Schneller Nachweis der Virulenz und Typisierung von Helicobacter pylori mit der Quantenpunktmarkierungstechnologie

Helicobacter pylori (H. pylori) ist ein gramnegatives Bakterium, das zwischen der Pylorusschleimhaut und der Submukosa des Magenantrums vorkommt ^1,2. Im Jahr 1994 stufte es von der Weltgesundheitsorganisation und der Internationalen Agentur für Krebsforschung (WHO/IARC) als krebserregend der Klasse I ein. Je nachdem, ob sie vakuoläre Zytotoxine A (VacA) und Cytotoxin-verwandte Gene A (CagA) exprimieren, werden sie in zwei Typen unterteilt: Typ I H. pylori Infektion virulenter Stamm: virulenter und schädlicher für Patienten. In engem Zusammenhang mit der Inzidenz von Magen- und Zwölffingerdarmgeschwüren und Magenkrebs handelt es sich bei der Typ-II-Infektion von H. pylori um Stämme mit geringer Virulenz und schwacher Pathogenität, die sich im Allgemeinen als leichte Verdauungsstörungen manifestieren ^3,4. Forscher haben herausgefunden, dass die Infektionsrate von Typ I höher ist als die von Typ II, wobei die Infektionsraten von Typ I und Typ II 72,4 % bzw. 27,6 % betragen⁵. Der schnelle Nachweis von H. pylori-Typen, insbesondere die Unterscheidung zwischen Typ I und Typ II, ist entscheidend für die klinische Behandlung und Prävention von Krankheiten.

Chronische Gastritis, die durch eine H. pylori-Infektion verursacht wird, kann bei infizierten Patienten zu schweren Erkrankungen des Verdauungssystems führen, wie z. B. atrophische Gastritis, Magengeschwüre, Magenadenokarzinom und Mukosa-assoziiertes lymphatisches Gewebe (MALT)-Lymphom ^6,7,8. Die Global Burden of Disease Study 2014 prognostiziert, dass ab 2010 jedes Jahr etwa 3,5 Todesfälle pro 100.000 Menschen durch Magengeschwüre verursacht werden^{werden 9}. Forschungsberichte ergaben, dass im Jahr 2018 weltweit fast 800.000 neue Fälle von Magenkrebs mit einer H. pylori-Infektion in Verbindung standen¹⁰. In den letzten Jahren haben Studien ergeben, dass eine H. pylori-Infektion auch eng mit neurologischen Erkrankungen, Herz-Kreislauf-Erkrankungen, Diabetes usw. zusammenhängt. Die H. pylori-Infektion ist zu einem globalen Problem der öffentlichen Gesundheit geworden. Daher ist der genaue Nachweis einer H. pylori-Infektion wichtig für die Erkennung verwandter Krankheiten. Die Behandlung ist von entscheidender Bedeutung, da der genaue Nachweis von H. pylori zu einem Forschungsschwerpunkt wird.

Da die Infektionsrate von H. pylori in China hoch ist, ist ein rechtzeitiger und genauer Nachweis einer H. pylori-Infektion hilfreich für die Früherkennung und Behandlung und hat eine positive Bedeutung für die Prävention und Behandlung von Magenkrebs. Es gibt verschiedene Methoden zum Nachweis einer H. pylori-Infektion, darunter invasive Methoden wie der Urease-Schnelltest (RUT), die Färbemikroskopie von Gewebeschnitten der Magenschleimhaut, die Endoskopie und der C13- oder C14-Harnstoff-Atemtest. (UBT), H. pylori-Stuhlantigentest (SAT) und andere nicht-invasive Methoden 11,12,13. Diese Nachweismethoden haben gewisse Einschränkungen. Zum Beispiel kann die histologische Untersuchung aufgrund der Qualität und Größe der Biopsieprobe, die an der Biopsiestelle ausgewählt wurde, falsch negative Ergebnisse liefern; Der Atemtest kann durch die kürzliche Einnahme von Antibiotika oder Protonenpumpenhemmern (PPI) und den Einfluss verschiedener Einflussfaktoren beeinflusst werden 11,14,15. Angesichts der Einschränkungen traditioneller Methoden, wie z.B. zeitaufwändiger und unzureichender Sensitivität und Spezifität, hat die Entwicklung von Schnelldiagnosemethoden auf Basis der Quantenpunkt-Immunfluoreszenz (QD-IF) ein großes Anwendungspotenzial im Bereich der Bioassays gezeigt^16,17. Bei der QD-IF-Analyse werden Quantenpunkt-Fluoreszenzsonden eingesetzt, um eine spezifische Detektion molekularer Ziele durch spezifische Bindung an molekulare Ziele zu erreichen^18,19.

