Method Article

Eine effiziente Ein-Personen-Technik für die Milchprobenahme von Labormäusen

DOI:

10.3791/67669

⸱

March 28th, 2025

 , 
1Department of Nutritional Sciences, Rutgers -The State University of New Jersey, 2Rutgers Center for Lipid Research, Rutgers -The State University of New Jersey

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In diesem Artikel wird beschrieben, wie Sie ein Gerät zusammenbauen, mit dem Milch von Labormäusen gesammelt werden kann. Dieses Gerät ist erschwinglich, tragbar und ermöglicht eine Entnahme von 0,1 bis 0,5 ml Milch durch eine geschulte Person. Ein detailliertes Melkprotokoll ist ebenfalls enthalten.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nagetiermodelle werden in der Biologie seit dem frühen 20. Jahrhundert häufig verwendet, um grundlegende physiologische und biochemische Mechanismen zu untersuchen. In der Laktations- und Neugeborenenentwicklungsforschung besteht die Notwendigkeit, Milchproben zu nehmen, um die Zusammensetzung und die Art und Weise, wie Milch durch experimentelle Manipulationen beeinflusst werden kann, was sich auf die Entwicklung von Neugeborenen auswirkt. Das Sammeln von Bioflüssigkeiten in ausreichenden Mengen von kleinen Nagetieren kann schwierig sein. Mehrere Studien haben verschiedene Techniken zur Gewinnung von Milch von Mäusen gezeigt. Für diese Techniken sind jedoch oft mindestens zwei geschulte Mitarbeiter erforderlich, was in einigen Fällen eine Herausforderung darstellen kann.

Hier demonstrieren wir eine modifizierte Milchprobenahmetechnik, die auf einer 2009 veröffentlichten Methode basiert. Mit dieser erschwinglichen und einfach zu montierenden Methode kann eine geschulte Person routinemäßig 0,1–0,5 ml Milch von einem Muttertier unter Narkose in weniger als 10 Minuten gewinnen. Mit dieser Methode sammelten wir am 2. Tag nach der Entbindung (PD2) und am 10. Tag nach der Entbindung (PD10) ausreichend Milch. Wir maßen die Bestandteile der Makronährstoffe der Milch und verglichen sie mit der vorhandenen Literatur, um unsere Entnahmemethode zu validieren.

Wir stellten fest, dass das Milchprotein bei PD2 durchschnittlich 70,1 ± 5,2 g/L, das Milchfett 174,4 ± 7,1 g/l und die Milchlaktose 12,3 ± 0,6 g/l betrug. Während Milchlaktose und Protein unter PD10 in ähnlichen Konzentrationen wie unter PD2 blieben, war das Milchfett signifikant höher (224,4 ± 17,1 g/L). Wir beobachteten auch, dass die relative Häufigkeit einzelner Milchproteine zwischen PD2 und PD10 variierte. Genauer gesagt waren αS1-Kasein und saures Molkenprotein höher, während β-Kasein bei PD10 im Vergleich zu PD2 niedriger war. Insgesamt demonstrieren wir eine effiziente Ein-Personen-Technik zur Milchprobenahme von Mäusen mit einem Gerät, das leicht mit gängigen Laborgeräten zusammengebaut werden kann.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Vergleichende Medizin bezieht sich auf die Idee, dass Menschen und andere Tiere Ähnlichkeiten in Anatomie und Physiologie aufweisen; So können Informationen, die von einer Art gelernt wurden, verwendet werden, um ähnliche Signalwege bei der anderen zu untersuchen 1,2. Seit dem frühen 20. Jahrhundert werden Nagetiere, insbesondere Mäuse und Ratten, in der biomedizinischen Forschung in großem Umfang eingesetzt, da die Genetik für die Entwicklung von Krankheitsmodellen relativ leicht manipuliert werdenkann 1,2. Darüber hinaus sind sie relativ klein; Daher werden im Vergleich zu anderen Nicht-Nagetiermodellen weniger Ressourcen für die Aufrechterhaltung von Kolonien benötigt2. Ihre geringen Körpergrößen bringen jedoch auch Herausforderungen mit sich. Bestimmte Eingriffe lassen sich nicht einfach an Mäusen durchführen. Zum Beispiel kann die arteriovenöse Differenztechnik an Ratten durchgeführt werden 3,4,5, aber sie kann bei Mäusen eine Herausforderung darstellen, da ihre kleinen Blutgefäße leicht reißen können 6,7. Auch die Menge an Gewebe, die einer Maus entnommen werden kann, ist begrenzt. Bei laktierenden Mäusen nimmt beispielsweise das viszerale Fettgewebe in der Größe 8,9 signifikant ab und in einigen Fällen auf fast nicht nachweisbare Mengen. Darüber hinaus ist die Menge der Probenahme von Bioflüssigkeit von Mäusen ebenfalls begrenzt. Je nach Technik kann die Menge der entnommenen Blutproben variieren, ist aber immer etwas begrenzt7, was die Anzahl der durchgeführten Analysen einschränkt.

