Eine minimalinvasive Doppel-Lebendknoten-Technik zur Modellierung von Myokardischämie-Reperfusionsschäden bei Ratten

Zusammenfassung

In dieser Arbeit schlagen wir ein Schema zur Induktion einer myokardialen Ischämie-Reperfusionsverletzung durch eine auf die linke anteriore absteigende Koronararterien (LAD) gerichtete Double-Active-Knot-Coil-Ligatur vor, die in vitro bei Bedarf ohne sekundäre Thorakotomie zur Reperfusion freigegeben werden kann und minimalinvasiv ist.

Zusammenfassung

Das Modell der myokardialen Ischämie-Reperfusionsverletzung (MI/RI) ist von großer Bedeutung für die Erforschung der pathophysiologischen Mechanismen des Myokardinfarkts und die Erleichterung der Entwicklung relevanter Medikamente. Unter den häufig verwendeten Modellierungsmethoden weist die traditionelle Methode der Koronararterienligatur mit Polyethylen-Röhrchen jedoch erhebliche Nachteile auf. Um die Ligatur zu lösen, muss der Brustkorb wieder geöffnet werden, was nicht nur zeitaufwändig ist, sondern auch den Versuchstieren erheblichen Schaden zufügt und leicht zum Tod führen kann. Ziel dieser Studie ist es, eine verbesserte Modellpräparationsmethode einzuführen. Bei dieser Methode wird die linke anteriore absteigende Koronararterie (LAD) mit einer doppelten Lebendknotenspirale ligiert, und der Lebendknoten kann in vitro geöffnet werden, um eine Reperfusion zu erreichen, wodurch ein zweiter invasiver Eingriff vermieden wird. Auswertungsmethoden wie die Überwachung des Elektrokardiogramms (EKG), die Bestimmung der M-Mode-Echokardiographie (ME), Evans-Blue und die 2,3,5-Triphenyt-Trazoliumchlorid-Färbung (EB-TTC) zeigten, dass diese Methode einen stabilen MI/RI induzieren kann. Dieses verbesserte MI/RI-Modellschema zeichnet sich durch seine Einfachheit und Geschwindigkeit aus, und die Erfolgsquote bei der Modellierung ist sehr zufriedenstellend. Insgesamt bietet es praktische und wertvolle Orientierungshilfen für Forscher, die sich mit der MI/RI-Forschung beschäftigen.

Einleitung

Nach Angaben der Weltgesundheitsorganisation nimmt die koronare Herzkrankheit eine bedeutende Position in der weltweiten Belastung durch Herz-Kreislauf-Erkrankungen ein, die durch eine hohe Inzidenz, eine hohe Sterblichkeit und eine hohe Komplikationsrate gekennzeichnet ist. Zudem zeigt die Erkrankung einen zunehmend jüngeren Trend. Statistiken aus einigen Industrieländern zeigen, dass die Inzidenz von koronaren Herzkrankheiten in der Altersgruppe der 35- bis 40-Jährigen in den letzten zehn Jahren um etwa 15 bis 20 % gestiegen ist. Reperfusionsmethoden wie medikamentöse Thrombolyse, interventionelle Therapie und Bypass-Transplantation der Koronararterien sind sicher, effektiv und weit verbreitet. Die abrupte Wiederherstellung des Blutflusses verschlimmert jedoch häufig die strukturelle und funktionelle Schädigung des ischämischen Myokards, was zu einer Kaskade unerwünschter Ergebnisse führt. Dazu gehören Apoptose und Nekrose von Kardiomyozyten, Arrhythmien und systolische Dysfunktion, die schließlich in einer myokardialen Ischämie-Reperfusions-Schädigung (MI/RI) ^gipfeln1,2. Die Inzidenz von MI/RI-Verletzungen liegt bei 25 % bis 30 %, und ihr Mechanismus ist noch nicht vollständig geklärt³. Daher ist die Erforschung wirksamer Präventions- und Behandlungsstrategien zu einem wichtigen Thema geworden, das im kardiovaskulären Bereich angegangen werden muss.

