Methodenartikel

Fluoreszenzbasierter Nachweis der FEN1-Nukleaseaktivität und Screening von niedermolekularen Inhibitoren

DOI:

10.3791/67968

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27. Juni 2025

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1School of Chemistry and Life Sciences, Suzhou University of Science and Technology, 2Jiangsu Province Engineering Research Center of Molecular Target Therapy and Companion Diagnostics in Oncology, Suzhou Vocational Health College, 3Jiangsu Province Engineering Research Center of Development and Translation of Key Technologies for Chronic Disease Prevention and Control, Suzhou Vocational Health College

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Dieses Protokoll beschreibt einen biochemischen Gel-Shift-Assay zur Messung der FEN1-Aktivität (Flap-Endonuklease 1) und der Inhibitorentwicklung.

Zusammenfassung

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FEN1 (Flap-Endonuklease 1) ist eine wichtige DNA-Nuklease, die an der DNA-Replikation und Schadensreparatur beteiligt ist und eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung der genomischen Stabilität spielt. Erhöhte FEN1-Aktivitäten sind eng mit der Entwicklung verschiedener Krebsarten verbunden, was FEN1 zu einem anerkannten Biomarker und Wirkstoffziel für Lungen-, Brust- und Prostatakrebs macht. Herkömmliche Radioisotopenmarkierungsmethoden zum Nachweis der FEN1-Nukleaseaktivität stellen Herausforderungen in Bezug auf Komfort und Sicherheit dar. In dieser Arbeit wurde ein DNA-Fragmentsubstrat mit einer Lappenstruktur in vitro synthetisiert. Dieses Substrat ist mit einem Fluorophor am 5'-Ende des Lappens markiert, so dass die FEN1-Nuklease die angegebene Stelle spezifisch erkennen und spalten kann. Die FEN1-Aktivität wurde dann durch Detektion des Fluorophorsignals nach der Gelelektrophorese bestimmt. Diese Methode ermöglicht eine schnelle und effektive Beurteilung der FEN1-Nukleaseaktivität und das Screening ihrer Inhibitoren. Es bietet einen sensitiven und spezifischen Ansatz zur Analyse der FEN1-Aktivität und zur Bewertung der Wirksamkeit von niedermolekularen Inhibitoren. Darüber hinaus leistet es einen wichtigen Beitrag zur Erforschung der Reparatur von DNA-Schäden und der Krebsentstehung und bietet eine neuartige Strategie für die klinische Erforschung von Krankheitsmechanismen und den Nachweis genotoxischer Substanzen.

Einleitung

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Die DNA-Replikation ist nicht immer fehlerfrei und kann sowohl durch interne als auch durch externe Faktoren gestört werden. Folglich sind die Mechanismen der DNA-Replikation und der Schadensreparatur entscheidend für das Überleben der Zellen und die Stabilität des Genoms. Dabei spielt die humane verzweigungsstrukturspezifische Endonuklease FEN1 (Flap Endonuclease 1), eine Kern-DNA-Nuklease, eine entscheidende Rolle 1,2,3.

FEN1 ist primär an der DNA-Replikation beteiligt und für die Reifung von Okazaki-Fragmenten auf dem nacheilenden Strang 4,5 unverzichtbar. Dies gewährleistet das effiziente Fortschreiten der DNA-Replikation und die genaue Reparatur beschädigter DNA. Ein abnormaler Anstieg des FEN1-Spiegels ist jedoch eng mit der Entwicklung verschiedener Krebsarten wie Lungen- und Brustkrebsverbunden 6,7. Somit ist FEN1 nicht nur essentiell für die DNA-Replikation und -Reparatur, sondern hat auch als Biomarker für die Krebsdiagnose und als potenzielles therapeutisches Ziel große Aufmerksamkeit erregt 8,9. Der Nachweis der FEN1-Aktivität ist für die Früherkennung von Krebserkrankungen und für die Förderung der Forschung an zielgerichteten Therapien von entscheidender Bedeutung.