In der Laktations- und Neugeborenenentwicklungsforschung besteht die Notwendigkeit, Milchproben zu nehmen, um die Zusammensetzung und die Milchleistung zu bewerten. In Studien an Mäusen werden aufgrund des begrenzten Milchvolumens häufig Proben von mehreren Muttertieren gepoolt, um eine ausreichende Menge zu erhalten10. Eine Reihe von Studien zeigt Techniken zur Entnahme ausreichender analytischer Mengen Milch von einer einzigen Maus 11,12,13. Diese Verfahren erfordern jedoch in der Regel zwei geschulte Personen11,12: eines, das das Tier beim manuellen Abpumpen der Milch hält, und eines, das die Milch mit einer Pipette auffängt; Oder sie benötigen Geräte und Werkzeuge, die in einem Labor nicht ohne weiteres verfügbar sind. Hier demonstrieren wir eine Modifikation einer Technik, die von DePeters und Hoveyentwickelt wurde 14. Das bei diesem Verfahren verwendete Gerät kann problemlos mit im Labor verfügbaren Geräten zusammengebaut oder einfach von gängigen Anbietern erworben werden. Mit diesem Gerät kann eine Person routinemäßig 0,1 bis 0,5 ml Mausmilch in weniger als 10 Minuten gewinnen, um sie für die meisten Analysen zu verwenden. Wir sammelten Milch am 2. Tag nach der Entbindung (PD2, frühe Laktation) und nach dem 10. Tag der Entbindung (PD10, Spitzenlaktation) und maßen die Makronährstoffe der Milch, um die Methode zu validieren.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle Tierpflege- und Versuchsverfahren folgten den Richtlinien des Bundes und erhielten die Genehmigung des Rutgers University Institutional Animal Care and Use Committee. Weibliche Mäuse (C57BL/6 Hintergrund) wurden im Alter von 8 Wochen verpaart. Sie wurden mit einem Standard-Brutfutter ad libitum gefüttert und unter einem regulären Hell-Dunkel-Zyklus von 12:12 Uhr gehalten. Der Tag der Lieferung wurde als Tag nach der Lieferung 1 (PD1) gezählt. An PD2 (Frühlaktation) und PD10 (Spitzenlaktation) wurde die Milch wie unten beschrieben beprobt.

1. Montage einer Melkvorrichtung

  1. Befestigen Sie ein Ende des Schlauchs aus Polyvinylchlorid (PVC) mit einem Innendurchmesser (ID) von 5/32 Zoll an der Vakuumpumpe und befestigen Sie die Befestigung mit Klebeband (in Abbildung 1A mit a gekennzeichnet).
    HINWEIS: Die Vakuumpumpe kann durch eine geeignete Pumpe oder ein im Labor verfügbares Zentralvakuum (manchmal auch als "Hausvakuum" bezeichnet) ersetzt werden.
  2. Befestigen Sie das andere Ende des 5/32'' ID PVC-Schlauchs über einen geraden Stecker mit Widerhaken an den 1/8'' ID PVC-Schlauch.
  3. Befestigen Sie das andere Ende des PVC-Schlauchs mit 1/8-Zoll-ID über einen Stecker an einer 18G-Injektionsnadel (in Abbildung 1A mit b gekennzeichnet).
  4. Schneiden Sie das Ende einer P200 Pipettenspitze ~0,2 cm ab, um eine größere Öffnung zu schaffen. Führen Sie die Pipettenspitze P200 so durch die Öffnung des Septumverschlusses, dass die Spitze nach oben zeigt (Abbildung 1B).
    HINWEIS: Wechseln Sie die Pipettenspitzen zwischen den Tieren.
  5. Befestigen Sie den Septumstopfen an einem sterilen Auffangröhrchen. Machen Sie mit der 18 G Injektionsnadel eine Punktion durch den Septumstopfen.
  6. Überprüfen Sie den Saugdruck, indem Sie die Vakuumpumpe einschalten und einen Finger (mit einem Laborhandschuh bedeckt) gegen die Öffnung der Pipettenspitze legen.
    HINWEIS: Sie sollten einen sanften Sog spüren, wenn er richtig montiert ist. Das Sammelröhrchen, die 18-G-Injektionsnadel und die P200-Pipettenspitzen sollten steril sein.

