Dieses Protokoll ermöglicht die Isolierung einer ausreichenden Anzahl primärer Chondrozyten innerhalb von 6-8 Stunden und ermöglicht so weitere eingehende Untersuchungen der Knorpelbiologie und der Mechanismen der Knorpelerkrankung.
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Methodenartikel
In vitro Isolierung und Kultivierung von primären Chondrozyten der Maus für die Knorpelbiologie
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Die Zerstörung des Gelenkknorpels führt zu einer veränderten Chondrozytenaktivität, die ein Hauptursachenfaktor bei einer Vielzahl von Knorpelerkrankungen ist, einschließlich Osteoarthritis (OA) und rheumatoider Arthritis (RA). Als der am häufigsten vorkommende Zelltyp im Knorpel ist eine eingehende Untersuchung der biologischen Eigenschaften von Chondrozyten für die Entwicklung wirksamer Behandlungsstrategien für die Krankheit unerlässlich. Die Isolierung und Kultivierung primärer Chondrozyten liefert wichtiges experimentelles Material für die Erforschung von Knorpelerkrankungen und trägt dazu bei, die Mechanismen der Knorpelverletzung und -reparatur zu entschlüsseln. Dieses Protokoll enthält eine detaillierte Beschreibung der in vitro Isolierungs- und Kultivierungsmethoden für primäre Chondrozyten, die von Mäusen stammen. Durch die Verwendung des optimierten Kollagenase II-Protokolls kann die Isolierung von Chondrozyten für Kniegelenksknorpelproben von Neugeborenen bei Mäusen innerhalb von 8 Stunden abgeschlossen werden. Die Zellausbeute beträgt etwa 1-2 × 10³ Zellen/mg Knorpelgewebe, variierend mit der Gewebefrische und der anfänglichen Zelldichte; Die isolierten Zellen weisen eine Lebensfähigkeit von >90 % auf. Dieses Protokoll verwendet primäre Chondrozyten der Maus als Beispiel und zeigt die morphologischen Eigenschaften und den Adhäsionsstatus von Zellen, die 1, 2 und 5 Tage nach der Isolierung kultiviert wurden. Die quantitative Polymerase-Kettenreaktion (RT-qPCR) der reversen Transkription und Western Blotting zeigten, dass die Behandlung mit Interleukin-1β (IL-1β) die Kollagen Typ II Alpha 1 (Col2a1) reduzierte und die Expression der Matrix-Metallopeptidase 13 (Mmp13) erhöhte, was bestätigt, dass isolierte Chondrozyten auf Entzündungsreize reagieren. Im Vergleich zu herkömmlichen Methoden wird bei diesem Protokoll eine höhere Kollagenasekonzentration verwendet, um die Auswirkungen einer verlängerten Isolationszeit auf die Zellviabilität zu reduzieren und gleichzeitig mögliche Zellschäden durch die Trypsinbehandlung zu vermeiden. Die erhaltenen primären Chondrozyten sind rein und lebensfähig und eignen sich für eingehende Studien zu Mechanismen im Zusammenhang mit Knorpelverletzungen, die wichtige Auswirkungen auf die In-vitro-Forschung und die klinische Behandlung von Knorpelerkrankungen haben.
Einleitung
Die Zerstörung des Gelenkknorpels ist eine der Hauptursachen für verschiedene Knorpelerkrankungen wie OA und RA 1,2. Chondrozyten, der vorherrschende Zelltyp im Knorpel, sind essentiell für die Aufrechterhaltung der Homöostase und die Erleichterung der Reparatur als Reaktion auf Verletzungen3. Veränderungen in der Chondrozytenaktivität beeinträchtigen nicht nur die strukturelle Integrität des Knorpels, sondern führen auch zu Entzündungsreaktionen und fortschreitender Gewebedegeneration4. Daher ist eine eingehende Untersuchung der biologischen Eigenschaften von Chondrozyten entscheidend, um die Ätiopathogenese dieser Erkrankungen aufzuklären.