Quantenpunkte sind Halbleiter-Nanopartikel mit einem Radius, der kleiner oder nahe dem Bohr-Exzitonenradius liegt, in der Regel 1 bis 10 nm. Quantenpunkte werden als Fluoreszenzsonden verwendet. Fluoreszenzsignale werden durch Anregung von Quantenpunkten erzeugt, und quantitative Daten werden durch Messung des Geräts gewonnen. Zu seinen Vorteilen gehören ein breites Spektrum an Anregungswellenlängen, schmale Emissionswellenlängen, einstellbare Fluoreszenzgröße, hohe Empfindlichkeit, gute optische Stabilität, lange Fluoreszenzlebensdauer, große Stokes-Verschiebung und hohe Quantenfluoreszenzeffizienz. Quantenpunkte überwinden die Mängel anderer Marker, wie z. B. kurze Lumineszenzzeit, präzise Umgebungsanforderungen, schlechte Wiederholbarkeit, schlechte Stabilität (z. B. Fluoreszenzfarbstoffe), Enzyminaktivierung und geringe Empfindlichkeit. Der Quantenpunkt-Fluoreszenz-Immunoassay kombiniert die Vorteile des Quantenpunkt-Fluoreszenz-Immunoassays und des Biomarker-Fluoreszenz-Immunoassays und bietet die Vorteile der Einfachheit, Schnelligkeit, hohen Spezifität und hohen Sensitivität^20,21.

Herkömmliche Diagnoseinstrumente für den Nachweis von H. pylori, einschließlich Bakterienkultur, Harnstoff-Atemtest und serologische Tests, haben ihre eigenen Grenzen. Die Bakterienkultur ist zeitaufwändig und erfordert strenge Laborbedingungen, was aufgrund der anspruchsvollen Wachstumsanforderungen von H. pylori oft zu einer relativ geringen Sensitivität führt. Der Harnstoff-Atemtest kann unter bestimmten Umständen falsch-negative Ergebnisse liefern, wie z. B. bei kürzlichem Einsatz von Antibiotika oder Protonenpumpenhemmern 22,23,24. Serologische Tests können in einigen Fällen nur die vergangene Exposition und nicht den aktuellen Infektionsstatus anzeigen, und es fehlt die Fähigkeit, zwischen verschiedenen Virulenztypen des Erregers zu unterscheiden.

Im Gegensatz dazu hat sich die Quantenpunkt-Immunfluoreszenz-Technologie (QD-IF) als vielversprechende Alternative herausgestellt. QD-IF kombiniert die hervorragenden optischen Eigenschaften von Quantenpunkten, wie z.B. hohe Fluoreszenzintensität, enge Emissionsspektren und gute Photostabilität, mit der Spezifität immunologischer Reaktionen. Dies ermöglicht einen schnellen und sensitiven Nachweis von H. pylori-Antigenen oder Antikörpern in biologischen Proben. Darüber hinaus hat es den einzigartigen Vorteil, dass es in der Lage ist, gleichzeitig den Virulenztyp des infizierenden Stammes zu identifizieren, was mit herkömmlichen Methoden nur schwer erreicht werden kann. Indem sie diese Lücke im Diagnoseprozess schließt, birgt die QD-IF-Technologie ein großes Potenzial, die Art und Weise, wie wir H . pylori-Infektionen diagnostizieren und behandeln, zu revolutionieren und personalisiertere und effektivere medizinische Eingriffe zu ermöglichen.

Insgesamt besteht ein dringender klinischer Bedarf an einer nicht-invasiven, effektiven Diagnosemethode, die die H. pylori-Infektion und ihre Virulenztypen (Typ I und Typ II) gleichzeitig nachweisen kann. Dieser Artikel zielt darauf ab, die QD-IF-Methode zu verwenden, um das Vorhandensein einer H. pylori-Infektion in Gewebeproben zu bewerten und eine schnelle und genaue Methode zum Nachweis von H. pylori-Infektionstypen zu entwickeln. Der schnelle Nachweis einer H. pylori-Infektion und ihrer Virulenztypen ist von großer Bedeutung für die Präzisionsmedizin, die Verbesserung der Behandlungseffekte, die Verringerung des Risikos verwandter Krankheiten und die Vorbeugung von Magenkrebs. Es bietet eine wissenschaftlich-theoretische Grundlage für das klinische Personal, um genaue Methoden zum Nachweis von H. pylori-Infektionen auszuwählen.