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Abbildung 1: Die Melkvorrichtung. (A) Melkvorrichtung mit einer Vakuumpumpe, die über einen PVC-Schlauch an einer 18-G-Injektionsnadel befestigt ist. Die Nadel geht durch einen Septumstopfen, der an einem Auffangröhrchen der Mikrozentrifuge befestigt ist. Eine umgekehrte Pipettenspitze P-200, mit der Milch aus einem Sauger entnommen wird, wird durch eine Öffnung des Septumverschlusses eingeführt. (B) Schnittdiagramm der Melkvorrichtung. (C) Ein Muttertier, das nach der beschriebenen Methode gemolken wird. (D) Ein repräsentatives Aliquot (0,3 ml) Milch, die von einem Muttertier während der höchsten Laktation entnommen wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

2. Trennung des Muttertiers von den Jungtieren

  1. Trennen Sie am Tag des Melkens die Hündin von ihren Jungen, damit sich die Milch in den Drüsen ansammeln kann.
  2. Halten Sie die Welpen in einem Nest warm.
  3. Warten Sie eine Trennung von 2 Stunden, wenn die Milch während der frühen Laktation gesammelt wird (z. B. PD2 in dieser Studie).
  4. Warten Sie 30–45 Minuten Trennung, wenn die Milch während der Spitzenlaktation gesammelt wird (z. B. PD10 in dieser Studie).

3. Anästhesie des Damms

  1. Wenn das Muttertier bereit zum Melken ist, verabreichen Sie eine Injektion von Ketamin/Xylazin-Lösung (intraperitoneal, i.p.) in eine Seite der Bauchhöhle zwischen dem 4. und 5. Zitzenpaar.
    HINWEIS: Die Menge der zu verabreichenden Anästhesielösung wird anhand des Gewichts des Muttertiers berechnet (80–100 mg/kg Ketamin, 5–12 mg/kg Xylazin, gemäß dem IACUC-Protokoll der Rutgers University). Diese Dosis sediert eine Maus für 45–60 Minuten und bietet ausreichend Zeit für die Milchaufnahme.
  2. Bestätigen Sie die Anästhesie, indem Sie einen Fuß fest, aber ohne ihn zu verletzen, drücken, um die Wahrnehmung von Empfindung und Schmerz durch das Tier zu testen. Eine adäquate Anästhesie ist durch keinerlei Bewegung angezeigt.
  3. Tragen Sie veterinärmedizinische Augensalbe auf die Augen des Muttertiers auf, um Trockenheit unter Narkose zu verhindern.

