Rattenmodell des rechtsseitigen kardialen Umbaus und der Arrhythmie unter Verwendung von Lungenarterienbändern

Zusammenfassung

Die Rechtsherzinsuffizienz (RHF) ist gekennzeichnet durch eine rechtsseitige Herzdilatation und Hypertrophie, die zu ventrikulären und atrialen Fehlfunktionen führt. Herz-Lungen-Erkrankungen im Zusammenhang mit RHF gehen mit einem erhöhten Risiko für Herzrhythmusstörungen einher. In diesem Artikel wird ein standardisiertes Modell der durch Lungenarterienbanding induzierten RHF beschrieben, das mit einer verstärkten ventrikulären und atrialen Arrhythmogenese einhergeht.

Zusammenfassung

Klinische Erkrankungen, einschließlich chronisch obstruktiver Lungenerkrankung oder pulmonaler arterieller Hypertonie (PAH), können zu chronischer Drucküberlastung des rechten Ventrikels und fortschreitender Rechtsherzinsuffizienz (RHF) führen. RHF kann durch rechtsseitige kardiale Hypertrophie und Dilatation identifiziert werden, die mit einer abnormalen Myokardfunktion einhergeht, die das RV und den rechten Vorhof (RA) betrifft. Wir haben kürzlich gezeigt, dass eine schwere RHF mit einem erhöhten Risiko für Vorhofentzündungen, Vorhoffibrose und Vorhofflimmern (VHF), die häufigste Form von Herzrhythmusstörungen (CA), einhergeht. Jüngste Studien haben gezeigt, dass RV- und RA-Entzündungen eine wichtige Rolle bei der Arrhythmogenese von CA, einschließlich VHF, spielen. Der Einfluss von Entzündungen auf die Entwicklung von CA und VHF bei RHF ist jedoch nur unzureichend beschrieben.

Experimentelle Modelle der RHF sind erforderlich, um den Zusammenhang zwischen rechtsseitiger Myokardentzündung und CA besser zu verstehen. Das Rattenmodell der monocrotalin (MCT)-induzierten pulmonalen Hypertonie (PH) ist gut etabliert, um RHF zu provozieren. MCT löst jedoch eine schwere Pneumotoxizität und Lungenentzündung aus. Daher hilft die MCT-induzierte RHF nicht zu unterscheiden, ob die nachfolgende Myokardentzündung von der RHF an sich oder von zirkulierenden Entzündungssignalen ausgeht, die von der verletzten Lunge sezerniert werden.

In diesem Artikel wurde eine mechanische Methode mit Pulmonalarterien-Stammbanding (PAB) verwendet, um eine rechtsseitige Herzrhythmusstörungsgenese zu provozieren. Die PAB besteht aus einer dauerhaften Naht des Lungenarterienstamms für 3 Wochen. Ein solcher Ansatz führt zu einer erhöhten rechtsseitigen Drucküberlastung. Bei D21 nach PAB führt die Naht zu hypertrophierten, dilatativen und entzündeten RV und RA. Die PAB-induzierte RHF geht auch mit einer Anfälligkeit für ventrikuläre und atriale Arrhythmien, einschließlich Vorhofflimmern, einher.

Einleitung

Die Rechtsherzinsuffizienz (RHF) ist gekennzeichnet durch eine rechtsventrikuläre (RV) und atriale (RA) Hypertrophie und Dilatation, die als Reaktion auf eine chronische RV-Drucküberlastung aufgrund der Verengung der Lungenarterien (^{PA) zu} einer rechtsseitigen Herzinsuffizienz führt1. Daher können Bedingungen, die eine Verengung der PA provozieren, für ein erhöhtes Risiko für RHF^{verantwortlich sein 1,2,3,4}. Klinische Daten zeigten, dass RHF die Hauptursache für Krankenhausaufenthalte (56 %) bei Patienten mit PA-Hypertonie (PAH) ^ist2. Klinische Studien haben gezeigt, dass Patienten unabhängig von der Ursache der PAH, einschließlich thromboembolischer pulmonaler Hypertonie (PH) und idiopathischer PAH, häufig von RHF betroffen sind und 20 % anfälliger für die Entwicklung von Herzrhythmusstörungen wie supraventrikulären Tachyarrhythmien und Vorhofflimmern (VHF) ^sind2,5,6.

Um den Zusammenhang zwischen PAH und RHF besser zu verstehen, wurden Tierversuche, einschließlich des Modells einer Einzeldosis von Monocrotalin (MCT), verwendet, um schwere Lungenentzündungen und RHF zu provozieren ^7,8. Wir haben kürzlich beobachtet, dass MCT-induzierte RHF mit RA-Entzündungen und VHF^{assoziiert war 9}. Aufgrund der Bedeutung der MCT-induzierten Lungenentzündung und der zirkulierenden Zytokine war es jedoch schwierig zu beschreiben, ob die MCT-induzierte RA-Entzündung eine Folge der RHF ist⁹. Daher war ein neues Modell der RHF-induzierten Herzrhythmusstörung erforderlich, um den Entzündungsstatus der RA zu untersuchen.

Das experimentelle Modell des PA-Rumpfbandings (PAB) wurde bei verschiedenen Tierarten verwendet, um obstruktive PA-Erkrankungen nachzuahmen und den damit verbundenen pathologischen kardialen Umbau zu untersuchen, der die rechte Seite des Herzens betrifft¹⁰. PAB wurde in verschiedenen Studien, die eine RV-Überlastung nachahmen, als wirksame Methode zur Induktion von Dysfunktion und Versagen des rechten RV berichtet 10,11,12,13,14,15,16. Technisch gesehen handelt es sich bei PAB um das Platzieren einer dauerhaften Naht auf dem PA-Rumpf, die eine mechanische Verkleinerung des PA-Rumpfdurchmessers¹⁰ provoziert. PAB erzeugt eine erhöhte Drucküberlastung des RV¹⁰. Zunächst wird als kompensatorische Anpassung an den plötzlichen Anstieg der RV-Nachlast die RV-Höhle erweitert, was zu einer chronischen RV-Hypertrophie führt^10,13. RV-Dilatation und Hypertrophie betreffen die Trikuspidalklappen, die undicht werden¹³. Genauer gesagt bewirkt die ausgeprägte Dilatation des RV in Verbindung mit einer hohen RV-Nachlast eine Dehnung des zwischen dem RV und dem RA^13,17 befindlichen Anulus der Trikuspidalklappe. Aufgrund des unvollständigen Verschlusses der Klappe wird ein Teil des Blutes, das während der Systole aus dem RV ausgestoßen wird, in die RA-Höhle¹⁷ geleitet. Eine Leckage der Trikuspidalklappe kann durch Echokardiographie beobachtet werden und wird als Trikuspidalinsuffizienz^{bezeichnet 17}. Dann erhält die RA einen unangemessen hohen Blutdruck, der zu einer erhöhten RA-Dilatation und Hypertrophie beiträgt¹³. Der chronische RV- und RA-Umbau geht mit lokalen myokardialen Entzündungsreaktionen einher, die zu RV- und RA-Fibrose und Funktionsverlust führen ^9,13. Die kardiale Fibrose ist gekennzeichnet durch die Entwicklung von Niederspannungszonen, die weniger kontraktil und anfälliger für die Provokation von Leitungsblockaden und Wiedereintrittskreisläufen sind, die an der Entwicklung von Herzrhythmusstörungen, einschließlich Kammerflimmern und Vorhofflimmern, beteiligt sind^18,19.

Die Originalität dieser Arbeit liegt in der Verwendung einer standardisierten Methode des PAB-induzierten rechtsseitigen kardialen Umbaus, um die Induzierbarkeit von Herzrhythmusstörungen in 3 Wochen nach PAB zu provozieren und zu untersuchen. Die Hauptvorteile dieses chirurgischen Ansatzes sind: i) die direkte Kontrolle über die Verringerung des PA-Rumpfdurchmessers und ii) die Vermeidung von Lungenentzündungen, um sich auf RHF-induzierte Myokardentzündungen zu konzentrieren, um Herzrhythmusstörungen, einschließlich Vorhofflimmern, zu untersuchen.

