, und die Verwendung einer 19-g-Nadel war angemessen, um eine solche 60%ige Reduzierung des PA-Durchmessers zu erzielen.
  2. Wiegen und betäuben Sie die Ratten mit kontinuierlich inhaliertem Isofluran (3% und 2 L/min O2).
  3. Führen Sie bei jedem Tier eine transthorakale Echokardiographie mit einer 12S-Sektor-/Multielementsonde (4,5-11,5 MHz) und einem Bildaufnahmesystem durch.
  4. Verwenden Sie das Farbmapping in einer zweidimensionalen (2D) parasternalen Kurzachsenansicht, indem Sie die 12S-Sonde auf Höhe der Aortenklappe positionieren. Klicken Sie auf die Schaltfläche Farbdoppler am Echogerät, um das Blutflussmuster zu visualisieren, das den Bereich des Lungenarterienbandes (PAB) im Lungenstamm durchquert.
  5. Führen Sie einen kontinuierlichen Doppler (CW) durch, indem Sie den PAB durch Farbmapping in der parasternalen Kurzachsenansicht durchqueren, um die Eigenschaften des Blutflusses, der den PAB-Bereich durchquert, aufzuzeichnen, einschließlich der Spitzengeschwindigkeit (cm/s) und des mittleren Druckgradienten (mmHg). Um die Dopplerkurven zu erhalten, stellen Sie das Probenvolumen auf Höhe des Lungenarterienbandes ein.
  6. Wenden Sie eine apikale 2D-4-Kammer-Ansicht an, indem Sie die 12S-Sonde auf Höhe der Herzspitze positionieren, um die Vergrößerung der RA und RV nach der Operation zu demonstrieren und die horizontale Dimension der RA am Ende der kardialen Systole (RADs) in Millimetern (mm) zu bestimmen.
  7. Wenden Sie Farbmapping in der apikalen 2D-4-Kammer-Ansicht an, um Trikuspidalinsuffizienz aufgrund von PAB aufzudecken, indem Sie Cine-Loops auf der Echomaschine erfassen.
  8. Führen Sie eine M-Mode-Echokardiographie in apikaler 4-Kammer-Ansicht durch, indem Sie die Konjunktion zwischen dem Trikuspidalring und der RV-Seitenwand kreuzen, um die systolische Exkursion der Trikuspidalringebene (TAPSE) in mm zu untersuchen.
  9. Verwenden Sie die Gewebedoppler-Bildgebung (TDI) in der apikalen 4-Kammer-Ansicht auf Höhe der Konjunktion des Trikuspidalringes und der RV-Seitenwand zur Messung der systolischen Kontraktilität (Sr) der RV-Seitenwand, ausgedrückt in Zentimetern pro Sekunde (cm/s), um die systolische Leistung des RV zu bewerten.
  10. Aufzeichnung des diastolischen transtrikuspidalen Flusses (TTF) mit gepulstem Wellendoppler in der apikalen 4-Kammer-Ansicht, um die diastolischen Eigenschaften des RV zu untersuchen, einschließlich der Spitzengeschwindigkeit in der frühen Füllwelle (E), der atrialen Füllung (A) und des Verhältnisses von E/A in TTF.
  11. Führen Sie eine M-Mode-Echokardiographie in der parasternalen Längsachsenansicht auf Höhe der Aortenklappe durch, um den RV-Ausflusstrakt am Ende der Herzdiastole (RVOT, ausgedrückt in Millimeter) und die linke Vorhofdimension am Ende der kardialen Systole (LADs, ausgedrückt in Millimetern) zu messen.
  12. Durchführung einer 2D-M-Mode-Echokardiographie in parasternaler Kurzachsenansicht auf Höhe der Papillarmuskulatur zur Beurteilung der LV-Dimensionen an Endsystole und Diastole (LVDs und LVDd); und LV Frontwandstärke an der Enddiastole (LVAWd), alle ausgedrückt in Millimetern.
  13. Führen Sie den 2D-M-Modus in der parasternalen Kurzachsenansicht durch, um die LV-Fraktionsverkürzung (LVFS, ausgedrückt in Prozent) und die LV-Ejektionsfraktion (LVEF, ausgedrückt in Prozent) zu bestimmen.