4. Sammeln von Milch

  1. Legen Sie die betäubte Mutterdame auf den Rücken auf eine feste Arbeitsfläche. Wischen Sie ihren Brustbereich vorsichtig mit einem sterilen Alkoholvorbereitungstuch ab, um den Bereich vor dem Melken zu reinigen.
  2. Verabreichen Sie 1–2 Einheiten Oxytocin (i.p.) zwischen dem 4. und 5. Saugerpaar auf der Seite der Bauchhöhle, die keine Injektion erhalten hat.
    HINWEIS: Oxytocin ist ein kleines Molekül, das schnell absorbiert werden kann und eine kurze Halbwertszeit hat 14,15. Das Melken sollte innerhalb einer Minute nach der Injektion beginnen.
  3. Halte den Damm, indem du ihren Halsbereich vorsichtig mit der nicht dominanten Hand abstreichelst.
  4. Drücken Sie die Milch manuell aus einem Sauger ab, indem Sie das Brustgewebe von der Basis bis zur Spitze des Saugers zusammendrücken, bis eine Milchperle sichtbar ist.
  5. Schalten Sie das Staubsaugergerät ein, indem Sie den Netzschalter einschalten.
  6. Beginnen Sie mit dem Melken, indem Sie die umgekehrte Pipettenspitze P200 vorsichtig auf einen Sauger legen. Verwenden Sie eine sanfte Zugbewegung, um die Milch herauszuziehen (Abbildung 1C).
  7. Wiederholen Sie die Schritte 4.4–4.6 an allen Zitzen, bis eine ausreichende Milchmenge aufgefangen ist.
    HINWEIS: Während des Melkens kann versehentlich Milch in die 18-G-Injektionsnadel oder den PVC-Schlauch der Vakuumleitung gezogen werden. Dies kann leicht behoben werden, indem die Nadel oder der PVC-Schlauch gewechselt wird, bevor das nächste Tier gemolken wird.

5. Bergung des Muttertiers nach der Milchgewinnung

  1. Bringen Sie die betäubte Hündin mit ihren Welpen in den Käfig zurück und halten Sie sie warm. Beobachte das Tier, bis es wieder zu Bewusstsein kommt.
    HINWEIS: Die Hündin kann sich weigern, erneut zu säugen, wenn sie alleine in einem separaten Käfig aufwachen darf, bevor sie zu ihren Welpen zurückkehrt. Dies ist häufiger der Fall, wenn die Milchsammlung während der Frühlaktation (PD2) stattfindet.
  2. Lassen Sie die Muttertiere sich von ihren Welpen entfernen, um sich vollständig zu erholen, wenn sie aufwacht. Dies ist ein normales Verhalten.
    HINWEIS: Wir beobachten, dass Muttertiere regelmäßig zu ihren Jungen zurückkehren und nach einigen Stunden wieder vollständig säugen.

6. Milch-Analyse

  1. Verwenden Sie ein handelsübliches Laktose-Assay-Kit (siehe Materialtabelle), um die Milchlaktose zu messen. Verdünnen Sie die Milch 75x mit sterilem Wasser und führen Sie den Assay gemäß dem Kit-Protokoll durch.
  2. Messen Sie das Milchfett mit der Creamatokrit-Methode, die in anderen Veröffentlichungen gezeigt wurde16,17.
  3. Schätzen Sie das Milchprotein, indem der Bradford-Protein-Assay18 mit Rinderserumalbumin als Standard19 durchgeführt wird. Vor der Durchführung des Assays wird die Milch bei 4.000 × g für 15 min bei 4 °C zentrifugiert. Extrahieren Sie das Infranatant durch Pipettieren und verdünnen Sie es vor dem Assay auf 1:10 mit sterilem Wasser.
  4. Durchführung einer Polyacrylamid-Gelelektrophorese (PAGE); Trennen Sie 10 μg Protein auf einem vorgefertigten 4%–12%igen Bis-Tris-Gel gemäß den Anweisungen des Herstellers. Übertragen Sie die Proteine auf Polyvinylidenfluorid (PVDF)-Membranen und färben Sie sie mit Coomassie Blue R-250.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mit dieser Technik haben wir während einer 21-tägigen Laktation erfolgreich ausreichend Milch zu verschiedenen Zeitpunkten probiert. Wir betrachten den Tag der Entbindung als Tag 1 nach der Entbindung (PD1), und in dieser Arbeit haben wir Milchproben auf PD2 (Frühlaktation) und PD10 (Spitzenlaktation) genommen, jeweils n = 4. Wir erhielten bequem 0,1–0,5 ml Milch von jedem Muttertier (Abbildung 1D). Um diese Methode zu validieren, haben wir die Brutto-Makronährstoffzusammensetzung dieser Milchproben gemessen und die Unterschiede zwischen der Milch, die in der Frühlaktation und der Hochlaktation entnommen wurde, mit dem Student-t-Test verglichen.

