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Methodenartikel

Ein präklinisches Modell der orthotopen Herztransplantation bei Bama-Miniaturschweinen mit Hilfe der biatrialen Technik

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DOI:

10.3791/68349

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13. Juni 2025

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1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Preclinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 4State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute of China Agricultural University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In dieser Studie wird ein präklinisches orthotopes Herztransplantationsmodell bei Bama-Miniaturschweinen unter Verwendung der biatrialen Technik vorgeschlagen. Das Modell ist für die Transplantationsimmunologie, die Arzneimittelbewertung und die Optimierung von Operationstechniken anwendbar und bietet Unterstützung für klinische Herztransplantationsanwendungen.

Zusammenfassung

Obwohl bei der Herztransplantation erhebliche Fortschritte erzielt wurden, sind Fragen wie die Erhaltung des Transplantats, die Dysfunktion des primären Transplantats, die Vaskulopathie des kardialen Allotransplantats und die langfristige Immuntoleranz nach wie vor ungelöst. Aufgrund der anatomischen Größe und immunologischer Unterschiede sind Mausmodelle nicht in der Lage, klinische Herztransplantationen und Immunantworten effektiv zu replizieren. Im Gegensatz dazu eignen sich Schweinemodelle, die in Bezug auf Herzanatomie und Immunantwort mehr Ähnlichkeiten mit dem Menschen aufweisen, besonders für die orthotope Herztransplantationsforschung. In dieser Studie etablierten wir ein biatriales orthotopes Herztransplantationsmodell bei Bama-Miniaturschweinen. Die transplantierten Herzen zeigten postoperativ eine schnelle und robuste Kontraktilität ohne Anzeichen eines erhöhten zentralvenösen Drucks oder anderer hämodynamischer Komplikationen. Nach einer kurzen Phase der Überwachung auf der Intensivstation erlangten die Schweine das Bewusstsein zurück und nahmen die Spontanfütterung wieder auf, was auf eine stabile postoperative Genesung hindeutet. Zusammenfassend bietet dieses Modell eine klinisch relevante experimentelle Plattform zur Evaluierung neuer Technologien und Therapieansätze im Bereich der Herztransplantationsforschung.

Einleitung

Seit der ersten Herztransplantation im Jahr 1967 wurden bei der Herztransplantation erhebliche Fortschritte erzielt. In den letzten zwei Jahrzehnten gab es jedoch nur wenige große Durchbrüche in der klinischen Praxis. Kernprobleme wie Transplantatdysfunktion, kardiale Allotransplantatvaskulopathie (CAV) und langfristige Immuntoleranz sind nach wie vor ungeklärt 1,2,3,4. Trotz zahlreicher Erkenntnisse in der Grundlagenforschung war es schwierig, diese Entdeckungen in die klinische Anwendung umzusetzen, was zu einer Stagnation des Fortschritts bei der Behandlung von Herztransplantationen führte. Daher ist die effektive Evaluierung neuer Technologien und Therapien zu einem kritischen Thema geworden, was die Bedeutung von Tiermodellen, insbesondere von geeigneten präklinischen Modellen, bei der Bewältigung dieser Herausforderungen unterstreicht.

Obwohl Mausmodelle in der Herztransplantationsforschung weit verbreitet sind, weisen sie aufgrund anatomischer und physiologischer Unterschiede zum Menschen erhebliche Einschränkungen auf, was es schwierig macht, das klinische Herztransplantationsverfahren und die postoperativen Immunantworten vollständig zu replizieren. Darüber hinaus ist das Immunsystem relativ unterschiedlich, was die komplexen Immunantworten, die in Großtiermodellen beobachtet werden, nicht angemessen widerspiegelt 5,6,7. Darüber hinaus sind Herztransplantationen bei Mäusen aufgrund ihrer geringen Größe auf heterotope Transplantationen beschränkt, was von der klinischen Praxis der orthotopen Herztransplantation abweicht 8,9,10,11. Daher ist die Verwendung geeigneter Großtiermodelle, insbesondere von Schweinen, von entscheidender Bedeutung.

