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Methodenartikel

Hochdurchsatzfähiges dreidimensionales Gewebemodell zur Quantifizierung von Elektroporationsschwellen

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DOI:

10.3791/68494

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19. August 2025

 ,  ,  , 
1North Carolina State University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll verwendet computergestützte Modellierung, um reversible und irreversible Elektroporationsschwellen unter Verwendung der räumlichen Verteilung transfizierter Zellen innerhalb einer dreidimensionalen Gewebeimitation für die Hochdurchsatzanalyse von Elektroporationsprotokollen zu quantifizieren.

Zusammenfassung

Die Elektroporation ist eine vielversprechende Technologie, bei der elektrische Impulse für die Verabreichung von Makromolekülen und die Weichteilablation verwendet werden, mit Anwendungen, die die Prophylaxe der nächsten Generation und die Behandlung genetischer Krankheiten wie Krebs umfassen. Diese Studie demonstriert ein hochdurchsatzfähiges 3D-Gewebekulturmodell zur Quantifizierung der reversiblen und irreversiblen Elektroporationsschwellen für ein gegebenes Elektroporationsprotokoll. Durch die Verwendung eines ungleichmäßigen elektrischen Feldes und die Analyse der räumlichen Verteilung transfizierter Zellen können sowohl reversible als auch irreversible Schwellenwerte innerhalb einer einzigen Probe identifiziert werden, was die Effizienz der Charakterisierung von Elektroporationsprotokollen erhöht, insbesondere für die in vivo-Translation . Um diese Fähigkeit zu demonstrieren, wurden 3D-Gewebe-Imitics, die HEK293-Zellen enthielten, mit einer Ring- und Pin-Elektrode transfiziert, um ein GFP-kodierendes Plasmid zu verabreichen. Die Elektroporationsschwellen wurden dann auf der Grundlage von Fluoreszenzmikroskopiebildern der transfizierten Proben abgeleitet. Dieses Modell zeigt das Potenzial für den Einsatz als Mittel zur Hochdurchsatz-Evaluierung von Elektroporationsprotokollen, ein wesentlicher Vorteil gegenüber aktuellen Methoden zur Bewertung dieser Schwellenwerte, die tendenziell zeitintensiv und weniger repräsentativ für In-vivo-Bedingungen sind.

Einleitung

Die reversible Elektroporation (RE) ist eine etablierte Methode, um eine Vielzahl von normalerweise membranundurchlässigen Verbindungen und Molekülen in Zellen zu bringen 1,2,3. Hier werden gepulste elektrische Felder (PEFs) verwendet, um eine kritische elektrische Feldstärke zu erreichen, die transiente, lokalisierte Nanoporen entlang von Teilen der Zellmembran induziert. RE wurde verwendet, um eine Vielzahl von Molekülen und Verbindungen zu verabreichen, die von Farbstoffen und Nukleinsäuren bis hin zu Chemotherapeutika und anderen Arzneimittelnreichen 4,5,6,7,8,9,10. Wenn die Intensität des elektrischen Feldes jedoch ausreichend erhöht wird, kann sie eine höhere kritische Schwelle erreichen, was zu einer raschen Abnahme der Zellviabilität führt 1,2,11,12. Dieser Prozess ist als irreversible Elektroporation (IRE) bekannt und wurde für die Weichteilablation untersucht, einschließlich zur Behandlung von ansonsten inoperablen Tumoren und Herzrhythmusstörungen 11,12,13,14,15,16. Um die Behandlungsergebnisse zu verstehen und zukünftige Behandlungen zu informieren, ist die Quantifizierung dieser RE- und IRE-Schwellenwerte in der Elektroporationsforschung gängige Praxis 12,17,18,19,20. Die RE- und IRE-Schwellenwerte variieren jedoch in Abhängigkeit von vielen Faktoren, einschließlich des Zelltyps, der angelegten Spannung, der Impulsdauer, der Anzahl der Impulse und der Impulsabgaberate 1,17,18,21,22.