Wir fanden heraus, dass die Laktosekonzentration in der Milch durchschnittlich 12,3 ± 0,6 g/l auf PD2 und 12,0 ± 0,9 g/l auf PD10 betrug (Tabelle 1). Der Milchfettanteil betrug 26,0 ± 1,0 % bzw. 33,4 ± 2,5 % bei PD2 bzw. PD10. Die Fettkonzentration betrug 174,4 ± 7,1 g/L auf PD2 und signifikant höher auf 224,4 ± 17,1 g/L auf PD10 (Tabelle 1). Die durchschnittlichen Proteingehalte betrugen 70,1 ± 5,2 g/l auf PD2 und 75,1 ± 2,6 g/l auf PD10 (Tabelle 1). Obwohl sich der Gesamtgehalt an Milchprotein zwischen PD2 und PD10 nicht unterschied, unterschied sich die relative Häufigkeit des einzelnen Milchproteins. Insbesondere waren αS1-Kasein und saures Molkenprotein in PD10-Milch höher als in PD2-Milch (p < 0,05), während β-Kasein (p < 0,05) eine höhere Häufigkeit in PD2 als in PD10 aufwies (Abbildung 2).

figure-results-1
Abbildung 2: Milchproteinanalyse. (A) Coomassie Blue-gefärbte PAGE-Analyse von Milch, die an PD2 und PD10 gesammelt wurde. Die Proteinidentifizierung erfolgte wie zuvor beschrieben14. (B) Einzelne Proteinsignale wurden in ImageJ analysiert und auf das gefärbte Gesamtprotein normiert. Die Ergebnisse wurden als Durchschnitt mit Standardfehlerbalken und einzelnen Datenpunkten als Punkte ausgedrückt. Die durchschnittliche Häufigkeit jedes Proteins auf PD2 und PD10 wurde mit einem zweiseitigen Student's t-Test verglichen. *p < 0,05, n = 4. Abkürzungen: PAGE = Polyacrylamid-Gelelektrophorese; PDn = Tag nach der Lieferung n. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

DurchschnittSEMp-Wert
Milchzucker
(g/L)		PD212.30.60.75
PD1012.00.9
Fett
(g/L)		PD2174.47.10.04
PD10224.417.1
Protein
(g/L)		PD270.15.20.42
PD1075.12.6

Tabelle 1: Makronährstoffzusammensetzung von Milch, die bei PD2 und PD10 gesammelt wurde. Die Ergebnisse, ausgedrückt als durchschnittlicher und Standardfehler des Mittelwerts (SEM), wurden analysiert, um die Auswirkungen des Laktationstages auf die Milchzusammensetzung mit einem zweiseitigen Student's t-Test zu untersuchen, n = 4.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wir haben eine modifizierte Melktechnik demonstriert, die von einer Person mit einem Gerät durchgeführt werden kann, das leicht zu montieren und zu transportieren ist. Traditionell wird Nagetiermilch mit Hilfe von Kapillarröhrchen10, 17, Pasteurpipettenaus Glas 12 oder Mikropipetten11 gesammelt. Bei diesen Methoden ist eine Person erforderlich, die das Muttertier festhält und die Milch manuell abpumpt, und eine andere, die Milch auffängt. Dies kann manchmal eine Herausforderung sein, insbesondere wenn die Milchprobenahme an Wochenenden oder Feiertagen stattfindet. Die auf diese Weise gesammelte Milch muss in sterile Aufbewahrungsröhrchen umgefüllt werden. Da Nagetiermilch relativ fettreich ist (wie hier und in anderen Studiengezeigt 20,21) und daher viskos ist, führt der Prozess des Umfüllens von Milch wahrscheinlich zu einem Verlust des Milchvolumens, was die Mengen für Analysen einschränkt. Das hier beschriebene Gerät kann mit den im Labor vorhandenen Werkzeugen in unter 5 min montiert werden. Er kann problemlos von einer Person verwendet werden, um innerhalb von 10 Minuten eine ausreichende Milchmenge zu entnehmen. Der kontinuierliche, schonende Saugansatz, der mit dieser Methode verbunden ist, verringert das Problem des Probenverlusts durch den Transfer, da die Milch ständig direkt in ein Auffangröhrchen gezogen wird. Die Minimierung von Probenverlusten ist besonders wichtig, wenn bereits im PD2-Stadium Milch entnommen wird, da die Milchleistung in diesem Stadium bekanntermaßen relativ gering ist10. Darüber hinaus wurde das gleiche Gerät und Protokoll verwendet, um erfolgreich Milch von einem anderen Mausstamm (FVB/N-Hintergrund) zu sammeln, was darauf hindeutet, dass diese Methode wahrscheinlich bei Mausstämmen gleich gut funktioniert.