Diese Studie (KY2025-191-01) wurde in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Ethikkommission für Humanforschung des Volkskrankenhauses der Provinz Guangdong (Guangdong Academy of Medical Sciences) der Southern Medical University durchgeführt. Dieser Artikel entspricht dem Antrag auf Befreiung von der Einwilligungserklärung.

HINWEIS: Diese Studie zielt darauf ab, die Quantenpunkttechnologie zu verwenden, um ein Kit für die Diagnose zu entwerfen und zu entwickeln, ob die Blutspezies der Teilnehmer Antikörper gegen Helicobacter pylori Urease (Urease), Vakuoläre Zytotoxin A (VacA)-Antikörper und Cytotoxin-verwandte Gen A (CagA)-Toxin-Antikörper enthalten, um festzustellen, ob H. pylori infiziert ist und ob es sich bei dem infizierten Stamm um Typ I oder Typ II handelt. Dieses entworfene Kit verwendet eine Doppelantigen-Sandwich-Methode zur Messung von Helicobacter pylori Urease-Antikörpern, CagA-Antikörpern und VacA-Antikörpern. Wenn die Testprobe, die die Zielsubstanz enthält, in das Probenpad gegeben wird, fließt sie über einen Siphon durch das Quantenpad und die Membran und bildet einen Festphasen-Antigen-Antikörper-Komplex. Nach der Aufklärung werden die Detektionslinie bzw. die Masse vom Analysator ausgelesen. Der Signalwert der Kontrolllinie wird verwendet, um den negativen und positiven Status des Urase-Antikörpers, des CagA-Antikörpers und des VacA-Antikörpers auf der Grundlage der T/C-Signalwerte jedes der drei Antikörper zu bestimmen. Das Entwurfsdiagramm ist in Abbildung 1 dargestellt.

Abbildung 1: Schematische Darstellung der Typtestkarte von H. pylori . Die Abbildung zeigt den Aufbau und die Zusammensetzung der Testkarte. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

1. Vorbereitung des Kits

1. Etablierung eines QDs-2-(n-Morphin)-Ethansulfonsäure (MES)-Pufferreaktionssystems
   1. Äquilibrieren Sie die ursprüngliche QD-Lösung auf Raumtemperatur (RT). Aspirieren Sie dann 1000 μl und fügen Sie ein gleiches Volumen von 2x MES-Lösung hinzu (die Endkonzentration von MES betrug 10 mmol/L).
   2. Mischen, schütteln und 30 s bis 3 min beschallen.
2. Aktivierung
   1. Geben Sie 20 mg/ml 1-Ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimid (EDC)/ N-Hydroxysuccinimid (NHS) in das QDs-MES-Puffersystem im Verhältnis 10:1. Mischen, schütteln und 3 Minuten beschallen.
   2. Die vorbereitete Lösung für 15 min in ein 37 °C heißes Wasserbad geben und 20 min bei 13.000 × g zentrifugieren.
   3. Entfernen Sie den Überstand aus der zentrifugierten Lösung und lösen Sie ihn mit 1x MES-Lösung wieder auf. Blasen Sie die Lösung wiederholt mit einer Pipette auf, schütteln Sie sie, um sie gleichmäßig zu vermischen, und beschallen Sie sie 3 Minuten lang.
   4. Die obige Lösung für 15 min in ein 37 °C heißes Wasserbad geben und 20 min bei 13.000 × g zentrifugieren.
3. Kupplung
   1. Geben Sie 0,03 mg Urease-Antigen, CagA-Antigen, VacA-Antigen und Ziegen-Anti-Maus-IgG zu 1000 μl der Aktivierungslösung, pipettieren Sie die Spitze wiederholt, schütteln Sie sie und beschallen Sie sie 3 Minuten lang.
   2. Die obige Lösung in ein 37 °C warmes Wasserbad geben und 3 h lang reagieren.
4. Verschluss und Lagerung
   1. 100 μl Blockierungslösung zugeben (Ergänzende Tabelle 1) und 1 h inkubieren.
   2. Zentrifugieren Sie die verstopfte Lösung bei 13.000 × g für 15 min.
   3. Entfernen Sie den Überstand aus der zentrifugierten Lösung, fügen Sie 750 μl Rekonstitutionslösung hinzu (Ergänzende Tabelle 1), pipettieren Sie wiederholt, schütteln Sie sie und beschallen Sie sie 5 Minuten lang, dann lagern Sie sie bei 4 °C.