Angesichts der Bedeutung von FEN1 und der Notwendigkeit, seine Aktivität für die Krebsfrüherkennung und die gezielte Therapieentwicklung zu untersuchen, bestand das Hauptziel der in diesem Experiment entwickelten Methode darin, die Aktivität der FEN1-Nuklease genau und effizient zu messen. Diese Methode zielt darauf ab, eine zuverlässige Plattform für das Screening von niedermolekularen Inhibitoren zu bieten, die auf FEN1 abzielen. Durch das Erreichen dieser Ziele soll die Studie zu einem besseren Verständnis der Rolle von FEN1 bei Krebs beitragen und die Entdeckung neuer therapeutischer Strategien erleichtern.

Es gibt zahlreiche Techniken zum Nachweis der FEN1-Nuklease-Aktivität, jede mit unterschiedlichen Eigenschaften, Prinzipien, Vorteilen, Einschränkungen und anwendbaren Szenarien. So liefern beispielsweise die Gelelektrophorese und HPLC-basierte Substrattrennungsmethoden intuitive Ergebnisse, sind aber mit umständlichen Verfahren und geringem Durchsatz verbunden10,11. Fluoreszenzpolarisationsassays (FP) stehen bei der Bewertung der FEN1-Aktivität aufgrund von Interferenzen durch Autofluoreszenz oder Lichtstreuung, die die FP-Signale beeinflussen, vor Herausforderungen. Obwohl Anti-Screening-Strategien falsch positive Ergebnisse teilweise ausschließen können, werden etwa 15 % der primären Wirkstoffe aufgrund technischer Interferenzen immer noch falsch identifiziert12. Die kombinierte Verwendung von Fluoreszenzdonor/Quencher-Paaren (z. B. TAMRA/BHQ-2) und AlphaScreen-Chemilumineszenz bringt Nachteile mit sich, wie z. B. die hohen Synthesekosten komplexer Fluoreszenzsubstrate mit drei Lappen, was insbesondere ihren Nutzen beim großflächigen Screening einschränkt. Darüber hinaus kann die Dual-Flap-Struktur von Substraten eine optimale Bindung an FEN1 behindern, was die enzymatische Spaltungseffizienz verringert und die Nachweisempfindlichkeit beeinträchtigt. Darüber hinaus stützt sich dieser Ansatz stark auf spezialisierte Instrumente (z. B. ViewLux, EnVision), was seine Anwendung in Laboren mit begrenzten Ressourcen einschränkt 13,14,15. Fluoreszenzdetektionsmethoden, die auf hantelförmigen DNA-Nanosonden mit Doppellappen basieren, die mit Silbernanoclustern (DNA-AgNCs) funktionalisiert sind, leiden aufgrund ihrer Abhängigkeit von präzisem Annealing und in situ Nukleationsschritten unter einer Variabilität von Charge zu Charge, was die Reproduzierbarkeit und Skalierbarkeit behindert. Hohe Kosten und langwierige Verfahren schränken ihre praktische Anwendung zusätzlich ein16.

In diesem Artikel wird ein auf Fluoreszenzmarkierung basierender Assay entwickelt, um die aktuellen technischen Einschränkungen zu überwinden und der wachsenden Nachfrage nach sichereren, benutzerzugänglichen Methoden zur Untersuchung der FEN1-Aktivität gerecht zu werden. Diese Technik nutzt die Spezifität und hohe Empfindlichkeit der Fluoreszenzdetektion sowie die Fähigkeit, DNA-Substrate mit definierten Strukturen zu entwickeln, die von FEN1 erkannt und gespalten werden können (Abbildung 1). Diese Methode vereinfacht die experimentellen Verfahren und behält gleichzeitig eine hohe Genauigkeit bei der Beurteilung der FEN1-Nukleaseaktivität bei. Im Vergleich zu herkömmlichen Gelelektrophorese- und HPLC-basierten Techniken bietet es eine vereinfachte Bedienung und eine schnellere Durchlaufzeit. Im Gegensatz zu Fluoreszenzpolarisationsassays ermöglicht dieser Ansatz ein schnelles qualitatives Screening von Verbindungen und etabliert eine effiziente Strategie für die vorläufige enzymatische Bewertung.