In dieser Studie haben wir auch beobachtet, dass der Zeitpunkt der Trennung je nach Laktationsstadium unterschiedlich sein kann. Frühere Studien berichten, dass Muttertiere mindestens 2 h und bis zu 16 h vor der Milchentnahme von ihren Jungtieren getrennt werden sollten, um ein ausreichendes Milchvolumen zu erhalten11,13. Bei der Anwendung dieser Methode stellten wir fest, dass es ausreichte, die Muttertiere in der Frühlaktation (PD2) und nur 30–45 Minuten in der Spitzenlaktation (PD10) von ihren Jungtieren zu trennen, um ein ausreichendes Milchvolumen zu erhalten. Da es zusätzliche Zeit braucht, bis sich das Muttertier von der Narkose erholt hat, verkürzt die Minimierung der Trennungsdauer nicht nur die Probenahmezeit, sondern verringert auch die potenziellen Auswirkungen, die dies auf das Muttertier und seine Jungtiere haben kann.

Darüber hinaus fanden wir heraus, dass das Sammeln von Milch bereits im PD2-Stadium das spätere Wachstum der Jungtiere aufgrund der langen Trennungs- und Erholungszeit des Muttertiers negativ beeinflussen kann, was zu einer Phase unzureichender Fütterung führt. Dies wurde nicht beobachtet, wenn die Milch in der höchsten Laktation (PD10) beprobt wurde. Wenn ein Untersucher daran interessiert ist, Milch zu verschiedenen Zeitpunkten während der 21-tägigen Laktationsperiode zu entnehmen, ist es daher ratsam, Frühlaktationsmilch von einem separaten Satz von Muttertieren zu nehmen. Die Milchentnahme kann jedoch mehrmals an derselben Hündin während der Hoch- und Spätlaktation für Längsschnittstudien durchgeführt werden.

Alternativ können sich die Forscher für andere Anästhetika entscheiden, um die Erholungszeit des Damms zu minimieren. Zum Beispiel kann die Inhalation von Isofluran dazu beitragen, die Erholungszeit zu verkürzen, da sich die Tiere nach Absetzen von Isofluran in der Regel schnell erholen22. Obwohl diese Wahl der Anästhesie von vielen durchgeführt wird 13,23, wird berichtet, dass die Isofluran-Inhalation das Volumen der gesammelten Milch negativ beeinflussen kann13. Darüber hinaus erfordert die Isofluran-Inhalation geeignete Geräte, um eine präzise Kontrolle der Dosierung zu gewährleisten. Die Forschung über die Auswirkungen von Anästhetika wie Ketamin/Xylazin und Isofluran auf die Laktation und die Milchzusammensetzung und deren mögliche Übertragung auf die Muttermilch ist begrenzt 24,25,26. Es wird daher empfohlen, die Interpretation der Daten sorgfältig durchzuführen, wenn Studien mit unterschiedlichen Anästhesieoptionen verglichen werden. Eine andere Alternative besteht darin, Milch ohne Anästhesie zu entnehmen, wie von anderen Forschern beschrieben 14,27,28,29. Dieses Verfahren kann jedoch möglicherweise zu übermäßigem Stress für das Muttertier führen und eine zusätzliche Person erfordern, um das Tier zu fixieren.