Der hier beschriebene Ansatz umfasst ein präzises mikrochirurgisches Verfahren zur Erstellung des PAB, die Beurteilung einer erhöhten RV-Nachlast, eine Echokardiographie zur Beobachtung des PAB-induzierten strukturellen und funktionellen Umbaus des Myokards und eine elektrophysiologische Studie zur Bewertung der Anfälligkeit für Herzrhythmusstörungen, einschließlich Vorhofflimmern.

Protokoll

Alle unten beschriebenen Verfahren wurden von der Ethikkommission des Montreal Heart Institute (Protokollnummern: 2021-2938-2021-47-01 und 2024-3412-2024-48-01) genehmigt und hielten sich strikt an die Richtlinien des Canadian Council on Animal Care (CCAC). Für die Eingriffe wurden männliche Wistar-Ratten (225-275 g) im Alter von 6-8 Wochen verwendet. Alle Tiere wurden in der Tierpflegeeinrichtung des Montreal Heart Institute untergebracht, mit freiem Zugang zu Wasser und Futter.

1. Präoperative Vorbereitung

1. Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente und Materialien vor der Operation mit einem Autoklaven mit Hochdruck-Sattdampf bei Temperaturen zwischen 121 °C und 134 °C unter 15-30 psi für 30-40 Minuten, gefolgt von einem Trocknungszyklus von 25 Minuten.
2. Bereiten Sie alle für die Operation erforderlichen Mengen an Medikamenten vor. Verwenden Sie einen multimodalen analgetischen Ansatz mit Buprenorphin (0,05 mg/kg) und Ketoprofen (5 mg/kg), die 30 Minuten vor der Operation subkutan injiziert und 6 Stunden (Buprenorphin) und 24 Stunden nach der Operation (Buprenorphin und Ketoprofen) wiederholt werden. Führen Sie zusätzlich eine lokale Analgesie an der Inzisionsstelle durch (Lidocain 5 mg/ml).
3. Führen Sie vor der Operation eine transthorakale Echokardiographie durch (siehe detailliertes Verfahren für die transthorakale Echokardiographie in den Schritten 6.1-6.13.), um den PA-Durchmesser zu bestimmen, und wählen Sie die geeignete Nadel aus, die als Elektrode verwendet wird, um die erwartete 60%ige Reduzierung des PA-Durchmessers während der PAB zu erzielen.
   HINWEIS: In dieser Arbeit wurden männliche Wistar-Ratten mit einem Gewicht von 225-275 g verwendet, und die Verwendung einer 19-g-Nadel war angemessen, um eine solche 60%ige Reduzierung des PA-Durchmessers zu erzielen.
4. Bereiten Sie eine 19-G-Nadel (oder das geeignete Kaliber wie in Schritt 1.3 bestimmt) vor, das als Elektrode verwendet wird (siehe unten: Schritte 4.18 und 4.19), um eine optimale PA-Rumpfverengung zu erhalten, die einen schweren Umbau des Rattenherzens provoziert. Biegen Sie die 19 G mit einer Pinzette auf 90-110° (Abbildung 1A).
   HINWEIS: Das Biegen des 19 G erleichtert i) die Positionierung in der Nähe des PA-Rumpfes und ii) das Anlegen der Ligatur während des Eingriffs. Die 19 G werden als Elektrode verwendet, um die herum die Naht angelegt wird, um den Durchmesser des PA auf 1,0 mm zu reduzieren (60 % Reduktion bei Ratten mit einem Gewicht von 225-275 g), was zu einer signifikanten RV-Drucküberlastung führt, die für einen schweren RV-Umbau in 3 Wochen verantwortlich ist.

2. Einleitung der Anästhesie und Vorbereitung der Tiere

HINWEIS: Die Analysen wurden an männlichen Wistar-Ratten (225-275 g) im Alter von 6-8 Wochen durchgeführt. Verwenden Sie während aller Schritte der folgenden Verfahren ein Heizkissen, um die Körpertemperatur des Tieres bei etwa 37 °C zu halten. Legen Sie eine rektale Sonde an, um die Körpertemperatur zu überwachen.

1. Betäuben Sie das Tier mit kontinuierlich inhaliertem Isofluran 3% und 100% Sauerstoff 2-3 L/min.
2. Tragen Sie Augenschmiergel auf, um die Hornhaut vor dem Austrocknen zu schützen.
3. Überprüfen Sie den Grad der Anästhesie mit dem Zehenkneifreflex.

3. Intubation

HINWEIS: Die Intubation wurde wie zuvor beschrieben durchgeführt²⁰.

1. Bringen Sie das Tier in Rückenlage in eine geneigte Intubationsstation. Halten Sie die Ratte mit einer Fadenschlaufe an den oberen Schneidezähnen fest, um den Körper in einer schwebenden Position bei 45° zu halten, um eine bessere Sicht auf den Hals zu erhalten.
2. Richten Sie eine flexible Lichtquelle auf die Halsoberfläche, um durch den Rachen-Rachen-Pigtlottik-Bereich zu lichten.
3. Strecken Sie die Zunge mit einem Wattestäbchen aus und stabilisieren Sie sie am Oberkiefer mit einem gebogenen Wiegespatel als Zungenspatel.
4. Visualisieren Sie die Luftröhre und die Stimmbänder.
5. Verwenden Sie einen 16-G-Angiokatheter, um die Intubation durchzuführen. Verwenden Sie den Katheter als Trachealtubus und stumpfen Sie die Nadel mit abgeschrägter Spitze ab, um sie als Einführhilfe zu verwenden.
6. Schieben Sie den Endotrachealtubus (16 G Angiokatheter), der auf dem Einführkopf (Nadel mit abgeschrägter Spitze) montiert ist, in die Luftröhre und entfernen Sie nach dem Positionieren den Einführkopf (Abbildung 1B).
7. Bestätigen Sie die korrekte Position des Schlauchs, indem Sie ein normales Atemmuster (ca. 80 Atemzüge/min für Ratten mit einem Gewicht von 225 g und ca. 70 Atemzüge/min für Ratten mit einem Gewicht von 275 g) und das Vorhandensein von Nebel auf der Oberfläche des Metallspatels (oder kleinen Spiegels) beobachten, wenn er am Flansch der Kanülennabe platziert wird.
8. Nach der korrekten Intubation wird das Tier schnell in Rückenlage über einem homöothermen Heizkissen in die Operationsstation gebracht.
9. Passen Sie das Atemzugvolumen und die Atemzugrate des Beatmungsgeräts an das Körpergewicht der Ratte an. Ratten mit einem Gewicht von etwa 225-275 g erhalten ein Atemzugvolumen von 2,0-2,5 ml und 70-80 Atemzüge/min mit dem Beatmungsgerät.
10. Schließen Sie den Endotrachealtubus an das Beatmungsgerät an, um die mechanische Beatmung einzuleiten. Setzen Sie die Auslaufspitze des Ventilators in einen Wasserzylinder ein. Die Luftblasen, die nach jedem Atemzug aus dem Ausfluss austreten, signalisieren eine erfolgreiche Intubation.
11. Sobald eine gleichmäßige Atmung hergestellt ist, befestigen Sie den Endotrachealtubus mit chirurgischem Klebeband und befestigen Sie die Rektalsonde entlang des Schwanzes, um die Körpertemperatur zu überwachen.