Tiermodelle sind in der Erforschung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen von größter Bedeutung. Sie dienen als unverzichtbare Werkzeuge zur Aufklärung der pathologischen Mechanismen des MI/RI und zur Entwicklung neuartiger therapeutischer Strategien⁴. Die Zuverlässigkeit und Stabilität des Tiermodells für myokardiale Ischämie-Reperfusionsschäden wirkt sich direkt auf die erfolgreiche Umsetzung und Anwendung von Behandlungsstrategien in der klinischen Praxis aus. Die linke anteriore absteigende Koronararterie (LAD) ist ein häufiges Gefäß, das von Myokardischämie betroffen ist⁵. Das MI/RI-Modell, das durch Ligation des LAD konstruiert wurde, ist der Pathogenese und dem pathologischen Prozess der humanen Myokardischämie-Reperfusionsschädigung sehr ähnlich⁶. Unter diesen Modellen wurde die traditionelle Polyethylen-Tuben-unterstützte Koronararterien-Ligaturmethode in früheren Studien ausgiebig eingesetzt. Seine weit verbreitete Verwendung ist auf Vorteile wie eine gleichmäßige Verteilung der Ligaturkraft und einen gewissen Schutz des Gefäßendothels zurückzuführen⁷. Trotz der vielen Vorteile bleiben die operationellen Details jedoch unter vielen Forschern im Mittelpunkt der Debatte.

Bei der traditionellen Ligatur der Koronararterien, die mit einem Polyethylenschlauch unterstützt wird, muss der Brustkorb wieder geöffnet werden, um die Ligatur während der Reperfusion zu lösen. Derzeit gibt es zwei Hauptoperationsmethoden: die klassische Thorakotomie-Ligatur-Methode und die modifizierte minimal-invasive Ligatur-Methode. Die klassische Thorakotomie-Ligatur-Methode erfordert einen großflächigen Schnitt des Brustkorbs, um das Herz für die Ligatur⁶ vollständig freizulegen. Bei der modifizierten minimal-invasiven Ligaturmethode werden spezielle Instrumente verwendet, um die Ligatur durch einen kleineren Schnitt zu vervollständigen⁸. In der Reperfusionsphase erfordert die klassische Thorakotomie-Ligationsmethode das erneute Öffnen des Brustkorbs, um die Ligatur zu lösen, was nicht nur zeitaufwändig ist, sondern auch ein schweres Trauma bei den Versuchstieren verursacht und wahrscheinlich zu ihrem Tod führt. Darüber hinaus kann eine wiederholte Thorakotomie Komplikationen wie Infektionen auslösen, die die Genauigkeit der Versuchsergebnisse beeinträchtigen ^7,9. Da es darüber hinaus schwierig ist, den Grad jeder Thorakotomie vollständig konsistent zu halten, wird dies die Variabilität der experimentellen Daten erhöhen. Bei der Anwendung der modifizierten minimal-invasiven Ligaturmethode stellt das Verfahren trotz des kleineren Schnittes erhebliche technische Herausforderungen dar. Es verlangt von den Experimentatoren ein hohes technisches Know-how und sie verlassen sich auf High-End-Präzisionsinstrumente wie ein Stereomikroskop. Bei Versuchen auf engstem Raum ohne die Hilfe solcher Instrumente besteht ein erhöhtes Risiko, das umgebende Gewebe versehentlich zu beschädigen. Dies wiederum kann die Stabilität und Zuverlässigkeit von Versuchsergebnissen untergraben.

Folglich besteht ein dringender Bedarf an einem verbesserten Modell-Vorbereitungs-Ansatz, um diese Herausforderungen zu bewältigen. In dieser Studie wird eine verbesserte Methode zur Modellierung von MI/RI vorgestellt. Die Methode beinhaltet die Verwendung einer doppelten Lebendknotenspirale zur Ligatur des LAD und ermöglicht in vitro die Freisetzung des Lebendknotens, um eine Reperfusion zu erreichen, wodurch die Notwendigkeit einer zweiten Thorakotomie vermieden wird. Diese Methode, die sich durch ihre einfache Bedienung und leichte Beherrschung auszeichnet, kann konsistent eine myokardiale Ischämie-Reperfusionsverletzung induzieren und bietet Forschern auf dem Gebiet der MI/RI eine wertvolle Referenz und Inspiration.