Elektroporationsprotokolle weisen eine Reihe von Parametern auf, die zu unterschiedlichen RE- und IRE-Schwellenwerten führen 1,17,18,21,22. Optimale Behandlungsspannungen und Wellenformen sind seit langem erforscht. Die meisten kommerziell erhältlichen Elektroporationstechnologien verwenden Protokolle mit monopolaren PEFs in der Größenordnung von 100 μs bis 10 ms23. Während diese Protokolle klinisch relevante Ergebnisse erzielen, induzieren sie in vivo intensive Muskelkontraktionen 24,25,26. Aus diesem Grund sind kürzere, bipolare Mikrosekundenpulse, die diese Stimulation abschwächen, in jüngster Zeit zu einem interessanten Thema geworden 1,11,24. Diese Pulse führen jedoch neue Faktoren ein, die die RE- und IRE-Schwellenwerte beeinflussen, einschließlich der Pulssymmetrie, der Burst-Dauer und der Temperaturabhängigkeit 1,17,22,27. Darüber hinaus wurde gezeigt, dass der Zelltyp und die Gewebeeigenschaften sowohl die RE- als auch die IRE-Ergebnisse signifikant beeinflussen 19,28,29. Da sich das Feld weiterentwickelt, besteht die Notwendigkeit, weiter zu charakterisieren, wie sich diese Faktoren und ihre Wechselwirkungen untereinander und mit anderen möglichen Umweltfaktoren auf die RE- und IRE-Schwellenwerte auswirken, was es zunehmend notwendig macht, die experimentelle Effizienz zu verbessern, um Experimente mit höherem Durchsatz zu ermöglichen.

Typische In-vitro-Elektroporationsexperimente testen Protokolle, indem Zellen in einer Küvette mit parallel leitfähigen Platten behandelt werden, was zu einer gleichmäßigen elektrischen Feldverteilung innerhalb der Küvette während der Behandlung führt 19,30,31,32,33,34. Wie bereits erwähnt, ist es notwendig, die RE- und/oder IRE-Schwellenwerte eines Protokolls zu identifizieren, um eine optimale angelegte Spannung für eine bestimmte Behandlung zu ermitteln. Um dies in Küvettenstudien zu erreichen, müssen mehrere Küvetten mit jeweils diskret angelegten Spannungen behandelt werden. Dies erfordert eine beträchtliche Anzahl von Proben, die separat vorbereitet, behandelt und analysiert werden müssen, was den experimentellen Durchsatz einschränkt. Um diesen Prozess zu verbessern, wurden sowohl 2D35,36 als auch 3D 13,20,27,37,38,39 Kulturmodelle entwickelt, um ein Kontinuum von Feldstärken in einer einzelnen Probe unter Verwendung von Elektroden zu bewerten, die ungleichmäßige Feldverteilungen erzeugen 13,20,27,37.38,39. Die RE- und IRE-Schwellenwerte werden dann aus Rechenmodellen der elektrischen Feldverteilung 13,20,27,37,38 abgeleitet. Dadurch wird die Anzahl der benötigten Proben erheblich reduziert und ein höherer Durchsatz bei der Schwellenwertquantifizierung ermöglicht.

Dieser Artikel zielt darauf ab, diesen Ansatz für die Quantifizierung von RE- und IRE-Feldern in einem 3D-In-vitro-Modell zu demonstrieren, um sein Potenzial als Mittel zur effizienten Bewertung von Elektroporationsprotokollen in verschiedenen Umgebungen (z. B. Zelltypen, Behandlungsparameter, zu verabreichende Moleküle) zu demonstrieren.

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Protokoll

Die in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung der Zellen

  1. In einer Biosicherheitswerkbank × Platte 1 105 Zellen/ml der Zelllinie HEK293 in einem Volumen von 10 ml pro Gewebekultur-T75-Kolben in Eagle's Minimum Essential Medium, ergänzt mit 10 % (v/v) fötalem Rinderserum und 1 % Penicillin-Streptomycin.
  2. Inkubieren Sie HEK293-Zellen in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2 -Umgebung.
  3. Ernten Sie die Zellen für Experimente 2 Tage nach der Aussaat, indem Sie das Nährmedium entfernen und die Zellen mit 4 ml 0,25 % Trypsin-EDTA behandeln.
  4. Inkubieren Sie die Zellen und das Trypsin 3-5 Minuten lang in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2 -Umgebung oder bis sich die Zellen von der Kulturoberfläche lösen.
  5. Inaktivieren Sie die enzymatische Aktivität von Trypsin, indem Sie 4 ml des Nährmediums hinzufügen.
  6. Pelletzellen werden 5 Minuten lang bei 180 × g zentrifugiert und in Kulturmedium auf eine Endkonzentration von 8 × 106 Zellen/ml resuspendiert.