Schweinemodelle bieten erhebliche Vorteile in der Herztransplantationsforschung, insbesondere bei der orthotopen Herztransplantation. Das Schweineherz ist anatomisch dem menschlichen Herzen ähnlich, und Schweine zeigen Immunreaktionen und physiologische Organfunktionen, die denen des Menschen viel näher kommen, was sie zu einer idealen Plattform für Herztransplantationsstudien macht. Darüber hinaus liefern Schweinemodelle komplexere und detailliertere experimentelle Daten, die es den Forschern ermöglichen, neue immunsuppressive Strategien, Herzschutzmethoden und Langzeitergebnisse nach der Transplantation besser zu bewerten 12,13,14,15. Während einige Studien abdominale heterotope Modelle bei Schweinen verwendet haben, die den Einsatz eines kardiopulmonalen Bypasses vermeiden und die chirurgische Komplexität reduzieren, können sie das klinische Szenario der orthotopen Herztransplantation nicht vollständig replizieren16. Daher haben wir in dieser Studie ein orthotopes Herztransplantationsmodell mit dualem Atrium bei Bama-Miniaturschweinen etabliert, das eine klinisch relevantere experimentelle Plattform für die Weiterentwicklung von Herztransplantationstechniken bietet.

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Protokoll

Das tierexperimentelle Protokoll für diese Studie wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Fuwai Hospitals der Chinesischen Akademie der Medizinischen Wissenschaften mit der ethischen Zulassungsnummer 0108-1-70-ZX(X)-41 genehmigt. Alle Versuche wurden unter strikter Einhaltung von Tierschutz- und ethischen Richtlinien durchgeführt, wobei die Einhaltung der einschlägigen ethischen Standards sichergestellt wurde.

1. Präoperative Vorbereitung

  1. Wählen Sie männliche Bama-Miniaturschweine mit einem Gewicht von 35-40 kg (10-12 Monate alt) für das orthotope Herztransplantationsexperiment aus und lassen Sie sie sich 1 Woche vor der Operation an die Haltungsumgebung gewöhnen.
  2. Führen Sie routinemäßige Blutuntersuchungen, Leber- und Nierenfunktionsbeurteilungen und Echokardiographien durch, um den allgemeinen Gesundheitszustand der Tiere zu beurteilen.
  3. Ordnen Sie den Spender und den Empfänger anhand der ABO-Blutgruppe und der Herzgröße zu. Bestimmen Sie die Blutgruppe nach der von Choi et al.17 berichteten Methode und beurteilen Sie die Herzgröße mittels Echokardiographie, um eine korrekte Übereinstimmung zu gewährleisten.
    HINWEIS: Da das Körpergewicht keine lineare Beziehung zur Herzgröße hat, wurde die durch Echokardiographie gemessene Herzgröße als Grundlage für den Abgleich verwendet. Konkret war die Durchmesserdifferenz der aufsteigenden Aorta auf weniger als 2 mm, die Differenz des linksventrikulären enddiastolischen Durchmessers auf weniger als 3 mm und die Differenz des endsystolischen Durchmessers auf weniger als 2 mm begrenzt.

