Methodenartikel

Operationstechnik zur Implantation einer biomimetischen künstlichen Bandscheibe in ein Ziegentiermodell

1.2K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/68623

⸱

10. Oktober 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Clinical Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, Utrecht University, 2Research and Academic Service, Faculty of Veterinary Medicine, Kasetsart University, 3Orthopedic Biomechanics, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology, 4Department of Orthopedics, University Medical Center Utrecht, 53D Lab, Division of Surgical Specialties, Utrecht Medical Center Utrecht

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In dieser Studie wird eine neuartige Operationstechnik zur Implantation einer biomimetischen künstlichen Bandscheibe (BioAID) vorgestellt. Die Methode gewährleistet eine präzise Positionierung und Stabilität und zielt darauf ab, die Funktion der Halswirbelsäule anhand eines Ziegenmodells wiederherzustellen. Diese Technik ist vielversprechend für die klinische Anwendung sowohl bei menschlichen als auch bei Hunden, die an Myelopathie der Halswirbelsäule leiden.

Zusammenfassung

Die zervikale Bandscheibenendoprothetik (CDA) hat sich als chirurgische Lösung für Patienten mit degenerativer kompressiver zervikaler Myelopathie herausgestellt, stößt jedoch auf Einschränkungen, insbesondere bei der Erzielung einer stabilen Integration. Eine der größten Herausforderungen bei aktuellen Bandscheibenprothesen ist das Risiko von Migration und Luxation aufgrund unzureichender Osseointegration mit den angrenzenden Wirbeln. Während die CDA in der Humanmedizin eine etablierte Behandlung ist, werden Hunde mit zervikaler Myelopathie routinemäßig mit dekompressiven Operationen behandelt. In der Veterinärmedizin besteht ein besonderes Interesse an innovativen Therapien, wie z.B. der Bandscheibenendoprothetik. Vor kurzem wurde eine neuartige biomimetische künstliche Bandscheibe (BioAID) entwickelt. Diese künstliche Bandscheibe repliziert die wichtigsten Merkmale der natürlichen Bandscheibe, indem sie einen viskoelastischen Kern und einen Zugfasermantel enthält, der den Nucleus pulposus bzw. den Annulus fibrosus nachahmt. Titan-Endplatten mit Kielen sorgen für eine sichere Fixierung, und der Fasermantel erleichtert die Osseointegration mit den angrenzenden Wirbeln, um das Risiko einer Migration im Laufe der Zeit zu minimieren. Da Ziegen ein häufig verwendetes und leicht verfügbares Tiermodell für die Wirbelsäulenforschung sind, stellt diese Studie einen umfassenden, praktischen Leitfaden (einschließlich des Designs und der Herstellung des Implantats, der Auswahl und Aufnahme von Versuchstieren, des präoperativen Managements, der Anästhesieprotokolle und der postoperativen Versorgung) für die Implantation des künstlichen Bandscheibengeräts in die Halswirbelsäule von Ziegen vor. Es wird eine detaillierte, schrittweise chirurgische Methodik sowie die Entwicklung kundenspezifischer chirurgischer Instrumente und der Einsatz von bildgebenden Verfahren bereitgestellt, die sowohl intra- als auch postoperativ erforderlich sind. Dieser Ansatz schließt die Lücke zwischen experimenteller Forschung und klinischer Anwendung. Der chirurgische Eingriff wurde bei vier Ziegen erfolgreich durchgeführt, wobei die Überwachung nach der Implantation über 21 Tage bestätigte, dass keine Migration oder Komplikationen stattfanden. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Implantationstechnik die Primärstabilität gewährleistet, was ihre Machbarkeit für eine weitere Bewertung unterstützt. Zukünftige Studien sind erforderlich, um die langfristige Osseointegration und die biomechanische Leistung zu bewerten, bevor dieser Ansatz in klinische Anwendungen sowohl bei Menschen als auch bei Hunden übertragen werden kann.

Einleitung

Weltweit sind Nackenschmerzen die vierthäufigste Ursache für Behinderungen und betreffen jährlich über 30 % der Menschen1. Obwohl Nackenschmerzen häufig mit Alterung und degenerativen Veränderungen in Verbindung gebracht werden, können Nackenschmerzen auch bei jüngeren Menschen und Hunden aufgrund genetischer Faktoren, Lebensgewohnheiten und biomechanischer Belastung auftreten. Während Nackenschmerzen aus verschiedenen Faktoren resultieren können, gehört die Bandscheibenerkrankung (IVD) zu den wichtigsten Ursachen, insbesondere aufgrund ihrer Rolle bei der Kompression neuronaler Strukturen.

In der Halswirbelsäule führt die IVD-Erkrankung zur kompressiven zervikalen Myelopathie (CCM), einer allgemein anerkannten Wirbelsäulenerkrankung, die sowohl Menschen als auch Hunde betrifft 2,3. Beim Menschen manifestiert sich CCM als Nackenschmerzen, Taubheitsgefühl und motorische Dysfunktion2. In ähnlicher Weise sind große Hunderassen wie Deutsche Doggen und Dobermannpinscher anfällig für zervikale Spondylomyelopathie (CSM), allgemein bekannt als Wobbler-Syndrom. Bei der CSM handelt es sich um eine Kompression des Rückenmarks aufgrund von Bandscheibenvorsprüngen, knöchernen Veränderungen der Wirbelkörper, Wirbelinstabilität und degenerativen Veränderungen der Bänder und Facettengelenke. Zusammen verursachen diese Faktoren eine Kompression des Rückenmarks und der Nervenwurzeln, was zu klinischen Symptomen wie einem unkoordinierten Gang, insbesondere in den hinteren Gliedmaßen, führt, zusammen mit einer Schwäche, die sich auf die vorderen Gliedmaßen auswirken kann. Hunde können Nackenschmerzen, Steifheit und Widerwillen zeigen, den Kopf zu senken, und zeigen oft Beschwerden beim Abtasten 4,5. Die am häufigsten diagnostizierte Form des Wobbler-Syndroms bei Hunden ist die bandscheibenassoziierte CSM, die hauptsächlich die Wirbelsäulensegmente C4-C5, C5-C6 und C6-C7 betrifft6.

Im Allgemeinen sprechen Patienten mit Mensch und Hund, die an bandscheibenbedingter CCM bzw. CSM leiden, gut auf konservative medizinische Behandlung, Änderungen des Lebensstils und Physiotherapie an. Human- und Veterinärpatienten mit fortgeschrittenen, degenerativen Formen der IVD-Erkrankung, bei denen eine signifikante Kompression der Nervenstrukturen nicht mehr auf konservative Strategien anspricht, werden operativ behandelt 7,8. Konventionelle chirurgische Techniken der zervikalen Myelopathie, wie z. B. Dekompressions- und Distrktionsstabilisierungsverfahren (Wirbelsäulenfusion), werden häufig eingesetzt, um die neuronale Kompression zu lindern und die Stabilität der Wirbelsäule wiederherzustellen 9,10. Obwohl diese chirurgischen Behandlungen die Schmerzen wirksam lindern können, können sie die Funktion der Wirbelsäuleneinheit nicht wiederherstellen und führen oft zu einer beschleunigten Degeneration oder vollständigen Ruhigstellung des betroffenen Wirbelsäulensegments. Darüber hinaus wurde die Wirbelsäulenfusion mit der Entwicklung der Nachbarsegmentkrankheit (ASD) in Verbindung gebracht, da die Immobilisierung der verschmolzenen Segmente zu einer erhöhten mechanischen Belastung und einer beschleunigten Degeneration auf benachbarten Ebenen führen kann. Nichtsdestotrotz ist dieser Zusammenhang in der Literatur nach wie vor Gegenstand einer anhaltenden Debatte 9,11.