In den letzten Jahren hat die Rolle der Chondrozyten bei Entzündungsreaktionen zunehmend Aufmerksamkeit erhalten. Studien haben gezeigt, dass inflammatorische Zytokine wie IL-1β und Tumornekrosefaktor-α (TNF-α) die Stoffwechselprozesse von Chondrozyten signifikant beeinträchtigen, was zu einer erhöhten Expression von matrixabbauenden Enzymen und einer verminderten Matrixsynthese führt 5,6,7. Diese Veränderungen führen schließlich zu einer allmählichen Degeneration des Knorpels und zu Gelenkfunktionsstörungen. Daher ist es besonders wichtig geworden, die biologischen Veränderungen von Chondrozyten unter pathologischen Bedingungen in in vitro Modellen zu untersuchen. Aufbauend auf der traditionellen zweidimensionalen (2D) Monolayer-Kultur wurden die jüngsten Fortschritte in der dreidimensionalen (3D) Chondrozytenkultur und Organoid-Technologien zunehmend in der knorpelbezogenen Forschung übernommen. Diese verfeinerten Systeme bieten eine physiologisch relevantere Mikroumgebung und liefern wertvolle Einblicke in das Verhalten von Chondrozyten in Krankheitskontexten8.
Die Auswahl einer Zellquelle entscheidet entscheidend darüber, ob die In-vitro-Befunde die Pathophysiologie der Gelenke genau rekapitulieren. Im Gegensatz zu immortalisierten Chondrozytenlinien oder Knorpelexplantaten behalten primäre Chondrozyten den nativen genetischen Hintergrund, mechanosensitive Calcium-Signalwege und die phänotypische Stabilität des Gelenkknorpels bei, wodurch sie eine überlegene chondrogene Kapazität und biologische Verhaltensweisen aufweisen, die denen der ansässigen Knorpelzellen näher kommen9. Systematische Unterschiede in den Calcium-Signalquellen und den Schlüsselionenkanälen und den nachgeschalteten Signalwegen wurden zwischen primären Chondrozyten und der ATDC5-Zelllinie dokumentiert10. Folglich sollten bei der Untersuchung der Gelenkphysiologie oder -pathologie primäre Chondrozyten priorisiert werden. Daher ist die Optimierung der Isolierung und Kultivierung primärer Chondrozyten unerlässlich, um die krankheitsbezogene Biologie genau zu modellieren und potenzielle therapeutische Medikamente zu erforschen 11,12,13,14,15. Nichtsdestotrotz beeinträchtigen bestehende Methoden die Zellviabilität oder die Integrität des Phänotyps aufgrund einer verlängerten Verdauung16,17.
In dieser Arbeit beschreiben wir ein Protokoll für die in vitro Isolierung und Kultivierung von primären Chondrozyten aus Mausknorpelgewebe, das schnell ausreichend Zellen liefert. Im Vergleich zu herkömmlichen Protokollen mit niedriger Enzymkonzentration und längerer Verdauung hat diese Studie die Bedingungen für die Enzymverdauung und die Vorbehandlungsschritte des Gewebes optimiert. Diese Optimierung hat die Verdauungszeit auf 6-8 Stunden reduziert und gleichzeitig mögliche Zellschäden durch die Trypsin-Behandlung vermieden 15,17. Mit dieser Methode können etwa 1-2 × 103 Chondrozyten aus jedem mg Mausknorpelgewebe gewonnen werden. Dieses Protokoll bietet einen zuverlässigen Leitfaden für die Isolierung und Kultivierung primärer Chondrozyten in vitro und bietet ein robustes Modell für Studien zu Knorpelerkrankungen.
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Protokoll
Alle Tierversuche wurden von der Ethikkommission des Xi'an Honghui Hospital (Nr. 202309009) genehmigt, und die experimentellen Verfahren hielten sich strikt an die 3R-Prinzipien des Ersatzes, der Reduktion und der Verfeinerung für Tierversuche.
Abbildung 1A zeigt ein schematisches Diagramm der Vorbereitung von Reagenzien und Geräten. Die Materialtabelle enthält Informationen über die in diesem Protokoll verwendeten Reagenzien und Geräte.
1. Versuchsmäuse
HINWEIS: In dieser Studie wurden vier 3 Tage alte Wildtyp-Mäuse vom Typ C57BL/6J verwendet.
- Halten Sie die Käfige bei einer konstanten Temperatur von 25 °C ± 2 °C und einer Luftfeuchtigkeit von 50%-60% mit einem Hell-Dunkel-Zyklus von 12 h/12 h. Stellen Sie sterile Mausnahrung in spezifisch pathogenfreier (SPF) Qualität (sterilisiert durch 60Co-Bestrahlung) und steriles Wasser ad libitum zur Verfügung.
- Sammeln Sie Kniegelenksknorpel (~10 mg/Maus) von vier 3 Tage alten Mäusen post mortem , um primäre Chondrozyten zu isolieren.