Diese Methode eignet sich für die Untersuchung der FEN1-Nukleaseaktivität in Laborumgebungen, in denen der Zugang zu radioaktivem Material eingeschränkt ist. Es eignet sich auch gut für das Screening einer großen Anzahl von niedermolekularen Inhibitoren in relativ kurzer Zeit, insbesondere wenn eine hohe Sensitivität und Spezifität erforderlich ist. Es ist jedoch nicht ideal für Studien, die eine absolute Quantifizierung mit sehr hoher Präzision erfordern, oder für Labore, denen es an grundlegenden Fluoreszenzdetektionsgeräten und Fachwissen in der Fluoreszenzsignalanalyse mangelt. Für Studien, die sich auf In-vivo-Anwendungen konzentrieren, bei denen das Verhalten von FEN1 durch komplexe biologische Faktoren beeinflusst werden kann, die in aktuellen In-vitro-Assay-Designs nicht repliziert werden, können weitere Verfeinerungen oder alternative Methoden erforderlich sein.

Dieser Fluoreszenzassay ist hochempfindlich und spezifisch und bietet ein sicheres, bequemes und effektives Werkzeug für die Untersuchung der FEN1-Aktivität und die Entwicklung seiner Inhibitoren.

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Protokoll

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Die in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Reinigung der FEN1-Proteinexpression

  1. Protein-Aufreinigung
    1. Entfernen Sie den Bakterienbestand, der das Zielplasmid enthält (siehe Materialtabelle) bei -80 °C. Tauen Sie bei Raumtemperatur auf und inokulieren Sie 200 μl aus den gefrorenen 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen in 20 mL LB-Medium mit 50 μg/mL Kanamycin mit einer 200 μl-Pipettenspitze.
      HINWEIS: Bei dem Stamm handelt es sich um E. coli BL21(DE3)-FEN1.
    2. Inkubieren bei 37 °C und Schütteln bei 160 U/min für 12 h.
    3. Die Bakteriensuspension wird in einen 200-ml-Erlenmeyerkolben überführt, der LB-Medium enthält, das mit 50 μg/ml Kanamycin versetzt wird. Die Inkubation bei 37 °C und das Schütteln bei 160 U/min für 2-3 h fortsetzen.
    4. Wenn der OD600 der Kultur etwa 0,6 erreicht, fügen Sie 2 ml IPTG hinzu (Endkonzentration: 1 mM). Die Inkubation bei 25 °C und 160 U/min für 10 Stunden fortsetzen.
    5. Übertragen Sie die induzierte Kultur in ein vorgewogenes 50-ml-Zentrifugenröhrchen. Bei 4 °C und 2500 × g 15 min zentrifugieren. Entsorgen Sie den Überstand. Wiegen Sie das pellethaltige Rohr und ziehen Sie das Gewicht des leeren Rohrs ab, um die Pelletmasse zu berechnen.
    6. Fügen Sie 7 ml Lysepuffer pro Gramm Nasszellenpellet hinzu. Verwenden Sie eine Pipette, um das Pellet gründlich zu resuspendieren, indem Sie auf und ab pipettieren.
      HINWEIS: Der Lysepuffer (insgesamt 10 ml) enthält 20 mM Tris-HCl, 250 mM NaCl, 2 % Triton X-100 und ddH2O. Führen Sie diesen Schritt in einem Abzug durch, um eine sichere Handhabung chemischer Reagenzien zu gewährleisten.
    7. Die Bakteriensuspension in Lysepuffer in einen -80 °C Gefrierschrank umfüllen und über Nacht einfrieren. Tauen Sie die Suspension am nächsten Tag 1 h lang auf einem 4 °C-Schüttler auf, um die Lyseeffizienz zu verbessern.
    8. Lysieren Sie die Zellen mit Ultraschall bei 75 % Leistung für 45 Minuten. Das Lysat wird bei 12.000 × g für 20 min bei 4 °C zentrifugiert, um den Überstand vom Pellet zu trennen.
      HINWEIS: Wenn das Lysat trüb bleibt, erhöhen Sie das Volumen des Lysepuffers oder wiederholen Sie die Gefrier-Tau-Zyklen. Ein Nukleaseinhibitor kann auch hinzugefügt werden, um die Integrität des Proteins zu erhalten und einen Abbau zu verhindern.
    9. Tragen Sie den geklärten Überstand entlang der Wand eines Röhrchens auf, das das vorbereitete Proteinreinigungsharz enthält. Mit 10 ml Elutionspuffer waschen, um unspezifisch gebundene Proteine zu entfernen.
      HINWEIS: Der Elutionspuffer enthält 20 mM Tris-HCl (pH 7,5), 250 mM NaCl, 2 % Triton X-100, 200 mM Imidazol und destilliertes Wasser.
    10. Eluieren Sie das FEN1-Protein, indem Sie 5 ml Elutionspuffer entlang der Innenwand des Röhrchens hinzufügen.
  2. Identifizierung von Zielproteinen durch schnelle Coomassie-Brillantblau-Färbung
    1. Bereiten Sie SDS-PAGE-Gele mit 12 % Trenngel und 5 % Stapelgel entsprechend der erwarteten Größe von FEN1 vor.
    2. Mischen Sie die Zielproteinprobe und den BSA-Standard mit 5×Probenpuffer im Verhältnis 1:4. Die Mischung 5 min lang auf 95 °C erhitzen, um die Proteine vollständig zu denaturieren.
    3. Laden Sie jeweils 20 μl der BSA-Standard- und denaturierten Proteinproben in separate Vertiefungen des SDS-PAGE-Gels.
    4. Schließen Sie das Elektrophoresegerät an. Stellen Sie die Spannung auf 90 V ein und lassen Sie sie 1 h und 40 min laufen.
    5. Übertragen Sie das Gel nach der Elektrophorese in einen Färbebehälter. Mit entionisiertem Wasser abspülen, dann 30 ml Proteinfärbelösung hinzufügen und 25 Minuten lang färben. Stellen Sie die Färbelösung her, spülen Sie das Gel mit 20 mL entionisiertem Wasser ab und entfärben Sie es über Nacht auf einem horizontalen Shaker.
    6. Legen Sie das Gel nach der Entfärbung auf eine durchsichtige Kunststoffplatte und beobachten Sie die Proteinbanden unter weißem Licht.
      HINWEIS: Wenn die Banden schwach sind oder die Proteinkonzentration niedrig ist, konzentrieren Sie die Probe mit Ultrafiltrationsröhrchen. Dieser Schritt entfernt überschüssiges Lösungsmittel und kleine Moleküle, verbessert die Proteinkonzentration und gewährleistet eine genaue Analyse in nachfolgenden Experimenten.