7. Elektrophysiologische Untersuchung (Abbildung 3)

  1. Halten Sie die Ratten nach einer In-vivo-Echokardiographie für eine transösophageale elektrophysiologische In-vivo-Untersuchung (EPS) unter Narkose.
  2. Führen Sie die EKG-Elektroden unter die Haut der Ratten ein (1 in der Nähe der linken Vordergliedmaße, 1 in der Nähe der rechten Hintergliedmaße und 1 in der Nähe der linken Hintergliedmaße).
  3. Führen Sie einen 4F-Quadriopolarkatheter mit einem Polabstand von 5 mm vorsichtig in die Speiseröhre ein (Abbildung 3A).
  4. Passen Sie die Position des transösophagealen Katheters in der Nähe der RA an, indem Sie genau bestimmen, wann die P-Welle, die die atrialen Kontraktionen im Oberflächen-EKG darstellt, mit der P-Welle übereinstimmt, die mit dem EKG des transösophagealen Katheters erhalten wurde (Abbildung 3A, B).
  5. Bestimmen Sie die Stimulationsschwelle für jedes Tier. Diese Schwelle ist die Mindestspannung, bei der der Stimulator die Herzfrequenz direkt beeinflusst.
  6. Bewerten Sie die AF-Anfälligkeit, indem Sie einen Spannungsstoß anlegen, der dem 4-fachen der Schwellenspannung entspricht, indem Sie ein Protokoll von 3 Sätzen mit 12 Stimulationsstößen anwenden, die jeweils 3 s bei 50 Hz dauern, gefolgt von 2 s Pause (1 min/Satz). Zwischen jedem Satz hatten die Ratten eine 1-minütige Ruhephase 9,13,21.
  7. Identifizieren und quantifizieren Sie nach jedem Burst das Auftreten von Herzrhythmusstörungen, einschließlich Vorhofflimmern oder Vorhofflattern.
    HINWEIS: Vorhofflimmern ist definiert als unregelmäßiger und ultraschneller Vorhofschlag (>800 Schläge pro Minute). Vorhofflattern ist definiert als ein regelmäßiger, aber schneller Vorhofrhythmus, der mit dem Fehlen der P-Welle oder dem Vorhandensein eines regelmäßigen Musters mehrerer P-Wellen zwischen regelmäßig aufeinanderfolgenden R-R-Intervallen verbunden ist. Es werden nur arrhythmische Episoden berücksichtigt, die länger als 1 s dauern.
  8. Vermeiden Sie die Unterbrechung laufender Episoden von Vorhofflimmern oder Vorhofflattern, indem Sie die nächste Stimulationsreihe abbrechen, wenn sich der Sinusrhythmus innerhalb der Ruhephase zwischen zwei aufeinanderfolgenden Stimulationen nicht von selbst erholt.

figure-protocol-3
Abbildung 3: Darstellung der Herzschläge in Ruhe und der geeigneten Position eines transösophagealen Katheters für elektrophysiologische In-vivo-Studien . (A) Repräsentatives EKG von zwei aufeinanderfolgenden Herzschlägen in Ruhe, das die P-Welle, das PR-Intervall, den QRS-Komplex, das QT-Intervall und das R-R-Intervall zeigt. (B) Schematische Darstellung eines Längsschnitts des Herzens (1) und des Ösophagus (2), in dem ein vierpoliger Katheter (3) eingeführt wird, um das Vorhof-EKG zu stimulieren und zu erfassen. (C) Repräsentative EKG-Signale, die die bevorzugte Position des transösophagealen Katheters anzeigen, wenn das Vorhofsignal (rote Linie) des Oberflächen-EKGs (obere Spuren) mit dem Vorhofsignal des Katheter-EKGs (untere Spuren) übereinstimmt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

8. EKG-Analyse

HINWEIS: Die EKG-Aufzeichnungen und -Stimulationen wurden mit einer EKG-Erfassungssoftware durchgeführt. Die Analysen wurden mit einer EKG-Analysesoftware durchgeführt (Abbildung 3A).

  1. Messen Sie die Dauer der P-Welle, die der Vorhofkontraktion entspricht, ausgedrückt in Millisekunden (ms).
  2. Bestimmen Sie das PR-Intervall (ausgedrückt in Millisekunden), das der Dauer der elektrischen Leitung durch den atrioventrikulären (AV) Knoten entspricht.
  3. Geben Sie die Dauer des QRS-Komplexes (ausgedrückt in Millisekunden) an, die der ventrikulären Depolarisation entspricht.
  4. Ausgewertet wurde das QT-Intervall (ausgedrückt in Millisekunden), das die Gesamtdauer der ventrikulären Depolarisation und Repolarisation widerspiegelt.
  5. Quantifizieren Sie das RR-Intervall (ausgedrückt in Millisekunden), indem Sie die Dauer zwischen zwei aufeinanderfolgenden Herzschlägen angeben und die Herzfrequenz bestimmen.