Abbildung 1: Wichtige Instrumente, die für die Vorbereitung des mikrochirurgischen Eingriffs der PAB erforderlich sind. (A) Modifizierte 19-G-Nadel, die als Elektrode verwendet wird, um einen Durchmesser des PA-Rumpfes von 1 mm nach PAB zu erhalten. (B) Verwendete endotracheale Werkzeuge oder erfolgreiche Intubation von Ratten. 1. Der Spatel wird bei anästhesierten Ratten als Zungenspatel verwendet, um die Luftröhre freizulegen. 2. Der 16G-Katheter fungiert als Endotrachealtubus, nachdem er die Spitze seines Stifts abgestumpft hat. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

4. PAB-Operation (Abbildung 2)

HINWEIS: Alle Eingriffe müssen nach strengen aseptischen Operationstechniken durchgeführt werden.

1. Rasieren Sie die linke Seite des Brustkorbs mit einem Haarschneider und einer Enthaarungscreme und bereiten Sie die Haut mit 2 % Chlorhexidin vor, gefolgt von Peelings mit 70 % Alkohol (dreimal wiederholt).
2. Immobilisieren Sie die Vordergliedmaßen in offener Position mit medizinischem Klebeband und achten Sie darauf, die Gliedmaßen nicht zu überdehnen, um die Atmung nicht zu beeinträchtigen.
3. Ziehe das rechte hintere Glied leicht nach unten und fixiere es entlang der Rute.
4. Strecken Sie die linke Hintergliedmaße aus und adduktieren Sie sie und fixieren Sie sie an der rechten Seite des Tieres, um eine leichte rechte Seitenposition zu erzeugen, wodurch die linke Seite der Brust freigelegt wird.
5. Verwenden Sie bei diesem Schritt sterile Handschuhe für den restlichen Teil der Operation.
6. Positionieren Sie ein steriles Tuch über dem Tier und machen Sie einen 2-3 cm langen Hautschnitt auf der linken Seite des Brustkorbs, der etwa 2 cm über dem Processus xiphoideus beginnt und diagonal zur Basis der linken Vordergliedmaße der Ratte ausgerichtet ist.
7. Unter der Haut wird anschließend die Brustmuskulatur (Pectoralis minor und major) abgetrennt und durch stumpfe Dissektion mit einer Rundschere zur Seite geschoben. Verwenden Sie magnetische Retraktoren, um die Muskeln zu halten, um eine korrekte Visualisierung des darunter liegenden Brustkorbs zu ermöglichen.
8. Entblasen Sie die Lunge, indem Sie den Abflussschlauch (der mit dem Beatmungsgerät verbunden ist) aus dem Wasserzylinder entfernen (siehe Schritt 3.10). Durch die Entfernung des Abflussrohrs aus dem Wasser wird der Druck in die Lunge gesenkt, wodurch das Aufblasen der Lappen erzeugt wird.
9. Führen Sie eine linksseitige Thorakotomie mit einer gebogenen Präparierzange durch. Durchstechen Sie ein kleines Loch in die mittlere Schlüsselbeinlinie des Muskels, das sich zwischen der 3^. und 4^. Rippe befindet.
10. Führen Sie die gebogene Pinzette in die Öffnung ein und schieben Sie sie entlang der linken Innenwand des Muskels zwischen den beiden Rippen, um die linke Brustwand leicht anzuheben und zu vermeiden, dass Sie beim Schneiden des Muskels die Lunge berühren.
11. Nehmen Sie die eingeführte Pinzette als Leitfaden und machen Sie mit einer Irisschere einen Schnitt in Längsrichtung zu den Rippen auf ca. 1 cm. Halten Sie die linke Brustwand angehoben und manipulieren Sie die Schere vorsichtig, um eine Beschädigung der linken Lungenlappen direkt darunter zu vermeiden.
12. Erweitern Sie den Interkostalschnitt mit einer Rundschere auf 1-2 cm links vom Tier.
13. Positionieren Sie die Retraktoren wieder unter den Rippen, um die Wunde offen zu halten.
14. Beobachten Sie den unteren Teil des Thymus und einen Teil des linken Lungenlappens.
15. Schieben Sie den Thymus und die Lunge auf dieser Höhe beiseite, da diese Organe viel Platz einnehmen. Trennen Sie die Thymuslappen durch stumpfe Dissektion mit einer Pinzette und halten Sie die Lunge mit feuchter Gaze auf der linken Seite. Dann legen Sie den oberen Teil des Herzens, den linken Vorhof (LA) sowie den Lungenstamm und den Aortenbogen frei.
16. Präparieren Sie vorsichtig die dünne Perikardschicht, die das Herz in diesem Bereich bedeckt, zusammen mit anhaftendem Fettgewebe, um den Teil zu lokalisieren, an dem die Aorta und der Lungenstamm noch befestigt sind. Präparieren Sie das Perikard minimal und vermeiden Sie es, die Pleuramembran zu berühren.
17. Führen Sie die gebogene Pinzette in geschlossener Position in den Raum zwischen dem LA-Anhang und dem Lungenstamm ein, in der Mitte des sichtbaren Teils des Gefäßes, um die andere Seite des Gefäßes zu erreichen (Abbildung 2A).
    ACHTUNG: Vermeiden Sie es, zu nahe an der Aortenwurzel des Herzens zu arbeiten, um das Risiko eines Gefäßrisses und einer Blutung zu vermeiden.
18. Stellen Sie sich die Spitze der Pinzette durch die Bindehaut kranial zum Lungenstamm vor. Verwende die zweite Pinzette, um über die Spitze zu sezieren, und durchstiche die Membran vorsichtig, um eine kleine Öffnung zu schaffen. Die gebogene Pinzette, die unter dem Lungenstamm positioniert ist, wird dann leicht geöffnet, um einen 5-0 Silk Faden zu greifen. Ziehen Sie die Pinzette zurück, um den Faden von einer Seite des Lungenstamms zur anderen zu bringen (Abbildung 2B, C).
19. Führen Sie die Verengung des Lungenstamms durch. Üben Sie zunächst einen lockeren Doppelknoten des 5-0 Silk nahe der Arterie. Führen Sie die 19 G Nadel entlang des Gefäßes und unter den Faden ein. Ziehen Sie diesen ersten Knoten fest und fixieren Sie ihn mit einem zweiten einfachen Knoten, bevor Sie die 19 G entfernen (Abbildung 2D).
    ACHTUNG: Arbeiten Sie schnell und vorsichtig, um die Dauer der vollständigen Obstruktion des Lungenstamms zu minimieren.
20. Machen Sie einen letzten einfachen Knoten und schneiden Sie den restlichen 5-0 Seidenfaden etwa 0,5-1 cm vom Knoten entfernt ab (Abbildung 2D).
21. Positionieren Sie die Thymuslappen neu und entfernen Sie die Brustretraktoren.
22. Blasen Sie die Lunge wieder auf, indem Sie den Abfluss des Beatmungsgeräts für 2 s abklemmen.
23. Schließen Sie den Brustkorb, indem Sie ein Kreuzstichmuster mit einem synthetischen, resorbierbaren 5-0-Nahtfaden ausführen.
24. Tragen Sie einige Tropfen 0,9%ige Kochsalzlösung auf den Wundbereich auf und komprimieren Sie jede Seite der Brustwand, um Luftblasen zu entfernen und den thorakalen Unterdruck wiederherzustellen.
25. Positionieren Sie die Brustmuskulatur neu und wischen Sie die restliche Kochsalzlösung mit einer sterilen Gaze ab.
26. Tragen Sie mit einer Spritze einen Spritzblock Lidocain auf die Oberfläche und den umgebenden Bereich der Wunde auf.
27. Verschließen Sie die Haut mit einem synthetischen, resorbierbaren 5-0-Nahtfaden mit einer Nadel in einem kontinuierlichen subkutikulären Muster.
    HINWEIS: Scheinratten erhalten das gleiche Verfahren ohne die Schritte 4.18 und 4.19.

