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Methodenartikel

Normothermic Machine Perfusion der Rattennieren für Transplantationen

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DOI:

10.3791/68251

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27. Januar 2026

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1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die ex-vivo normotherme maschinelle Perfusion einer Rattenniere zur anschließenden Transplantation in eine Empfängerratte.

Zusammenfassung

Die normotherme Machine Perfusion (NMP)-Technik ist eine vielversprechende Organerhaltungstechnologie, die eine Ex-vivo-Organbewertungs - und Interventionsplattform bietet. Aufgrund der begrenzten Verfügbarkeit klinisch weggeworfener Organe und der hohen Kosten für Großtiermodelle gilt das Kleintier-NMP-Modell als vielversprechende Alternative für die Forschung. Hier haben wir ein standardisiertes NMP- und Transplantationsprotokoll für Rattennieren etabliert und einen Schritt-für-Schritt-Leitfaden für die Nierenbeschaffung, NMP-Konservierung und -Transplantation bereitgestellt. Die NMP-Details und -parameter wurden aufgezeichnet. Alle Rattenempfänger überlebten mit diesem chirurgischen Eingriff und der NMP-Technik erfolgreich, und die Funktion des Nierentransplantats blieb nach der Transplantation normal. Die Überlebensrate und Graft-Histologie von NMP zeigten keinen signifikanten Unterschied zu der statischen Kaltspeicherung (SCS) am postoperativen Tag 7. Diese neuartige NMP-Strategie in Kleintiermodellen könnte in Zukunft grundlegenden Studien zur Organerhaltung, -bewertung und -intervention zugutekommen. Darüber hinaus bietet dieses Modell eine kosteneffiziente, skalierbare Plattform für präklinische Tests von Therapeutika, bildgebenden Techniken und perfusionsbezogenen Interventionen.

Einleitung

Endstadium der Nierenerkrankung (ESKD) ist eine schnell wachsende Belastung für Gesundheits- und Gesundheitssysteme weltweit 1,2,3. Obwohl Dialyse in den meisten Ländern die vorherrschende Therapie für ESKD ist, bleibt die Nierentransplantation der Goldstandard, die eine bessere Lebensqualität bietet und Überlebens- sowie Prognose verbessert im Vergleich zur Dialyse 1,3,4,5. Der Mangel an Spendernieren schränkt jedoch die weitere Verbreitung der Nierentransplantation ein und führt zu einer zunehmenden Verwendung von Transplantaten, die nach dem Kreislauftod (DCD) gespendet oder von Spendern mit erweiterten Kriterien (ECD) entnommen werden.

Statische Kaltlagerung (SCS) ist derzeit die Standardmethode zur Organerhaltung, aber eine langanhaltende Kälteischämie erhöht das Risiko für verzögerte Transplantatfunktion (DGF) und führt zu akuten und chronischen Abstoßungen, insbesondere bei DCD- oder ECD-Graften 9,10,11,12. Daher ist es entscheidend, nach einer Methode zur Organerhaltung zu suchen, um Kälteischämieschäden zu minimieren und die Prognose des Transplantats zu verbessern. Die Normothermic Machine Perfusion (NMP) ist eine aufkommende Technik zur Organerhaltung, die physiologische Bedingungen nachahmen kann, indem das erwärmte und sauerstoffreiche Perfusat durch das Organ zirkuliert wird. Dies kann auch einen nahezu physiologischen Stoffwechselzustand aufrechterhalten, was es ermöglicht, die Lebensfähigkeit der Organe zu beurteilen, kalte ischämische Verletzungen zu mildern und sogar Organschädenzu reparieren. Im Vergleich zu SCS führt NMP zu einem geringeren Anteil an DGF und einer besseren Prognose für das Transplantat sowohl bei DCD- als auch bei ECD-Grafts 17,21,22.