2. Vorbereitung der beschichteten Platten

1. Vorbereitung von Quantenpads
   1. Verdünnen Sie den mit Quantenpunkten markierten H. pylori-Antigenkomplex 1: 5 mit Quantenpunkt-Verdünnungspuffer, um die erforderliche Menge entsprechend der Chargenproduktion herzustellen.
   2. Nehmen Sie das Quantenpad und sprühen Sie mit einem Filmsprüher eine bestimmte Menge des mit Quantenpunkten markierten H. pylori-Antigenkomplexes gleichmäßig auf das Pad und trocknen Sie es 30 Minuten lang bei 37 °C.
2. Vorbereitung der Membran
   1. Verwenden Sie den Druckpuffer, um die Beschichtungsmaterialien für die Kontrolllinie und die Testlinie zu verdünnen und die erforderliche Menge entsprechend dem Chargenproduktionsvolumen vorzubereiten.
   2. Kleben Sie die Nitrozellulosemembran auf die Polyvinylchlorid (PVC)-Platte, verwenden Sie ein Filmkratz-Goldsprühgerät, um die Materialien der Qualitätskontrolllinie und der Testlinie gleichmäßig auf der Membran zu beschichten, und trocknen Sie sie 24 Stunden lang bei 57 °C.

3. Montage

1. Kleben Sie die Quanten- und Probenpads nacheinander auf die folienbeschichtete PVC-Platte.

4. In Streifen schneiden

1. Schneide die zusammengesetzte große Platte mit einem Streifenschneider in Teststreifen.

5. Innenverpackung

1. Vervollständigen Sie die Verpackung gemäß den Anforderungen an die Zusammensetzung des Kits.
   HINWEIS: Das Kit besteht aus folgenden Komponenten: (i) Testkarte: Es besteht aus einer Teststreifenhülle und einem Teststreifen. Der Teststreifen besteht aus einer PVC-Platte, einem Probenpad, einem Quantenpad (ein mit Quantenpunkten markierter Antigenkomplex; der Komplex enthält Urease-Antigen, CagA-Antigen, VacA-Antigen und Maus-IgG), einer Nitrozellulosemembran (der Nachweisbereich ist mit VacA-Antigen, CagA-Antigen und Urease-Antigen (rekombinantes Antigen eukaryotische Expression) fixiert, und der Qualitätskontrollbereich ist mit Ziegen-Anti-Maus-IgG (Ziegen-Poly-Antikörper)) beschichtet), und saugfähigem Papier. Unterschiedliche Verpackungsspezifikationen haben unterschiedliche Mengen an Testkarten. Für das Reagenz einer Person ist eine Testkarte erforderlich. (ii) SD-Karte: 1 Stück/Karton. Komponenten der Testkarte und der Secure Digital (SD)-Karte aus verschiedenen Chargen von Testkits dürfen nicht vermischt werden.

6. Probenverarbeitung

HINWEIS: Informationen zur Probenentnahme finden Sie in den Betriebsverfahren des National Clinical Laboratory.

1. Sammeln Sie Blut in einem Trenngelröhrchen. Achten Sie darauf, Hämolyse zu vermeiden.
2. Testen Sie die getrennte Serumprobe innerhalb von 4 h bei Raumtemperatur (RT). Wenn die Probe nicht rechtzeitig getestet werden kann, ist die Probe 3 Tage lang bei 2-8 °C zu lagern. Für eine langfristige (innerhalb von 1 Jahr) versiegeln und unter -20 °C lagern.
3. Stellen Sie die Proben wieder auf RT zurück und mischen Sie sie vor der Verwendung gründlich.
   HINWEIS: Gefrorene und aufgetaute Proben müssen vor der Verwendung vollständig aufgetaut werden, und die Anzahl der Gefrier-Auftau-Zyklen sollte fünf nicht überschreiten. Wiederholtes Einfrieren von Proben kann zu einer Verschlechterung des Analyten führen und sollte vermieden werden. Schwere Chylus- und Hämolyseproben beeinflussen den Test ebenfalls und sollten vermieden werden.