Abbildung 2: PAB-Verfahren und Validierung von 5.0 Silk-Naht im Vergleich zu Metallclips. Fotografie der schrittweisen Isolierung und Ligatur des PA-Rumpfes, die (A) die Exposition und Isolierung des PA-Rumpfes, (B) die Positionierung der Naht (5.0 Silk) um den PA-Rumpf, (C) die Ligatur des PA (PAB) (mit einer 19-G-Nadel als Elektrode) zeigt; (D) die Überprüfung der Herzbewegung und der PA-Wurzel- und RV-Überlastung nach PAB; (E) ein Vergleich von PAB, das mit Seidennaht durchgeführt wurde, mit einem Metallclip; und (F) die Validierung der Wahl der Seidennaht für PAB, um einen reproduzierbareren Durchmesser von 1 mm um den PA-Rumpf zu erzeugen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

5. Postoperative Genesung

1. Entfernen Sie das Isofluran, während Sie die Ratte unter mechanischer Beatmung mit nur Sauerstofffluss halten. Drehen Sie die Ratte auf die rechte Seite oder nach Bauch, um die Atmung zu erleichtern.
2. Injizieren Sie ein Volumen von 0,9 % Kochsalzlösung subkutan in den dorsalen Halsbereich, um die Flüssigkeitsrückgewinnung zu fördern (berechnet als 10 ml/kg/h Anästhesie).
3. Sobald die autonome Atmung bestätigt ist, entfernen Sie den Endotrachealtubus sanft.
4. Beobachten Sie, wann sich die Ratte von selbst zu bewegen beginnt, und bringen Sie das Tier vom Heizkissen in einen neuen sterilen Käfig, um sich zu erholen. Wasser und Nassfutter ad libitum bereitstellen.
5. Stellen Sie den Käfig während der postoperativen Phase (4-6 Stunden) über ein Heizkissen (die Hälfte des Käfigs), um die Körpertemperatur zu halten und das Tier genau zu überwachen.
6. Behandeln Sie sofort Anzeichen von Schmerzen, Atembeschwerden oder abnormalem Verhalten.
7. In der postoperativen Versorgung, 6 Stunden nach der Operation, injizieren Sie eine zweite Dosis von 0,05 mg/kg Buprenorphin. Am nächsten Tag, 24 Stunden nach der Operation, injizieren Sie eine dritte Dosis von 0,05 mg/kg Buprenorphin und eine zweite Dosis von 5 mg/kg Ketoprofen.
8. Überwachen Sie die Ratten, bis sich ihre Gesundheit vollständig erholt hat.

6. Transthorakale Echokardiographie

HINWEIS: Diese Arbeit zeigt Daten, die am 21. Tag nach der Operation erhoben wurden, als die Ratten einer transthorakalen Echokardiographie unterzogen wurden. Abhängig von den Forschungszielen und den Anforderungen an das Studiendesign können die Forscher jedoch andere Zeitpunkte für die transthorakale Echokardiographie vor und nach der PAB definieren.

1. Führen Sie vor der Operation eine transthorakale Echokardiographie durch, um den PA-Durchmesser zu bestimmen und die geeignete Messnadel auszuwählen, die als Elektrode verwendet wird, um die erwartete 60%ige Reduzierung des PA-Durchmessers während der PAB zu erzielen.
   HINWEIS: In dieser Studie wurden männliche Wistar-Ratten mit einem Gewicht von 225-275 g verwendet, und die Verwendung einer 19-g-Nadel war angemessen, um eine solche 60%ige Reduzierung des PA-Durchmessers zu erzielen.
2. Wiegen und betäuben Sie die Ratten mit kontinuierlich inhaliertem Isofluran (3% und 2 L/min O₂).
3. Führen Sie bei jedem Tier eine transthorakale Echokardiographie mit einer 12S-Sektor-/Multielementsonde (4,5-11,5 MHz) und einem Bildaufnahmesystem durch.
4. Verwenden Sie das Farbmapping in einer zweidimensionalen (2D) parasternalen Kurzachsenansicht, indem Sie die 12S-Sonde auf Höhe der Aortenklappe positionieren. Klicken Sie auf die Schaltfläche Farbdoppler am Echogerät, um das Blutflussmuster zu visualisieren, das den Bereich des Lungenarterienbandes (PAB) im Lungenstamm durchquert.
5. Führen Sie einen kontinuierlichen Doppler (CW) durch, indem Sie den PAB durch Farbmapping in der parasternalen Kurzachsenansicht durchqueren, um die Eigenschaften des Blutflusses, der den PAB-Bereich durchquert, aufzuzeichnen, einschließlich der Spitzengeschwindigkeit (cm/s) und des mittleren Druckgradienten (mmHg). Um die Dopplerkurven zu erhalten, stellen Sie das Probenvolumen auf Höhe des Lungenarterienbandes ein.
6. Wenden Sie eine apikale 2D-4-Kammer-Ansicht an, indem Sie die 12S-Sonde auf Höhe der Herzspitze positionieren, um die Vergrößerung der RA und RV nach der Operation zu demonstrieren und die horizontale Dimension der RA am Ende der kardialen Systole (RADs) in Millimetern (mm) zu bestimmen.
7. Wenden Sie Farbmapping in der apikalen 2D-4-Kammer-Ansicht an, um Trikuspidalinsuffizienz aufgrund von PAB aufzudecken, indem Sie Cine-Loops auf der Echomaschine erfassen.
8. Führen Sie eine M-Mode-Echokardiographie in apikaler 4-Kammer-Ansicht durch, indem Sie die Konjunktion zwischen dem Trikuspidalring und der RV-Seitenwand kreuzen, um die systolische Exkursion der Trikuspidalringebene (TAPSE) in mm zu untersuchen.
9. Verwenden Sie die Gewebedoppler-Bildgebung (TDI) in der apikalen 4-Kammer-Ansicht auf Höhe der Konjunktion des Trikuspidalringes und der RV-Seitenwand zur Messung der systolischen Kontraktilität (Sr) der RV-Seitenwand, ausgedrückt in Zentimetern pro Sekunde (cm/s), um die systolische Leistung des RV zu bewerten.
10. Aufzeichnung des diastolischen transtrikuspidalen Flusses (TTF) mit gepulstem Wellendoppler in der apikalen 4-Kammer-Ansicht, um die diastolischen Eigenschaften des RV zu untersuchen, einschließlich der Spitzengeschwindigkeit in der frühen Füllwelle (E), der atrialen Füllung (A) und des Verhältnisses von E/A in TTF.
11. Führen Sie eine M-Mode-Echokardiographie in der parasternalen Längsachsenansicht auf Höhe der Aortenklappe durch, um den RV-Ausflusstrakt am Ende der Herzdiastole (RVOT, ausgedrückt in Millimeter) und die linke Vorhofdimension am Ende der kardialen Systole (LADs, ausgedrückt in Millimetern) zu messen.
12. Durchführung einer 2D-M-Mode-Echokardiographie in parasternaler Kurzachsenansicht auf Höhe der Papillarmuskulatur zur Beurteilung der LV-Dimensionen an Endsystole und Diastole (LVDs und LVDd); und LV Frontwandstärke an der Enddiastole (LVAWd), alle ausgedrückt in Millimetern.
13. Führen Sie den 2D-M-Modus in der parasternalen Kurzachsenansicht durch, um die LV-Fraktionsverkürzung (LVFS, ausgedrückt in Prozent) und die LV-Ejektionsfraktion (LVEF, ausgedrückt in Prozent) zu bestimmen.