In den letzten zwei Jahrzehnten wurde der Bandscheibenersatz (IVD), bekannt als zervikale Bandscheibenendoprothese (CDA), mit einer künstlichen Bandscheibenprothese eingesetzt, um die Beweglichkeit des Segments zu erhalten, und hat sich nach den FDA-Zulassungen in den frühen 2000er Jahren zu einer etablierten Option in der klinischen Praxis des Menschen entwickelt12. In der präklinischen Phase wurde die Bandscheibenendoprothetik ausgiebig unter Verwendung von experimentellen Tiermodellen wie Ziegen, Schafen und Hunden untersucht 13,14,15. Bisher ist die veterinärmedizinische Anwendung von CDA bei Hunden selten, und es fehlen Langzeit-Follow-up-Studien. Während einige Studien über die Entwicklung künstlicher Bandscheiben zur Aufrechterhaltung der Segmentbeweglichkeit bei Hunden berichtet haben16,17, weisen neuere Erkenntnisse von Falzone et al. (2022) auf wichtige Einschränkungen hin. Ihre Ergebnisse zeigten eine höhere Inzidenz und Schwere von Senkungen bei Hunden, die mit künstlichen Bandscheiben (Adamo-Bandscheibe) behandelt wurden, im Vergleich zu Hunden, die sich einer Distraktionsfixierung unterzogen. Auch klinische Verschlechterungen und die Notwendigkeit einer Revisionsoperation waren bei den Tieren, die mit Adamo-Bandscheiben behandelt wurden, häufiger, was Bedenken hinsichtlich der langfristigen biomechanischen Leistungsfähigkeit aufkommenließ 18.

Obwohl CDA für den Einsatz beim Menschen zugelassen ist und mittlerweile verschiedene Generationen künstlicher Bandscheiben verfügbar sind, gibt es mehrere Einschränkungen, die diese Technik zu einer Herausforderung machen, insbesondere für jüngere Patienten, die eine langfristige Implantatstabilität benötigen19. Zu den kritischsten Themen gehören Migration, Verdrängung und Absenkung der künstlichen Bandscheibe20. Daher wurde eine neuartige künstliche Bandscheibe (BioAID) entwickelt, die auf der Prämisse basiert, dass die Nachahmung der natürlichen Struktur und Biomechanik des IVD dazu beitragen kann, physiologische Belastungsmuster zu erhalten und das Risiko einer Störung des angrenzenden Wirbelsäulensegments zu verringern.

Bei dieser biomimetischen künstlichen IVD (BioAID) wird der Nucleus pulposus (NP) des natürlichen IVD durch einen viskoelastischen Innenkern simuliert, der Anulus fibrosus (AF) wird durch einen zugfesten Fasermantel aus ultrahochmolekularem Polyethylen (UHMWPE) repräsentiert und die Verbindung zwischen dem IVD und den angrenzenden Wirbeln wird durch Titan-Endplatten mit Kielen nachgebildet, die Stabilität, Verankerung und Beständigkeit gegen Migration gewährleisten. Um seine Funktionalität zu bewerten, stützt sich das Implantat auf den Zugang zum ventralen Aspekt des Halses, die Entfernung der IVD und die Verwendung spezieller chirurgischer Instrumente, die speziell für die Implantation künstlicher Bandscheiben entwickelt wurden. Aufgrund der einzigartigen strukturellen und funktionellen Eigenschaften der Bandscheibe, die sie von herkömmlichen CDA-Systemen unterscheidet, ist ein individuell abgestimmter chirurgischer Ansatz erforderlich, zusammen mit diesen speziellen chirurgischen Instrumenten. Mit dem Ziel, die Technik in die klinische Anwendung sowohl bei Human- als auch bei Veterinärpatienten zu überführen, bietet die vorliegende Arbeit ein detailliertes Handbuch für die Implantation von künstlichen Bandscheiben, das die chirurgische Planung und Methode auf C4-C5-IVD-Ebene in einem Ziegenmodell beschreibt - einem Tier, das aufgrund seiner anatomischen Relevanz und Zugänglichkeit häufig in der Wirbelsäulenforschung verwendet wird.

Das biomimetische künstliche IVD ist so konzipiert, dass es die Struktur und Funktion der natürlichen Bandscheibe nachahmt (Abbildung 1A,B). Das ursprüngliche Design dieses Implantats (siehe MATERIALTABELLE) bestand aus einem gallertartigen, quellenden Hydrogel, das den Nucleus pulposus simuliert, einer ultrahochmolekularen Polyethylenmembran (UHMWPE), die den Hydrogelkern umfasste, einem mit Hydroxylapatit beschichteten hochfesten UHMWPE-Fasermantel, der den AF darstellt, und 3D-gedruckten Titan-Endplatten mit Kielen (Abbildung 1C), die die Bandscheibe an den angrenzenden Wirbeln befestigen. Die biomechanische Evaluierung des ursprünglichen Designs dieser neuartigen Bandscheibenprothese zeigte, dass sie das kinematische Verhalten der ersetzten Bandscheibenachahmen kann 21. In der neuesten Version dieses Implantats wurde der Hydrogel-Innenkern durch ein viskoelastisches Material (Polycarbonat-Polyurethan (PCU)) ersetzt (Abbildung 1D). Das künstliche Bandscheibenimplantat wurde zunächst einer Plasmaätzbehandlung und dann einer Sterilisation mit der Gassterilisationsmethode mit Ethylenoxid (EO) unterzogen (siehe MATERIALTABELLE) und mit Hilfe der aeroben/anaeroben Bakterienwachstumsanalyse (ABG) auf Sterilität getestet.

figure-introduction-1
Abbildung 1: Der Aufbau des Bandscheibenimplantats. (A) Schematische Schnittansicht des Bandscheibenimplantats. (B) Reale Bilder des künstlichen Bandscheibenimplantats. (C) Ausführung der Titan-Endplatte mit entsprechenden Messungen. (D) Schematische Darstellung des viskoelastischen Innenkerns. Adaptiert von Jacobs et al. (2023)21 mit Modifikationen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Während der gesamten Studie wurden verschiedene bildgebende Verfahren eingesetzt, um eine präzise Planung, Anleitung und Bewertung der Implantatinsertion zu gewährleisten. Die präoperative Bildgebung war entscheidend für die Beurteilung anatomischer Strukturen und die Überprüfung der Eignung und Passform des Implantats. Die intraoperative Bildgebung unterstützte die präzise chirurgische Ausführung, und die postoperative Bildgebung wurde verwendet, um die Positionierung und Ausrichtung des Implantats zu überprüfen. Alle bildgebenden Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien und den Strahlenschutzbestimmungen durchgeführt.