7. Ablauf der Prüfung

1. Nehmen Sie das Reagenzienkit und die Qualitätskontrollmaterialien heraus, um sie auf RT zu bringen.
2. Probenvorbereitung: Die Vollblutproben bei 1467 g für 10 min zentrifugieren.
3. Stellen Sie sicher, dass die Chargennummer der SD-Karte mit der des Reagenzien-Kits übereinstimmt. Legen Sie die SD-Karte zur automatischen Kalibrierung in das Gerät ein.
4. Schalten Sie das Gerät und den Bediencomputer ein. Starten Sie die angegebene Software und wählen Sie das Testmodul aus. Wählen Sie Initialisierungseinstellungen , um das Gerät zu initialisieren und auf den erfolgreichen Abschluss zu warten.
5. Greifen Sie auf den Reagenzienbereich des Geräts zu und entfernen Sie den Steckplatz für die Testkarte. Öffnen Sie das Reagenzienkit und wählen Sie die gewünschte Anzahl an Testkarten aus.
6. Öffnen Sie die Folienbeutel der Testkarten und legen Sie diese entsprechend der angegebenen Ausrichtung in den Schlitz. Setzen Sie den Kartensteckplatz wieder in den Reagenzbereich des Instruments ein.
7. Prüfung der Qualitätskontrolle (QC)
   1. Wählen Sie im Testmodul die Option Manuelle Eingabe aus. Klicken Sie auf Informationseingabe und geben Sie die spezifischen QC-Materialinformationen ein. Klicken Sie auf Generieren. Legen Sie die QC-Materialien in das dafür vorgesehene Probenrack, um die richtige Reihenfolge und Ausrichtung zu gewährleisten.
   2. Klicken Sie auf Test starten , um den QC-Test zu starten. Die Probennadel des Geräts saugt 80 μl der Probe ab und gibt sie vertikal in die Probenvertiefung ab. Das Gerät beginnt nach der Probenabgabe automatisch mit der Zeitmessung. Nach 15 Minuten führt das Gerät die Erkennung durch, liest die Messwerte ab und gibt die Ergebnisse aus.
8. Beispieltests: Wählen Sie im Testmodul Bidirektionales LIS aus. Legen Sie die zu testenden Proben in das dafür vorgesehene Probenrack, wobei Sie auf die richtige Reihenfolge und Ausrichtung achten sollten. Klicken Sie auf Test starten. Das Gerät saugt auf ähnliche Weise 80 μl Probe von jeder Probe ab und verarbeitet sie identisch mit dem QC-Prozess.
9. Entfernen Sie nach Abschluss der Tests die gebrauchten Testkarten aus dem Gerät und entsorgen Sie sie als medizinischen Abfall.

8. Qualitätskontrolle

1. H. pylori-negativ : Prüfen und stellen Sie sicher, dass die Ergebnisse der negativen Referenzprodukte von Helicobacter pylori , nämlich Urease-Antikörper, CagA-Antikörper und VacA-Antikörper, alle negativ sind.
2. H. pylori Typ II-Infektion : Überprüfen und stellen Sie sicher, dass das Referenzprodukt Helicobacter pylori Typ II, d. h. der Urease-Antikörper, positiv ist und die Ergebnisse des CagA-Antikörpers und des VacA-Antikörpers alle negativ sind.
3. H. pylori Typ I-Infektion : Überprüfen und stellen Sie sicher, dass das Referenzprodukt Helicobacter pylori Typ I, d. h. der Urease-Antikörper, der CagA-Antikörper und/oder der VacA-Antikörper positiv ist.

9. Ergebnisanalyse

1. Typ-II-Infektion mit schwachen oder nicht-toxischen Stämmen: Wenn der Urease-Antikörper-Messwert positiv und die CagA-Antikörper- und VacA-Antikörper-Messwerte negativ sind, interpretieren Sie dies als Infektion mit einem schwachen oder nicht toxischen H. pylori-Stamm .
2. Typ-I-Infektion mit hochpathogenen toxinproduzierenden Stämmen: Wenn der Urease-Antikörper-Messwert positiv ist und entweder der CagA-Antikörper- oder der VacA-Antikörper-Messwert positiv ist oder beide positiv sind, interpretieren Sie dies als Infektion mit einem hochpathogenen H. pylori-Toxin-produzierenden Stamm.
3. Negativ: Wenn die Messwerte des Urease-Antikörpers, des CagA-Antikörpers und des VacA-Antikörpers alle negativ sind, interpretieren Sie dies als keine Infektion mit H. pylori-Stämmen .
4. Ungültig: Wenn das Gerät das Ergebnis als ungültig einstuft, prüfen Sie, ob es falsch funktioniert oder das Reagenzienkit ausgefallen ist, und wiederholen Sie das Verfahren.