Die Schweinenieren und klinische menschliche Niere werden derzeit in der grundlegenden NMP-Forschung 20,23,24 verwendet. Dennoch sollte beachtet werden, dass Schweinemodelle erhebliche Einschränkungen haben, darunter hohe Haltungskosten, hohe Anforderungen an die Medikamentendosierung und Knappheit artspezifischer Reagenzien25. Darüber hinaus erfordert die Verwendung weggeworfener menschlicher Organe eine begrenzte Verfügbarkeit und komplexe ethische Überprüfungsprozesse. Diese Einschränkungen schränken zusammen ihre breite Anwendung in der Basisforschung ein. Im Gegensatz dazu bieten Nagetiermodelle (insbesondere Rattenmodelle), obwohl sie derzeit in der Literatur unterrepräsentiert sind, deutlich niedrigere Betriebskosten und reichlich kommerziell verfügbare Reagenzien. Diese Vorteile positionieren sie als vielversprechende Plattformen zur Förderung der Grundlagenstudien 26,27,28. Auf dieser Grundlage entwickelten und validierten wir in diesem Manuskript ein rattenbasiertes NMP- und Transplantationsmodell.

Dieses Papier zeigt ein detailliertes Protokoll zur Etablierung von NMP und Transplantation in Rattennieren. Sie umfasst die Vorbereitung des Perfusats und des Perfusionssystems sowie eine umfassende Beschreibung des chirurgischen Eingriffs für sowohl Spender- als auch Empfängernieren. Dieses Modell zeigt das Potenzial als ideales Tiermodell zur Untersuchung der Nierentransplantation, insbesondere als Plattform zur Verarbeitung und Überwachung der Wirksamkeit relevanter Medikamente 19,29,30,31.

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Protokoll

Tierprotokolle wurden vom Ausschuss für Tierpflege und -nutzung des Labortierzentrums der Sun Yat-sen Universität genehmigt (Nr. SYSU-IACUC-2023-000717). Alle Tiere in dieser Studie waren männliche Sprague–Dawley-Ratten im Alter von 7–8 Wochen (250–300 g), Specific Pathogen-Free (SPF) und erfüllten die Standardanforderungen zur Sicherheit von Labortieren (siehe die Liste der Krankheitserreger-Ausschlüsse in Ergänzungstabelle S1). Sie erhielten eine Standardnahrung und wurden in einem krankheitserregerfreien Raum im Labortierzentrum der Sun Yat-sen-Universität untergebracht.
Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente vor den Experimenten per Autoklavierung (121 °C, 30 min). Verwenden Sie während der Verfahren ausschließlich einmalige sterile Verbrauchsmaterialien und halten Sie sich bei allen Operationen strikt an aseptische Protokolle.

1. Herstellung des Grundperfusats

  1. Kombinieren Sie 2,5 g Rinderserumalbumin (BSA), 50 ml RPMI 1640, 2 % Penicillin-Streptomycin und 0,6 mg Kreatinin, um das basische Perfusat herzustellen (Supplemental Table S2).
  2. Fügen Sie 5 % Natriumbicarbonatlösung (0,5–1,2 mL) hinzu, um den pH-Wert auf ~7,3 anzustellen, und den Basenüberschuss (BE, ein wichtiger Indikator zur Messung des Säure-Basen-Gleichgewichts des Perfusionssystems) auf ~0, wodurch ein Gesamtvolumen von ~60 ml erreicht wird.
  3. Filtern Sie die Lösung durch einen 0,22-μm-Filter, um Partikel und Bakterien zu entfernen.
    HINWEIS: Das vollständige Perfusat benötigt 50 ml Basis-Perfusat und 10 ml Spenderblut (siehe Schritt 2.13).

2. Nierenentstehung

HINWEIS: Verwenden Sie 8-0 Chirurgische Nähte für alle Ligaturen.