Die präoperative Röntgenbildgebung wurde mit digitalen Röntgengeräten (siehe MATERIALTABELLE) durchgeführt, um die anatomischen Strukturen zu analysieren und die Größe des IVD-Raumes zu bestimmen, der für die präoperative Planung benötigt wird. Standard-Venprodrosal- und Lateralröntgenaufnahmen wurden mit den richtigen Positionierungs- und Belichtungseinstellungen angefertigt, um die beste Bildqualität zu erzielen. Während der Operation wurde ein C-Bogen-Fluoroskopiegerät (siehe MATERIALTABELLE) verwendet, um den Eingriff zu leiten und die korrekte Implantatinsertion zu bestätigen. Ein hochauflösender CT-Scanner (siehe MATERIALTABELLE) wurde verwendet, um die postoperative Implantatinsertion und die anatomische Ausrichtung zu beurteilen. Für die detaillierte Untersuchung wurden axiale Dünnschichtbilder aufgenommen, die eine multiplanare Rekonstruktion und dreidimensionale Visualisierung ermöglichen. Um eine genaue Beurteilung der postoperativen Ergebnisse zu gewährleisten, wurde die Bildanalyse mit einer speziellen Software durchgeführt (siehe MATERIALTABELLE).

Um ein Handbuch für die Implantation einer künstlichen Bandscheibe zu erstellen, beschreibt das Protokoll das präoperative Management, die Anästhesie, den chirurgischen Eingriff und die postoperative Versorgung.

Protokoll

Das Projekt wurde von der Nationalen Zentralen Behörde für wissenschaftliche Verfahren an Tieren (CCD-Nummer: AVD10800202114750-1) genehmigt, wobei die tierischen Verfahren in einem von der örtlichen Tierschutzbehörde genehmigten Arbeitsprotokoll (14750-1-02) detailliert beschrieben wurden, und zwei Kadaver niederländischer Milchziegen aus einer unabhängigen Studie (CCD: AVD11500202216382) wurden verwendet, um die Implantationstechnik zu testen. Um das Einnistungsverfahren in vivo zu testen, wurden vier weibliche holländische Milchziegen (82-105 kg, 3-5 Jahre alt) von einem lokalen Züchter gekauft. Die Tiere wurden in einer Gruppe unter kontrollierten Umgebungsbedingungen untergebracht, einschließlich regulierter Temperatur, Luftfeuchtigkeit und Belüftung. Sie hatten ad libitum Zugang zu Futter und Wasser und wurden nach den geltenden Tierschutzrichtlinien behandelt.

1. Konstruktion und Herstellung von Instrumenten

  1. Design und Produktion der Versuchs-Bandscheibenprothese
    1. Entwerfen Sie eine Versuchsscheibe mit und ohne Kiel (Abbildung 2A, B) basierend auf der Größe von Bandscheibenimplantaten. Die Versuchsscheibe maß 14 mm × 13 mm × 5 mm, was den Maßen des künstlichen Bandscheibenimplantats entsprach.
    2. Verwenden Sie die spezielle Software (siehe MATERIALTABELLE), um die Testscheibe zu entwerfen, eine Version ohne Kiele und eine Version mit Kiel, und verbinden Sie sie mit einer Haltestange.
      HINWEIS: Die in dieser Studie verwendeten maßgeschneiderten Bandscheibenimplantate hatten ähnliche Abmessungen von 14 mm × 13 mm × 5 mm. Die beiden Versionen der Testscheibe sind für unterschiedliche chirurgische Anforderungen konzipiert: Die Version ohne Kiele wird für die Abgrenzung des IVD-Raumes nach der Diskektomie verwendet, während die Version mit Kiel für die korrekte Bildung von Kanälen in der Endplatte sorgt und als Kielreiniger dient.
    3. Drucken Sie die Testscheibe aus einer medizinischen Titanlegierung (Ti6AI4V ELI Grad 23) mit der selektiven Laserschmelztechnologie mit einem direkten Metalldrucker (siehe MATERIALTABELLE).
    4. Nachbearbeitung der Scheibenversuche, einschließlich manuellem Polieren und Ultraschallreinigung (siehe MATERIALTABELLE).
  2. Konstruktion und Herstellung der Führung für die künstliche Scheibensäge
    1. Scannen Sie den Halter des handelsüblichen Wirbelsäulenkäfigs (siehe MATERIALTABELLE) mit Schwerpunkt auf den beiden Gewindestangen, die den Käfig fest greifen und mit dem Halter verbinden (Abbildung 2C).
    2. Gestalten Sie den Sägeführungskäfig (15 mm x 14 mm x 5 mm), entwerfen Sie einen zentralen Schlitz (13 mm x 1 mm) für die Säge, der auf der Bauchseite offen und auf der dorsalen Seite geschlossen ist (Bild 2C), der als Sägeanschlag dient. Entwerfen Sie zwei kompatible Gewindeeinsätze auf der Bauchseite der Sägeführung, die mit dem Halter kompatibel sind, mit der speziellen Software.
    3. Herstellung der Sägeführung durch selektives Laserschmelzen von Ti6Al4V ELI Grad 23, einer zertifizierten medizinischen Titanlegierung, unter Verwendung eines Direktmetalldruckers, der vom Implantathersteller geliefert wird.
      HINWEIS: Alle Implantationsinstrumente wurden 80 Minuten lang im Dampfautoklavieren bei einer Temperatur von 134 °C sterilisiert (siehe MATERIALTABELLE).
    4. Aufbau des Bandscheibeneinsetzers
      1. Entwerfen Sie einen Inserter basierend auf der Krümmung des dorsalen Bereichs der künstlichen Bandscheibe (Abbildung 2D) und stellen Sie ihn mit Hilfe der selektiven Laserschmelztechnologie mit einer vom Implantathersteller betriebenen Metalldirektdruckmaschine her.
        HINWEIS: Der Ansatz des Implantationsverfahrens wurde zunächst an Halswirbeln von Leichenziegen durchgeführt, um seine Durchführbarkeit und die Eignung der Implantationsgeräte zu bestimmen. Nach der Leichenimplantation bestätigte die röntgenologische Beurteilung die Durchführbarkeit des Verfahrens (Ergänzende Abbildung S1). Der Abschnitt über das chirurgische Vorgehen im In-vivo-Ziegenmodell enthält einen vollständigen Überblick über den Implantationsprozess.

figure-protocol-1
Abbildung 2: 3D-gedruckte Titan-Implantationsinstrumente für die künstliche Bandscheibeninsertion. (A) Trial-Scheiben-Defekt ohne Kiel, (B) Trial-Scheiben-Scherbenscheibe mit Kiel, (C) Sägeführung + Halter, (D) Tellereinsetzer für künstliche Discs. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