7. Elektrophysiologische Untersuchung (Abbildung 3)

1. Halten Sie die Ratten nach einer In-vivo-Echokardiographie für eine transösophageale elektrophysiologische In-vivo-Untersuchung (EPS) unter Narkose.
2. Führen Sie die EKG-Elektroden unter die Haut der Ratten ein (1 in der Nähe der linken Vordergliedmaße, 1 in der Nähe der rechten Hintergliedmaße und 1 in der Nähe der linken Hintergliedmaße).
3. Führen Sie einen 4F-Quadriopolarkatheter mit einem Polabstand von 5 mm vorsichtig in die Speiseröhre ein (Abbildung 3A).
4. Passen Sie die Position des transösophagealen Katheters in der Nähe der RA an, indem Sie genau bestimmen, wann die P-Welle, die die atrialen Kontraktionen im Oberflächen-EKG darstellt, mit der P-Welle übereinstimmt, die mit dem EKG des transösophagealen Katheters erhalten wurde (Abbildung 3A, B).
5. Bestimmen Sie die Stimulationsschwelle für jedes Tier. Diese Schwelle ist die Mindestspannung, bei der der Stimulator die Herzfrequenz direkt beeinflusst.
6. Bewerten Sie die AF-Anfälligkeit, indem Sie einen Spannungsstoß anlegen, der dem 4-fachen der Schwellenspannung entspricht, indem Sie ein Protokoll von 3 Sätzen mit 12 Stimulationsstößen anwenden, die jeweils 3 s bei 50 Hz dauern, gefolgt von 2 s Pause (1 min/Satz). Zwischen jedem Satz hatten die Ratten eine 1-minütige Ruhephase ^9,13,21.
7. Identifizieren und quantifizieren Sie nach jedem Burst das Auftreten von Herzrhythmusstörungen, einschließlich Vorhofflimmern oder Vorhofflattern.
   HINWEIS: Vorhofflimmern ist definiert als unregelmäßiger und ultraschneller Vorhofschlag (>800 Schläge pro Minute). Vorhofflattern ist definiert als ein regelmäßiger, aber schneller Vorhofrhythmus, der mit dem Fehlen der P-Welle oder dem Vorhandensein eines regelmäßigen Musters mehrerer P-Wellen zwischen regelmäßig aufeinanderfolgenden R-R-Intervallen verbunden ist. Es werden nur arrhythmische Episoden berücksichtigt, die länger als 1 s dauern.
8. Vermeiden Sie die Unterbrechung laufender Episoden von Vorhofflimmern oder Vorhofflattern, indem Sie die nächste Stimulationsreihe abbrechen, wenn sich der Sinusrhythmus innerhalb der Ruhephase zwischen zwei aufeinanderfolgenden Stimulationen nicht von selbst erholt.

Abbildung 3: Darstellung der Herzschläge in Ruhe und der geeigneten Position eines transösophagealen Katheters für elektrophysiologische In-vivo-Studien . (A) Repräsentatives EKG von zwei aufeinanderfolgenden Herzschlägen in Ruhe, das die P-Welle, das PR-Intervall, den QRS-Komplex, das QT-Intervall und das R-R-Intervall zeigt. (B) Schematische Darstellung eines Längsschnitts des Herzens (1) und des Ösophagus (2), in dem ein vierpoliger Katheter (3) eingeführt wird, um das Vorhof-EKG zu stimulieren und zu erfassen. (C) Repräsentative EKG-Signale, die die bevorzugte Position des transösophagealen Katheters anzeigen, wenn das Vorhofsignal (rote Linie) des Oberflächen-EKGs (obere Spuren) mit dem Vorhofsignal des Katheter-EKGs (untere Spuren) übereinstimmt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

8. EKG-Analyse

HINWEIS: Die EKG-Aufzeichnungen und -Stimulationen wurden mit einer EKG-Erfassungssoftware durchgeführt. Die Analysen wurden mit einer EKG-Analysesoftware durchgeführt (Abbildung 3A).

1. Messen Sie die Dauer der P-Welle, die der Vorhofkontraktion entspricht, ausgedrückt in Millisekunden (ms).
2. Bestimmen Sie das PR-Intervall (ausgedrückt in Millisekunden), das der Dauer der elektrischen Leitung durch den atrioventrikulären (AV) Knoten entspricht.
3. Geben Sie die Dauer des QRS-Komplexes (ausgedrückt in Millisekunden) an, die der ventrikulären Depolarisation entspricht.
4. Ausgewertet wurde das QT-Intervall (ausgedrückt in Millisekunden), das die Gesamtdauer der ventrikulären Depolarisation und Repolarisation widerspiegelt.
5. Quantifizieren Sie das RR-Intervall (ausgedrückt in Millisekunden), indem Sie die Dauer zwischen zwei aufeinanderfolgenden Herzschlägen angeben und die Herzfrequenz bestimmen.

9. Histologische Analysen

1. Euthanasthan der Ratten durch Exsanguination unter Isofluran-Anästhesie (5%, 2 L/min O₂) am Tag 21 nach PAB.
2. Isolierung der RA und LA, um den atrialen histologischen Umbau zu analysieren, der mit RHF und Herzrhythmusstörungen verbunden ist oder nicht.
3. Führen Sie einen Querschnitt der frisch exzisierten Herzen 5 mm von der Spitze entfernt durch, um den ventrikulären Umbau zu beurteilen, der mit RHF und Herzrhythmusstörungen verbunden ist oder nicht.
4. Fixieren Sie die Myokardproben in Formalin und färben Sie die histologischen Objektträger mit Massons Trichromlösung²² , um die ventrikuläre Wanddicke und Dilatation sowie die Vorhoffibrose bei D21 nach PAB zu quantifizieren.

10. Statistische Auswertungen

1. Beurteilen Sie die Normalverteilung mit dem Shapiro-Wilk-Test. Vergleichen Sie die normalverteilten Daten mit dem Student's t-Test.
2. Wenn es sich bei den Daten um eine nicht-parametrische Verteilung handelt, führen Sie einen Mann-Whitney-Test durch. Analysieren Sie kategoriale Variablen wie die AF-Induzierbarkeit mit dem exakten Fisher-Test.
3. Geben Sie die Ergebnisse als Mittelwert ± Standardfehler zum Mittelwert (S.E.M.) aus. Betrachten Sie Unterschiede als statistisch signifikant bei zweiseitigen P-Werten < 0,05.

Ergebnisse

Visuelle Bestätigung der passenden Ligatur des PA-Rumpfes während der Operation
Während des PAB-Verfahrens ist ein Hinweis auf eine gute Positionierung der Naht eine sofortige Erhöhung des Blutdrucks und eine sofortige Dilatation des RV und der Wurzel des PA-Rumpfes an der Verbindung mit dem RV. Die Naht darf sich nicht bewegen, um eine konstante und dauerhafte Drucküberlastung für 3 Wochen zu gewährleisten. In dieser Studie wurde die Verwendung eines 5-0 Silk Clips als stabiler als ein Metallclip validiert (Abbildung 2E,F). Das 5-0 Silk bietet auch die Möglichkeit, die Naht zu entfernen, wenn es ein bestimmtes Studiendesign erfordert.

Eine wichtige Beobachtung während dieser Studie war, dass die Anwendung von Metallklammern zu zufälligen Formen des freien Durchmessers um die 19 G-Leitung führte, was eine wichtige Quelle der Variabilität darstellt. In dieser Studie wurde ein stabiler Durchmesser von 1 mm gefordert. Darüber hinaus führte das Entfernen der Metallklammern häufig zum Reißen des PA-Rumpfes, was in einem Studiendesign, das die Entfernung der Naht erfordern würde, um die Wiederherstellung des Normaldrucks zu bewerten, nicht akzeptabel ist (Abbildung 2E, F).

Bestätigung und Messung der PAB-induzierten rechtsseitigen ventrikulären Drucküberlastung (Abbildung 4 und Abbildung 5)
Die ideale Bestätigung des erhöhten Drucks nach PAB wäre die hämodynamische Messung des Drucks mit einem intravenösen und intrakardialen Katheter, wie zuvor beschrieben⁹. Bei Protokollen, die eine Konservierung des Herzens über einen langen Zeitraum und nicht-invasive Ansätze erforderten, half die oben beschriebene Echokardiographie-Methodik, den Anstieg der Blutgeschwindigkeit und des Druckgradienten um die Naht herum mit Hilfe des CW-Dopplers zu beurteilen (Abbildung 4A,C). Diese nicht-invasive Methode ermöglichte sogar die Visualisierung der Ligatur und der Durchblutungsstörung, die durch die Verengung des Arteriendurchmessers durch den PAB verursacht wurde (Abbildung 4B,C). Hier sind Echokardiographie-Daten gezeigt, die an D21 nach PAB gewonnen wurden, aber Forscher, die diese Methode anwenden, können eine solche nicht-invasive transthorakale Echokardiographie zu verschiedenen Zeitpunkten vor und nach der PAB durchführen, entsprechend den Anforderungen ihrer spezifischen Untersuchungs- und Forschungsziele.