2. Vorbereitung des FEN1 TAMRA-markierten DNA-Substrats

  1. Vorbereitung von TAMRA-markiertem DNA-Substrat
    1. Entwicklung von DNA-Oligonukleotidsträngen auf der Grundlage der spezifischen Spaltungsaktivität von FEN1 unter Bezugnahme auf veröffentlichte Methoden17 (siehe Tabelle 1). Das 5'-Ende der D1-Sequenz wird mit einer fluoreszierenden TAMRA-Markierung modifiziert.
    2. Fügen Sie gemischte einzelsträngige DNA-Oligonukleotide zu 10 μl Annealing-Puffer in den folgenden Volumina hinzu: 5 μl D1 (10 pmol/μl), 10 μl T1 (10 pmol/μl) und 7,5 μl U2 (10 pmol/μl). Fügen Sie entionisiertes Wasser hinzu, um das Gesamtvolumen auf 50 μl zu bringen.
      HINWEIS: Der Annealing-Puffer enthält 100 mM Tris-HCl (pH 7,5) und 10 mM MgCl2.
    3. Das Reaktionsgemisch in einem Metallbad bei 100 °C für 1 min erhitzen, dann sofort für 10 min auf 72 °C umfüllen18.
      HINWEIS: Das endgültige DNA-Substrat ist 80 Nukleotide lang. Die hohe Anfangstemperatur (100 °C) sorgt für eine Denaturierung, während die Glühtemperatur (72 °C) eine genaue Strangpaarung fördert.
    4. Schalten Sie die Wärmequelle aus und lassen Sie die Lösung allmählich auf Raumtemperatur abkühlen, wodurch das vollständige doppelsträngige DNA-Substrat entsteht.
  2. TAMRA-markierter DNA-Substrat-Assay
    1. Bereiten Sie ein denaturierendes Polyacrylamid-Gel mit 12 % vor, indem Sie 4,8 ml 30 % Acrylamid (29:1), 4,32 ml 6 M Harnstoff, 2,4 ml 5× FSME, 50 μl 10 % APS, 5 μl TEMED und 0,48 ml deionisiertes Wasser mischen. Gründlich mischen, um das Gel vorzubereiten.
    2. Das Gel für 30 min in einen 37 °C heißen Ofen geben, damit es fest wird.
    3. Zum Nachweis pipettieren Sie 2 μl des synthetisierten DNA-Substrats in 18 μl destilliertes Wasser und fügen Sie 7,7 μl Stopppuffer hinzu.
    4. Als Referenz pipettieren Sie 2 μl TAMRA-markiertes D1 in 18 μl destilliertes Wasser und fügen Sie 7,7 μl Stopppuffer hinzu.
    5. Laden Sie 20 μl jeder vorbereiteten Probe auf das Gel und führen Sie eine SDS-PAGE-Elektrophorese durch, um die DNA-Substratbildung zu analysieren.