2. Präoperatives Management und Anästhesie

  1. Führen Sie vor der Anästhesie eine allgemeine Untersuchung der Ziegen durch.
  2. Betäuben Sie die Ziege gemäß dem unten stehenden Protokoll (siehe MATERIALTABELLE).
    1. Prämedikation: Vor der Anästhesie 0,01 mg/kg intravenös verabreichtes Dexmedetomidin als Beruhigungsmittel verabreichen
      HINWEIS: Bei einer verfügbaren Konzentration von 0,5 mg/ml lag das resultierende Injektionsvolumen je nach Gewicht des Tieres zwischen 1,64 ml und 2,1 ml.
    2. Um eine Anästhesie einzuleiten, injizieren Sie 2-4 mg/kg Propofol intravenös.
      HINWEIS: Propofol wurde mit einer verfügbaren Konzentration von 20 mg/ml verabreicht.
    3. Atemwegsmanagement: Intubieren Sie das Tier und halten Sie die Narkose mit inhalativem Isofluran und Sauerstoff aufrecht.
    4. Verwenden Sie eine Infusion mit konstanter Rate (CRI) von Propofol (10 mg/kg/min, i.v.), Remifentanil (0,03 mg/kg/h, i.v.) und cis-Atracurium (0,09 mg/kg/h, i.v.), um die Anästhesie aufrechtzuerhalten und eine Analgesie und Muskelentspannung während der Operation zu gewährleisten.
      HINWEIS: In dieser Studie wurden cis-Atracurium (2 mg/ml) und Propofol (20 mg/ml) als kontinuierliche Infusionen verwendet. Die endgültigen Infusionsvolumina wurden auf der Grundlage der erforderlichen Dosis und des Körpergewichts berechnet. Remifentanil (2 mg/Durchstechflasche) wurde mit 2 ml sterilem Wasser rekonstituiert und weiter mit 48 ml Kochsalzlösung verdünnt, um eine Endkonzentration von 40 μg/ml zu erhalten, was eine genaue Infusion basierend auf der erforderlichen Dosis und dem Körpergewicht ermöglichte.
    5. Überwachung: Um die Stabilität zu gewährleisten, überwachen Sie kontinuierlich Vitalparameter wie Herzfrequenz, Atemfrequenz, endtidaler Kohlendioxidspiegel, arterielle Sauerstoffsättigung, nicht-invasiver Blutdruck und elektrokardiographische Daten.
  3. Legen Sie einen Foley-Verweilkatheter mit einer sterilen Technik in die Blase ein (siehe MATERIALTABELLE).
    1. Vorbereitung: Schaffen Sie eine sterile Umgebung für die Katheterisierung. Schneiden Sie Haare aus dem ventralen Scheidengewölbe bei Ziegen.
    2. Reinigung: Desinfizieren Sie den Bereich mit Povidon-Jod-Lösung und spülen Sie das Vaginalgewölbe mit 10-12 mL verdünnter Povidon-Jod-Lösung aus.
    3. Um eine Kontamination zu vermeiden, verwenden Sie aseptische Techniken wie richtiges Händewaschen und das Tragen steriler Handschuhe.
    4. Tragen Sie vor dem Einführen des Foley-Katheters ein steriles Gleitmittel auf das distale Ende auf. Halten Sie während des Eingriffs eine aseptische Methode ein.
    5. Sichern des Katheters: Sobald der Katheter richtig in der Blase positioniert ist, blasen Sie den Ballon gemäß den Anweisungen des Herstellers mit sterilem Wasser auf, um ihn zu sichern und ein Herauslösen zu verhindern.
    6. Urinsammlung: Befestigen Sie die Drainageöffnung des Foley-Katheters an einem Urinauffangbeutel, um die Urinausscheidung zu überwachen und zu steuern.
  4. Legen Sie einen Rachenschlauch in die Ziege ein, um Blähungen und Aufstoßen während der Operation zu verhindern
    1. Legen Sie die Ziege in die Brustbeinlage, um das Platzieren des Schlauchs zu erleichtern.
    2. Achten Sie darauf, dass Kopf und Hals leicht nach vorne gestreckt sind.
    3. Wählen Sie ein Rohr mit der richtigen Länge und dem richtigen Durchmesser für die Größe der Ziege.
    4. Schmieren Sie die Tube mit einem Gel auf Wasserbasis, um das Trauma beim Einführen zu minimieren.
    5. Verwenden Sie einen Mundknebel, um das Maul offen zu halten und zu verhindern, dass die Ziege in den Schlauch beißt.
    6. Führen Sie den Schlauch vorsichtig über die Zunge und richten Sie ihn in Richtung Oropharynx.
    7. Schieben Sie den Schlauch vorsichtig vor und achten Sie auf die richtige Positionierung im Rachen, ohne ihn zu erzwingen.
  5. Amoxicillin-Clavulansäure zur Injektion in einer Dosis von 10 mg/kg intravenös 30 Minuten vor dem Hautschnitt verabreichen (siehe MATERIALTABELLE).
  6. Legen Sie das Tier mit gestrecktem Hals in die Rückenlage. Verwenden Sie eine gepolsterte Kopfstütze oder einen Sandsack, um die richtige Ausrichtung des Kopfes zu gewährleisten und Unterstützung zu bieten. Verwenden Sie ein Schaumstoffpolster oder einen Sitzsack unter dem Nacken, um die Ausrichtung der Halswirbelsäule beizubehalten (Abbildung 3).
    HINWEIS: Um Komplikationen wie Überdehnung, übermäßigen Druck auf die Halswirbelsäule oder Kompression des Hirnstamms zu vermeiden, stellen Sie sicher, dass der Hals während des gesamten Eingriffs in einer neutralen und stabilen Ausrichtung positioniert ist.
  7. Den ventralen Bereich des Halses vom Schädel bis zum Brusteinlass rasieren und mit Jodlösung reinigen.
  8. Bereiten Sie sich auf die Operation vor, indem Sie ein letztes steriles chirurgisches Peeling am Hals durchführen. Reinigen Sie die Haut zweimal mit 4% Chlorhexidingluconat, gefolgt von zwei Anwendungen von Chlorhexidindigluconat 0,5% m/v in Alkohol 70% Spray (siehe MATERIALTABELLE).
  9. Platzieren Sie vier sterile, wasserdichte OP-Abdecktücher um die Operationsstelle (siehe MATERIALTABELLE).
  10. Decken Sie die freiliegende Operationsstelle mit einem jodimprägnierten Abdecktuch ab und befestigen Sie es mit Handtuchklammern.

figure-protocol-2
Abbildung 3: Intraoperativer Aufbau für die Implantation einer künstlichen Bandscheibe bei einer Ziege. Die Ziege wird in Rückenlage auf dem Operationstisch positioniert und von einer vakuumunterstützten Sandmatratze gestützt, um die richtige Positionierung und Stabilität zu gewährleisten. Die schematischen Illustrationen (Mitte und rechts) zeigen den Positionierungsaufbau, einschließlich des Polsters (gelbe Farbe), das unter dem Hals platziert wird, um die Halswirbelsäule zu stützen und auszurichten. Die roten Markierungen zeigen die Operationsstelle für die Implantation einer künstlichen Bandscheibe. Dieses Setup gewährleistet eine optimale Ausrichtung der Wirbelsäule und minimiert gleichzeitig die Druckpunkte während des Eingriffs. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