Protokoll

Das Versuchsprotokoll wurde in Übereinstimmung mit den Richtlinien für die Verwendung von Labortieren und dem Institutional Animal Care and Use Committee an der ShaanXi Universität für Traditionelle Chinesische Medizin (Aktennummer: SUCML20240820006) durchgeführt. Alle Tierforschungsdaten wurden nach den ARRIVE-Richtlinien (Animal Research: Reporting In Vivo Experiments) dokumentiert. Für diese Studie wurden männliche Sprague Dawley (SD) Ratten mit einem Gewicht von 250 g ± 20 g und einem Alter von 6-8 Wochen verwendet. Die Einzelheiten zu den verwendeten Tieren, Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Präoperative Vorbereitung

1. 1.1.Fasten durchführen: Setzen Sie die Ratten einer 8-stündigen Fastenzeit mit freiem Zugang zu Wasser aus
2. Kalibrieren und wiegen: Messen Sie das Körpergewicht präzise mit einer elektronischen Waage (0,1 g Genauigkeit), um die Narkosedosis zu berechnen.
3. Anästhesie einleiten: Verabreichen Sie 20% ige Urethanlösung durch intraperitoneale Injektion in einer Dosis von 0,4 ml pro 100 g Körpergewicht mit einer sterilen 2,5 ml-Spritze; Injizieren Sie 1 cm lateral der ventralen Mittellinie.
4. Anästhesie bestätigen: Klemmen Sie die Hinterpfote mit einer sterilen Pinzette ein; Das Fehlen eines Rückzugsreflexes der Gliedmaßen bestätigt eine tiefe Anästhesie.

2. Überwachung des Elektrokardiogramms (EKG) (Abbildung 1, Schritt 1)

1. Ruhigstellung der Ratte in Rückenlage: Sichern Sie den Rumpf und die Gliedmaßen in einer "gliedmaßengestreckten Haltung" mit medizinischem Klebeband auf dem Operationstisch.
2. Elektroden anschließen: Führen Sie sterilisierte Elektrodennadeln in der folgenden Reihenfolge subkutan ein: die rechte Vordergliedmaße (verbunden mit der weißen Elektrode), die rechte Hintergliedmaße (verbunden mit der schwarzen Elektrode) und die linke Hintergliedmaße (verbunden mit der roten Elektrode). Befestigen Sie diese Elektroden anschließend an einem Ableitungs-II-EKG-Monitor. Stellen Sie sicher, dass eine stabile Ausgangsbasis etabliert ist und dass QRS-Komplexe auf dem Monitor deutlich sichtbar sind.
   HINWEIS: Behalten Sie während des gesamten Eingriffs eine kontinuierliche EKG-Überwachung bei. Beurteilen Sie die Anästhesietiefe und den Rattenstatus in Echtzeit über Wellenformanomalien.

3. Enthaarung und Desinfektion der Operationsstelle (Abbildung 1, Schritt 2)

1. Mechanische Haarentfernung: Verwenden Sie eine elektrische Haarschneidemaschine, um das Fell am Hals und am linken Brustkorb zu entfernen (Restlänge ≤0,5 mm).
   HINWEIS: Halten Sie die Klinge in einem Winkel von 30° und bewegen Sie sie gegen die Haarwuchsrichtung.
2. Chemische Enthaarung: Enthaarungscreme 2 Minuten lang gleichmäßig auf die exponierte Haut auftragen. Gründlich mit einem sterilen Schaber entfernen, gefolgt von einer gepulsten Spülung mit einer 2,5-ml-Spritze mit 37 °C Kochsalzlösung. 3 Mal wiederholen, bis keine Rückstände mehr übrig sind.
3. Abgestufte Desinfektion: Desinfizieren Sie die Haut dreimal in konzentrischen Kreisen (von innen nach außen) mit einer 75%igen Ethanol-Jodophor-Mischung (1:1) unter Verwendung steriler Wattebäusche.

4. Einstellung der Beatmungsgeräteparameter

1. Überprüfung der präoperativen Ausrüstung: Verbinden Sie den Beatmungskreislauf mit dem Y-förmigen Trachealtubusadapter.
2. Parameter anpassen ( Abbildung 1, Schritt 3): Speziesspezifische Parameter einstellen: Atemzugvolumen 3,0 ml, Atemfrequenz 80 Atemzüge/min und inspiratorisch-exspiratorisches Verhältnis (I:E) 2:1.
3. Überprüfen Sie die Durchgängigkeit des Kreislaufs: Aktivieren Sie das Beatmungsgerät und tauchen Sie das Kreislaufende in Kochsalzlösung. Beobachten Sie die rhythmische Blasenbildung. Wenn nicht vorhanden, prüfen Sie systematisch auf Undichtigkeiten und beheben Sie die Fehlersuche.