  1. Führen Sie eine Anästhesie mit 3 % Isofluran in der Anästhesiekammer ein und halten Sie die Vollnarkose mit 1,5 % Isofluran während des gesamten chirurgischen Eingriffs aufrecht.
  2. Vorbereitung vor der Operation.
    1. Gib 20 ml vorgekühltes Kochsalzlösungsmittel in eine Petrischale, um die in Schritt 2.12 geerntete Niere zu erhalten.
    2. Füllen Sie eine Spritze mit 10 ml kalter hypertoner Citrat-Adeninlösung (HCA) und 1.250 U Heparin. Verbinden Sie die Spritze mit einem Infusions-Verlängerungsschlauch und einer 24-G-Inwelling-Nadel.
  3. Wählen Sie die Spenderratte aus und betäuben Sie sie mit Isofluran. Überprüfen Sie die ausreichende Anästhesietiefe, indem Sie das Fehlen von Rückfußreflexen überprüfen.2.3. Nach der Einleitung der Anästhesie wird mit einem elektrischen Haarschneider das Bauchhaar abgeschnitten (Bereich: vom Xiphoideusfortsatz bis zur Schamsymphyse, beide Seiten bis zur Mittelaxillarlinie).
  4. Benutze das medizinische Klebeband, um die Ratten-Rücke auf einer OP-Platte mit einem Heizkissen zu fixieren. Desinfizieren Sie die Bauchhaut mit einem mit Jod getränkten Wattebäusch, gefolgt von einem alkoholgetränkten Wattebäuschchen für zusätzliche Antisepsis. Verteile die sterile Mullbinde auf die desinfizierte Bauchhaut.
  5. Verwenden Sie ein Skalpell und eine Pinzette, um einen Mittellinienschnitt vom Xiphoid-Prozess zur Blase zu machen (etwa 8 cm lang). Öffnen Sie nacheinander die Bauchhaut und die Muskelschichten.
    HINWEIS: Klemmen Sie die Bauchwandgefäße ab, um bei Bedarf Blutungen zu verhindern.
  6. Ziehe die Bauchwand mit einem Zughaken zurück, um das Operationsfeld freizulegen.
  7. Verwenden Sie die Mikroskoppinzette, um das Bindegewebe zu zerschneiden und so die linke Niere und den Harnleiter zu isolieren.
  8. Legen Sie eine Ligatur (Ligatur I) um den linken Harnleiter. Zerlege den linken Nieren-Harnleiter 0,5–1,0 cm distal vom Nierenhilum und katheterisiere ihn mit einem 26-G-Schlauch ~0,5 cm lang, dann ziehe Ligatur I fest (Abbildung 1A,B).
  9. Trennen Sie die linken Nierengefäße. Platzieren Sie Ligaturen an der Nierenarterie (Ligatur II) und der Nierenvene (Ligatur III) (Abbildung 1A, B).
  10. Ziehe die Ligaturen II und III nacheinander fest. Zerlege die Blutgefäße und den Harnleiter distal zur Ligationsstelle. Sezieren Sie das perirenale Bindegewebe und übertragen Sie die Niere in die vorbereitete Petrischale.
  11. Kanüllieren Sie die linke Nierenarterie mit der vorgefertigten 24-G-Einwohnnadel. Die Kanüle wird mit einer Ligatur (Ligatur IV) fixiert und mit einer Durchflussrate von 100 mL/h perfundiert, bis die Niere blass wird (Abbildung 1A).
    HINWEIS: Füllen Sie das Perfusionsröhrchen und die Einwohnungsnadel mit Lösung vor, um Luftblasen zu vermeiden.
  12. Legen Sie die perfundierte Niere in die Petrischüssel auf Eis bis zur NMP-Initiierung (siehe Schritt 2.1.1).
    HINWEIS: Bei der SCS-Gruppe wurden die perfundierten Nieren in einem 15-ml-Zentrifugenrohr mit HCA-Lösung bei 4 °C für 3 Stunden konserviert, während die Nieren der NMP-Gruppe eine 3-Stunden-Perfusion erhielten.
  13. Injizieren Sie 1.250 U Heparin aus der Bauchaorta mit einer 24-G-Nadel, die mit einer 20-ml-Spritze verbunden ist. Anschließend werden 10 ml heparinisiertes Blut mit der oben beschriebenen Inwelling Needle für die anschließende vollständige Perfusatpräparation gesammelt. Spenderratten werden durch Exsblination unter aufrechterhaltener Gasanästhesie eingeschläfert.
    HINWEIS: Das vollständige Perfusat hält den Hämatokritspiegel (HCT) bei 6–8 %.