3. Chirurgischer Eingriff

  1. Identifizieren Sie den Bereich für den chirurgischen Zugang zwischen dem Kehlkopf und dem Thoraxeingang und tasten Sie die Halswirbel (Atlas von C1 und Querfortsatz von C6) zur Orientierung ab.
  2. Machen Sie einen Hautschnitt in der ventralen Mittellinie vom Kehlkopf bis zum Manubrium des Brustbeins.
  3. Präparieren Sie durch die Unterhaut und den Platysma-Muskel und legen Sie die darunter liegende Halsmuskulatur frei. Verwenden Sie bipolare Elektrokauterisation, um Blutungen zu kontrollieren und zu minimieren (siehe MATERIALTABELLE).
  4. Identifizieren Sie den linken und rechten Musculus sternohyoideus (medial) und den Musculus sternomastoideus (caudolateral), die in Längsrichtung entlang des ventralen Halses verlaufen.
  5. Trennen und ziehen Sie die Muskelbäuche des Sternohyoideus und des Sternomastoideus in der Mittellinie zurück und legen Sie die darunter liegende Luftröhre vorsichtig frei. Führen Sie eine stumpfe Dissektion auf der rechten Seite der Luftröhre durch und ziehen Sie sie vorsichtig mit der Speiseröhre zur linken Seite mit einem selbsthaltenden Retraktor von Collin (Baby) zurück (siehe MATERIALTABELLE). Schützen Sie die Luftröhre und den Nervus laryngeus recurrens vor der Klinge des selbsthaltenden Retraktors mit zwischengeschalteter angefeuchteter Gaze.
  6. Ziehen Sie die rechte Halsschlagaderscheide (die die Halsschlagader, den Vagusnerv und die Halsvene enthält) mit der anderen Klinge des selbsthaltenden Retraktors Collin (Baby) seitlich auf die rechte Seite zurück und schützen Sie sie mit einer zwischengeschalteten Gaze.
  7. Identifizieren Sie die Bäuche des Musculus longus colli und ihre Befestigung am ventralen Wirbelfortsatz der Halswirbel.
  8. Identifizieren Sie C6 an seinen linken und rechten großen Querfortsätzen, die sich lateral-ventral erstrecken, und tasten Sie danach den singulären ventralen Fortsatz von C5 in der Mittellinie gerade kranial der Querfortsätze von C6 ab.
  9. Identifizieren Sie als Nächstes den singulären ventralen Fortsatz von C4 eine Ebene kranial.
  10. Legen Sie die ventralen Flächen der Wirbelkörper C4 und C5 frei, indem Sie die Musculus longus colli mit einer stumpfen Schere auf beiden Seiten der Mittellinie stumpf trennen und den ventralen Wirbelkamm der Mittellinie identifizieren, um die perfekte dorsoventrale Ausrichtung der Wirbelsäuleneinheit C4-C5 zu bestätigen. Verwenden Sie bipolare Elektrokauterisation, um Blutungen aus den Muskelbäuchen zu kontrollieren.
  11. Verwenden Sie zwei selbsthaltende Gelpi-Retraktoren, um die Bäuche der Longus-Colli-Muskeln zurückzuziehen und die Freilegung der Wirbelkörper von C4 und C5 zu erhalten (siehe MATERIALTABELLE) (Abbildung 4A).
  12. Lokalisieren Sie den C4-C5-Bandscheibenraum unmittelbar kaudal des ventralen Dornfortsatzes von C4 durch Palpation, anatomische Orientierungspunkte und bestätigen Sie durch Fluoroskopie mit einem Metallmarker (z. B. Injektionsnadel (22G)).
  13. Anschließend wird eine begrenzte partielle Diskektomie mit einem Skalpellmesser Nr. 11 oder einem Bibermesser Nr. 64 und 65 durchgeführt (siehe MATERIALTABELLE). Führen Sie einen rechteckigen Schnitt durch, wobei die lange Seite (10-15 mm) parallel zur Wirbelendplatte und die kurze Seite (5 mm) lateral und senkrecht zu den Endplatten verläuft (Abbildung 4A).
  14. Entfernen Sie den eingeschnittenen rechteckigen ventralen AF in einem Stück und erkunden Sie den zentralen Nucleus pulposus mit einer 1-mm-Kugelsonde und entfernen Sie das Kernmaterial. Die Bandscheibe ist leicht von kaudal nach kranial orientiert, wenn die Diskektomie von ventral nach dorsal fortschreitet. Vermeiden Sie das Eindringen der Diskektomie auf der dorsalen Seite in den Wirbelkanal.
  15. Identifizieren Sie den zentralen Teil der Wirbelkörper C4 und C5 auf der ventralen Seite mit einer neurochirurgischen Sonde mit Kugelspitze und erkunden Sie die Oberfläche der Endplatte. Die C4-Endplatte hat eine leicht konkave Oberfläche, während die C5-Endplatte eine konvexe Oberfläche hat.
  16. Markierungen auf der Mittellinie, auf halbem Weg zwischen den Wirbelkörpern C4 und C5, für die Anwendung des Caspar-Distraktors anbringen.
  17. Verwenden Sie einen 2,0-mm-Bohrer, der an einem Bohrer mit niedriger Drehzahl befestigt ist, und bohren Sie ein Pilotloch in die Markierungen, das durch die cis-Rinde in den spongiösen Knochen vordringt, aber vermeiden Sie ein Eindringen in die trans-Rinde (siehe MATERIALTABELLE).
  18. Bohren Sie in einem 90°-Winkel zur ventralen Wirbeloberfläche, um Pilotlöcher sowohl an den C4- als auch an den C5-Wirbelkörpern zu erzeugen.
  19. Sondieren Sie die Löcher mit einem Tiefenmesser, um zu beurteilen, ob die Tiefe der Löcher ausreicht, um die K-Drähte zu sichern, und um sicherzustellen, dass der Transkortex nicht in den Wirbelkanal eingedrungen ist.
  20. Führen Sie zwei 2,5 mm K-Drähte mit einem Bohrer mit niedriger Drehzahl in die Pilotlöcher ein, um sicherzustellen, dass sie sicher, aber nicht zu tief sind (siehe MATERIALTABELLE).
  21. Verwenden Sie eine Fluoroskopie, um die korrekte Platzierung der K-Drähte, die Ausrichtung mit dem C4-C5-Bandscheibenraum und keine Beteiligung des Transkortex zu bestätigen.
  22. Verbinden Sie den Caspar-Wirbeldistertor mit den K-Drähten an den Wirbelkörpern C4 und C5 (siehe MATERIALTABELLE).
  23. Stellen Sie sicher, dass die Distraktorarme symmetrisch positioniert sind, um eine asymmetrische Belastung zu vermeiden.
  24. Ziehen Sie den Distraktor allmählich fest, um den IVD-Raum zwischen C4 und C5 zu vergrößern (ca. 2-3 mm über die normale Bandscheibenhöhe hinaus), um eine bessere Visualisierung zu ermöglichen und die vollständige Entfernung des NP und des dorsalen Vorhofflimmerns zu erleichtern.
    HINWEIS: Wenden Sie eine langsame Distraktion an und vermeiden Sie eine übermäßige Ditraktion, um die Beschädigung der Wirbelendplatten oder angrenzender Strukturen und eine Dehnung des Rückenmarks oder der Nervenwurzel zu vermeiden.
  25. Verwenden Sie eine Spinalkürette und eine Chevalier Jackson-Greifzange, um den dorsoventralen, zentralen Mittellinienteil der IVD vollständig zu entleeren, um das Einsetzen von Instrumenten und künstlicher Bandscheibe zu ermöglichen (siehe MATERIALTABELLE).
  26. Nachdem das Bandscheibengewebe einschließlich des NP- und VHF-Gewebes entfernt wurde und sichergestellt wurde, dass das gesamte sichtbare Bandscheibenmaterial entfernt wurde, wird der leere Bandscheibenraum gespült, um alle verbleibenden Mikrobandscheibenablagerungen zu entfernen. Verwenden Sie ein Operationsmikroskop oder Lupen, um eine gründliche Entfernung des Bandscheibenmaterials zu gewährleisten.