5. Tracheale Intubation

1. Positionierung des Schnitts: Decken Sie das Operationsfeld mit einem sterilen Tuch ab. Heben Sie die Haut des Schilddrüsenknorpels mit einer scharfen Pinzette an und machen Sie mit einer geraden Schere einen 2,5 cm langen Längsschnitt entlang der Luftröhre.
2. Schichtweise Dissektion: Ziehen Sie die Haut mit einer sterilen Pinzette zurück (linke Hand) und führen Sie eine oberflächliche, fortschreitende Dissektion mit einer Mikroschere (rechte Hand) durch.
   HINWEIS: Beschränken Sie die erste Schicht auf Epidermis und Dermis; Vermeiden Sie Schäden an der Muskelschicht.
3. Trachealfreilegung (Abbildung 1, Schritt 4): Verwenden Sie eine hämostatische Pinzette zur stumpfen Dissektion der Platysma- und Gurtmuskulatur, um 4-5 Trachealknorpel freizulegen. Mobilisieren Sie die Luftröhre mit einer Pinzette und legen Sie zur Stabilisierung einen Silikonschlauch darunter.
   HINWEIS: Die Halsschlagader und der Nervus vagus sind auf beiden Seiten der Luftröhre zu sehen, daher sollten diese Strukturen während der Operation nicht beschädigt werden.
4. Trachealintubation ( Abbildung 1, Schritt 5): Zwischen dem 3. und 4. Trachealknorpelring wird mit einer Mikroschere ein quer Ω förmiger Schnitt (ca. 1/3 Umfang) angelegt. Führen Sie einen 14-G-Silikon-Endotrachealtubus schnell ein und richten Sie den Tiefenmarker mit der Schnittkante aus.
   HINWEIS: Synchronisieren Sie nach der Intubation die Thoraxbewegung mit dem Rhythmus des Beatmungsgeräts. Überwachen Sie den Atemwegsdruck und die Atemfrequenz auf Anomalien. Passen Sie die Einstellungen des Beatmungsgeräts an oder überprüfen Sie die Durchgängigkeit des Schlauchs, wenn Abweichungen auftreten.

6. Vorbereitung des Interkostalschnitts

1. Markieren Sie die Inzisionsstelle: Verwenden Sie einen sterilen chirurgischen Marker, um den linken sternalen Rand am 3.-4. Interkostalraum abzugrenzen (identifiziert durch Abtasten des Punktes des maximalen apikalen Impulses). Zeichne eine Längslinie von 3,0 cm.
2. Schicht für Schicht dissektionieren: Heben Sie die Haut mit einer sterilen Pinzette an und schneiden Sie mit einer sterilen Schere entlang der markierten Linie. Führen Sie die hämostatische Pinzette subkutan in einem Winkel von 30° ein und führen Sie eine stumpfe Dissektion parallel zum Interkostalraum durch, um die Muskelschicht zu trennen.
3. Rippendurchtrennung: Die 3. und 4. Rippe und die Interkostalmuskulatur mit einer Mikroschere durchschneiden. Hinweis: Wenn eine Blutung der Interkostalarterie auftritt, legen Sie sofort ein steriles Wattestäbchen mit festem Druck für 60 s auf, um eine Blutstillung¹⁰ zu erreichen.