2. 3D Erstellung von Gewebemodellen

HINWEIS: Verwenden Sie für diese Schritte das umgekehrte Pipettieren, um das Einbringen von Luftblasen in die Mischung zu verhindern.

  1. Mischen Sie in einer Biosicherheitswerkbank die vorbereitete Suspension von 8 × 106 Zellen/ml gründlich mit Rinderkollagenlösung Typ I (3 mg/ml) im Verhältnis 1:1. Auf Eis oder in ein kaltes Perlbad legen, um eine vorzeitige Polymerisation während der Arbeit mit der Mischung zu verhindern.
  2. Pipettieren Sie 500 μl der kombinierten Lösung, um den Boden jeder Vertiefung einer 12-Well-Platte zu beschichten. Stellen Sie sicher, dass das Gel den Boden gleichmäßig bedeckt, indem Sie beginnen, die Lösung in der Mitte der Vertiefung zu dosieren und dann sanft spiralförmig nach außen zu bewegen.
  3. Schwenken Sie die Platte vorsichtig, um sicherzustellen, dass die Ränder des Gels die Wände der Vertiefung berühren.
  4. Inkubieren Sie die Gele in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2 -Umgebung für 6 Stunden oder bis die Gele fest werden und sich beim Kippen der Platte nicht bewegen.
  5. Kippen Sie die Well-Platte und geben Sie vorsichtig 500 μl Kulturmedium in jede Well, indem Sie es mindestens 1 Stunde vor der Behandlung an der Wand der Platte heruntergleiten lassen. Gele sollten innerhalb von 48 Stunden nach der Herstellung behandelt werden.

3. Herstellung von Elektroden

  1. Entfernen Sie den Luer-Anschluss aus Kunststoff an zwei 1,64 mm Spritzennadeln aus Edelstahl 304. Legen Sie eine Nadel beiseite, um als Stiftelektrode zu dienen. Für die andere Nadel die letzten 5 mm eines Endes flach drücken.
  2. Erstellen Sie die Ringelektrode, indem Sie einen Abschnitt aus einem Rohr aus Edelstahl 316 mit einem Außendurchmesser von 19 mm abschneiden, der lang genug ist, um bündig am Boden der Well-Platte anzuliegen.
  3. Entwerfen Sie einen Elektrodenhalter, wie in Abbildung 1 zu sehen, mit CAD-Software. Stellen Sie sicher, dass der Halter ein zentrales Loch für die Stiftelektrode, eine Nut für die Ringelektrode und ein Loch hat, das die Nut schneidet, damit die abgeflachte Nadel eingeführt werden kann, um eine Presspassung zu erzeugen, die die Ringelektrode an Ort und Stelle hält.
    1. Stellen Sie außerdem sicher, dass der Halter eine Lippe hat, die so konstruiert ist, dass sie eng in eine 12-Well-Platte passt und die Ring- und Stiftelektroden in der Vertiefung so zentriert, dass die Elektroden und die Vertiefung alle koaxial38 sind.
  4. Fertigen Sie den Elektrodenhalter aus Acryl mit etablierten Laserschneidtechniken40.
  5. Montieren Sie die Elektrode, indem Sie die Ring- und Stiftelektroden in den Elektrodenhalter einsetzen.
  6. Sichern Sie die Ringelektrode, indem Sie die Nadel mit einem abgeflachten Ende in die Halterung einpressen.