3. Vorbereitung des NMP-Systems und Perfusion

  1. Das Perfusionssystem zusammenbauen (Abbildung 2).
  2. Stellen Sie das Wasserbad so ein, dass die Orgelkammer bei 37 °C bleibt. Schalten Sie den 90%igen O2-Gaszufluss ein, um den Tiermembran-Oxygenator zu sauerstoffisieren.
  3. Nach der Filtration durch ein Zellsieb mischen Sie 10 ml Spenderblut (Schritt 2.13) mit dem basischen Perfusat (Schritt 1) in der Organkammer, um das vollständige Perfusat zu erhalten. Lassen Sie ~2 mL der Mischprobe als Basisprobe zurück.
  4. Schalten Sie die peristaltische Pumpe ein, starten Sie die Perfusion (3 mL/min) und füllen Sie das Perfusionsrohr mit dem Gemisch. Befestigen Sie ein steriles rundes Garn mit Klemmen über der Kammer.
  5. Nachdem die Mischung den Schlauch gefüllt und herausfließt, verbinden Sie die Niere (Schritt 2.12) mit dem Perfusionssystem und beginnen Sie mit der Perfusion. Verwenden Sie eine Klemme, um die Pipeline zu sichern (Abbildung 1A, C).
  6. Verbinden Sie die Harnleiterkanüle mit einem Verlängerungsrohr. Sammeln Sie während der Perfusion den Urin in einem Mikrozentrifugenröhrchen.
  7. Während der Perfusion halten Sie den Perfusionsdruck bei ~80 mmHg und die Nierentemperatur bei ~37 °C. Überwachen und dokumentieren Sie den Perfusionsfluss, Druck und Gefäßwiderstand (definiert als Perfusionsdruck geteilt durch den Perfusionsfluss).
  8. Fügen Sie alle 30 Minuten 1,0 ml steriles Wasser und Sauerstoffsäure für 20 Sekunden (3 L/min, 90% O2) hinzu und sammeln Sie jede Stunde 1 ml Perfusat und Urin, um die Proben zu behalten, sowie die Blutgase und die Blutbiochemie des Perfusates zu messen.
  9. Am Ende der Perfusion wird die Blutbiochemie des Perfusates gemessen, um die fraktionierte Ausscheidung (FE) von Natrium und Kalium zu berechnen. Die Berechnungsformeln für die genannten Indizes sind wie folgt:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    Wobei PNa die Natriumkonzentration im Perfusat darstellt. UCr stellt die Kreatininkonzentration im Urin dar. U Na stellt die Natriumkonzentration im Urin dar. PCr stellt die Kreatininkonzentration im Perfusat dar. stellt die Kaliumkonzentration im Perfusat dar. U K stellt die Kaliumkonzentration im Urin dar.
    1. Überwachen Sie den pH-Wert während der Perfusion entsprechend dem Ergebnis der Blutgase. Reduzieren Sie die Beatmung bei respiratorischer Alkalose (Hyperventilation).
    2. Im Fall einer metabolischen Azidose sollte eine angemessene Menge Natriumbicarbonatlösung zum Perfusat gegeben werden.
  10. Nach 3 Stunden NMP entferne das Harnleiter-Verlängerungsrohr und entnimm die Urinprobe.
  11. Entfernen Sie die Niere aus dem Perfusionssystem. Schließen Sie das Gebäude an eine Mikropumpe an. Perfundieren Sie die Niere mit vorgekühlter HCA-Lösung (im Kühlschrank bei 4 °C gelagert und vor der Anwendung nur das entsprechende Volumen abnehmen), bis die Niere blass wird.
  12. Entfernen Sie die Niere aus der bewohnenden Nadel. Lagere es vor der Transplantation in HCA-Lösung bei 4 °C.

4. Ratten-Nierentransplantation

HINWEIS: Verwenden Sie 8-0 Nähte für alle Ligaturen und die 11-0-Nähte für die Durchführung einer Anastomose des Nierengefäßes und des Harnleiters. Verwenden Sie die 3-0-Nähte für eine Anastomose der Bauchhaut und -muskulaturen.