2. Entnahme und Verarbeitung von Knorpelproben
- Mausverarbeitung und Gewebedissektion
- Euthanasieren Sie neugeborene Mäuse innerhalb von 3 Tagen nach der Geburt. Sterilisieren Sie die Körperoberfläche, indem Sie sie mit 75% igem medizinischem Alkohol abwischen.
- Isolierung von Kniegelenken von Mäusen mit sterilen chirurgischen Instrumenten. Legen Sie sie in steriles 1x PBS.
- Entfernen Sie die Muskeln, Knochen, die Synovia und anderes proliferatives Bindegewebe, das das Kniegelenk umgibt, vorsichtig mit sterilen chirurgischen Instrumenten. Behalten Sie nur das Knorpelgewebe des Kniegelenks.
- Spülen Sie die Gewebeproben 3x mit sterilem 1x PBS aus. Entsorgen Sie die Flüssigkeit.
HINWEIS: Abbildung 1B zeigt ein vereinfachtes schematisches Diagramm der Knorpelgewebeentnahme und -vorverarbeitung.
Abbildung 1: Vereinfachter Arbeitsablauf bei der Materialvorbereitung und der Verarbeitung von Knorpelproben. (A) Schematische Darstellung der Einrichtung von Reagenzien und Geräten, einschließlich Reagenzien, Verbrauchsmaterialien und wichtiger Instrumente. (B) Schritt-für-Schritt-Protokoll für die Aufbereitung von Knorpelgewebe aus Kniegelenken von Mäusen. Abkürzungen: PBS = phosphatgepufferte Kochsalzlösung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
3. Isolierung und Kultivierung von primären Chondrozyten
- Übertragen Sie das isolierte Knorpelgewebe in eine neue 6-Well-Zellkulturplatte. Zerkleinern Sie das Gewebe mit einer sterilen chirurgischen Klinge Nr. 11 in kleine Stücke mit einer Größe von ca. 0,25 mm3 . Einmal mit vorgekühltem sterilem 1x PBS spülen. Entsorgen Sie die Flüssigkeit.
- 2 ml vorgewärmte (37 °C) Aufschlusslösung mit hochkonzentrierter Kollagenase II (25 mg/ml, gelöst in sterilem Dulbecco's Modified Eagle Medium/Nutrient Mixture F-12 [DMEM/F12] Basalmedium) zugeben, um den Gewebeblock abzudecken.
- Inkubieren Sie die Zellkulturplatte in einem befeuchteten 5%igen CO2 -Inkubator bei 37 °C für 15 min für den enzymatischen Aufschluss. Entsorgen Sie die Flüssigkeit nach der Inkubation.
- Wiederholen Sie die Schritte 3.2 und 3.3.
HINWEIS: Der hochkonzentrierte Enzymaufschluss ist ein vorbereitender Schritt. Es zielt darauf ab, das Gewebe vorzuverdauen, seine Struktur für eine bessere spätere Verdauung teilweise aufzubrechen und Matrixadhäsionen zu entfernen, die durch das Schneiden aus der Gewebeperipherie entstehen können. - 2 ml vorgewärmte (37 °C) Aufschlusslösung mit niedrig konzentrierter Kollagenase II (5 mg/ml, gelöst in sterilem DMEM/F12-Basalmedium) zugeben, um den Gewebeblock zu bedecken.
- Inkubieren Sie die Zellkulturplatte in einem befeuchteten 5%igen CO2 -Inkubator bei 37 °C für 6-8 h zum Aufschluss und beobachten Sie den Fortschritt der Zelltrennung. Führen Sie gelegentlich langsames horizontales Schütteln (80-120 U/min) oder sanftes Pipettieren durch, um die Lyseeffizienz zu verbessern.
HINWEIS: Bei neonatalem Mausgewebe ist die Zellfreisetzung nach etwa 3 Stunden sichtbar, wobei eine vollständige Isolierung zwischen 6 und 8 Stunden erreicht werden kann. Während der 6-8-stündigen Kollagenase II-Behandlung ist die Lyse stündlich zu beobachten und die Verdauung zu beenden, wenn mit bloßem Auge keine offensichtlichen Gewebestücke sichtbar sind und 90% der Zellen unter dem Mikroskop frei und in Suspension sind. Während des Verdauungsprozesses kann beobachtet werden, wie sich vakuolenähnliche Chondrozyten unter dem Lichtmikroskop allmählich von der Knorpelgewebemasse lösen. Dieser Schritt kann mehrmals wiederholt werden, um die durch einen längeren Verdau verursachte Schädigung der Chondrozyten zu minimieren, und die Aufschlusslösung kann durch eine frische niedrig konzentrierte Kollagenase-II-Aufschlusslösung ersetzt werden, um die Zellausbeute zu erhöhen. - Filtern Sie alle Aufschlussprodukte durch ein 100-μm-Zellsieb in ein steriles 50-ml-Zentrifugenröhrchen.