10. Kalibrierung des Fluoreszenzanalysators

1. Schalten Sie zuerst den Analysator ein und lassen Sie ihn etwa 15 Minuten lang aufwärmen, um seine Leistung zu stabilisieren. Setzen Sie dann den vom Hersteller bereitgestellten Kalibrierstandard in den Probenhalter ein.
2. Greifen Sie anschließend auf die Kalibrierungsfunktion auf der Benutzeroberfläche des Analysators zu und starten Sie den Vorgang. Der Analysator erkennt automatisch die Fluoreszenz des Standards und passt seine internen Parameter entsprechend an die voreingestellten Referenzwerte an.
3. Entfernen Sie danach den Kalibrierstandard und setzen Sie eine leere Probe ein, um zu überprüfen, ob die Messwerte innerhalb des akzeptablen Bereichs liegen.
4. Die regelmäßige Wiederholung dieser Schritte gemäß dem empfohlenen Zeitplan trägt dazu bei, die Genauigkeit des Analysators für zuverlässige Messungen zu erhalten.

Abbildung 2 zeigt das Funktionsprinzip des Quantenpunkt-Fluoreszenz-Immunanalysators. Es besteht hauptsächlich aus einer Anregungslichtquelle, einer Empfangslichtquelle, einem photoelektrischen Umwandlungsschaltungsmodul, einer Signalverarbeitungsschaltung, einer AD-Wertumwandlungsschaltung und einem Signalverarbeitungsberechnungsmodul; Die Anregungslichtquelle erzeugt Fluoreszenzmarker. Es absorbiert monochromatisches Licht mit einer ähnlichen Wellenlänge, und das monochromatische Licht scheint durch den Anregungslichtweg auf den festen Abtastpunkt des Reagenzstreifens (auf das Detektionsfenster des Reagenzstreifens). Das fluoreszierende Material in der Nähe des Scanpunkts (auf dem Nachweisfenster des Reagenzstreifens) wird zur Fluoreszenzemission angeregt. Nachdem der Sammellichtweg Streulicht herausgefiltert hat, wird die Fluoreszenz einer bestimmten Wellenlänge gesammelt und auf das Modul der photoelektrischen Umwandlungsschaltung fokussiert, um das optische Signal in ein elektrisches Signal umzuwandeln, und dann durch die Signalverarbeitungsschaltung und die AD-Wertumwandlungsschaltung geht, um das elektrische Signal in einen numerischen Wert umzuwandeln und es durch das Verstärkungssystem zu verstärken. Nach dem Durchlaufen des Berechnungsmoduls für die Signalverarbeitung wird die Konzentration der zu messenden Substanz durch einen bestimmten Algorithmus berechnet.

Abbildung 2: Funktionsprinzipdiagramm eines Quantenpunkt-Fluoreszenz-Immunoassay-Analysators. Die Abbildung zeigt, wie das Instrument funktioniert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3 ist ein Screenshot der Arbeitsoberfläche des Quantenpunkt-Fluoreszenz-Immunanalysators, in dem die notwendigen Erklärungen für das Peakformdiagramm gegeben werden. Von links nach rechts sind die Spitzenpositionen X1 - Urease, X2 - CagA, X3-VacA und X4 - Qualitätskontrolllinie (C). Der Peak auf der linken Seite wird mit dem Fluoreszenz-Peakflächen-Algorithmus berechnet. Die Peak-Position auf der rechten Seite ist die Peak-Mittelposition, die jedem Peak entspricht. Gemäß X1/X4, X2/X4, X3/X4 und den entsprechenden Konzentrationswerten wird die Kurvenanpassungsform der linearen Interpolation verwendet, um die Kurven von Urease, CagA und VacA zu bestimmen.

Abbildung 3: Arbeitsschnittstellendiagramm eines Quantenpunkt-Fluoreszenz-Immunanalysators. Die Abbildung zeigt einen Screenshot der funktionierenden Oberfläche auf dem Gerät. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Durch die Etablierung von Datenmodellen für negative H . pylori-Ergebnisse , Typ-II-Ergebnisse bzw. Typ-I-Ergebnisse wurde die Wirksamkeit der Quantenpunkt-Technologie bei der Detektion von H. pylori-Typisierungen verifiziert.