2. Verfahren für Spender

  1. Anästhesie und Tiervorbereitung
    1. Setzen Sie die Spenderschweine vor der Operation 12 Stunden lang einem Fastentest aus und halten Sie 4 Stunden lang Wasser zurück, um sicherzustellen, dass der Magen leer ist, wodurch das Risiko von Erbrechen und Aspiration während der Anästhesie verringert wird.
    2. Induzieren Sie eine Anästhesie mit einer Kombination aus Ketamin (10 mg/kg) und Midazolam (1 mg/kg) durch intramuskuläre Injektion. Nach der Induktion halten Sie die Anästhesie mit inhalativem Isofluran (2-3%) zusammen mit einer Infusion von Dexmedetomidin (1 U/kg) und Propofol (1-2 mg/kg/h) aufrecht, um die Anästhesietiefe aufrechtzuerhalten.
    3. Bestätigen Sie, ob die Anästhesie ausreichend ist, indem Sie einen entspannten Kiefertonus und das Fehlen einer Schmerzreaktion während eines Zehenklemmens sicherstellen. Führen Sie eine orotracheale Intubation mit einem 6,5-8 mm Endotrachealtubus durch, der einen ungehinderten Luftstrom gewährleistet und 100 % Sauerstoff liefert.
    4. Richten Sie einen peripheren venösen Zugang über die Ohrvene ein, um die intravenöse Flüssigkeitsverabreichung und Medikamenteninjektionen zu erleichtern. Richten Sie einen Zugang zur Oberschenkelarterie für die Blutdrucküberwachung ein, um eine Echtzeitüberwachung der hämodynamischen Parameter zu gewährleisten.
    5. Überwachen Sie während des gesamten Eingriffs kontinuierlich ein 12-Kanal-Elektrokardiogramm (EKG), um den Herzstatus des Tieres zu verfolgen. Halten Sie die Anästhesietiefe konstant aufrecht und passen Sie die Arzneimitteldosierung nach Bedarf an, um ein angemessenes Anästhesieniveau zu gewährleisten.
  2. Entnahme des Spenderherzens
    1. Thorakotomie: Nach der Rasur des Schweins desinfizieren Sie den Operationsbereich mit Povidon-Jod und bedecken das Feld, dann verwenden Sie einen Hochfrequenz-Elektrokauter, um einen Mittellinienschnitt von der mittleren Halsregion bis unterhalb des Xiphoid-Prozesses vorzunehmen, gefolgt von einem sternalen Schnitt. Kauterisieren Sie das Brustbein und tragen Sie Knochenwachs auf, um eine Blutstillung zu erreichen (Abbildung 1A).
    2. Heparinisierung: Nach dem Öffnen des Brustkorbs 300 E/kg Heparin zur systemischen Antikoagulation verabreichen, um Thrombosen während des Eingriffs zu verhindern.
    3. Thymektomie: Heben Sie den Thymus vorsichtig an und trennen Sie ihn mit Elektrokauter vom Perikard, um den Thymus zu entfernen, und stellen Sie sicher, dass keine Blutungen auftreten.
    4. Öffnen Sie das Perikard und befreien Sie das Bindegewebe von der vorderen Seite der Lungenhauptarterie (Abbildung 1B). Verwenden Sie Elektrokauter, um den Raum zwischen der aufsteigenden Aorta und der Lungenarterie zu präparieren, um die großen Gefäße freizulegen. Ligatieren Sie dann die linke hemi-azygote Vene (Abbildung 1C).
      HINWEIS: Die linke hemi-azygote Vene bei Schweinen mündet direkt in den Koronarsinus und muss bei der Herzentnahme ligiert werden.
    5. Verwenden Sie eine 5-0 Prolene-Naht, um eine Taschennaht auf die Adventitia der proximalen aufsteigenden Aorta zu legen und mit einem Tourniquet zu sichern. Führen Sie die Kardioplegiekanüle in die aufsteigende Aorta ein und befestigen Sie sie mit der Beutelnaht.
    6. Kardioplegie-Infusion: Wenden Sie Aortenkreuzklemmen an und verabreichen Sie 500 ml modifizierte St. Thomas-Lösung (basierend auf 500 ml Natriumacetat-Ringer-Lösung unter Zusatz von 4 ml 25 % Magnesiumsulfat, 1 g Kaliumchlorid, 40 ml 5 % Natriumbicarbonat und 10 ml 2 % Lidocain) und 500 ml UW-Lösung bei 4 °C und einer Flussrate von 300-600 ml/min, Dadurch wird ein Aortenwurzeldruck von 80-100 mmHg gewährleistet. In diesem Stadium wird das rechte Vorhofohr zur Entlüftung eingeschnitten (Abbildung 1D).
      HINWEIS: Um einen übermäßigen Blutverlust zu vermeiden, verwenden Sie zusätzliche Klemmen an der oberen und unteren Hohlvene, um Blut für die spätere Verwendung in der postoperativen Transfusion zu sammeln.
    7. Legen Sie Eismatsch (0,9 % NaCl) zur Kühlung in die Brusthöhle und über das Organ, beginnend gleichzeitig mit der Kardioplegie-Infusion (Abbildung 1E).
    8. Schneiden Sie die Hauptpulmonalarterie und die obere und untere Hohlvene so distal wie möglich und achten Sie darauf, dass jedes Gefäß eine Länge von mindestens 2 cm behält, um eine spannungsfreie Anastomose während der Implantation zu ermöglichen (Abbildung 1F). Legen Sie das Herz nach der Entnahme in einen Organbeutel mit mindestens 500 ml Kochsalzlösung. Bewahren Sie es auf Eis auf und lagern Sie es bis zur Transplantation bei 4 °C (Abbildung 1G).
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass alle Blutgefäße lange genug aufbewahrt werden. Zu lange Gefäße können bei der Implantation gekürzt, aber eine unzureichende Länge nicht korrigiert werden.
    9. Blutentnahme von Spendern: Entnehmen Sie Blut aus den abgeschnittenen Enden der oberen und unteren Hohlvene, um es für die postoperative Transfusion beim Empfänger zu verwenden.