4. Behandlung des 3D-Gewebemodells mit Elektroporation

  1. Kippen Sie die Platte in einer Biosicherheitswerkbank und saugen Sie 400 μl Nährmedium aus jeder Vertiefung an. Achten Sie darauf, das Gel nicht zu berühren. 100 μl des Mediums sollten in jeder aspirierten Vertiefung verbleiben, um die Gelhydratation aufrechtzuerhalten. Wenn weniger als 400 μl Flüssigkeit zum Aspirieren vorhanden sind (die Pipette lässt keine Flüssigkeit zurück/zieht Luft), fügen Sie 100 μl Nährmedium hinzu.
  2. Geben Sie 20 μl 5 μg/μl GFP-Plasmidlösung in diese aspirierten Vertiefungen (für ein Gesamtvolumen von 120 μl pro Vertiefung), indem Sie die Platte kippen und das Reagenz zu der Flüssigkeit hinzufügen, die sich an der Wand jeder Vertiefung ansammelt. Vorsichtig schwenken, um sicherzustellen, dass es sich gleichmäßig auf der Geloberfläche verteilt.
  3. Inkubieren Sie die Gele in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2 -Umgebung für 10 Minuten.
  4. Führen Sie den faseroptischen Temperaturfühler in die Stiftelektrode ein und beginnen Sie mit dem Ablesen der Temperatur.
  5. Verbinden Sie die Plusleitung des Elektroporators mit der Stiftelektrode und die Minusleitung mit der Nadel, mit der die Ringelektrode befestigt ist.
  6. Schalten Sie die Heizplatte ein und erhitzen Sie die Gele so, dass sie eine Temperatur von 37 °C halten.
  7. Führen Sie die Ring-und-Stift-Elektrode mit faseroptischem Temperaturfühler im Stift in die Vertiefung ein. Stellen Sie sicher, dass der Stift senkrecht zur Platte steht und dass beide Elektroden das Gel vollständig berühren.
  8. Stellen Sie sicher, dass das Gel 37 °C hat.
  9. Führen Sie eine Elektroporationsbehandlung durch.
  10. Fügen Sie 100 μl Medium zu allen Gelen hinzu, die trocken erscheinen.
  11. Wiederholen Sie die Schritte 4.7-4.10.
  12. Sobald alle Behandlungen abgeschlossen sind, inkubieren Sie die Gele in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2 -Umgebung für 10 Minuten.
  13. Kippen Sie die Well-Platte und geben Sie vorsichtig 500 μl Kulturmedium in jede Well, indem Sie es an der Wand der Platte nach unten gleiten lassen.
  14. Inkubieren Sie die Gele in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2 -Umgebung für 24 h.

5. Waschen und Imaging

  1. Kippen Sie die Platte und saugen Sie das Nährmedium aus jeder Vertiefung an. Achten Sie darauf, das Gel nicht zu berühren.
  2. Kippen Sie die Platte und geben Sie vorsichtig 500 μl phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) in jede Vertiefung, indem Sie sie an der Wand der Platte hinuntergleiten lassen.
  3. Inkubieren Sie die Gele in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2 -Umgebung für 5 Minuten.
  4. Kippen Sie die Platte und saugen Sie das PBS aus jeder Vertiefung an. Achten Sie darauf, das Gel nicht zu berühren.
  5. Kippen Sie die Platte und geben Sie vorsichtig 500 μl phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) in jede Vertiefung, indem Sie sie an der Wand der Platte hinuntergleiten lassen.
  6. Schwenken Sie die Platte vorsichtig, kippen Sie sie und saugen Sie das PBS aus jeder Vertiefung an. Achten Sie darauf, das Gel nicht zu berühren.
  7. Fügen Sie 100 μl frisches PBS hinzu, um die Gele für die Bildgebung mit Feuchtigkeit zu versorgen.
  8. Bildplatte unter Verwendung von Standard-Fluoreszenzmikroskopietechniken. Dies sollte Bilder von Gelen mit einer deutlichen grünen, torusförmigen Region liefern, in der die reversiblen und irreversiblen elektrischen Feldschwellen den äußeren bzw. inneren Rand der Region begrenzen.
  9. Kippen Sie die Well-Platte und geben Sie vorsichtig 500 μl Kulturmedium in jede Well, indem Sie es an der Wand der Platte nach unten gleiten lassen.
  10. Inkubieren Sie die Gele in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO2 -Umgebung für 24 h.
  11. Wiederholen Sie die Schritte 5.1 bis 5.10 für jeden Zeitpunkt.