7. Lokalisation und Ligatur der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD)

1. Bestätigen Sie die Ligaturstelle (Abbildung 1, Schritt 6): Erweitern Sie den Interkostalraum auf 4 cm, indem Sie einen sternalen Retraktor verwenden, um das Herz freizulegen. Präparieren Sie vorsichtig das Perikard (identifizieren Sie das Thymusgewebe als die weiße Struktur über dem Herzen). Platzieren Sie das LAD 2 mm unterhalb des Mittelpunkts des "V", das vom Lungenkonus (rechter Ohrurusvorsprung) und der linken Ohrmuschel (dreieckige Klappenstruktur) gebildet wird.
2. Nadelkalibrierung (Abbildung 1, Schritt 7-1): Klemmen Sie ein 6-0-Polypropylen-Naht (mit Nadel) mit einer Mikrozange ein. Das Myokard wird 1 mm lateral des mitteldistalen LAD-Übergangs in einem Winkel von 15° relativ zur Myokardoberfläche (Tiefe: 1 mm; Breite: 2 mm) von rechts nach links eingeführt.
3. Doppelte Slipknot-Technik (Abbildung 1, Schritt 7-1 - 7-5): Nachdem der Ligaturfaden durch das Myokard geführt wurde, rollen Sie ein Ende des Ligaturfadens mit der Nadelspitze mit einer mikroskopisch kleinen Pinzette in eine Spirale und fädeln Sie das andere Ende in die Spirale ein und ziehen Sie vorsichtig daran, um die Fixierung zu festigen. Verknoten Sie das andere Ende des Ligaturfadens erneut, indem Sie den obigen Vorgang wiederholen, um eine Doppelknotenstruktur zu bilden, und stellen Sie sicher, dass die beiden Enden des Ligaturfadens außerhalb der Brusthöhle parallel zueinander bleiben.
   HINWEIS: Während des Straffungsprozesses wurde eine Mikropinzette verwendet, um sich allmählich mit sanfter und gleichmäßiger Kraft zu straffen, während Veränderungen der Myokardfarbe beobachtet wurden, um den Grad der Ischämie zu bestimmen, um eine Überanstrengung zu vermeiden, die zu einem Gefäßriss oder einer unsicheren Ligatur führt. Die erfolgreiche Etablierung des Modells wurde durch die Beobachtung der ischämischen Blässe der Vorderwand/apikalen Region des linken Ventrikels und der anhaltenden ST-Segment-Erhöhung ≥ 0,2 mV im Elektrokardiogramm bestätigt, und der 30-minütige ischämische Timer wurde unmittelbar nach Bestätigung der erfolgreichen Ligatur gestartet.

8. Naht- und thorakale Unterdruckwiederherstellung

1. Rippenverschluss: Entfernen Sie den Brustbein-Retraktor. Schließen Sie die Interkostalmuskulatur um die Rippen 3-4 mit einer resorbierbaren Naht 4-0 in einem kontinuierlichen Verriegelungsmuster (2 mm Stichabstände).
   HINWEIS: Vermeiden Sie den Kontakt zwischen der Ligaturnaht und den Verschlussnähten, um eine Beeinträchtigung der Reperfusion zu vermeiden.
2. Muskelschichtverschluss und Luftevakuierung: Nähern Sie sich dem oberflächlichen Brustmuskel mit einer 4-0-Naht an. Führen Sie vor der endgültigen Straffung eine nadelfreie 2,5-ml-Spritze in das letzte Stichloch ein, um intrathorakale Luft abzusaugen, während ein Assistent die Naht sichert.
   HINWEIS: Überwachen Sie die Thoraxbewegung auf Spontanatmung (wie durch den asynchronen Rhythmus relativ zum Beatmungsgerät angezeigt).
3. Hautverschluss und Desinfektion: Vernähen Sie die Haut kontinuierlich mit 4-0 Naht. Desinfizieren Sie dreimal gemäß den Richtlinien von Protokoll 3.3.

9. Deaktivieren des Beatmungsgeräts

1. Extubation: Ziehen Sie den Endotrachealtubus langsam zurück und achten Sie dabei auf die Spontanatmung.
2. Tracheal- und Muskelverschluss: Naht den Trachealknorpel in Längsrichtung mit einer 4-0-Naht, um einen luftdichten Verschluss zu gewährleisten. Annäherung an die Nackenmuskulatur.
3. Hautverschluss und Desinfektion (Abbildung 1, Schritt 8): Verschließen Sie die Halshaut mit einer 4-0-Naht. Desinfizieren Sie mit ethanol- und povidon-jodgetränkten sterilen Tupfern. Entfernen Sie die Vorhänge und legen Sie die Ratte zur Reperfusion auf ein 38 °C heißes Heizkissen.
   HINWEIS: Wenn die Spontanatmung fehlschlägt, führen Sie den Endotrachealtubus wieder ein und wiederholen Sie die Schritte 8.1-8.3, bevor Sie die Extubation erneut versuchen.

10. Ischämie-Reperfusion

1. Lösen Sie die Ligatur (Abbildung 1, Schritt 9): Nach 30 Minuten Ischämie lösen Sie den ersten Knoten, indem Sie horizontal an dem Ligaturdraht an einem Ende der Banderoliernadel ziehen, lösen Sie dann den zweiten Knoten, indem Sie am anderen Ende am Ligaturdraht ziehen und dann horizontal von einer Seite zur anderen ziehen, um sicherzustellen, dass kein Widerstand vorhanden ist, der beweist, dass der Doppelknoten erfolgreich gelöst wurde.
   HINWEIS: Wenn eine EB-TTC-Doppelfärbung erforderlich ist, kann die Ligaturlinie nicht herausgezogen werden.
2. Reperfusionsvalidierung: Bestätigung der ST-Segment-Auflösung im EKG als Nachweis für eine erfolgreiche Reperfusion¹².