3. Verfahren für den Empfänger

  1. Vorbereitung des Empfängers
    1. Befolgen Sie die Schritte 2.1.1-2.1.4 für die Anästhesie und die Verfahren der trachealen Intubation. Bringen Sie den Empfänger in Rückenlage, wobei alle vier Gliedmaßen mit weichen Seilen gesichert sind, um die Stabilität zu gewährleisten und chirurgische Eingriffe zu erleichtern.
    2. Machen Sie einen Schnitt am Hals, um die Halsvene und die Halsschlagader freizulegen. Führen Sie einen zentralen Venenkatheter in die Jugularvene ein, um den zentralvenösen Druck (CVP) und die Verabreichung von Medikamenten zu überwachen, und einen arteriellen Katheter in die Halsschlagader für die Überwachung des arteriellen Blutdrucks in Echtzeit.
      HINWEIS: Zu den häufig verwendeten vasoaktiven Arzneimitteln während des Eingriffs gehören Dopamin (200 mg Dopamin, verdünnt in 50 ml 5% Glukose oder Kochsalzlösung, was eine Konzentration von 4 mg/ml ergibt), Dobutamin (250 mg verdünnt in 50 ml 5% Glukose auf eine Konzentration von 5 mg/ml), Adrenalin (1 mg verdünnt in 49 ml Kochsalzlösung auf 0,02 mg/ml), Isoproterenol (1 mg verdünnt in 50 ml 5% Glukose auf 0,02 mg/ml) und Noradrenalin (4 mg verdünnt in 50 ml Kochsalzlösung auf 0,08 mg/ml). Die Dosierung sollte auf der Grundlage des hämodynamischen Status des Empfängers angepasst werden.
    3. Blasenfistel: Machen Sie einen kleinen Schnitt im Unterbauch, um die Blasenwand freizulegen. Befestigen Sie die Blase mit feinen Nähten an den Rändern des Schnitts. Nachdem Sie die Blasenwand eingeschnitten haben, legen Sie einen Harnkatheter an und befestigen Sie ihn mit Nähten an der Blase. Verbinden Sie den Katheter mit einem Auffangbeutel für die Urindrainage und -überwachung.
      HINWEIS: Aufgrund der gekrümmten und verlängerten Harnröhre bei männlichen Schweinen ist eine routinemäßige Harnkatheteruntersuchung nicht möglich. Eine Blasenfistel ist notwendig, um einen effektiven Urinabfluss zu gewährleisten.
    4. Machen Sie einen Schnitt in der Oberschenkelregion, um die Oberschenkelarterie freizulegen. Legen Sie einen arteriellen Katheter zur Überwachung des Blutdrucks und der Sauerstoffsättigung der unteren Gliedmaßen an. Stellen Sie sicher, dass der Katheter sicher fixiert ist, um ein Lösen oder Gefäßverletzungen zu verhindern.
  2. Einrichtung eines kardiopulmonalen Bypasses (CPB)
    1. Thorakotomie und Freilegung großer Gefäße: Führen Sie eine Thorakotomie wie in den Schritten 2.2.1-2.2.4 beschrieben durch, um die aufsteigende Aorta, die obere Hohlvene (SVC) und die untere Hohlvene (IVC) vollständig freizulegen. Untersuchen Sie die großen Gefäße, um sicherzustellen, dass sie für die Kanülierung geeignet sind. Verabreichen Sie 300 U/kg Heparin, um eine systemische Antikoagulation zu erreichen, und bestätigen Sie eine aktivierte Gerinnungszeit (ACT) von mehr als 300 s, bevor Sie fortfahren.
    2. Bauen Sie die CPB-Maschine zusammen und grundieren Sie sie mit 2 l Ringer-Laktatlösung und 500 mg Methylprednisolon.
      HINWEIS: Aufgrund des relativ geringen Blutvolumens von Bama-Miniaturschweinen ist auf ein ausreichendes Ansaugvolumen in der CPB-Maschine zu achten. Wenn eine übermäßige Blutverdünnung auftritt, kann bei Bedarf eine Bluttransfusion in Betracht gezogen werden.
    3. Caval Snaring: Trennen Sie den Raum zwischen der aufsteigenden Aorta und der Lungenarterie und platzieren Sie eine Schlinge um die aufsteigende Aorta, um nach links zu ziehen. Lege die mediale Seite des SVC frei und verwende eine rechtwinklige Klemme, um den SVC nach hinten zu umschließen, um ihn zu verfangen. Wenden Sie das gleiche Verfahren für die IVC an und bereiten Sie beide auf die anschließende Kanülierung vor.
    4. Arterielle Kanülierung: An der distalen aufsteigenden Aorta werden zwei konzentrische Beutel-String-Nähte mit 5-0-Nähten platziert (um eine Penetration in voller Dicke zu vermeiden, nur die Adventitia zu nähen). Positionieren Sie die Nahtöffnungen links und rechts und sichern Sie sie mit einer hämostatischen Pinzette zur Kanülierung und Fixierung. Verwenden Sie eine kleine kreisförmige Klinge, um einen Schnitt zu machen, der etwas kleiner ist als der Durchmesser der arteriellen Kanüle 18 Fr in der Mitte des Geldbeutels. Führen Sie sofort die arterielle Kanüle in den Schnitt ein, ziehen Sie die Fäden mit einer hämostatischen Pinzette fest und befestigen Sie die Kanüle mit einer schweren Naht an der hämostatischen Pinzette. Verbinden Sie die arterielle Kanüle mit dem arteriellen CPB-Kreislauf und stellen Sie sicher, dass keine Luftblasen vorhanden sind.