Abbildung 4: Beurteilung der PA-Rumpfligatur nach PAB. Der weitere Wellendoppler in einer parasternalen 2D-Kurzachsenansicht wurde verwendet, um das Strömungsmuster zu visualisieren, das den PA-Stamm in PAB im Vergleich zu Scheinratten durchquert. (A) Messung der Blutflussgeschwindigkeit, die aus dem RV durch den PA-Rumpf ausgestoßen wird, bei einem Schein (linkes Bild) und PAB-Ratten (rechtes Bild). (B) Farbfluss-Mapping des PA-Trunks in Sham (linkes Bild) und PAB rat (rechtes Bild). Das Blut, das normalerweise aus dem RV ausgestoßen wird und sich mit laminarer Strömung vom Herzen weg bewegt, erscheint in blau, und der turbulente Blutfluss nach dem PAB aufgrund der festen RV-Abflussobstruktion erscheint in rot und gelb. Die partielle Ligatur des PA-Rumpfes ist auf der rechten Seite an der Opazität der Seidennaht zu erkennen. (C) PA-Spitzengeschwindigkeit, ausgedrückt in cm/s in PAB im Vergleich zu Schein bei D21 nach PAB. (D) Quantifizierung des mittleren PA-Druckgradienten, ausgedrückt in mmHg in PAB, im Vergleich zu Schein bei D21 nach PAB. (Statistische Analysen: Die Daten waren normalverteilt, wie sie mit dem Shapiro-Wilk-Test bewertet wurden. Ein Vergleich der Daten wurde mit Hilfe des t-Tests der Studierenden durchgeführt. n = 6 Ratten pro Gruppe. Die Ergebnisse werden als Mittelwert ± S.E.M.) ausgedrückt Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Auf der rechten Seite des Herzens induzierte PAB eine schwere RHF, die durch eine erhöhte RV-Dicke und RA-Dilatation bestätigt wurde, begleitet von einer Myokardfunktionsstörung, wie in der Echokardiographie an D21 nach PAB beobachtet wurde. In Bezug auf die RV-Funktion war der systolische RV-Druck bei PAB-Ratten im Vergleich zu Schein-Ratten signifikant erhöht, und die In-vivo-Echokardiographie zeigte auch, dass die Kontraktilitätsrate (Sr) bei PAB im Vergleich zu Schein-Ratten verringert war (Abbildung 5A-C). Im Vergleich zu Scheinratten waren die RV-Dimension an der Enddiastole (RVDd) und die RV-Vorderwanddicke an der Enddiastole (RVAWd) signifikant erhöht. Diese echokardiographischen Beobachtungen wurden nach Euthanasie und histologischer Analyse des Querschnitts des Herzens von PAB-Ratten im Vergleich zu Schein-Ratten bestätigt (Abbildung 5D). Die Erhöhung der volumetrischen Kapazität des RV als Reaktion auf die erhöhte Nachlast führte dazu, dass das interventrikuläre Septum in Richtung LV gedrückt wurde, was zu einer relativen Kompression des LV führte (Abbildung 5A,D).

Abbildung 5: Bestätigung des PAB-induzierten Umbaus des rechten Ventrikels an D21 nach PAB. (A) 2D-apikale 4-Kammer-Ansicht der vier Herzkammern, die die Dilatation der RA und RV bei PAB-Ratten (rechtes Bild) im Vergleich zum Schein (linkes Bild) hervorhebt. Die Gewebedoppler-Bildgebung wurde verwendet für (B) die Quantifizierung des systolischen RV-Drucks, ausgedrückt in mmHg, bei PAB-Ratten im Vergleich zu Schein, und (C) die Messung der systolischen Kontraktilität (Sr) der RV-Seitenwand, ausgedrückt in cm/s, bei PAB-Ratten im Vergleich zu Schein. (D) Histologische Bilder von Querschnitten des Herzens bei der Scheinspinne (linkes Bild) und der PAB-Ratte (rechtes Bild), die bestätigen, dass das PAB eine signifikante Vergrößerung des RV im Vergleich zum Schein induzierte. Maßstabsbalken: 5 mm. (Statistische Analysen: Die Daten waren normalverteilt, wie sie mit dem Shapiro-Wilk-Test bewertet wurden. Ein Vergleich der Daten wurde mit Hilfe des t-Tests der Studierenden durchgeführt. n = 6 Ratten pro Gruppe. Die Ergebnisse werden als Mittelwert ± S.E.M.) ausgedrückt Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Beurteilung der PAB-induzierten rechtsseitigen Vorhofdilatation und der Trikuspidalinsuffizienz (Abbildung 6)
Die in vivo-Echokardiographie, die an D21 nach PAB durchgeführt wurde, bestätigte, dass die RADs signifikant anstiegen, während die LADs unverändert blieben, was auf die PAB-induzierte konstante Erhöhung des Drucks auf der rechten Seite des Herzens zurückzuführen war (Abbildung 5A, Abbildung 6A,B). Die persistierende PAB-induzierte rechtsseitige Drucküberlastung ging einher mit der Verformung des Trikuspidalklappenanulus. Die PAB-induzierte Fehlfunktion der Trikuspidalklappe wurde durch eine in vivo-Echokardiographie beurteilt, die an D21 nach PAB durchgeführt wurde, durch die Beobachtung einer Trikuspidalinsuffizienz, die durch einen Blutaustritt in die RA an der Systole gekennzeichnet war (Abbildung 6C-E).

Abbildung 6: Bewertung des PAB-induzierten Umbaus der RA und der Trikuspidalklappe bei D21 nach PAB. (A) Quantifizierung der RA-Dimension an der Endsystole (RADs) bei Schein- und PAB-Ratten, gemessen in der apikalen 2D-4-Kammer-Ansicht. (B) Quantifizierung der LA-Dimension an der Endsystole (LADs) bei Schein- und PAB-Ratten. (C) Es wurde eine Farbkartierung in der apikalen 2D-4-Kammer-Ansicht aufgezeichnet, um den normalen Verschluss der Trikuspidalklappe bei Schein (linkes Bild) im Vergleich zu einer Trikuspidalinsuffizienz zu beobachten, die durch Blutaustritt aus dem RV in die RA von PAB-Ratten (rechtes Bild) als Reaktion auf PAB-induzierte rechtsseitige Dehnung und Deformation des Trikuspidalklappenanulus gekennzeichnet ist. (D) Die M-Mode-Echokardiographie in apikaler 4-Kammer-Ansicht wurde zur Quantifizierung der systolischen Exkursion der Trikuspidalanulusebene (TAPSE) bei PAB-Ratten im Vergleich zu Scheinratten verwendet. (E) Der gepulste Wellendoppler wurde zur Quantifizierung der Bewegungsgeschwindigkeit des Trikuspidalringes bei PAB-Ratten im Vergleich zu Schein-Ratten verwendet. (Statistische Analysen: Die Daten waren normalverteilt, wie sie mit dem Shapiro-Wilk-Test bewertet wurden. Es wurde ein Vergleich der Daten mit dem Student's t-Test durchgeführt. n = 6 Ratten pro Gruppe. Die Ergebnisse werden als Mittelwert ± S.E.M.) ausgedrückt Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Evaluierung der PAB-induzierten kardialen Arrhythmogenese (Abbildung 7 und Abbildung 8)
Der AB-induzierte kardiale Umbau war durch elektrophysiologische Analysen an D21 nach PAB beobachtbar. EKG-Parameter, einschließlich R-R-Intervall, P-Wellendauer und QT-Intervall, waren bei PAB-Ratten im Vergleich zu Scheinratten signifikant erhöht (Abbildung 3A). Diese Veränderungen zeigten, dass die Herzfrequenz, die Vorhofleitung und die ventrikuläre Kontraktilität durch das PAB beeinflusst wurden (Abbildung 7).