11. Bestimmung der M-Mode-Echokardiographie (ME) ¹⁰

1. Vorbereitung vor dem Eingriff: 2 Stunden nach der Reperfusion die Anästhesietiefe beurteilen und gegebenenfalls ergänzen. Immobilisieren Sie die Ratte in Rückenlage und tragen Sie 2 mm 37 °C Ultraschallgel auf die präkordiale Region auf.
2. Datenerfassung: Schalten Sie das Ultraschallsystem ein. Wählen Sie das voreingestellte Protokoll aus, stellen Sie die MX250-Sonde auf 18 MHz ein und zeichnen Sie Bilder der linksventrikulären Bewegung im M-Modus auf. Speichern Sie Bilder entsprechend.
3. Datenanalyse: Berechnen Sie die linksventrikuläre Ejektionsfraktion (LVEF), die fraktionelle Verkürzung (LVFS), den endsystolischen Durchmesser (LVIDs), den enddiastolischen Durchmesser (LVIDd) und das Schlagvolumen (SV) mit der systemintegrierten Software.
   HINWEIS: Erfassen Sie Daten von ≥3 aufeinanderfolgenden Herzzyklen; Geben Sie Mittelwerte für statistische Genauigkeit an.

12. Färbung von Evans-Blau und 2,3,5-Triphenyt-trazoliumchlorid (EB-TTC)

1. Erneute Intubation: Entfernen Sie nacheinander Nähte von Halshaut, Muskeln und Luftröhre. Führen Sie einen Endotrachealtubus ein und schließen Sie ihn an das Beatmungsgerät an, um die Atmung aufrechtzuerhalten.
2. Erneute Thorakotomie: Entfernen Sie Nähte von der Brusthaut, den Muskeln und den Rippen. Verwenden Sie einen Thoraxretraktor, um den Interkostalraum zu erweitern und das Herz vollständig freizulegen.
3. Religieren der LAD-Arterie: Religieren Sie die LAD-Arterie; Bestätigung der erfolgreichen Ligation durch Beobachtung der apikalen Blässe und der anhaltenden ST-Segment-Erhöhung im EKG.
4. EB injizieren: Mit einer 0,5-ml-Insulinspritze 0,3 ml 1,5%ige Evans-Blue-Lösung aspirieren. Präparieren Sie dann schnell den Aortenbogen, führen Sie die Spritzennadel in die Aorta ein und sichern Sie sie mit einer mikrohämostatischen Klemme. Injizieren Sie anschließend die Evans Blue-Lösung und beobachten Sie das Herz auf eine gleichmäßige blaue Färbung.
5. Exzidieren Sie das Herz: Nach 30 s nach der Injektion entfernen Sie das Herz mit einer sterilen Schere. Tauchen Sie es sofort in Kochsalzlösung und spülen Sie es wiederholt aus, um Blutreste und Evans Blue zu entfernen. Frieren Sie das Herz bei -80 °C ein.
6. Schneiden Sie das Herz: Entfernen Sie nach 20 Minuten Einfrieren das Herz. Schneiden Sie mit einer chirurgischen Klinge fünf 1 mm dicke Querscheiben senkrecht zur Längsachse des Herzens von der Spitze bis zur Basis.
7. Mit TTC färben: Lassen Sie die Scheiben auf Raumtemperatur äquilibrieren. Übertragen Sie sie in ein bernsteinfarbenes 50-ml-Zentrifugenröhrchen mit 1,5 % TTC-Lösung. Das Röhrchen wird in einem vorgeheizten Thermostatschüttler bei 37 °C 30 min lang unter lichtgeschützten Bedingungen inkubiert.
8. Bildaufnahme und Analyse: Nach dem Färben die Scheiben 12 h lang in Paraformaldehyd fixieren. Erfassen Sie hochauflösende Bilder und quantifizieren Sie den Infarktbereich (IA), den Risikobereich (AAR) und den gesamten linksventrikulären Bereich (LV) mit der Image J-Software. Berechnen Sie das Myokardinfarktverhältnis als IA/(AAR+IA) und das Ischämie-Risiko-Verhältnis als (AAR+IA)/LV, nach der von Cai et al.¹² beschriebenen Methodik.