3. FEN1-Nuklease-Aktivitäts-Assay

  1. FEN1-Enzymaktivitäts-Assay
    1. Bereiten Sie 20 μl Reaktionsgemisch vor, indem Sie 2 μl DNA-Substrat mit FEN1-Nuklease im Reaktionspuffer kombinieren.
      HINWEIS: Der Reaktionspuffer besteht aus 100 mM Tris-HCl (pH 7,5), 200 mM MgCl2, 2 mM DTT, 0,2 mg/mL BSA und deionisiertem Wasser.
    2. Das Reaktionsgemisch wird bei 37 °C in einem Metallbad für 15 min inkubiert.
    3. Beenden Sie die Reaktion durch Zugabe von 20 μl 2× Terminationspuffer.
    4. Laden Sie 20 μl der umgesetzten Probe auf ein vorbereitetes 12%iges denaturierendes Polyacrylamidgel und führen Sie eine Elektrophorese bei 100 V für 60 Minuten durch.
    5. Visualisieren Sie die Ergebnisse nach der Elektrophorese mit einem Fluoreszenzbildgebungssystem (600-Signalweg).

4. Screening von niedermolekularen Inhibitoren der FEN1-Nuklease

  1. Screening von niedermolekularen Inhibitoren
    1. Verwenden Sie eine Pipette, um 2 μl Dimethylsulfoxid (DMSO) in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen zu überführen.
    2. Geben Sie 2 μl FEN1-Nuklease und 10 μl 2× Reaktionspuffer in das Röhrchen.
    3. Gründlich mischen und die Mischung 10 min auf Eis inkubieren.
    4. Fügen Sie 2 μl DNA-Substrat und 4 μl deionisiertes Wasser hinzu und mischen Sie gründlich, um das Gesamtreaktionsvolumen auf 20 μl zu bringen.
    5. Bereiten Sie eine Arbeitsverdünnung des FEN1-Nukleaseinhibitors FEN1-IN-4 vor, indem Sie eine zweifache serielle Verdünnung einer 1 M Stammlösung in DMSO durchführen.
    6. Pipettieren Sie 2 μl der FEN1-Nuklease (0,03 μg/μl) und 2 μl des verdünnten FEN1-IN-4-Inhibitors in ein neues 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen. 10 μl 2× Reaktionspuffer und 4 μl entionisiertes Wasser zugeben. Vorsichtig mischen und 10 Minuten auf Eis inkubieren, um eine ausreichende Wechselwirkung zwischen dem Inhibitor und dem Enzym zu gewährleisten.
    7. Geben Sie 2 μl DNA-Substrat in das Röhrchen, um ein endgültiges 20-μl-Reaktionsgemisch zu bilden.
    8. Inkubieren Sie die Reaktion bei 37 °C in einem Metallbad für 15 Minuten.
    9. Beenden Sie die Reaktion durch Zugabe von 20 μl 2× Terminationspuffer.