9. Histologische Analysen

  1. Euthanasthan der Ratten durch Exsanguination unter Isofluran-Anästhesie (5%, 2 L/min O2) am Tag 21 nach PAB.
  2. Isolierung der RA und LA, um den atrialen histologischen Umbau zu analysieren, der mit RHF und Herzrhythmusstörungen verbunden ist oder nicht.
  3. Führen Sie einen Querschnitt der frisch exzisierten Herzen 5 mm von der Spitze entfernt durch, um den ventrikulären Umbau zu beurteilen, der mit RHF und Herzrhythmusstörungen verbunden ist oder nicht.
  4. Fixieren Sie die Myokardproben in Formalin und färben Sie die histologischen Objektträger mit Massons Trichromlösung22 , um die ventrikuläre Wanddicke und Dilatation sowie die Vorhoffibrose bei D21 nach PAB zu quantifizieren.

10. Statistische Auswertungen

  1. Beurteilen Sie die Normalverteilung mit dem Shapiro-Wilk-Test. Vergleichen Sie die normalverteilten Daten mit dem Student's t-Test.
  2. Wenn es sich bei den Daten um eine nicht-parametrische Verteilung handelt, führen Sie einen Mann-Whitney-Test durch. Analysieren Sie kategoriale Variablen wie die AF-Induzierbarkeit mit dem exakten Fisher-Test.
  3. Geben Sie die Ergebnisse als Mittelwert ± Standardfehler zum Mittelwert (S.E.M.) aus. Betrachten Sie Unterschiede als statistisch signifikant bei zweiseitigen P-Werten < 0,05.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Visuelle Bestätigung der passenden Ligatur des PA-Rumpfes während der Operation
Während des PAB-Verfahrens ist ein Hinweis auf eine gute Positionierung der Naht eine sofortige Erhöhung des Blutdrucks und eine sofortige Dilatation des RV und der Wurzel des PA-Rumpfes an der Verbindung mit dem RV. Die Naht darf sich nicht bewegen, um eine konstante und dauerhafte Drucküberlastung für 3 Wochen zu gewährleisten. In dieser Studie wurde die Verwendung eines 5-0 Silk Clips als stabiler als ein Metallclip val...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Die erfolgreiche Leistung des PAB ist der wichtigste Teil dieses Protokolls. Es ist wichtig, die Aorta und den PA-Rumpf richtig zu unterscheiden. Die Isolierung der PA muss sorgfältig durchgeführt werden, um Risse, Blutungen und Tod während des Eingriffs zu vermeiden. Das Anlegen der Naht um die 19G-Elektrode muss schnell erfolgen und anschließend sofort entfernt werden, um eine zu lange "vollständige Obstruktion" der PA aufgrund des Vorhandenseins der Elektrode zu vermeiden.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken Colombe Roy, YanFen Shi, Sandra Querry und Josiane Deslandes für die technische Leistung der transthorakalen Echokardiographie und Nathalie L'Heureux für die vorläufige technische Unterstützung bei der Standardisierung der PAB-Methode. Wir danken den Mitgliedern der Tierpflegeeinrichtung des Montreal Heart Institute.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,9% Natrium-Chlor-Injektion USB (100 ml)  BaxterJB1302PLösung zur Verdünnung von Medikamenten (schmerzlindernd und entzündungshemmend) und zur Herstellung von Salzwasserspritzen zur Rehydrierung des Tieres nach der Operation
19 G x 1 1/2 PrecisionGlide NadelBD305187Nadel modifiziert (gebogen und abgestumpft), um als Abstandshalter für die teilweise Verengung des Lungenstamms
verwendet zu werden 2" x 2" Vliesstoff unsteriler Ritmed Mullschwamm, 4-lagigeAMD-RitmedA2101-CHMullschwämme, die verwendet werden, um Blut aus der Wunde aufzunehmen oder Organe (z. B. Thymus) sanft beiseite zu schieben.
4" x 4" Vlies, unsteriler Ritmed Mullschwamm, 4-lagig (x200)AMD-RitmedA2100-CHMullschwämme, die verwendet werden, um Blut aus der Wunde zu absorbieren oder Organe (z. B. Thymus) sanft beiseite zu schieben.
5-0 Vicryl Violet Fatur RB-1 1/2 Circle Needle 17mm 27"EthiconJ303HSynthetisches, resorbierbares, steriles chirurgisches Nahtmaterial mit einer Taperpoint-Nadel, die zum Verschließen von Muskel- und Hautwunden verwendet wird.
Anafen (100 mg/ml)Merial Deutschland, Inc.1938126Verdünnte injizierbare Lösung von Ketoprofen, die als nichtsteroidales entzündungshemmendes, schmerzstillendes und fiebersenkendes Arzneimittel verabreicht wird.
AutoClip  SystemFST12020-00Kann zum Verschließen der Hautwunde verwendet werden. Enthält einen Clip-Applizierer, gewickelte Clips (9 mm) und einen Clip-Entferner.