Darüber hinaus waren PAB-Ratten im Vergleich zu Schein-Ratten signifikant anfälliger für Herzrhythmusstörungen, einschließlich Vorhofflimmern, als Reaktion auf elektrische Stimulationen (Abbildung 8).

Abbildung 7: Elektrokardiogramm-Analysen. Es wurden EKG-Parameter (in ms) gemessen, einschließlich (A) R-R-Intervall, (B) P-Wellendauer, (C) P-R-Segment, (D) QRS-Komplex und (E) QT-Intervall. (Statistische Analyse: Die Daten waren normalverteilt, wie sie mit dem Shapiro-Wilk-Test bewertet wurden. Die Vergleiche wurden mit dem Student's T-Test durchgeführt. Jeder Punkt steht für ein einzelnes Tier. n = 6 Ratten pro Gruppe. Die Ergebnisse werden als Mittelwert ± S.E.M.) ausgedrückt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 8: PAB-induzierte Herzrhythmusstörungen, einschließlich Vorhofflimmern. (A) Repräsentatives Oberflächen-EKG, das bei Schein- (oberes Bild) und PAB-Ratten (unteres Bild) während einer elektrophysiologischen Studie beobachtet wurde und einen Sinusrhythmus (SR), eine 3-Sekunden-Burst-Stimulation (Stimulation) mit anschließendem Vorhofflimmern oder/und einer SR-Erholung zeigte. (B) Quantifizierung der PAB-induzierten Vulnerabilität für atriale Tachyarrhythmien, einschließlich Vorhofflimmern und Vorhofflattern (AFl). (C) Dauer des Vorhofflimmerns bei induzierbaren Schein- und PAB-Ratten. (Statistische Analysen: (B) Fishers exakter Text. (C) n war zu kurz im Schein, um einen Vergleichstest durchzuführen. n = 6 Ratten pro Gruppe. Die Ergebnisse werden als Mittelwert ± S.E.M.) ausgedrückt Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Mortalität (Abbildung 9)
Die Platzierung der Naht bei D0 ging mit einer Mortalität von 30 % bei PAB gegenüber 0 % bei Scheinratten in den Minuten vor D3 nach der Operation einher. Ratten, die die ersten 3 Tage nach der Operation überlebten, überlebten bis zum Tag der abschließenden Experimente (D21). Nach D21 stieg die Mortalitätsrate bei PAB-Ratten signifikant an (60% gegenüber 0% bei Scheinratten), was auf die Schwere des rechtsseitigen Umbaus und der RHF zurückzuführen ist (Abbildung 9).

Abbildung 9: Sterblichkeitsrate. Mortalität ausgedrückt in Prozent (%) bei Schein- und PAB-Ratten zwischen D0 und D3, D4 und D21 und nach D21 nach der Operation. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Die erfolgreiche Leistung des PAB ist der wichtigste Teil dieses Protokolls. Es ist wichtig, die Aorta und den PA-Rumpf richtig zu unterscheiden. Die Isolierung der PA muss sorgfältig durchgeführt werden, um Risse, Blutungen und Tod während des Eingriffs zu vermeiden. Das Anlegen der Naht um die 19G-Elektrode muss schnell erfolgen und anschließend sofort entfernt werden, um eine zu lange "vollständige Obstruktion" der PA aufgrund des Vorhandenseins der Elektrode zu vermeiden.

Gemäß den Anforderungen der Untersuchungen stellten wir fest, dass ein 5-0 Silk stabiler war als ein Metallclip, um das PAB^10,13 durchzuführen. Darüber hinaus ermöglichte die 5-0 Silk das Entfernen, während die Clips die Gefahr eines Risses der PA provozierten. Forschende, die den PAB durchführen, müssen die Wahl des Nahtmaterials (Seide, Metall, Kunststoffclip) entsprechend ihren Forschungszielen anpassen¹⁰.

In dieser Studie folgten auf den PAB (mit einem freien Durchmesser von 1 mm) 3 Wochen nach dem PAB In-vivo-Analysen. Nach 21 Tagen stieg die Mortalitätsrate bei den Tieren aufgrund der Schwere des rechtsseitigen kardialen Umbaus^an 10,13,23 (Abbildung 9). Dieses Protokoll wurde für unsere Erforschung des arrhythmogenen kardialen Umbaus in 3 Wochen entwickelt und angepasst. Forscher, die dieses Modell reproduzieren, können erwägen, den Durchmesser mit einer anderen Elektrode als der 19 G anzupassen und/oder die Dauer des Umbaus nach dem PAB bis zur Euthanasie zu verlängern oder zu verkürzen²³.

Die Einzeldosis-MCT-Injektion ist eine anerkannte Methode zur Induktion von schwerer PAH und RHF ^8,9. Aufgrund der Bedeutung der MCT-induzierten Pneumotoxizität war diese Methode jedoch in unserem spezifischen Kontext, der darauf abzielte, den Einfluss der Entzündung bei RHF-induziertem CA⁹ zu untersuchen, nicht relevant. Die spezifische Forschungshypothese dieser Studie erforderte die Verwendung einer Methode zur Erhöhung der PA ohne Lungenverletzung, um Entzündungssignale zu vermeiden, die von der Lunge ausgehen. Daher war die PAB-Strategie in unserem Kontext die beste Option¹³.

Diese Methode kann in verschiedenen Forschungsbereichen Anwendung finden. In der Kardiologie kann das PAB-Protokoll bei der Untersuchung der rechtsseitigen Herzhypertrophie, der Herzrhythmusstörung und der Herzklappenstörung (PA-Stenose, Trikuspidalfunktionsstörung) nützlich sein24,25,26. In der Alternsforschung kann das PAB-Protokoll nützlich sein, um den Einfluss von RHF auf die Verschlimmerung altersbedingter Herzfunktionsstörungen zu bewerten²⁷. In der Pneumologie kann das PAB-Protokoll verwendet werden, um den Einfluss der PA-Rumpfstenose auf die intrapulmonale Funktion zu untersuchen²⁸. Neben anderen Möglichkeiten kann der PAB auch nützlich sein, um die Rolle der seit langem PAB-induzierten RHF auf die Gehirnfunktion und neurodegenerative Erkrankungen zu bewerten²⁹. Insgesamt sind die Auswirkungen von Herzentzündungen und Fibrose bei herzassoziierten Erkrankungen ein großes Problem³⁰. Das PAB-Modell der kardialen Fibrose und Entzündung bietet einen interessanten standardisierten und reproduzierbaren Ansatz zur Bewertung der mit kardialen Entzündungen verbundenen Mechanismen und die Möglichkeit, potenzielle Interventionsstrategien zu testen^31,32.

Abhängig von der Spezifität des untersuchten Modells bevorzugen die Forscher möglicherweise die Induktion anderer RHF-Schweregrade als der in dieser Arbeit beschriebenen, indem sie andere Messnadeln als die im Artikel vorgestellten 19 G verwenden. Es ist daher wichtig zu beachten, dass wir bei kleineren Bleidurchmessern mit 20 g oder 21 g innerhalb von Minuten nach der Naht eine 100%ige Mortalität von Ratten mit einem Gewicht von 225-275 g aufgrund der Obstruktion des PA-Rumpfes hatten.