    HINWEIS: Es ist wichtig, das gesamte zentrale NP- und AF-Gewebe zu entfernen, um zu vermeiden, dass übrig gebliebenes Gewebe die Implantatplatzierung, die Heilung oder die biomechanische Stabilität beeinträchtigt. Das an den lateralen Bändern befestigte Gewebe des lateralen Vorhofflimmerns sollte jedoch erhalten bleiben, da es nach der Bioimplantation für Stabilität in der Wirbelsäule sorgt (siehe Ergänzende Abbildung S1A). Eine unvollständige Entfernung kann zu Folgen wie Entzündungsreaktionen, schlechter Implantatintegration oder längerer Kompression führen.
  27. Achten Sie darauf, das laterale VHF und das dorsale Längsband nicht zu beschädigen, um die Stabilität der künstlichen Bandscheibe nach der Implantation zu gewährleisten und eine Wirbelluxation zu vermeiden.
  28. Anschließend die knorpeligen Endplatten vorsichtig mit einer Scoville-Scheibenkürette debriden (siehe MATERIALTABELLE).
  29. Bewahren Sie den subchondralen Knochen, um die Stabilität zu erhalten und einen Kollaps der Wirbelendplatte und zukünftige Setzungen zu verhindern.
  30. Führen Sie die Versuchsscheibe ohne Kiel ein, um die richtige Platzierung der künstlichen Bandscheibe zu beurteilen und sicherzustellen, dass sie die richtige Tiefe in Bezug auf den IVD-Raum erreicht (Abbildung 4B). Bestätigen Sie die Platzierung durch Fluoroskopie.
  31. Entfernen Sie die Trial-Scheibe ohne Kiel. Verbinden Sie die Sägeführung mit der Halterung und setzen Sie die Sägeführung in den vorbereiteten Raum ein, wobei der offene Schlitz korrekt ausgerichtet ist, indem Sie den offenen Schlitz genau mit dem ventralen Wirbelkamm von C4 und C5 ausrichten (siehe Zusatzbild S1A). Bestätigen Sie das korrekte Einsetzen der Sägeführung mit einer Durchleuchtung, trennen Sie dann den Halter und entfernen Sie ihn.
  32. Richten Sie ein 0,6 mm dickes Sägeblatt mit dem ventralen Mittellinien-Wirbelkamm von C4 und C5 aus, einschließlich des offenen Schlitzes der Sägeführung, und beginnen Sie mit dem Sägen mit einer oszillierenden Sägemaschine von ventral nach dorsal unter kontinuierlicher Salzspülung (Abbildung 4C, Ergänzende Abbildung 1A). Beenden Sie das Sägen, wenn die Klinge die geschlossene dorsale Titanseite des Schlitzes berührt. Verwenden Sie ein Trauma-Sägeblatt (siehe MATERIALTABELLE).
  33. Führen Sie bei eingesetztem Sägeblatt eine Durchleuchtung durch und kontrollieren Sie die Sägeschlitze in den Wirbelkörpern C4 und C5 (Abbildung 4C, Abbildung 5B).
  34. Bringen Sie den Halter wieder an die Sägeführung an und entfernen Sie die Sägeführung vorsichtig. Halten Sie die Ablenkung mit dem Caspar-Retraktor aufrecht.
  35. Setzen Sie die Trialscheibe mit Kielen in den Scheibenraum ein, um die Kielkanäle zu reinigen und die richtige Platzierung zu gewährleisten. Verwenden Sie eine Fluoroskopie, um die Ausrichtung und Angemessenheit der erstellten Kanäle zu bestätigen (Abbildung 5C).
  36. Entfernen Sie die Trial-Scheibe mit Kiel.
  37. Packen Sie die Bandscheibenprothese aus und überprüfen Sie die Titankiele auf der kranialen und kaudalen Seite des Fasermantels des Implantats (Abbildung 1B). Stellen Sie sicher, dass die Kiele intakt sind, was für eine sichere Fixierung und eine ordnungsgemäße Integration in die Wirbelendplatten unerlässlich ist. Identifizieren Sie die dorsale und die ventrale Seite des Implantats. Die ventrale Seite hat eine etwas konvexere oder abgerundete Kontur, während die dorsale Seite flacher oder breiter erscheint (Abbildung 1B).
    HINWEIS: Die ventralen Kiele der Titan-Endplatte sind dicker als die dorsalen Kiele (1,3 mm vs. 1 mm) (Abbildung 1C). Dieser Unterschied spielt eine entscheidende Rolle bei der Verringerung des Risikos einer Luxation nach der Implantation, da zuerst die dorsalen Kiele und dann die ventralen Kiele in die geschaffenen Kanäle eingeführt werden.
  38. Drücken Sie die ventrale Seite des Bandscheibenfasermantels fest in den Scheibeneinsatzhalter und schieben Sie die Bandscheibenprothese in den vorbereiteten Bandscheibenraum (Abbildung 4D) (Ergänzende Abbildung S1B).
  39. Richten Sie die Prothese an der Mittellinie der Wirbel aus, um eine korrekte Positionierung zu gewährleisten. Verwenden Sie eine Durchleuchtung, um die korrekte Platzierung der künstlichen Bandscheibe und den korrekten Sitz der dorsalen und ventralen Kiele auf der kranialen und kaudalen Seite zu bestätigen (Abbildung 5D). Lassen Sie die Ablenkung am Caspar-Distraktor los.
  40. Bei korrekter Insertion der künstlichen Bandscheibe sollte der ventrale Rand der künstlichen Bandscheibe bündig mit der ventralen Oberfläche des Wirbelknochens oder leicht dorsal davon sein (Abbildung 6A).
  41. Entfernen Sie den Caspar-Distraktor und die 2,5 mm K-Drähte.
  42. Mit dem Hochgeschwindigkeitsgrat 1-2 mm wird innerhalb des ventralen Sägeschlitzes kaudal auf C4 und kranial auf C5 ein rundes Loch (5 mm Durchmesser) erzeugt, unmittelbar ventral zum ventralen Kiel (Abbildung 6B) (Ergänzende Abbildung S1C).
  43. Bereiten Sie den Knochenzement gemäß den Anweisungen des Herstellers vor und tragen Sie Knochenzement in die Kanallöcher auf und lassen Sie ihn ca. 10 min aushärten (siehe MATERIALTABELLE) (Abbildung 4E, Abbildung 6C) (Ergänzende Abbildung S1D).
    HINWEIS: Achten Sie beim Mischen und Auftragen von Knochenzement auf eine gut belüftete Umgebung. Verwenden Sie vor der Anwendung eine geeignete Absaugung, um Blut und Flüssigkeiten zu entfernen, um eine unsachgemäße Zementhaftung zu verhindern. Basierend auf den Anweisungen des Herstellers wurde ein Massenverhältnis von 64 % Pulver zu 36 % Flüssigkeit verwendet, d. h. für jeweils 40 g Polymerpulver wurden 20 ml Monomerflüssigkeit zugegeben.
  44. Verwenden Sie zwei 4-Loch-Titanplatten 2,0 mm und schneiden Sie sie mit einem Plattenschneider zu Platten mit 3 oder 2 Löchern (siehe MATERIALTABELLE). Positionieren Sie diese Platten seitlich zueinander, um die zementierten Kanäle abzudecken, sie effektiv abzudichten und die Verschiebung von Zement zu verhindern (Abbildung 4F, Abbildung 6D).
  45. Fixieren Sie die Platte mit zwei 2,0-mm-Feststellschrauben, nachdem Sie den cis-Kortex mit einem 2,0-mm-Bohrer gebohrt haben (siehe MATERIALTABELLE) (Abbildung 4F, Abbildung 6D).
  46. Spülen Sie die Operationsstelle gründlich mit steriler, warmer Kochsalzlösung, um Ablagerungen und Knochenstaub zu entfernen.
  47. Überprüfen Sie die Position der implantierten Bandscheibenprothese durch eine abschließende Durchleuchtungskontrolle (Abbildung 5E,F).
  48. Die Musculus longus colli mit resorbierbaren Nähten (2-0 Polydioxanon) wieder annähern und vernähen (siehe MATERIALTABELLE).
  49. Positionieren und vernähen Sie die Muskeln sternohyoideus und sternomastoideus mit resorbierbaren Nähten (2-0 Polydioxanon).
  50. Verwenden Sie resorbierbare Nähte (2-0 Polglecaprone 25 mit Spitzspitznadel) in einem einfachen, kontinuierlichen Muster für die subkutane Schicht (siehe MATERIALTABELLE).
  51. Verschließen Sie die Haut mit einer subdermalen kontinuierlichen resorbierbaren Naht (2-0 poliglecaprone 25 mit Schneidenadel).