6. Erstellung von Rechenmodellen

  1. Öffnen Sie eine Physiksimulationssoftware, und erstellen Sie ein neues achsensymmetrisches 2D-Modell, das die Physik für elektrische Ströme, Wärmeübertragungen in Festkörpern und elektromagnetische Erwärmung verwendet.
  2. Erstellen Sie Parameter für die Spannung, die Umgebungstemperatur, die Temperatur der Heizplatte, den Temperatursollwert, die Impulsabgaberate, die integrierte elektrische Dosis und die Abmessungen der Ring- und Pin-Elektroden, des Gels und der Well-Platte des Versuchsaufbaus.
  3. Erstellen Sie Domänengeometrien, die einen radialen Querschnitt der Ring- und Stiftelektroden, des Gels und der Well-Platte des Versuchsaufbaus darstellen, wie in Abbildung 2A zu sehen.
  4. Platzieren Sie einen Sondenpunkt in der zentralen Elektrode in der Hälfte der Gelhöhe, um die faseroptische Temperatursonde darzustellen, die bei In-vitro-Experimenten verwendet wird.
  5. Erstellen Sie eine stückweise Funktion, die temperature als Eingabeargument verwendet.
  6. Definieren Sie die Funktion so, dass ihr Wert 1 ist, wenn die Temperatur kleiner als der in Schritt 6.2 definierte Temperatursollwert ist, andernfalls 0.
  7. Wenden Sie eine Spannungsrandbedingung auf die oberste Fläche der Domänengeometrie an, die die Stiftelektrode darstellt, und legen Sie den Spannungswert auf den in Schritt 6.2 definierten Spannungsparameter fest, multipliziert mit der stückweisen Funktion aus Schritt 6.6, die bei der Temperatur des in Schritt 6.4 erstellten Sondenpunkts ausgewertet wurde.
  8. Wenden Sie eine Masserandbedingung auf die oberste Fläche der Domänengeometrie an, die die Ringelektrode darstellt.
  9. Wenden Sie eine Randbedingung für elektrische Isolierung auf alle verbleibenden Domänengrenzen an.
  10. Erstellen Sie eine kontinuierliche Funktion, die die Temperatur verwendet.
  11. Definieren Sie die Funktion unter Verwendung eines etablierten Modells27 der temperaturabhängigen Leitfähigkeit des Kollagengels als 0,8277 + 0,0323*T.
  12. Definieren Sie ein benutzerdefiniertes Material und stellen Sie die elektrische Leitfähigkeit auf die in Schritt 6.11 definierte kontinuierliche Funktion ein. Tragen Sie dieses Material auf die Geldomäne auf.
  13. Definieren Sie Materialien oder verwenden Sie Software-Standardwerte, falls verfügbar, um den Stift- bzw. Ringelektrodendomänen 304 und 316 Edelstahl und den Well-Plattendomänen Polystyrol zuzuweisen.
  14. Wenden Sie eine Temperaturrandbedingung auf die Basis des Modells an, und legen Sie den Temperaturwert auf 37 °C fest.
  15. Wenden Sie eine Randbedingung für Oberflächenumgebungsstrahlung auf alle anderen Domänenkanten an, die nicht mit einer anderen Domäne verbunden sind, und legen Sie den Emissionsgrad auf 0,97, 0,9 und 0,075 fest, je nachdem, ob die Domäne Teil der Platte, des Gels oder der Elektrode war27.
  16. Fügen Sie dem Modell ein freies Dreiecksnetz hinzu. Legen Sie die Elementgröße auf Feinerer fest.
  17. Wenn Sie eine Vielzahl von Parameterebenen auswerten, erstellen Sie einen parametrischen Sweep, der alle Werte auflistet, bei denen ein Parameter ausgewertet werden soll.
  18. Führen Sie die Simulation aus, indem Sie auf die Schaltfläche Berechnen klicken.
  19. Erstellen Sie nach Abschluss des Vorgangs ein 2D-Schnittliniendiagramm des elektrischen Feldes im Abschnitt Ergebnisse.
  20. Definieren Sie die Schnittlinie, die von der Stiftelektrode zur Ringelektrode durch die Mitte der Geldomäne verläuft. Dies sollte zu einem exponentiellen Zerfall vom Rand der Stiftelektrode bis zum Rand der Ringelektrode führen.
  21. Exportieren Sie die Zeichnungsdaten als .csv- oder .xlsx Datei, um eine Nachschlagetabelle zu erstellen.