  1. Einen Tag vor der Operation injizieren Sie Meloxicam (2 mg/kg) intraperitoneal in alle Empfängerratten zur Analgesie. Führen Sie eine Anästhesie mit 3 % Isofluran in einer Anästhesiekammer ein und halten Sie die Vollnarkose mit 1,5 % Isofluran während des gesamten chirurgischen Eingriffs aufrecht. Tragen Sie postoperativ ein 2%iges Lidocain-Spray auf die Bauchschnittstelle zur lokalen Analgesie auf.
  2. Wählen Sie die empfangende Ratte aus und betäuben Sie sie in der Narkosekammer. Überprüfen Sie die ausreichende Anästhesietiefe, indem Sie das Fehlen von Hinterfußreflexen überprüfen.
  3. Nach der Einleitung der Anästhesie wird mit einem elektrischen Haarschneider die Bauchhaare rasiert (Bereich: vom Xiphoideusfortsatz bis zur Schamsymphyse, beide Seiten bis zur Mittelachsellinie).
  4. Benutze das medizinische Klebeband, um die Ratten-Rücke auf einer OP-Platte mit einem Heizkissen zu fixieren. Desinfizieren Sie die Bauchhaut mit einem mit Jod getränkten Wattebäusch, gefolgt von einem alkoholgetränkten Wattebäuschchen für zusätzliche Antisepsis. Wiederholen Sie das oben genannte Desinfektionsverfahren insgesamt dreimal. Verteile die sterile Mullbinde auf die desinfizierte Bauchhaut.
  5. Verwenden Sie ein Skalpell und eine Pinzette, um einen Mittellinienschnitt vom Xiphoid-Prozess zur Blase zu machen (etwa 8 cm lang). Öffnen Sie nacheinander die Bauchhaut und die Muskelschichten. Klemmen Sie die Bauchwandgefäße zusammen, um eine Blutung zu verhindern.
  6. Ziehe die Bauchwand mit einem Zughaken zurück, um das Operationsfeld freizulegen. Isoliere und lege die rechte Niere aus dem Bindegewebe frei. Dissoziieren und ligatieren Sie die rechten Nierengefäße (Ligatur V) und den Harnleiter (Ligatur VI). Entfernen Sie die rechte Niere am distalen Ende der Ligatur V und am proximalen Ende der Ligatur VI (Abbildung 1A,D).
  7. Isoliere und lege die linken Nierengefäße frei. Dann klemmt man die linke Nierenarterie und Vene nacheinander mit einer Gefäßklemme ab. Entfernen Sie die linke Niere, indem Sie die Nierengefäße und den Harnleiter durchtrennen (Abbildung 1A,E).
  8. Legen Sie die vaskuläre Lumina sowohl der Arterie als auch der Vene vollständig frei. Spülen Sie die linke Nierenarterie und Vene des Empfängers mit heparinisierter Kochsalzlösung (Supplemental Table S2), bis keine Lumenflüssigkeit mehr vorhanden ist.
  9. Übertragen Sie die linke Niere des Spenders in Schritt 3.12 in die linke Bauchhöhle des Empfängers. Nach dem Transfer werden alle 3–5 Minuten eine eiskalte Kochsalzlösungsspülung in die Niere aufgewendet, um den Hypostoffwechsel aufrechtzuerhalten und ischämische Schäden zu mildern.
  10. Führen Sie eine End-to-End-Anastomose der Nierenarterie (Anastomose I) und der Vene (Anastomose II) mit 11-0-Nähten durch. Bewässern Sie die Transplantationsoberfläche während des Nahtprozesses mit kalter Kochsalzlösung.
    1. Führen Sie einen unterbrochenen Verschluss sowohl des oberen als auch des unteren Pols der Nierenarterie vor.
    2. Führen Sie eine kontinuierliche Verschließung des ventralen Teils der Nierenarterie durch. Den dorsalen Teil der Nierenarterie freizulegen. Führen Sie eine kontinuierliche Verschließung des dorsalen Teils der Nierenarterie durch.
      HINWEIS: Ziehen Sie die Nähte fest, um sicherzustellen, dass keine Spalten in der Gefäßwand entstehen. Sicherstellen Sie bei jeder Nahtsetzung eine vollständige Anordnung der Gefäßwand und vermeiden Sie eine transmurale Eindringung zur kontralateralen Seite.
    3. Führen Sie einen unterbrochenen Verschluss sowohl des oberen als auch des unteren Pols der Nierenvene durch.
    4. Führen Sie eine kontinuierliche Verschließung des dorsalen Teils der Nierenvene durch. Sichern Sie die kontinuierliche anastomotische Naht, bevor Sie mit dem nächsten Verschluss fortfahren. Führen Sie einen kontinuierlichen Verschluss des ventralen Teils der Nierenvene durch.
  11. Lösen Sie die Gefäßklemmen und öffnen Sie die Nierenarterie und Vene.
    HINWEIS: Bei geringer Blutung verwenden Sie einen sauberen Wattebäusch, um zu drücken und die Blutung zu stoppen.
  12. Führen Sie die 26-G-Harnleiterkanüle des Harnleiters des Spenders in den Harnleiter des Empfängers ein. Sichern Sie den Harnleiterstumpf sowohl auf der rechten als auch auf der linken Seite (Anastomose III).
  13. Fixieren Sie das Transplantat, indem Sie das Bindegewebe an das perirenale Fettgewebe nähen (Abbildung 1A, F).
  14. Sehen Sie sich das Erscheinungsbild des Transplantats vor dem Abdominalschloss an (Abbildung 1A, G). Nach dem Eingriff werden die Bauchmuskelschicht und die Hautschicht nacheinander genäht und die Bauchhöhle geschlossen. Tragen Sie Lidocainspray auf die Anastomose auf. Verwenden Sie ein Heizkissen, um die Körpertemperatur der Ratte während der Erholung zu halten, und setzen Sie die Ratte in einen metabolischen Käfig zur Überwachung der Bewegung.
    HINWEIS: Führen Sie eine geschichtete Schließung der Bauchwand mit präziser Gewebeablagerung durch und sichern Sie Spannung bei jeder Nahteinführung. Beim Schließen der Haut sollten Sie einen Teil der darunterliegenden Muskelschicht einbauen, um die Bildung von toten Räumen zu verhindern.