    5. Venöse Kanülierung: Legen Sie sowohl die Beutelnaht als auch die IVC an den Geldbeutel und verbinden Sie die hämostatische Pinzette. Machen Sie Schnitte in den Taschensaiten, führen Sie eine 28 Fr Kanüle in die SVC und eine 32 Fr Kanüle in die IVC ein und sichern Sie diese durch Festziehen der hämostatischen Pinzette. Befestigen Sie die Kanülen mit schweren Nähten an den Gefäßwänden. Verbinden Sie die Kanülen mit der Venenleitung des CPB-Kreislaufs.
    6. Kardioplegie-Kanülierung: Legen Sie mit 5-0 Prolene eine Beutelnaht auf die Adventitia der proximal aufsteigenden Aorta und fixieren Sie diese mit einer hämostatischen Pinzette. Führen Sie die Kardioplegekanüle durch die Handtasche in die aufsteigende Aorta ein und fixieren Sie sie. Verbinden Sie die Kanüle mit dem Kardioplegie-Einführsystem.
    7. Einleitung der CPB: Vergewissern Sie sich, dass alle Kanülen und Anschlüsse korrekt positioniert und frei sind. Initiieren Sie CPB und führen Sie es einige Minuten lang aus, bevor Sie nach und nach SVC und IVC einfangen, um eine vollständige CPB zu etablieren und das gesamte venöse Blut an das CPB-Gerät umzuleiten (Abbildung 1H).
      HINWEIS: Halten Sie während des Eingriffs einen mittleren arteriellen Druck (MAP) von 60-90 mmHg und einen ZVP von 6-12 cmH2O aufrecht.
    8. Aortenkreuzklemmung: Wenn die Körperkerntemperatur auf ca. 30 °C sinkt, heben Sie die aufsteigende Aortenschlinge an und legen Sie eine pädiatrische Aortenkreuzklemme an. 4 °C kaltmodifizierte St. Thomas-Lösung (10-15 ml/kg) durch die Karoplegekanüle in die Aortenwurzel verabreichen und Eismatsch auf die Herzoberfläche auftragen, um eine schnelle Kühlung und Kardioplegie zu erzielen (Abbildung 1I).
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Kreuzklemme richtig positioniert ist, um eine Kompression des brachiozephalen Rumpfes oder der Arteria carotis communis zu vermeiden, die den zerebralen Blutfluss beeinträchtigen könnte.
  3. Exzision des Empfängerherzens
    1. Exzision des rechten Vorhofs: Beginnen Sie nach dem Öffnen des Perikards mit der Entfernung des rechten Vorhofs des Empfängers. Machen Sie einen Schnitt in der Mitte des rechten Vorhofs, indem Sie den Schnitt nach unten bis zur Öffnung der unteren Hohlvene und nach oben bis zur Öffnung der oberen Hohlvene verlängern, so dass genügend rechte Vorhofwand für eine spätere Anastomose übrig bleibt.
      HINWEIS: Da die linke Hemiazygos-Vene direkt in die Koronarhöhle abfließt, sollte der Koronarsinus erhalten bleiben und der Abfluss aus der linken Hemiazygos-Vene fortgesetzt werden. Um Eingriffe in das Operationsfeld zu vermeiden, klemmen Sie die linke Hemiazygos-Vene mit einer Bulldoggenklemme ab und entfernen Sie sie, nachdem das Spenderherz implantiert wurde.
    2. Durchschneiden Sie die Aorta und die Lungenarterie an ihren Wurzeln und stellen Sie sicher, dass sie für eine spätere Anastomose ausreichend lang sind.
    3. Schneiden Sie den linken Vorhof ein, beginnend am linken Vorhofohr und machen Sie einen kreisförmigen Schnitt um die Lungenvenenöffnungen, wobei Sie ausreichend linke Vorhofmanschette lassen. Zum Schluss wird das gesamte Empfängerherz exzidiert, wobei sichergestellt wird, dass alle Blutgefäße eine ausreichende Länge für die Implantation des Spenderherzens haben (Abbildung 1J).
  4. Trimmen des Spenderherzens
    1. Traktion der Lungenarterien: Trimmen Sie das Spenderherz nach Bedarf, indem Sie überschüssiges Gewebe entfernen. Präparieren Sie zunächst das Bindegewebe zwischen der Aorta und der Lungenarterie und kürzen Sie die Aorta und die Lungenarterie, um die richtige Länge zu gewährleisten, und vermeiden Sie eine übermäßige Länge, die nach einer Anastomose zu einer Verdrehung führen kann, oder eine unzureichende Länge, die zu übermäßigen Spannungen führen kann.
    2. Trimmen des linken Vorhofs: Für den linken Vorhof verschmelzen Sie die Lungenvenen zu einer einzigen linken Vorhofmanschette und kürzen Sie die Ränder so, dass sie der Größe der linken Vorhofmanschette des Empfängers entsprechen.