figure-protocol-3
Abbildung 4: Ventrale Ansicht der Wirbelsäuleneinheit C4-C5 der Ziege. Gelpi-Retraktoren werden verwendet, um die Muskulatur des Longus colli zurückzuziehen (rechts ist kranial, links ist kaudal). Das Implantationsverfahren einer künstlichen Bandscheibe umfasst die folgenden Schritte: (A) Diskektomie - Entfernen Sie die Bandscheibe mit einem Bibermesser, um den Bandscheibenraum für die Implantation vorzubereiten. (B) Platzierung der Sägeführung - Positionieren Sie die Sägeführung mit dem offenen Schlitz in einer Linie mit dem ventralen Wirbelkamm der Mittellinie (grüne Pfeilspitzen), um eine genaue und kontrollierte Knochenpräparation zu gewährleisten. (C) Erstellung von Kielkanälen - Verwenden Sie eine oszillierende Säge, um Kanäle in der knöchernen Endplatte in einer Linie mit dem ventralen Wirbelkamm der Mittellinie (grüne Pfeilspitzen) für die richtige Positionierung des Implantats zu erzeugen. (D) Implantation einer künstlichen Bandscheibe - Führen Sie die künstliche Bandscheibe (gelber Pfeil) in den Raum der Bandscheibe (IVD) ein. (E) Zementapplikation - Tragen Sie Knochenzement (blaue Pfeile) in die vorbereiteten Knochenendplattenkanäle auf, um eine Kielmigration zu verhindern. (F) Kanalabdeckung - Sichern Sie die Stelle, indem Sie die Kanäle mit Titanplatten (weiße Pfeile) abdecken. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-protocol-4
Abbildung 5: Intraoperatives Monitoring des Prozesses der Bandscheibenimplantation mittels Durchleuchtung. (A) Die Positionierung des Fluoroskops im Operationssaal. (B) Überprüfung der Ausrichtung der Sägeführung und Beurteilung der Tiefe des durch das Sägeblatt erzeugten Kanals. (C) Eine Versuchsscheibe mit Kielen wird verwendet, um die vorbereiteten Kanäle zu bewerten und als Kielreiniger zu fungieren. (D) Überprüfung der korrekten Platzierung der künstlichen Bandscheibe, um sicherzustellen, dass die dorsalen und ventralen Kiele korrekt auf der kranialen und kaudalen Seite sitzen. (E und F) Nach dem Einsetzen des Bandscheibenimplantats, dem Anlegen von Zementstopfen in den ventralen Kanälen und dem Platzieren der Platten über den ventralen Kanalöffnungen wird eine Durchleuchtung zur abschließenden Beurteilung der implantierten Bandscheibenprothese E (ventrodorsale Ansicht), B, C, D und F (laterale Ansicht) durchgeführt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-protocol-5
Abbildung 6. Schematische Darstellung der Implantation einer künstlichen Bandscheibe und zusätzlicher Maßnahmen zur Verhinderung der Kielwanderung. (A) Richtiger Sitz des Bandscheibenimplantats mittig im Bandscheibenraum. (B) Der ventrale Teil beider Kanäle wird mit Hilfe eines elektrisch betriebenen Fräsers leicht verbreitert und abgerundet, wobei ein Abstand zu den Endplatten sorgfältig eingehalten wird. (C) Die ventralen Kanalöffnungen sind mit Knochenzement gefüllt, wodurch der ventrale Kiel der Titan-Endplatte in der künstlichen Bandscheibenvorrichtung blockiert wird, um aus den Kanälen herauszuweichen. (D) Titanplatten werden verwendet, um die Kanäle effektiv zu blockieren und das Lösen von Zementstopfen zu verhindern. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

4. Postoperative Genesung und Management

  1. Führen Sie eine CT-Untersuchung des zervikalen Bereichs durch, um die Position der künstlichen Bandscheibe nach der Implantation zu beurteilen (Abbildung 7).
  2. Legen Sie einen Schaumstoffmantel um den Hals und einen leichten Verband an, um die chirurgische Implantationsstelle zu stützen (siehe MATERIALTABELLE).
  3. Erlauben Sie eine kontrollierte postoperative Ambulanz, soweit dies für das Wasserlassen und den Stuhlgang nach Entfernung des Foley-Katheters erforderlich ist, und sobald freiwilliges Wasserlassen beobachtet wird.
  4. Verabreichen Sie Flunixin-Meglumin als Analgetikum in einer Dosis von 2,2 mg/kg für bis zu fünf Tage nach der Implantation (siehe MATERIALTABELLE).
  5. Tragen Sie bei jeder Ziege ein Buprenorphin-Pflaster zur topischen Analgesie auf und stellen Sie sicher, dass es vier Tage lang an Ort und Stelle bleibt (siehe MATERIALTABELLE).
  6. Prophylaktisch ist Neomycin-Procain-Benzylpenicillin in einer Dosierung von 5 mg/kg pro Tag für drei Tage nach der Implantation zu verabreichen (siehe MATERIALTABELLE).
    HINWEIS: In dieser Studie wurde Flunixin-Meglumin (50 mg/ml) in einer Menge von 2,2 mg/kg und Neomycin-Procain-Benzylpenicillin in einer Menge von 5 mg/kg unter Verwendung einer kombinierten Formulierung verabreicht, die Neomycin (100 mg/ml) und Procain-Benzylpenicillin (200 mg/ml) enthielt; In beiden Fällen wurden die endgültigen Injektionsvolumina auf der Grundlage des Körpergewichts des Tieres berechnet. Um die Übersichtlichkeit zu erhöhen und die Reproduzierbarkeit zu unterstützen, wurde ein Workflow-Diagramm hinzugefügt, das den gesamten Prozess von der präoperativen Vorbereitung bis zur postoperativen Nachsorge in Abbildung 8 zusammenfasst.