5. Perioperative Verabreichung und postoperative Erkennung

  1. Perioperative Medikamentenbehandlung: Folgende Medikamente wurden täglich per intraperitonealer Injektion verabreicht: Meloxicam in einer Dosis von 2 mg/kg bei perioperativer Analgesie, von 1 Tag vor der Operation bis 3 Tage nach der Operation. Methylprednisolon-Natriumsuccinat in einer Dosis von 4 mg/kg zur Vorbeugung einer Abstoßung des Allotransplantats vom Operationstag bis zum postoperativen Tag 7. Überwachen und dokumentieren Sie das Überleben und die tägliche Urinproduktion der empfangenden Ratten nach der Operation.
  2. Am siebten postoperativen Tag betäuben Sie die Ratte und entnehmen Sie Blut aus der Bauchaorta für biochemische Messungen. Entnehmen Sie das Nierentransplantat. Euthanasiere die Ratten durch Exsblination unter anhaltender Gasanästhesie nach Gewebeentnahme.
  3. Nierenproben werden in einer 4%igen Paraformaldehydlösung (PFA) fixiert und anschließend durch Standarddehydrierung, Reinigung und Paraffineinbettung verarbeitet (Supplement-Tabelle S3). Schneiden Sie die paraffineingebetteten Blöcke mit einer Dicke von 4 μm durch. Anschließend färben Sie mit Hämatoxylin und Eosin (H&E, Ergänzungstabelle S4) und periodischer Säure-Schiff (PAS, Ergänzungstafel S5) zur histologischen Bewertung.
    HINWEIS: Die detaillierten Färbeverfahren sind in Ergänzungstabelle S3, Ergänzungstabelle S4 und Ergänzungstabelle S5 dargestellt.

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Ergebnisse

Mit der beschriebenen Methode können isolierte Rattennieren mindestens 3 Stunden für ex vivo normotherme Maschinenperfusion geeignet bleiben. Während NMP wird die Perfusionsresistenz der Nieren (Abbildung 3A, der vollständige zugrundeliegende Datensatz von Abbildung 3 und Abbildung 4 , ist in Ergänzungstabelle S6 verfügbar) stabil bei 5,958 ± 1,106 mmHg/(mL/min) gehalten, w...

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Diskussion

NMP kann die Dauer der Graftischämie verkürzen und die Beurteilung und Behandlung der Graftqualität ex vivo ermöglichen. Es gibt jedoch keinen einheitlichen Standard für das NMP des Rattenmodells. In diesem Artikel haben wir ein Tiermodell für NMP u...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte, die offengelegt werden müssen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch Mittel der National Natural Science Foundation of China (General Program, Fördernummer 82470778) unterstützt; der Nationalen Naturwissenschaftlichen Stiftung Chinas (Projekt der Jugendwissenschaftsstiftung, Zuschuss Nr. 82201961); der Naturwissenschaftlichen Stiftung der Provinz Guangdong (Allgemeines Programm, Zuschussnummer 2024A1515011447); und das Guangdong Provincial Key Laboratory für Organspende und Transplantationsimmunologie (Fördernummer 2023B1212060020); die Sun Yat-sen University – ARM Nierenregeneration und Wiederaufbau gemeinsames Labor (Fördernr. SYSU-50000-20240428-0001).