    3. Trimmen des rechten Vorhofs: Für den rechten Vorhof ligatisieren Sie die obere Hohlvene; Schneiden Sie dann den rechten Vorhof vom rechten Vorhofohr bis zur unteren Hohlvene ab, bilden Sie eine rechte Vorhofmanschette und schneiden Sie die Ränder so ab, dass sie der rechten Vorhofmanschette des Empfängers entsprechen (Abbildung 1K, L).
      HINWEIS: Der Sinusknoten befindet sich an der Kreuzung der oberen Hohlvene und des rechten Vorhofs. Es sollte sehr darauf geachtet werden, dass der Sinusknoten des Spenderherzens nicht beschädigt wird, da dies zu einer postoperativen Abhängigkeit von einem Herzschrittmacher führt.
  5. Anastomose des Spenderherzens an den Empfänger
    1. Anastomosensequenz: linker Vorhof-rechter Vorhof-Aorta-Lungenarterie
    2. Anastomose des linken Vorhofs: Verwenden Sie die Doppelnadel-Gleitnahttechnik, um die linke Vorhofmanschette des Empfängers auf Höhe der linken oberen Lungenvene mit der linken Vorhofmanschette des Spenders in der Nähe der Basis des linken Vorhofohrs zu anastomosieren. Beginnen Sie mit der Implantation des Spenderherzens (Abbildung 1M).
      1. Legen Sie das Spenderherz in das Mediastinum des Empfängers und stellen Sie sicher, dass das Herz mit Eismatsch gekühlt wird, um eine Wärmeübertragung auf das angrenzende Brustgewebe zu verhindern. Setzen Sie die Naht bis zum mittleren unteren Teil des Vorhofseptums fort. Auf der anderen Seite nähen Sie weiter entlang der Oberseite des linken Vorhofs bis zum Septum. Beurteilen Sie ständig den Größenunterschied zwischen dem linken Vorhof des Spenders und des Empfängers und falten Sie überschüssiges Gewebe entsprechend, um die Anastomose abzuschließen. Nachdem Sie den linken Vorhof entlüftet haben, binden Sie die Nahtanden fest.
        HINWEIS: Eine sorgfältige Naht der linken Vorhof-Hinterwand ist unerlässlich, um postoperative Blutungen zu vermeiden. Nach dem Neustart des Herzens können Blutungen in diesem Bereich schwer zu erkennen und zu kontrollieren sein.
    3. Anastomose des rechten Vorhofs: Stellen Sie das Spenderherz in eine nahezu normale anatomische Position ein, beginnend am unteren Ende des rechten Vorhofseptums. Führen Sie eine Nahtlinie gegen den Uhrzeigersinn entlang des Septums nach oben und führen Sie sie dann zur rechten Vorhofseitenwand. Stellen Sie sicher, dass die andere Nahtlinie zusammen mit den Nähten entlang der rechten Vorhofwand von der Öffnung der unteren Hohlvene nach unten verläuft. Binden Sie die beiden Nahtlinien an der Stelle, an der sie sich in der Mitte der Seitenwand des rechten Vorhofs treffen (Abbildung 1N).
    4. Aorta-Anastomose: Führen Sie eine End-to-End-Anastomose mit der Gleittechnik durch, beginnend an der hinteren Wand des Gefäßes und vervollständigen Sie die Anastomose von der Spender- bis zur Empfänger-Lungenarterien. Zum Schluss binden Sie die Naht an der Vorderwand fest.
    5. Pulmonalarterienanastomose: Bei der Pulmonalarterienanastomose wird die gleiche Technik wie bei der Aorta angewendet, wobei in der Regel vor der Durchführung der Lungenarterienanastomose mit der Wiedererwärmung begonnen wird (Abbildung 1O).
  6. Herzwiederbelebung und nachfolgende Eingriffe
    1. Herzwiederbelebung: Nach Abschluss der Pulmonalarterienanastomose wird eine Entlüftungsnadel in die Wurzel der aufsteigenden Aorta eingeführt, um die Restluft aus dem Spenderherz zu entfernen und die Aortenkreuzklemme zu entfernen. Lassen Sie den Anästhesisten bei der Lungeninflation helfen.
    2. Hilfskreislauf: Verlassen Sie sich nach dem Neustart des Herzens für einige Zeit auf die Unterstützung des extrakorporalen Kreislaufs (Abbildung 1P).
      HINWEIS: Die Dauer der Unterstützung wird durch die Ischämiezeit und die Wiederherstellung der Herzfunktion bestimmt.
    3. Blutstillung und Verschluss: Kontrollieren Sie alle Anastomosen sorgfältig auf Blutungen und stellen Sie die Blutstillung sicher. Setzen Sie einen provisorischen Herzschrittmacher ein, entfernen Sie den extrakorporalen Kreislauf und ziehen Sie die Kanülen heraus. Legen Sie einen provisorischen epikardialen Schrittmacherdraht auf den rechten Vorhof und die rechte Ventrikeloberfläche und legen Sie Drainageschläuche im Mediastinum und in der Brusthöhle an. Schließen Sie schließlich den Schnitt in der Mittellinie mit Standardtechniken.
      HINWEIS: Schweinegefäßgewebe ist zerbrechlich, insbesondere im rechten Vorhof und in der Lungenarterie, und neigt zum Reißen. Während des Eingriffs ist besondere Vorsicht geboten.