HINWEIS: Verwenden Sie ein 100-μm-Zellsieb, um den Verlust von Chondrozytenaggregaten zu verhindern und die Ausbeute zu erhöhen. Verbleibende Gewebefragmente werden beim Mediumaustausch entfernt. - Spülen Sie die Zellkulturplatte mit sterilem 1x PBS aus. Erneut durch das Zellsieb filtrieren.
- Sammeln Sie das gesamte Filtrat aus dem vorherigen Schritt in einem 15-ml-Zentrifugenröhrchen. Bei 300 × g 5 min bei Raumtemperatur zentrifugieren, wobei die Bremse ausgeschaltet wird. Den Überstand nach der Zentrifugation verwerfen.
- Fügen Sie 2 mL steriles 1x PBS hinzu und resuspendieren Sie den Niederschlag vorsichtig durch leichtes Blasen und Aspirieren mit einer Pipette. In ein steriles 15-ml-Zentrifugenröhrchen umfüllen. Bei 300 × g 5 min bei Raumtemperatur zentrifugieren, wobei die Bremse ausgeschaltet wird. Den Überstand nach der Zentrifugation verwerfen.
- Resuspendieren Sie das Präzipitat aus Schritt 4.10 mit 2 ml frisch zubereitetem sterilem DMEM/F12-Komplettmedium, das 15 % fötales Rinderserum (FBS) und 1 % P/S enthält. Zählen Sie die geerntete Zellsuspension mit einem Hämozytometer auf und geben Sie die Zellen dann in eine sterile 10-cm-Kulturschale bei 2-2,5 × 105 Zellen/cm2. Ergänzung zu einem Endvolumen von 10 mL mit vollständigem Medium.
HINWEIS: Die Aussaatdichte der Chondrozyten sollte 2-2,5 × 105 Zellen/cm2 betragen, da die Aussaat mit niedriger oder mittlerer Dichte zu einer phänotypischen Verschiebung der Gelenkchondrozyten in Richtung Fibroblasten führen kann. Die Proliferationsaktivität und Lebensfähigkeit der isolierten Primärzellen kann mit optionalen MTT-Assays oder Trypanblau-Ausschlussfärbung (optionaler Schritt) beurteilt werden. - In einem befeuchteten 5 % CO2 -Inkubator bei 37 °C inkubieren.
- Ersetzen Sie es durch frisches DMEM/F12-Komplettmedium (mit 10 % FBS, 1 % P/S), nachdem unter einem optischen Mikroskop festgestellt wurde, dass die Zellen vollständig an der Wand haften.
- Wechseln Sie das Medium alle 2 Tage. Kultivieren Sie weiter, bis der Konfluenzwert 70% erreicht, dann können weitere Experimente durchgeführt werden.
HINWEIS: Die Serumkonzentration im Kulturmedium kann je nach Zellzustand auf 15 % erhöht werden. Abbildung 2 zeigt ein vereinfachtes schematisches Diagramm der Verdauung, Isolierung und Kultivierung von Primärzellen im Knorpelgewebe.
Abbildung 2: Vereinfachtes Verfahren für die Verdauung von Knorpelgewebe, die Isolierung von Primärzellen und die Kultur. Der Knorpel wurde zerkleinert und 15 Minuten lang kontinuierlich mit hochkonzentrierter Kollagenase-II-Aufschlusslösung verdaut, einmal wiederholt und dann 6-8 Stunden lang mit niedrig konzentrierter Kollagenase-II-Aufschlusslösung verdaut, um die Zellen zu isolieren. Anschließend wurde das verdaute Gewebe filtriert, das Filtrat aufgefangen und zentrifugiert. Das Zellpellet wurde mit 1x PBS gewaschen und in DMEM/F12-Medium kultiviert, bis der Konfluenz 70% erreichte, woraufhin die Zellen für nachfolgende Experimente bereit waren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
4. Funktionsnachweis von primären Chondrozyten
- Metabolismus und Veränderungen der Chondrozyten unter entzündlichen Bedingungen.
- Behandeln Sie die Zellen 24 h lang mit 10 ng/ml IL-1β, um entzündliche Zustände zu simulieren.