Die Autoren möchten dem Laboratory Animal Center der Sun Yat-sen Universität für die Bereitstellung von Labortieren, Räumlichkeiten und Instrumenten danken. Abbildung 1 und Abbildung 2 wurden mit FigDraw erstellt; Graphpad Prism bot Datengraphen-Dienstleistungen an, und Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited führte Paraffinschnitte und pathologische Färbungen durch.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Alkohol (75 %)MUSIYANJJ-75-1
BluttransfusionsapparatFoshan Youzhan Tech Co., LtdYZDW-15-5
Rinderserum-Albumin (BSA)Aladdin Scientific Corp.B265991-100g
Zellsieb (70 & mu; m)Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd352350
Zentrifugenröhre (1,5 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdMCT-150-C-1
Zentrifugenröhre (15 mL)ExCell BioCS015-0001
WattebauschHenan PiaoAn Group Co., LtdKleine Größe
WattestäbchenFoshan Shunde Kangzheng Sanitary Material Co., LtdKZ3-12
KreatininShanghai yuanye Bio-Technology Co., LtdS20198-100g
Doppelte Rundnadel-Nylonnaht (11-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdSYZ-11-0
Elektronische WaageSENSSUNEHA17
FlüssigkeitsspenderZhiyu MedicalYZ-00-0231
GazeZITTARC11001-001
HeizpolsterGuangzhou Dewei Biological Technology Co., LtdDK0032
Heparin-Natriuminjektion (12500 U, 2 mL)Chengdu Hepatunn Pharmaceutical Co., LtdH51021209
InfrarotthermometerDeliDL333380
Injektionsspritze (1 ml)Gewinner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 1ml
Injektionsspritze (10 ml) Gewinner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 10ml
Injektionsspritze (20 ml)Gewinner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 20ml
IsofluraneRWD Life Science Co., LTDR510-22-10
i-STAT 1  BlutanalysatorAbbott04P75-03 (USA)
i-STAT CG4+ PatroneAbbott03P85-25
i-STAT CHEM8+ PatroneAbbott09P31-25
FlüssigkeitsverlängerungsrohrJiangxi Hongda Medical Equipment Group LTDZJ983
Micro-1 Ratten-OxygenatorDongguan Kewei Medical Instrument Co-, LtdMicro-MO
MikropumpeEDCAPTAINSYS-3011
Nadelfilter (0,22 & mu; m)Merck milliporeSLGPR33RB
Lösung zur OrganerhaltungJangtse-Fluss-PharmakonzernHCA II
OxygenatorOwgelsOZ-3-02HWO
Penicillin-Streptomycin (10.000 U/mL)Thermo Fisher Scientific Inc.15140122
Peristaltische PumpeKamoer Fluid Tech (Shanghai) Co., Ltd.LLS Plus V2
Peristaltische PumpenschlauchFoshan Youzhan Tech Co., LtdLG-1-14
PetrischaleBKMAMBKM001
DrucksensorEdwards Lifesciences CorporationJIBPT-A-01-EDW
Drucksensor-EmpfängerSingularitätsmedizinCB-202309001
RPMI 1640 (1x, 500 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdR10-040-CV
KochsalzlösungYXH APOTHEKEA1001346
SD-RattenLabortierzentrum der Sun Yat-Sen UniversitätNA
RasiererBeyotimeFS600
Einwinkel-Nadel-Nylonnaht (3-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDJZ-3-0
Einzelne Rundnadel-Nylonnaht (8-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDYZ-8-0
Kleintier-AnästhesiemaschineRWD Life Science Co., LTDR500
Mehrfach-Organ-Perfusionsmaschine für kleine TiereLife  Perfusor  Medizinische MedizinPU-100Dazu gehören Metallschüssel, Wasserbad, Heizpumpe und Temperatursensor
Kleintier-Chirurgie-SetBeyotimeFS500
Natriumbicarbonatlösung (NaHCO3, 5 %)Dongguan Puji Medical Technology Co., LtdH20064480
Steriles OperationsblattHengAo-TechnologieSKR-BY-DD0001
Steriles WasserHaiwang-BiografieH35021140
Katheter mit geradem Griff (24 G)Foshan Youzhan Tech Co., Ltd20230816-1
Chirurgisches OperationsmikroskopMurziderMSD203
BandMinnesota Mining and Manufacturing Co. Ltd1527C-0
Tee-SteckerFoshan Youzhan Tech Co., LtdWGST-10
Y-Typ inzellierende I.V.-Katheternadel (24 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-5
Y-Typ-I.V.-Katheternadel (26 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-6

Referenzen

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