Ergebnisse

EKG
Das Elektrokardiogramm wurde während des gesamten Prozesses von vor der Ligatur des Rattenherzens bis 120 Minuten nach der Ischämie-Reperfusion aufgezeichnet. Die Veränderungen des Elektrokardiogramms sind in Abbildung 2A dargestellt. Während der Ischämie zeigte das ST-Segment eine nach oben gewölbte Erhöhung, und die T-Welle war hoch und spitz. Nach der Reperfusion fiel die Hebung des ST-Segments allmählich wieder ab.

Diskussion

Die Koronararterienligatur, eine klassische Methode zur Etablierung des Modells der myokardialen Ischämie-Reperfusions-Verletzung, hat eine große Bedeutung in der Erforschung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen¹². Seit den 1980er Jahren wird die von Yamamoto et al. entwickelte Methode der Koronararterien-Ligatur aus Polyethylen-Röhre in wissenschaftlichen Forschungslabors weltweit weit verbreitet. Diese Methode bietet mehrere Vorteile, darunter eine kontrollierbare Li...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
0,5 mL Insulinspritze	Wuxi Yushou Medizinische Geräte Co.	https://e.tb.cn/h.6NJ9o4dBdpXt4bT?tk=YobMVflhtgI	Wird verwendet, um EB zu absorbieren und durch den Aortenbogen zu injizieren.
2,3,5-Triphenyt-Trazoliumchlorid	Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.	S19026	Für Herzflecken
2,5 mL sterile Einwegspritze	Robust Ping An Medical Technology Co., Ltd.	20231230	Wird zur Aspiration von Anästhetika und zur Anästhesie von Ratten durch intraperitoneale Injektion verwendet; wird verwendet, um Luft aus der Brusthöhle von Ratten bei Operationen mit geschlossenem Brustkorb zu extrahieren.
4 % Paraformaldehyd	Guangzhou Viggs Biotechnology Co., Ltd.	SW002	Wird verwendet, um das Herz nach dem Färben
4-0-Naht	Shandong Haidike Medical Products Co., Ltd.		Zum Nähen von Rippen, Muskeln und Haut
6-0 Naht	Jiangsu Beiyueshen Medical Device Co., Ltd.	https://e.tb.cn/h.6NKQ9XNVD1J56np?tk=R8NKVfPJIUM	Für die Ligation von LAD
Akupunktur-Nadel	Peking Luoya Shanchuan Medizinische Geräte Co.	https://e.tb.cn/h.6NQZzrSfBLQ9OYZ?tk=yW5aVfPuXP3	Wird verwendet, um die Haut von Rattengliedmaßen zu durchstechen und die Elektrokardiogramm-Elektrodenleitung anzuschließen.
Tierhaarentferner	Jinyun New Concept Household Products Co.	https://e.tb.cn/h.6NJe67IEMgxPfUt?tk=9boIVflb6mm	Zur Haarentfernung
Enthaarungscreme	Guangzhou Miyanshe Brand Management Co., Ltd.	https://3.cn/2fP-knZw	Für die Tiefenentfernung der Haare
Ethanol	Tianjin Tianli Chemisches Reagenz Co., Ltd.	https://e.tb.cn/h.6NnxsK8EAvBV1Zu?tk=ja1XVflVhfM	Zur Desinfektion
Evans Blue	Sigma	E2129	Für Herzflecken
Hämostatische Pinzette	Shanghai Aide Medical Instrument Co.	https://e.tb.cn/h.6NQkHWD25dxnsv4?tk=xA1VVflTXjW	Wird verwendet, um die Insulinspritze zu fixieren und das Blut des Aortenbogens zu stoppen.
Medizinische Mikroschere	Nanjing Ji Xiaobao Trading Co.	https://e.tb.cn/h.6NJu33PgNRJCO1L?tk=smZjVflr730	Wird verwendet, um die Luftröhre und die Rippen aufzuschneiden
Medizinisch-mikroskopische Pinzette	Nanjing Ji Xiaobao Trading Co.	https://e.tb.cn/h.6Nqn2dyJIUjUN6n?tk=MEMaVflGK0b	Zum Einklemmen von 6-0 Nähten zum Ligatieren LAD
Medical Skalpell	Shandong Boryuida Analytical Instrument Co.	https://e.tb.cn/h.6NJyfb9CWH5Sj32?tk=HW0kVflEyOL	Zum Schneiden des Herzens bei der EB-TTC-Färbung