- Für RT-qPCR und Western Blot extrahieren Sie die Gesamt-RNA oder das Gesamtprotein, um die metabolischen Indikatoren der extrazellulären Matrix der Chondrozyten nachzuweisen, wie z. B. COL2A1, MMP13.
HINWEIS: Abbildung 3 zeigt ein schematisches Diagramm der funktionellen Validierung von primären Chondrozyten und der anschließenden experimentellen Verfahren. Die Informationen zu den Antikörpern sind in der Materialtabelle aufgeführt. Detaillierte Verfahren für Western Blotting und RT-qPCR sind in Tabelle 1, Tabelle 2, Tabelle 3, Tabelle 4 und Tabelle 5 aufgeführt. Alle Methoden folgten den Standardprotokollen11,18.
Abbildung 3: Schematische Darstellung des Programms zur Validierung der Funktion der primären Chondrozyten. Entzündliche Erkrankungen, die durch die IL-1β-Behandlung induziert werden; Auswirkungen auf knorpelassoziierte Phänotypen, die durch RT-qPCR und Western Blot bewertet wurden. Abkürzungen: IL-1β = Interleukin-1β; RT-qPCR = Quantitative Polymerase-Kettenreaktion mit reverser Transkription. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
| Bedingungen für den Arbeitsablauf beim Western Blotting | |
| Schritt | Zustand / Reagenz |
| SDS-PAGE Gel-Vorbereitung | 8 % (w/v) Tris-HCl Trenngel |
| Stapel-Elektrophorese | 80 V, 30–40 min |
| Elektrophorese auflösen | 120 V, 1–1,5 h |
| Übertragung | Halbtrocken, 15 V, 30–60 min |
| Blockierend | Schnellblockpuffer, 2 h bei Raumtemperatur |
Tabelle 1: Bedingungen für den Arbeitsablauf beim Western-Blotting. Zusammenfassung der Western-Blotting-Bedingungen, einschließlich SDS-PAGE-Zusammensetzung, Elektrophoreseparameter, Transfereinstellungen und Blockierungsverfahren.
| Reverse-Transkriptions-Reaktionsmischung | |
| Bestandteil | Volumen (μL) |
| 5× Transkriptor-Reverse-Transkriptase-Reaktionspuffer | 4 |
| Desoxynukleotid-Mix (je 10 mM) | 2 |
| Protector RNase Inhibitor (40 U/μL) | 0.5 |
| Transkriptor-Reverse-Transkriptase (20 U/μL) | 0.5 |
| Nukleasefreies Wasser | bis 20 |
| Gesamtvolumen | 20 |
Tabelle 2: Reverse Transkriptionsreaktionsmischung. Zusammensetzung der Reverse-Transkriptionsreaktion für die cDNA-Synthese.
| Primer-Informationen für die RT-qPCR von primären Chondrozyten der Maus | ||||
| Name des Gens | Sequenz(5'3 ') | Glühtemperatur (°C) | ||
| mGapdh | Vorwärts | TGGCCTTCCGTGTTCCTAC | 60 | |
| Rückwärts | GAGTTGCTGTTGAAGTCGCA | |||
| mCol2a1 | Vorwärts | TGACCTCAACTACATGGTCTACA | 60 | |
| Rückwärts | CTTCCCATTCTCGGCCTTG | |||
| mMmp13 (mMmp13) | Vorwärts | CTTCTTCTTGTTGAGCTGGACTC | 60 | |
| Rückwärts | CTGTGGAGGTCACTGTAGACT | |||
Tabelle 3: Primerinformationen für die RT-qPCR von primären Chondrozyten der Maus. Sequenzen und Annealing-Temperatur (60 °C) von Primern, die zur Quantifizierung von Gapdh-, Col2a1- und Mmp13-Transkripten in primären Chondrozyten der Maus verwendet werden.
| RT-qPCR-Reaktionsmischung | |
| Bestandteil | Volumen (μL) |
| 2 × SYBR Green qPCR Mastermix | 10 |
| Verdünntes cDNA-Template | 8 |
| Vorwärts-Grundierung (10 μM) | 1 |
| Umgekehrter Primer (10 μM) | 1 |
| Gesamtvolumen | 20 |
Tabelle 4: RT-qPCR-Reaktionsmix. RT-qPCR-Reaktionsmix (20 μl) mit SYBR Green Mastermix, Template und Primern.
| RT-qPCR-Zyklusprotokoll | ||
| Schritt | Temperatur (°C) | Zeit |
| Anfängliche Denaturierung (×1) | 95 | ca. 10 Minuten |
| Denaturierung (×40) | 95 | 5 Sek. |
| Glühen/Verlängern (×40) | 60 | 15 Sek. |
| Verlängerung (×40) | 72 | 30 Sek. |
| Schmelze-Kurve (×1) | 95 55 95 | 60 s 30 s 30 s |
Tabelle 5: RT-qPCR-Zyklusprotokoll. Die Denaturierung bei 95 °C für 5 s, das Glühen/Dehnen bei 60 °C für 15 s und eine abschließende Schmelzkurvenanalyse wurden für 40 Zyklen durchgeführt.