4. Nachsorge

  1. Nach der Operation verlegen Sie das Tier sofort zur engmaschigen Überwachung auf die entsprechende Intensivstation. Kontinuierliche Überwachung hämodynamischer Parameter, einschließlich CVP, arterieller Blutdruck, Herzfrequenz und Sauerstoffsättigung. Basierend auf den Echtzeit-Überwachungsergebnissen passen Sie vasoaktive Medikamente und unterstützende Behandlungen umgehend an, um einen stabilen Blutdruck und ein stabiles Herzzeitvolumen aufrechtzuerhalten.
  2. Überwachung der Herzfunktion: Überwachen Sie das Elektrokardiogramm kontinuierlich postoperativ, um Herzrhythmusstörungen oder Anzeichen einer Myokardischämie zu beobachten. Wenn Herzrhythmusstörungen auftreten, ist eine elektrische Kardioversion oder eine pharmakologische Behandlung durchzuführen.
    HINWEIS: Frühe postoperative Herzrhythmusstörungen werden häufig durch eine Wiederaufnahme des Herzens verursacht und sollten engmaschig überwacht werden. Antiarrhythmika sollten je nach Bedarf aufgrund von Veränderungen im EKG verabreicht werden. Die postoperative Sinustachykardie ist häufig, da dem transplantierten Herzen eine Unterdrückung des Vagusnervs fehlt. Ivabradin wird empfohlen, um den Sinusrhythmus zu kontrollieren, und Betablocker sollten vermieden werden, da Schweineherzen sehr empfindlich auf sie reagieren, was zu Hypotonie führen kann.
  3. Atemmanagement: Bieten Sie eine frühzeitige postoperative Atemunterstützung durch mechanische Beatmung, um eine stabile Atmung zu gewährleisten. Wenn sich die Herz- und Lungenfunktion allmählich erholt, reduzieren Sie Beruhigungsmittel und entfernen Sie den Endotrachealtubus, sobald das Tier seine Spontanatmung wieder aufnimmt.
    HINWEIS: Die frühzeitige Entfernung des Endotrachealtubus und die Wiederherstellung der Spontanatmung ist von entscheidender Bedeutung. Eine längere Intubation kann zu Atemversagen führen und die postoperative Genesung beeinträchtigen.
  4. Postoperative Schmerzbehandlung: Bieten Sie Schmerzlinderung basierend auf den Schmerzzeichen des Tieres (gängige Analgetika, einschließlich nichtsteroidaler Antirheumatika (NSAIDs) und Opioide).
  5. Überwachung der Nierenfunktion: Überwachen Sie regelmäßig die Urinausscheidung und die Nierenfunktionsindikatoren (wie Kreatinin und Harnstoffstickstoff) nach der Operation. Verabreichen Sie Diuretika im Falle einer Abnahme der Urinausscheidung oder eines Anstiegs des Kreatinins.
    HINWEIS: Die Wiederherstellung der Nierenfunktion ist entscheidend für die Aufrechterhaltung des Elektrolytgleichgewichts und des Säure-Basen-Gleichgewichts.
  6. Vorbeugung von postoperativen Komplikationen: Beobachten Sie das Tier genau auf postoperative Komplikationen wie Infektionen und Blutungen. Verabreichen Sie geeignete Antibiotika, Blutstillungsmittel und Bluttransfusionen, um Komplikationen zu verhindern und zu behandeln.