Die PAB-induzierte RHF ist eine reproduzierbare und effiziente Methode zur Induktion und Untersuchung von CA, einschließlich Vorhofflimmern, bei Ratten. Der durch den schmalen PAB (1 mm Durchmesser) provozierte atriale und ventrikuläre Umbau ist durch Myokardentzündung und Fibrose gekennzeichnet, was einen interessanten Ansatz zur Untersuchung der RHF-assoziierten ventrikulären und atrialen Arrhythmogenese bietet.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
0,9% Natrium-Chlor-Injektion USB (100 ml)	Baxter	JB1302P	Lösung zur Verdünnung von Medikamenten (schmerzlindernd und entzündungshemmend) und zur Herstellung von Salzwasserspritzen zur Rehydrierung des Tieres nach der Operation
19 G x 1 1/2 PrecisionGlide Nadel	BD	305187	Nadel modifiziert (gebogen und abgestumpft), um als Abstandshalter für die teilweise Verengung des Lungenstamms
verwendet zu werden 2" x 2" Vliesstoff unsteriler Ritmed Mullschwamm, 4-lagige	AMD-Ritmed	A2101-CH	Mullschwämme, die verwendet werden, um Blut aus der Wunde aufzunehmen oder Organe (z. B. Thymus) sanft beiseite zu schieben.
4" x 4" Vlies, unsteriler Ritmed Mullschwamm, 4-lagig (x200)	AMD-Ritmed	A2100-CH	Mullschwämme, die verwendet werden, um Blut aus der Wunde zu absorbieren oder Organe (z. B. Thymus) sanft beiseite zu schieben.
5-0 Vicryl Violet Fatur RB-1 1/2 Circle Needle 17mm 27"	Ethicon	J303H	Synthetisches, resorbierbares, steriles chirurgisches Nahtmaterial mit einer Taperpoint-Nadel, die zum Verschließen von Muskel- und Hautwunden verwendet wird.
Anafen (100 mg/ml)	Merial Deutschland, Inc.	1938126	Verdünnte injizierbare Lösung von Ketoprofen, die als nichtsteroidales entzündungshemmendes, schmerzstillendes und fiebersenkendes Arzneimittel verabreicht wird.
AutoClip  System	FST	12020-00	Kann zum Verschließen der Hautwunde verwendet werden. Enthält einen Clip-Applizierer, gewickelte Clips (9 mm) und einen Clip-Entferner.
Dumont #5/45 Pinzette	FST	11251-35	Dumoxel Pinzette mit Spitzen, die bei 45° abgewinkelt sind. Wird verwendet, um die Knoten um den Abstandshalter festzuziehen, der am Lungenstamm angebracht ist.
Feine Schere - Sharp	FST	14060-10	Irisschere aus Edelstahl für den Schnitt der Interkostalmuskulatur und das Schneiden von Nähten.
Foran (Isofluran) 100 mL	Baxter Canada		BAXCA2L9100 Inhalationsanästhetikum, das für Nagetiere während ihrer PAB-Operation verwendet wird.
IV-Katheter 16 G x 1,77 " (gerade)	BD Insyte	381257	Katheter, der als Endotrachealtubus verwendet wird, wobei sein Metallmandrin abgestumpft ist.
Licht  LED 130 F - DrMach	Eickemeyer	M130300	LED-Wandleuchte.
Magnetisches Fixiersystem Retraction System: Grundplatte	FST	18200-50	Metallplatte, auf der die zugehörigen Befestigungen installiert sind. Er wird um die Heizplatte herum platziert.
Magnetisches Fixator-Rückzugssystem: Elastomer (2 m Rolle)	FST	18200-07	Wird verwendet, um die Retraktoren an den Fixateuren zu befestigen.
Magnetisches Fixateur-Rückzugssystem: Fixatoren	FST	18200-02	Bewegliche Anker, die auf die Grundplatte aufgesetzt werden können.
Magnetisches Fixateur-Retraktionssystem: Retraktoren	FST	18200-11	Retraktoren, die es ermöglichen, die Operationswunde mit der gewünschten Öffnung zu erhalten
Metzenbaum-Schere (gebogen)	FST	14017-14	Stumpfe Schere aus Edelstahl, die für die stumpfe Dissektion von Haut und Muskeln verwendet wird.
Micro-Adson-Pinzette	FST	11018-12	Gezackte Pinzette aus Edelstahl, die zum Greifen von Haut und anderen Geweben verwendet wird.
Oster Golden A5 2-Gang-Haarschneidemaschine	Oster Professional	34264416949	Hundefriseurschermaschine, die zur Vorbereitung des Operationsfeldes verwendet wird. Da es für die Verwendung mit großen Tieren gedacht ist, muss der Benutzer bei Ratten vorsichtig sein.
Heizplatte oder Erwärmungssystem für Nagetiere		N/	A-Platte, die an ein Gerät angeschlossen ist, das mit einem LED-Bildschirm ausgestattet ist, der die von der Rektalsonde gemessene Temperatur sowie die Zieltemperatur anzeigt.
Nagetier-Beatmungsgerät Modell 683	Harvard Apparatus	74240-2	Mechanisches Beatmungsgerät für kleine Labortiere (max. 5 kg).
Semken Pinzette mit Zacken (gebogen)	FST	11009-13	Pinzette aus Edelstahl für die Gewebedissektion.
Semken Pinzette mit Zacken (gerade)	FST	11008-13	Pinzette aus Edelstahl für die Gewebedissektion.
Silky Fresh Haarentfernungscreme	Veet	62200825036	Haarentfernungsprodukt, das zur Vorbereitung der Operationsstelle nach der Rasur verwendet wird.
Soluprep	3M	103.26	Antiseptische Lösung in Flaschen, getönt mit 2 % Chlorhexidin und 70 % Alkohol 225 ml.
Spatel aus Edelstahl 195 mm	Heathrow Scientific	HS15907	Spatel, der als Zungenspatel bei der Intubation von Ratten verwendet wird.
Stereomikroskop System SZ61TR	Olympus	88-126	Mikroskop ausgestattet mit Fernglas und eingebauter Kamera, die Videoaufnahmen ermöglicht.
Sterile Natriumchlorid 0,9% Spülflasche (60 ml)	Kochsalzlösung H2O	25-6048SA-L	Lösung, die verwendet wird, um die Wunde während der gesamten Operation feucht zu halten.
Chirurgische Schere - Scharf-Blunt (Gerade)	FST	14001-12	Schere aus Edelstahl, die für den ersten Hautschnitt verwendet wird.
Naht 5-0 Silk No Needle	Henry Schein	102-6344	Seidenfaden zur Verengung des Lungenstamms
Systane Salbe	Alcon	2444062	Augenschmiermittel, das eine vorübergehende Linderung von Brennen und Reizungen bietet, die durch die Trockenheit der Augen während der Operation verursacht werden.
SZ2-STU2 Stereomikroskop-Stativ	Olympus	N1198900	Der an der Basis befestigte Arm bietet dem Mikroskopkopf eine große Bewegungsfreiheit.
Gewebezange - 1X2 Zähne	FST	11021-15	Pinzette aus Edelstahl, die das Greifen, Halten und Manipulieren von Geweben (Haut und Muskeln) ermöglicht.
Transpore Chirurgisches Klebeband	3M	1527-1	Medizinisches Klebeband, das zur Ruhigstellung der Vorder- und Hinterbeine der Ratten verwendet wird.
Vetbond Tissue Adhesive (3 mL)	3M	1469SB	Chirurgischer Kleber, der in kleinen Mengen auf die Haut aufgetragen werden kann Er kann als Ergänzung zu subkutanen Nähten verwendet werden.
Vetergesic Multidose (0,3 mg/ml) 10 mL	Ceva Canada	2342510	Verdünnte injizierbare Lösung von Buprenorphin, die als Analgetikum verabreicht wird.
Anästhesieverdampfer für Veterinärmedizin Tec 4	Dispomed	34001 Iso	Ermöglicht die Verdampfung von Isofluran und eine Konzentration von 0– 5%.