7. Ableitung von Schwellenwerten

  1. Messen Sie mit der Software des Mikroskops den Durchmesser der Außen- und Innenkanten des torusförmigen Bereichs entlang der vertikalen und horizontalen Achse. Wenn die Software nicht über diese Funktion verfügt, verwenden Sie ImageJ, um dies zu tun.
  2. Mitteln Sie den Außen- bzw. Innendurchmesser und dividieren Sie durch zwei, um die Außen- und Innenradien des torusförmigen Bereichs zu berechnen. Der äußere Radius markiert den RE-Schwellenwert. Der innere Radius markiert den IRE-Schwellenwert.
  3. Leiten Sie mit Hilfe der in Schritt 6.21 erstellten Nachschlagetabelle die elektrische Feldstärke bei den gemessenen Radien ab.

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Ergebnisse

Die Ring- und Pin-Elektrode lieferte erfolgreich ein DNA-Plasmid, das für ein grün fluoreszierendes Protein (GFP) kodiert, in 3D-Kollagengewebe-Imitatik, die in HEK293-Zellen eingebettet ist. Die erfolgreiche Quantifizierung der RE-Schwelle wurde erreicht, indem der äußere Radius der transfizierten Region gemessen und die entsprechende Feldintensität aus dem Computermodell des Versuchsaufbaus abgeleitet wurde, wie in Abbildung 2 zu sehen ist. Die IRE-Schwelle...

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Diskussion

Mit dieser Methode können reversible und irreversible Elektroporationsschwellen identifiziert werden, ohne dass mehrere Proben bei diskreten Spannungen getestet werden müssen. Die Verwendung eines ungleichmäßigen elektrischen Feldes ermöglicht eine Quantifizierung basierend auf der räumlichen Verteilung der transfizierten Zellen im Modell. Mit dieser ungleichmäßigen Verteilung sind jedoch Einschränkungen verbunden. In erster Linie sind die hierin beschriebenen RE- und IRE-Schwellenwerte ...

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Offenlegungen

Die Autoren machen keine Angaben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde an der North Carolina State University durchgeführt und von den National Institutes of Health (R01CA272550) finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,25 % Trypsin-EDTAGibco25200056
1000 μl PipettenspitzenFisher Scientific13-811-164
Konisches 15-ml-RöhrchenFisher Scientific14-959-70C
200 μl PipettenspitzenFisher Scientific13-811-139
304 Edelstahl Nadeln mit stumpfer SpitzeMcMaster CarrArtikel-Nr.: 75165A753
316 EdelstahlrohrMcMaster CarrArtikel-Nr.: 89785K319
AcrylMcMaster CarrArtikel-Nr.: 8505K754
BiosicherheitswerkbankFisher Scientific13-261-312
CAD-SoftwareDassault SystemsSolidWorks
ZentrifugeNuaireNU-C200R
ElektroporatorHbio45-0662In dieser Studie wurden ein speziell angefertigtes Gerät und ein BTX ECM 830 System verwendet
EMEMFisher ScientificMT10009CVDies kann variieren bei Verwendung einer anderen Zelllinie als HEK293
Falcon 12-Well-Multiwell-Zellkulturplatte mit klarem Flachboden, TC-behandelt, mit DeckelCorning353043Jede 12-Well-Platte kann verwendet werden, stellen Sie einfach sicher, dass die Well-Abmessungen bei der Herstellung des Elektrodenhalters berücksichtigt werden.
FBSFisher ScientificA5670701
LWL-TemperaturfühlerMicronor Inc.Artikel-Nr.: TS5-20MM-02
GFP-PlasmidAldeverongWiz-GFP
HEK293 ZellenATCCCRL-1573Andere Zelllinien können verwendet werden, stellen Sie einfach sicher, dass das richtige Kulturmedium verwendet wird
KochplatteThermoelectric Cooling America CorporationAHP-301CPV
Eis- oder gekühltes PerlenbadFisher Scientific10-876-001
Bildanalyse-SoftwareLeicaLAS X
BrutkastenFisher Scientific15-015-2633
Inverses FluoreszenzmikroskopLeicaDMi8
LaserschneiderMcMaster Carr7344N11
Penicillin-StreptomycinFisher Scientific15140122
Pipetten-KitFisher Scientific14-388-100
SimulationssoftwareCOMSOLCOMSOL Multiphysik 6.2
T75 KolbenFisher Scientific156499
Typ I RinderkollagenlösungFortschrittliche Biomatrix50053 mg/ml

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