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Ergebnisse

Abbildung 1 veranschaulicht die wichtigsten Verfahrensschritte der orthotopen Herztransplantation bei Schweinen, einschließlich der Mittelliniensternotomie, der Öffnung des Perikards zur Freilegung wichtiger Blutgefäße, der Aorteninfusion mit kardioplegischer Lösung, der Kühlung des Herzens mit Eismatsch und der Konservierung des Spenderherzens. Ein kritischer Aspekt, der hervorgehoben wird, ist die Behandlung der linken Azygos-Vene, die ein entscheidender Schritt im Transplantationsverfahre...

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Diskussion

Das orthotope Transplantationsmodell des Schweineherzens ist eine effektive experimentelle Plattform, die die klinische Herztransplantationsimuliert 15. Das Schweineherz weist viele anatomische und physiologische Ähnlichkeiten mit dem menschlichen Herzenauf 12. Daher hat dieses Modell einen erheblichen Anwendungswert bei der Untersuchung verschiedener Aspekte der Herztransplantation, insbesondere in den Bereichen Herzschutz, chirurgische Ei...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte anzugeben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde gesponsert vom National Natural Science Fund for Distinguished Young Scholars of China (82125004; zu Jiangping Song), Frontier Biotechnology Key Project des National Key R & D Program des Ministeriums für Wissenschaft und Technologie von China (2023YFC3404300; zu Jiangping Song), Sonderprojekt des Ministeriums für Wissenschaft und Technologie von China, unterstützt vom State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinesische Akademie der Medizinischen Wissenschaften (2024GZZD-03; an Jiangping Song) und National Natural Science Foundation of China (82300464; an Yuan Chang)

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
10-Grad-AortenkreuzklemmeSinoviewCP40431-19Chirurgie bei Spendern
10-Grad-AortenkreuzklemmeSinoviewCP40431-19Chirurgie des Empfängers
30-Grad-Bogenast-GefäßklemmeSinoviewCP40432-19Chirurgie bei Spendern
45-Grad-AortenkreuzklemmeSinoviewCP40044-18Chirurgie bei Spendern
45-Grad-AortenkreuzklemmeSinoviewCP40044-18Chirurgie des Empfängers
Affinity Fusion SauerstoffversorgungssystemMedtronicBB841Kardiopulmonaler Bypass
AnästhesiegerätMindrayA9Anästhesie und andere
Arterielle KanüleMedtronic18FrKardiopulmonaler Bypass
AtracuriumHengrui Pharmazie-Anästhesie und andere
Atraumatische FlachzangeSureMedGF04021-25Chirurgie bei Spendern
Atraumatische FlachzangeSureMedGF04021-25Chirurgie des Empfängers
Atraumatische FlachzangeSureMedGF04016-25Chirurgie des Empfängers
Mikrochirurgische Pinzette mit ausbalanciertem GriffSinoviewFC12010-21Chirurgie bei Spendern
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