Abbildung 4 ist ein Peak-Diagramm von zwei negativen Proben, die jeweils fünfmal getestet wurden. Es gibt keinen oder nur einen sehr schwachen Signalwert im Nachweisbereich, was bedeutet, dass Helicobacter pylori negativ ist. Aus der Abbildung ist ersichtlich, dass der hohe Spitzenwert im X4-Bereich (Linie C) ein gültiges Signal ist und das Detektionsergebnis dieser Testkarte gültig ist; Gleichzeitig gibt es keinen Peak im X1 (Urease)-Bereich, der im Grunde die Basislinie ist, was darauf hinweist, dass der Urase-Antikörper des Qualitätskontrollprodukts negativ ist; der X2-Bereich und der X3-Bereich Es gibt einen sehr niedrigen Peak, der niedriger ist als der Spitzenwert der negativen und positiven Referenzprodukte, was darauf hinweist, dass der CagA-Antikörper und der VacA-Antikörper des natürlichen Kontrollprodukts beide negativ sind. Das Testergebnis des natürlichen Kontrollprodukts ist H . pylori-negativ . Spezifische Daten finden Sie in Tabelle 1 .

Abbildung 4: Negatives Ergebnisdiagramm von H. pylori . Das Diagramm von Helicobacter pylori , wenn die Ergebnisse des Typisierungstests negativ sind. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 5 ist das Peak-Shape-Diagramm von zwei Urase-Antikörper-positiven Proben, die jeweils fünfmal getestet wurden. Der Urase-Nachweisbereich hat einen starken Signalwert, der eine Helicobacter pylori Typ II-Infektion darstellt. Aus der Abbildung ist ersichtlich, dass der X4-Bereich (C-Linie) einen hohen Spitzenwert hat, der ein gültiges Signal ist, und das Nachweisergebnis dieser Testkarte gültig ist; Gleichzeitig gibt es einen offensichtlichen Spitzenwert im Bereich X1 (Urease), der darauf hinweist, dass der Urase-Antikörper des Qualitätskontrollprodukts positiv ist; Es gibt grundsätzlich keinen Spitzenwert im X2-Bereich und nur zu Studienbeginn hat der X3-Bereich einen Spitzenwert, der niedriger ist als der der negativen und positiven Referenzprodukte, was darauf hindeutet, dass der CagA-Antikörper und der VacA-Antikörper des natürlichen Kontrollprodukts beide negativ sind und das Testergebnis des natürlichen Kontrollprodukts vom Typ H. pylori II ist. Spezifische Daten finden Sie in Tabelle 2 .

Abbildung 5: Ergebnisse des Peakmusters von H. pylori Typ II. Das Diagramm von Helicobacter pylori, wenn die Ergebnisse des Typisierungstests Typ II waren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 6 zeigt das Peak-Shape-Diagramm von 3 Urase-positiven, CagA- und/oder VacA-Antikörper-positiven Proben, die jeweils fünfmal getestet wurden. Der Urase-Nachweisbereich, CagA und/oder VacA-Nachweisbereich weisen starke Signalwerte auf, die Helicobacter pylori Typ I darstellen. Der X4-Bereich (C-Linie) zeigt einen hohen Spitzenwert an, was auf ein gültiges Signal hinweist. Gleichzeitig gab es offensichtliche Peaks in der X1-Region (Urease), der X2-Region (CagA) und der X3-Region (VacA), was darauf hindeutet, dass Urease-Antikörper, CagA-Antikörper und VacA-Antikörper positiv waren, und das Nachweisergebnis des intrinsisch kontrollierten Produkts war H. pylori Typ I. Spezifische Daten finden Sie in Tabelle 3 .