Medizinische Schere	Shandong Boryuida Analytical Instrument Co.	https://e.tb.cn/h.6NJCLzckQnXXEPe?tk=CtcTVflFJQw	Wird zum Schneiden von Rattenhaut und Nähten verwendet.
Medizinisches OP-Tuch	Henan Meideqi Medical Equipment Co.	https://e.tb.cn/h.6NqItN9yA0xttr9?tk=cCCIVflzFjr	Wird verwendet, um einen sterilen Operationsbereich bereitzustellen
Medizinisches Klebeband	Zhejiang Aotai Medical Technology Co.	https://e.tb.cn/h.6N93etxLPPlJ9ZQ?tk=DfblVflAo5d	Wird verwendet, um Ratten zu reparieren
Medizinische Pinzette	Jiangsu Videocon Medical Technology Co.	https://e.tb.cn/h.6NreHXQv2YTJkIl?tk=S1imVfO17QV	Wird verwendet, um den Grad der Anästhesie bei Ratten zu beurteilen, Haut, Rippen und andere Gewebe zu klemmen und subkutane Muskeln und Perikard abzulösen.
Medizinisches Ultraschall-Haftvermittler	Verifizierter Lieferant - Qingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd.	https://3.cn/2fPpwB-j	Wird verwendet, um die Effizienz der Ultraschallübertragung zu verbessern
Normale Kochsalzlösung	Verifizierter Lieferant - Shandong Qidu Pharmaceutical Co., Ltd.	https://e.tb.cn/h.6NMCUFJIti2EsiU?tk=FXBBVfOV1iN	Wird zum Waschen von Enthaarungscremeresten verwendet
Tragbarer Farbdoppler-Ultraschall	VINNO Technology Co., Ltd.	Vinno 6	Wird zur Bestimmung der M-Mode-Echokardiographie bei Ratten verwendet;
Povidon-Jod	Shandong Anjie High-Tech-Desinfektionstechnologie Co., Ltd.	https://e.tb.cn/h.6NqAb4WsT3xjMb9?tk=mhFxVfO4G1G	Zur Desinfektion
Chirurgische Platte für Ratte	Shandong Boryuida Analytical Instrument Co.	https://e.tb.cn/h.6NQyjjGNGInF3Eu?tk=qgQwVflHilH	Wird verwendet, um Ratten zu reparieren
Kühlschrank Kühlschrank	Zhejiang Zhixing Ultra-Tieftemperatur-Technologie Co.	DL-78	Zum Einfrieren des Herzens
Kieselgel-Röhrchen	Shandong Chengwu Sano Medical Equipment Co.	https://e.tb.cn/h.6N9L82XWNGlgDDG?tk=pWzCVfOQIgN	Wird zur Unterstützung der Luftröhre verwendet
Künstliches Beatmungsgerät für Kleintiere	Anhui Zhenghua Biological Equipment Co., Ltd.	DW-3000H	Wird verwendet, um Ratten nach einer Thorakotomie beim Atmen zu helfen
Steriler Wattebausch	Verifizierter Lieferant - Qingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd.	https://e.tb.cn/h.6NJbKVmD0b7QhTf?tk=wMceVfOTrBX	Zum Dippen von Ethanol und Povidon-Jod-Desinfektion
steriles Wattestäbchen	Qingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd.	https://e.tb.cn/h.6NMAQz1252EJHSM?tk=nyfLVfOUSBi	Wird verwendet, um das restliche Blut in der Brusthöhle zu reinigen
Wärmedämmdecke	Guangdong Zhongke Life Science & Technologie Co.	https://e.tb.cn/h.6N9OyBVWuSXTUDy?tk=d6OqVfOSTlI	Zur postoperativen Körperisolierung bei Ratten
Thorakotomie-Retraktor	Guangdong Zhongke Life Science & Technologie Co.	https://e.tb.cn/h.6NQra4Z9UG8dnvo?tk=6eFUVfllCFW	Wird verwendet, um das chirurgische Sichtfeld freizulegen
Typ II Blei-Elektrokardiogramm-Monitor	Chengdu Taimeng Technology Co., Ltd.	BL-420N	Zur Überwachung von Elektrokardiogrammen
Urethan	Shandong Keyuan Biochemical Co., Ltd.	U820333	Wird bei anästhesierten Ratten verwendet
Oszillator mit konstanter Temperatur	Shanghai Boxun Medical Biological Instrument Co., Ltd.	SHZ-B	Für Herzflecken