Dumont #5/45 PinzetteFST11251-35Dumoxel Pinzette mit Spitzen, die bei 45° abgewinkelt sind. Wird verwendet, um die Knoten um den Abstandshalter festzuziehen, der am Lungenstamm angebracht ist.
Feine Schere - SharpFST14060-10Irisschere aus Edelstahl für den Schnitt der Interkostalmuskulatur und das Schneiden von Nähten.
Foran (Isofluran) 100 mLBaxter CanadaBAXCA2L9100 Inhalationsanästhetikum, das für Nagetiere während ihrer PAB-Operation verwendet wird.
IV-Katheter 16 G x 1,77 " (gerade)BD Insyte381257Katheter, der als Endotrachealtubus verwendet wird, wobei sein Metallmandrin abgestumpft ist.
Licht  LED 130 F - DrMachEickemeyerM130300LED-Wandleuchte.
Magnetisches Fixiersystem Retraction System: GrundplatteFST18200-50Metallplatte, auf der die zugehörigen Befestigungen installiert sind. Er wird um die Heizplatte herum platziert.
Magnetisches Fixator-Rückzugssystem: Elastomer (2 m Rolle)FST18200-07Wird verwendet, um die Retraktoren an den Fixateuren zu befestigen.
Magnetisches Fixateur-Rückzugssystem: FixatorenFST18200-02Bewegliche Anker, die auf die Grundplatte aufgesetzt werden können.
Magnetisches Fixateur-Retraktionssystem: RetraktorenFST18200-11Retraktoren, die es ermöglichen, die Operationswunde mit der gewünschten Öffnung zu erhalten
Metzenbaum-Schere (gebogen)FST14017-14Stumpfe Schere aus Edelstahl, die für die stumpfe Dissektion von Haut und Muskeln verwendet wird.
Micro-Adson-PinzetteFST11018-12Gezackte Pinzette aus Edelstahl, die zum Greifen von Haut und anderen Geweben verwendet wird.
Oster Golden A5 2-Gang-HaarschneidemaschineOster Professional34264416949Hundefriseurschermaschine, die zur Vorbereitung des Operationsfeldes verwendet wird. Da es für die Verwendung mit großen Tieren gedacht ist, muss der Benutzer bei Ratten vorsichtig sein.
Heizplatte oder Erwärmungssystem für NagetiereN/A-Platte, die an ein Gerät angeschlossen ist, das mit einem LED-Bildschirm ausgestattet ist, der die von der Rektalsonde gemessene Temperatur sowie die Zieltemperatur anzeigt.
Nagetier-Beatmungsgerät Modell 683Harvard Apparatus74240-2Mechanisches Beatmungsgerät für kleine Labortiere (max. 5 kg).
Semken Pinzette mit Zacken (gebogen)FST11009-13Pinzette aus Edelstahl für die Gewebedissektion.
Semken Pinzette mit Zacken (gerade)FST11008-13Pinzette aus Edelstahl für die Gewebedissektion.
Silky Fresh HaarentfernungscremeVeet62200825036Haarentfernungsprodukt, das zur Vorbereitung der Operationsstelle nach der Rasur verwendet wird.
Soluprep 3M103.26Antiseptische Lösung in Flaschen, getönt mit 2 % Chlorhexidin und 70 % Alkohol 225 ml.
Spatel aus Edelstahl 195 mmHeathrow ScientificHS15907Spatel, der als Zungenspatel bei der Intubation von Ratten verwendet wird.
Stereomikroskop System SZ61TROlympus88-126Mikroskop ausgestattet mit Fernglas und eingebauter Kamera, die Videoaufnahmen ermöglicht.
Sterile Natriumchlorid 0,9% Spülflasche (60 ml)Kochsalzlösung H2O25-6048SA-LLösung, die verwendet wird, um die Wunde während der gesamten Operation feucht zu halten.
Chirurgische Schere - Scharf-Blunt (Gerade)FST14001-12Schere aus Edelstahl, die für den ersten Hautschnitt verwendet wird.
Naht 5-0 Silk No NeedleHenry Schein102-6344Seidenfaden zur Verengung des Lungenstamms
Systane SalbeAlcon2444062Augenschmiermittel, das eine vorübergehende Linderung von Brennen und Reizungen bietet, die durch die Trockenheit der Augen während der Operation verursacht werden.
SZ2-STU2 Stereomikroskop-StativOlympusN1198900Der an der Basis befestigte Arm bietet dem Mikroskopkopf eine große Bewegungsfreiheit.
Gewebezange - 1X2 ZähneFST11021-15Pinzette aus Edelstahl, die das Greifen, Halten und Manipulieren von Geweben (Haut und Muskeln) ermöglicht.
Transpore Chirurgisches Klebeband3M1527-1Medizinisches Klebeband, das zur Ruhigstellung der Vorder- und Hinterbeine der Ratten verwendet wird.
Vetbond Tissue Adhesive (3 mL)3M1469SBChirurgischer Kleber, der in kleinen Mengen auf die Haut aufgetragen werden kann Er kann als Ergänzung zu subkutanen Nähten verwendet werden.
Vetergesic Multidose (0,3 mg/ml) 10 mLCeva Canada2342510Verdünnte injizierbare Lösung von Buprenorphin, die als Analgetikum verabreicht wird.
Anästhesieverdampfer für Veterinärmedizin Tec 4Dispomed34001 IsoErmöglicht die Verdampfung von Isofluran und eine Konzentration von 0– 5%.
Maßgeschneiderte