5. Bewertung der inhibitorischen Wirksamkeit des niedermolekularen Inhibitors FEN1--IN-4

  1. Nehmen Sie mit einer Mikropipette 10 μl 2×Reaktionspuffer auf und geben Sie ihn in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen.
  2. Fügen Sie 2 μl FEN1-Nuklease in einer Konzentration von 0,03 μg/μl sowie 2 μl FEN1-Inhibitor FEN1-IN-4 in unterschiedlicher Konzentration hinzu.
    HINWEIS: Mehrfache Konzentrationsgradienten sollten entsprechend den experimentellen Anforderungen festgelegt werden.
  3. Fügen Sie 4 μl entionisiertes Wasser hinzu und mischen Sie die Lösung gründlich. Legen Sie das 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen auf Eis und inkubieren Sie es 10 Minuten lang.
  4. Geben Sie 2 μl doppelsträngiges DNA-Substrat in das Röhrchen, um ein 20-μl-Reaktionssystem zu bilden.
  5. Legen Sie das EP-Rohr für 15 min in ein 37 °C heißes Metallbad.
  6. Nachdem die Reaktion abgeschlossen ist, fügen Sie dem Reaktionsgemisch 20 μl 2× Stopppuffer hinzu, um die Reaktion zu beenden.
  7. Beobachten Sie die Ergebnisse mit einem Fluoreszenzbildgebungsgerät und zeichnen Sie die IC50-Kurve 19 auf.
    HINWEIS: Die Quantifizierung der Fluoreszenzintensität wurde mit Fiji/ImageJ20 durchgeführt, gefolgt von einer statistischen Analyse und Visualisierung mit einer Grafik- und Analysesoftware21.

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Ergebnisse

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Wie in Abbildung 2A gezeigt, bindet das Färbereagenz an das Protein, wodurch das Protein als blaue Bande auf dem Gel erscheint. Die erste Spur enthält das markierte Protein, das als Molekulargewichtsreferenz verwendet wird, wobei die BSA-Standardproteinbande einem Molekulargewicht von 70 kDa und die FEN1-Nukleinsäureproteinbande einem Molekulargewicht von 45 kDa entspricht. Die experimentellen Ergebnisse zeigten, dass die FEN1-Nuklease bei etwa 45 kDa als klare Bande erschien, was auf eine e...

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Diskussion

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Der FEN1-Nuklease-Aktivitäts-Assay und das Screening von niedermolekularen Inhibitoren sind von zentraler Bedeutung für die Erforschung der Reparatur von DNA-Schäden und der Krebsentstehung. Im Vergleich zu herkömmlichen Radiomarkierungstechniken bietet die vorliegende Methode eine kostengünstige, effiziente, einfach zu bedienende und sicherere Alternative. Darüber hinaus bietet dieser Ansatz im Gegensatz zu Fluoreszenz-Burst-basierten FEN1-Assays eine intuitivere Visualisierung der Subs...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

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Diese Arbeit wurde unterstützt durch das innovative Forschungsteam für Wissenschaft und Technologie der Jiangsu Higher Education Institution (2021), das Programm des Jiangsu Vocational College Engineering Technology Research Center (2023), das Schlüsseltechnologieprogramm der Suzhou People's Livelihood Technology Projects (SYWD2024099), das Projekt des State Key Laboratory of Radiation Medicine and Protection, Soochow University (GZK12023013), Programme des Suzhou Vocational Health College (SZWZYTD202201, SZWZYTD202205) und das Qing-Lan-Projekt in der Provinz Jiangsu in China (2021, 2022).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1 M Tris-HCLBeyotimeST774
30% Acr-Bis (29:1)BeyotimeST003-500ml
5M NaclBeyotimeST347
BeyoBlue PlusBeyotimeP0003S
BL21(DE3)-FEN1VazymeC504-F1
BSABeyotimeNr. P0007
Entfärbender ShakerKylin-GlockeTS-100
DL-DithiothreitolBeyotimeST041
Inkubator für TrockenbadRUICHENGDH200
Elektrophorese-GerätBei jing Liuyi BiotechnologieDDY-6D
FEN1-IN-4ZielMOLNr. T8545
IPTG (IPTG)Takaba9030
Kanamycin SlufateBioscharfNr. BS152
Labor-ZentrifugeThermoSL 16R
LB BrüheSolarbio GmbHNr. L8291
Ni-NTA Sein Bindeharz7SE BiotechnologiePANF001-001C
Odyssey FCODYSSEELI-COR
SDB-SEITEBeyotimeP0015L
Trition-x-100ShyuanyeNr. S15022

Referenzen

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Fluorescence DetectionDNA Damage RepairGel ElectrophoresisDNA Substrate CleavageCancer BiomarkerHigh Throughput ScreeningDouble Stranded DNAInhibitor Screening

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