Diese Studie zeigte auch, dass Makronährstoff-Assays mit den Milchproben durchgeführt werden konnten, wobei für weitere Verfahren wie Omics-Analysen ein Überschuss übrig blieb. Der Laktose-, Protein- und Fettgehalt der Milch wurde gemessen und mit veröffentlichten Daten verglichen, um die beschriebene Methode zu validieren. Die Laktosekonzentration in der Milch machte ~1,2% der Milchkomponente aus, was der von Mäusen mit einer Kontrolldiät ähnelt, über die in anderen Studien berichtet wurde 30,31,32. Es wurde bestätigt, dass Mausmilch einen hohen Fettanteil hat, der zwischen 26 % und 33 % liegt, wie zuvor berichtet20,30. Die hier berichtete Gesamtproteinkonzentration war ähnlich wie die von Chen et al.30, aber niedriger als die in anderen Studien berichtete31,32. In Bezug auf die Veränderungen von der frühen bis zur höchsten Laktation stellten wir fest, dass der Laktose- und Proteingehalt relativ konstant blieb, der Milchfettanteil jedoch von der frühen bis zur maximalen Laktation anstieg. Dies steht im Widerspruch zu Ragueneau32, aber die Diskrepanz könnte auf Unterschiede in der Stichprobengröße zurückzuführen sein. Obwohl die Gesamtproteinkonzentration zwischen der frühen und der höchsten Laktation ähnlich war, fanden wir heraus, dass die individuelle Proteinhäufigkeit (αS1-Kasein, β-Kasein und saures Molkenprotein) variierte, was vermutlich Veränderungen in den Bedürfnissen der Neugeborenen in verschiedenen Entwicklungsstadien widerspiegelt.

Obwohl diese Technik keine Quantifizierung der Milchproduktion ermöglicht, kann sie mit dem von Falconer 1947 vorgeschlagenen Leistungsindex (IOP) berechnet werden33. Die Milchproduktion hängt stark von der Wurfgröße und dem Tag der Probenahme ab. Dieser Index kann als Maß für die Milchproduktion verwendet werden, wobei Unterschiede in der Wurfgröße berücksichtigt werden. So kann z.B. die gesamte Einstreu auf PD10 gewogen werden (wenn der Mutterkoffer für die Milchprobenahme getrennt wird). Der IOD einer Hündin wird dann berechnet, indem das Gewicht ihres Wurfes durch das mittlere Gewicht von Würfen gleicher Größe auf PD10 dividiert wird. Zusammenfassend demonstrieren wir eine effiziente Ein-Personen-Technik zur Milchprobenahme von Labormäusen unter Verwendung eines Geräts, das mit relativ kostengünstigen und leicht verfügbaren Geräten einfach zusammengebaut werden kann. Diese Technik ermöglicht eine konsistente Sammlung ausreichender Milchmengen für die meisten Analysen.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde durch das NJAES Hatch Project 14190 und das NIH R21HD 108496 unterstützt.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL kryogene FläschchenCorning430658Bevorzugt für die frühe Milchentnahme
1 mL SpritzeExel26048
2 mL Mikrozentrifugen-AuffangröhrchenFisher Scientific02-681-344Bevorzugt für die Peak- und Spätmilchentnahme
18 G InjektionsnadelBD PrecisionGlide305195
27 G InjektionsnadelBD PrecisionGlide305109
AlkoholvorbereitungstuchHoneywell154818
Bio-Rad Protein Assay FarbstoffreagenzkonzentratBio-Rad5000006
Rinderserum AlbuminSigma-AldrichA2153
Immobilon -P PVDF MembranImmobilonIPVH00010
KetaminDechra1000001250Gekauft über das Tierarztamt 
Labor-BeschriftungsbandVWR International89097
Laktose-Assay-KitSigma-AldrichMAK487
Mini-Widerhaken-Polypropylen-FittingsCole-Parmer Instrument Company6365-90
Maus-DiätLabordiät5015
NuPAGE Bis-Tris Mini-Protein-Gele, 4– 12%InvitrogenNP0335BOX
Optixcare AugenschmiermittelAventixN/Aüber Tierarztpraxis gekauft 
OxytocinBimeda1OXY015gekauft über die Tierarztpraxis 
P200 PipettenspitzenGilsonF1733001 PVC-Schlauch
: 1/8'' IDVWR InternationalMFLX07407-75 
PVC-Schlauch: 5/32'' IDVWR InternationalMFLX07407-77
SeptumstopfenChemglass Life SciencesCG-3022-91
VakuumpumpeDrummond Scientific Co.P-103635
XylazinAkorn Animal HealthNDC 59399-110-20Gekauft über das Tierarztamt 

References

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