Referenzen

  1. Cassady, S. J., Ramani, G. V. Right heart failure in pulmonary hypertension. Cardiol Clin. 38 (2), 243-255 (2020).
  2. Campo, A., et al. Outcomes of hospitalization for right heart failure in pulmonary arterial hypertension. Eur Respir J. 38 (2), 359-367 (2011).
  3. Naeije, R., Manes, A. The right ventricle in pulmonary arterial hypertension. Eur Respir Rev. 23 (134), 476-487 (2014).
  4. Vonk-Noordegraaf, A., et al. Right heart adaptation to pulmonary arterial hypertension: physiology and pathobiology. J Am Coll Cardiol. 62 (25 Suppl), D22-D33 (2013).
  5. Olsson, K. M., Nickel, N., Tongers, J., Hoeper, M. M. Atrial flutter and fibrillation in patients with pulmonary hypertension. Int J Cardiol. 167 (5), 2300-2305 (2013).
  6. Mercurio, V., et al. Pulmonary arterial hypertension and atrial arrhythmias: incidence, risk factors, and clinical impact. Pulm Circ. 8 (2), 2045894018769874(2018).
  7. Dignam, J. P., Scott, T., Kemp-Harper, B., Hobbs, A. J. Animal models of pulmonary hypertension: Getting to the heart of the problem. Br J Pharmacol. 179 (5), 811-837 (2021).
  8. Silva, A. L., et al. Monocrotaline induces acutely cerebrovascular lesions, astrogliosis and neuronal degeneration associated with behavior changes in rats: A model of vascular damage in perspective. Neurotoxicology. 94, 59-70 (2023).
  9. Hiram, R., et al. Right atrial mechanisms of atrial fibrillation in a rat model of right heart disease. J Am Coll Cardiol. 74 (10), 1332-1347 (2019).
  10. Hirata, M., et al. Novel model of pulmonary artery banding leading to right heart failure in rats. Biomed Res Int. 2015, 753210(2015).
  11. Jalal, Z., et al. Unexpected internalization of a pulmonary artery band in a porcine model of tetralogy of Fallot. World J Pediatr Congenit Heart Surg. 8 (1), 48-54 (2017).
  12. Akazawa, Y., et al. Pulmonary artery banding is a relevant model to study the right ventricular remodeling and dysfunction that occurs in pulmonary arterial hypertension. J Appl Physiol. 129 (2), 238-246 (2020).
  13. Le Quilliec, E., et al. Atrial cardiomyocytes contribute to the inflammatory status associated with atrial fibrillation in right heart disease. Europace. 26 (4), euae082(2024).
  14. Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. (84), e51041(2014).
  15. Cheng, T. C., Philip, J. L., Tabima, D. M., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Multiscale structure-function relationships in right ventricular failure due to pressure overload. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 315 (3), H699-H708 (2018).
  16. Mamazhakypov, A., Veith, C., Schermuly, R. T., Sydykov, A. Surgical protocol for pulmonary artery banding in mice to generate a model of pressure-overload-induced right ventricular failure. STAR Protoc. 4 (4), 102660(2023).
  17. Prihadi, E. A., et al. Morphologic types of tricuspid regurgitation. Characteristics and prognostic implications. JACC: Cardiovasc Imaging. 12 (3), 491-499 (2019).