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Ergebnisse
Wie in Abbildung 1, Abbildung 2 und Abbildung 3 beschrieben, führten wir das Protokoll durch und isolierten erfolgreich primäre Chondrozyten aus Kniegelenken von Mäusen. Von etwa 10 mg neonatalem Mausknorpel erhielten wir etwa 1 × 104 Zellen mit einer Lebensfähigkeit von >90%. Am ersten Tag der In-vitro-Kultur zeigten die primären Chondrozyten der Maus eine abgerundete Morphologie, wobei die m...
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Diskussion
Die Isolierung und Kultivierung primärer Chondrozyten ist essentiell für die Aufklärung der Pathophysiologie von Knorpelerkrankungen22. In der primären Chondrozytenkultur ist die Optimierung der Kollagenasekonzentration und der Verdauungszeit von entscheidender Bedeutung, da sie den Abbau der extrazellulären Matrix ausgleicht und gleichzeitig potenzielle Zellschäden reduziert17. Darin beschreiben wir eine zuverlässige und reproduzierbare Methode zur Isolierung primärer Chon...
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Offenlegungen
Die Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte haben.
Danksagungen
Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (Nr. 82370909) unterstützt. Abbildung 1, Abbildung 2 und Abbildung 3 wurden mit Figdraw erstellt.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 1&mal; PBS Pulver (2 L) | Servicebiografie | G0002-2L | |
| 100 mm Zellkulturschalen | Servicebiografie | CCD-100 | |
| 100 μ M-Zell-Sieb | Sangon Biotech | F613463-0001 | |
| Konisches 15-ml-Zentrifugenröhrchen (steril, enzymfrei) | Servicebiografie | EP-1501-J | |
| Konisches 50-ml-Zentrifugenröhrchen (steril, enzymfrei) | Servicebiografie | EP-5001-J | |
| 6-Well-Zellkulturplatte | Servicebiografie | CCP-6H | |
| Polyklonaler Anti-COL2A1-Kaninchen-Antikörper | Immunoway | YT1022 | Primäre Antikörper; Weißabstand: 1/500 |
| Monoklonaler Anti-GAPDH-Antikörper für die Maus | Proteintech-Technologie | 60004-1-IG | Primäre Antikörper; WB: 1/2000 |
| Anti-MMP13 polyklonaler Kaninchen-Antikörper | Immunoway | YT2796 | Primäre Antikörper; Weißabstand: 1/1000 |
| Aseptische Ultra-Clean-Bank | Thermo Fischer | 51029704 | |
| Inkubator für Zellkulturen | Thermo Fischer | 51033782 | |
| Kollagenase II | Solarbio GmbH | Nr. C8150 | |
| Kundenspezifische Grundierungen (Gapdh, Col2a1, Mmp13) | Sangon Biotech | Entworfen mit Primer BLAST | |
| DMEM/F12 mittel | Hyklon | SH30023.01 | |
| Fötales Rinderserum | ExZelle | FCS500 | |
| HRP-Goat Anti-Maus polyklonaler Antikörper | Immunoway | RS0001 | Sekundäre Antikörper; Weißabstand: 1/10000 |
| HRP-Goat Anti-Kaninchen polyklonaler Antikörper | Immunoway | RS0002 | Sekundäre Antikörper; Weißabstand: 1/10000 |
| Inverses Phasenkontrastmikroskop | OLYMP | CKX53 | |
| Mikropipette | Thermo Fischer | ||
| Miniatur-Tischzentrifuge | SUNNE | SN-TDL-6 | |
| Chirurgische Klinge Nr. 11 | Servicebiografie | QXJZ-11 | |
| Penicillin-Streptomycin-Lösung (100X) | Beyotime | Nr. C0222 | |
| Set Sezierinstrumente für Kleintiere | Servicebiografie | QXTZ01 |
Referenzen
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