Abbildung 6: Ergebnisse des Peakmusters von H. pylori Typ I. Die Grafik von Helicobacter pylori , als die Ergebnisse des Typisierungstests Typ I waren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Bei den Daten in Tabelle 1 bis Tabelle 3 handelt es sich um die Wandlungswerte des Spitzensignals. Der Wert stellt die Stärke des Fluoreszenzsignals dar. Das heißt, wenn sich viele Antikörper in der Probe befinden, ist der komplexe Gehalt des Antigen-Antikörper-Quantenpunkt-markierten Antigens in der gebildeten Nachweislinie hoch. Die Fluoreszenzsignale des T-Werts und des C-Werts werden direkt vom Gerät erfasst und umgewandelt. Jeder T/C-Wert wird berechnet, indem der T-Signalwert durch den C-Signalwert dividiert wird. Das Endergebnis wird mit T/C anstelle des T-Werts gekennzeichnet. Der Zweck besteht darin, Faktoren wie den Hintergrund des Reagenzstreifens selbst zu eliminieren. Aus den Werten in Tabelle 1 können wir ersehen, dass es sich hierbei um das Testergebnis des negativen Qualitätskontrollprodukts H. pylori handelt. Mit Ausnahme des starken Signals im C-Wert sind die Signalwerte von X1, X2 und X3 alle niedrig. In Tabelle 2 haben X1 und C offensichtlich starke Signale, während X2- und X3-Signale schwach sind, was ein wichtigeres Merkmal von Qualitätskontrollprodukten des Typs II ist. Tabelle 3 basiert auf dem starken Signal von X1, und jede Signalverbesserung in X2 und/oder X3 ist das Ergebnis von Qualitätskontrollprodukten vom Typ I. Die oben genannten Grafiken und Daten zeigen, dass die in diesem Experiment entworfene Testkarte sowohl erkennen kann, ob H. pylori infiziert ist, als auch die Typ-I- und Typ-II-Klassifizierung.

Tabelle 1: Testergebnisse negativer Proben. Testwert des negativen Helicobacter pylori-Typisierungstests , der durch 5 wiederholte Tests in 2 Serumproben ermittelt wurde. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Tabelle 2: Testergebnisse von Typ-II-Proben. Testwert von Helicobacter pylori Typ II-Ergebnissen, die durch 5 wiederholte Tests in 2 Serumproben erhalten wurden. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Tabelle 3: Prüfergebnisse von Proben des Typs I. Testwert der Ergebnisse von Helicobacter pylori Typ I, erhalten durch 5 wiederholte Tests in 3 Serumproben. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Auch die Anwendung der Quantenpunkt-Immunfluoreszenzmethode zur Detektion der Helicobacter-pylori-Typisierung hat in vielen Forschungsanwendungen gute Rückmeldungen erhalten. In einer zuvor veröffentlichten Studie wurden die Testergebnisse von 159 Patienten mit chronischer nicht-atrophischer Gastritis, 165 Patienten mit atrophischer Gastritis und 51 Patienten mit Magenkrebs analysiert. Es wurde festgestellt, dass die Überwachung von PGI, PGII, PGR, G17-Spiegeln und H. pylori-Serotypen als Screening-Index für chronische Gastritis und Magenkrebs verwendet werden kann25. Ähnliche Diagrammdaten, die aus dieser Studie gewonnen wurden, sind in Tabelle 4, Abbildung 7, Abbildung 8 und Abbildung 9 dargestellt.

Tabelle 4: Diagnostischer Wert des Serum-Typisierungstests PGI, PGII, PGR, G17 und Helicobacter pylori bei Gastritis und Magenkrebs. Vergleich der diagnostischen Aussagekraft von Serum-PGI, PGII, PGR, G17, Helicobacter pylori-Typisierung mit einfachem Index und kombiniertem Index bei Gastritis und Magenkrebs. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Abbildung 7: ROC-Kurve der kombinierten Detektion von beobachteten Indikatoren bei der Diagnose einer nicht-atrophischen Gastritis. Der kombinierte Nachweis der Serum-PGI-, PGII-, PGR-, G17- und Helicobacter-pylori-Typisierung ist von großem Wert für die Diagnose einer nicht-atrophischen Gastritis. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 8: ROC-Kurve der kombinierten Detektion von beobachteten Indikatoren bei der Diagnose einer atrophischen Gastritis. Der kombinierte Nachweis der Serum-PGI-, PGII-, PGR-, G17- und Helicobacter-pylori-Typisierung ist für die Diagnose einer atrophischen Gastritis von hohem Wert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 9: ROC-Kurve der kombinierten Detektion von beobachteten Indikatoren bei der Diagnose von Magenkrebs. Der kombinierte Nachweis von Serum-PGI, PGII, PGR, G17 und Helicobacter pylori Typisierung ist von großem Wert für die Diagnose von Magenkrebs. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Es ist ersichtlich, dass die Anwendung der Quantenpunkttechnologie auf die Detektion der H . pylori-Typisierung im Einklang mit der klinischen Verifizierung der Krankheitsdiagnose steht und auch eine ausreichendere und wissenschaftlichere Grundlage für die klinische Diagnose verschiedener Arten von Krankheiten bietet.

Ergänzende Tabelle 1: Zusammensetzung der Blockierungs- und Rekonstitutionslösungen. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.