  18. Samson, N., Paulin, R. Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension. Pulm Circ. 7 (3), 572-587 (2017).
  19. Liu, Z., et al. Low-voltage zones as the atrial fibrillation substrates: Relationship With initiation, perpetuation, and termination. Front Cardiovasc Med. 8, 705510(2021).
  20. Tomasello, G., et al. Simple and fast orotracheal intubation procedure in rats. Acta Biomed. 87 (1), 13-15 (2016).
  21. Halațiu, V. B., Perian, M., Balan, A. I., Scridon, A. Transesophageal atrial burst pacing for atrial fibrillation induction in rats. J Vis Exp. (180), e63567(2022).
  22. Prophet, E. B., Mills, B., Arrington, J. B., Sobin, L. H. Laboratory Methods in Histotechnology. , American Registry of Pathology. Washington. (1992).
  23. Silva, J. M. A., et al. Hypertrophy of the right ventricle by pulmonary artery banding in rats: a study of structural, functional, and transcriptomics alterations in the right and left ventricles. Front Physiol. 14, 1129333(2023).
  24. Camacho, P., Fan, H., Liu, Z., He, J. Q. Small mammalian animal models of heart disease. Am J Cardiovasc Dis. 6 (3), 70-80 (2016).
  25. Andersen, S., et al. A pulmonary trunk banding model of pressure overload induced right ventricular hypertrophy and failure. J Vis Exp. (141), e58050(2018).
  26. Ukita, R., et al. A large animal model for pulmonary hypertension and right ventricular failure: Left pulmonary artery ligation and progressive main pulmonary artery banding in sheep. J Vis Exp. (173), e62694(2021).
  27. Myers, P. O., et al. Impact of age and duration of banding on left ventricular preparation before anatomic repair for congenitally corrected transposition of the great arteries. Ann Thorac Surg. 96 (2), 603-610 (2013).
  28. Liu, C., et al. Reverse remodeling of pulmonary arterioles after pulmonary artery banding in patients ≥ 2 years old with severe pulmonary arterial hypertension and congenital heart disease. Pediatr Cardiol. 40 (5), 958-964 (2019).
  29. Roy, B., Vacas, S., Ehlert, L., McCloy, K., Saggar, R., Kumar, R. Brain structural changes in patients with pulmonary arterial hypertension. J Neuroimaging. 31 (3), 524-531 (2021).
  30. Hiram, R. Resolution-promoting autacoids demonstrate promising cardioprotective effects against heart diseases. Mol Biol Rep. 49 (6), 5179-5197 (2022).
  31. Hiram, R. Cardiac cytokine therapy? Relevance of targeting inflammatory mediators to combat cardiac arrhythmogenic remodeling. Int J Cardiol Heart Vasc. 37, 100918(2021).
  32. Al-U'datt, D. G. F., et al. Implications of enigmatic transglutaminase 2 (TG2) in cardiac diseases and therapeutic developments. Biochem Pharmacol. 201, 115104(2022).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Weitere Artikel entdecken

RechtsherzinsuffizienzVorhofflimmernechokardiographische BeurteilungTrikuspidalinsuffizienzMyokardentzündungventrikuläre ArrhythmieRechtsventrikelhypertrophie
Rattenmodell des rechtsseitigen kardialen Umbaus und der Arrhythmie unter Verwendung von Lungenarterienbändern
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.