figure-protocol-6
Abbildung 7. Postoperativer CT-Scan der Implantation einer künstlichen Bandscheibe. Die CT-Ansichten zeigten, dass das Implantat sicher an seinem Platz sitzt, wobei die Kanäle in der C4: (A) Queransicht und (D) sagittale Ansicht, und C5: (B) Queransicht und (E) sagittale Ansichtsendplatten, die durch Knochenzement blockiert sind, was durch rote Pfeile angezeigt wird. Die Kanäle wurden in der Mittellinie der Endplatten C4 und C5 erstellt, wie in den Queransichten (A und B) gemessen und in der axialen Ansicht (C) dargestellt. Der Bandscheibenraum (IVD) wurde auch postoperativ bei verschiedenen IVD-Werten in den sagittalen Ansichten (F) gemessen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-protocol-7
Abbildung 8: Überblick über den chirurgischen Arbeitsablauf von der präoperativen Vorbereitung bis zur postoperativen Nachsorge. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Ergebnisse

Ein Leichenziegenmodell wurde verwendet, um das Operationsteam mit dem Verfahren vertraut zu machen, bevor die In-vivo-Studie gestartet wurde. Das Leichenprotokoll verwendet ein Ziegenleidavermodell, um es Wirbelsäulenforschern und Chirurgen zu ermöglichen, das chirurgische Verfahren der Implantation einer neuartigen künstlichen Bandscheibe in den Zwischenwirbelraum C4-C5 in einer realistischen, operationssaalähnlichen Umgebung zu üben. Die Röntgenbildgebung wurde an einer Leiche durchgeführt, um zu bestätigen, dass das Implantat der künstlichen Bandscheibe und die knöchernen Endplatten nach der Implantation nicht signifikant beschädigt sind (Ergänzende Abbildung S1E). Um den Realismus des chirurgischen Trainingssets zu verbessern, wurde ein frischer ganzer Ziegenkadaver verwendet, der eine präzise Platzierung auf dem Operationstisch ermöglicht, während die natürliche Farbe, Textur und Festigkeit des Gewebes erhalten bleiben. Jeder Schritt des chirurgischen Eingriffs legte die interessierende Region in den Halswirbeln frei und wurde gemäß der neurochirurgischen Standardpraxisdurchgeführt 22.

Die in vivo-Studie zur Implantation einer künstlichen Bandscheibe bei den 4 Ziegen zeigte die erfolgreiche Durchführung dieses Protokolls auf C4-C5-Ebene im Ziegentiermodell und führte zu vorhersehbaren Ergebnissen in Bezug auf die chirurgische Genauigkeit und die sofortige Implantatstabilität. Intra- und postoperative Bildgebung wie Durchleuchtung, Radiographie und CT bestätigte durchweg die präzise Platzierung der Prothese im IVD-Raum.

Der Einsatz einer intraoperativen Durchleuchtung während kritischer Schritte wie dem Einsetzen der Testscheibe, der Positionierung der Sägeführung und der Platzierung der endgültigen künstlichen Bandscheibe gewährleistete die Präzision und verhinderte Verfahrensfehler. Nach Abschluss des Sägevorgangs ergab die Inspektion der vorbereiteten Kielkanäle saubere und gut ausgerichtete Kielspuren ohne Anzeichen von übermäßiger Gratbildung oder Beschädigung der umgebenden Strukturen. Die Knochenzementstopfen dienten adäquat als ventrale Blockade für die Kielwanderung in den Kanälen und schufen so eine stabile Grundlage für die künstliche Bandscheibenprothese.

Die CT erwies sich als wertvolles postoperatives bildgebendes Verfahren, da sie multiplanare Rekonstruktionen ermöglichte, die eine präzise Beurteilung der dreidimensionalen Positionierung des Implantats in Bezug auf den IVD-Raum und die Wirbelendplatten ermöglichten (Abbildung 7). Die korrekte Ausrichtung der künstlichen Bandscheibe, die Wiederherstellung der Bandscheibenhöhe und die symmetrische Vorbereitung des Kielkanals wurden mit minimalen Variationen erreicht (Abbildung 7). Darüber hinaus wurden die zementierten Stopfen durch die Anwendung von Titan-Verriegelungsplatten effektiv abgedichtet, um eine Zementverschiebung zu verhindern.

Die anschließende fluoroskopische Bildgebung (24 h und 21 Tage nach der Implantation) bestätigte außerdem die Position der künstlichen Bandscheibe und die strukturelle Integrität der umliegenden Wirbel (Abbildung 9).

figure-results-1
Abbildung 9: Postoperative Nachsorge der Implantation einer künstlichen Bandscheibe. (A-B) Eines der implantierten Tiere, das 24 Stunden nach der Operation zusammen mit dem entsprechenden fluoroskopischen Bild beobachtet wurde, zeigte Anzeichen einer adäquaten Schmerzbehandlung und eines allgemeinen Wohlbefindens, wie z. B. eine normale Körperhaltung. (C-D) Das gleiche Tier untersuchte 21 Tage nach der Implantation, wobei ein fluoroskopisches Bild die sichere Platzierung des Implantats bestätigte. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Die funktionellen Ergebnisse, einschließlich der neurologischen Erholung und Mobilität, wurden über einen Zeitraum von 21 Tagen nach der Implantation bei allen vier Ziegen bewertet. Während dieser Zeit zeigten alle Tiere ein normales Verhalten, behielten einen guten Appetit bei und zeigten keine Anzeichen von Schmerzen oder neurologischen Defiziten oder Lahmheit. Darüber hinaus wurden bei keiner der vier Ziegen während des 21-tägigen Zeitraums nach der Implantation Anzeichen einer Infektion an der Operationsstelle beobachtet, basierend auf klinischen Symptomen wie normaler Körpertemperatur, Abwesenheit von Schwellungen, Rötungen oder Ausfluss an der Operationsstelle, stabilem Appetit, normalem Verhalten und fehlender Lahmheit oder systemischer Erkrankung (Ergänzendes Video S1 und Ergänzendes Video S2).

Ergänzende Abbildung S1: Leichenziegen-Bandscheibenendoprothetik mit dem künstlichen Bandscheibenimplantat im Bandscheibenraum C4-C5 zur Beurteilung der Machbarkeit der Implantationstechnik. Der Eingriff umfasste folgende Schritte: (A) Diskektomie und Schaffung von Kanälen in den knöchernen Endplatten in einer Linie mit dem ventralen Wirbelkamm der Mittellinie (grüne Pfeilspitzen). (B) Implantation der künstlichen Bandscheibe. (C) Aufweitung der erzeugten Kanäle mit Hilfe eines elektrisch betriebenen Fräsers (gelber Pfeil). (D) Einbringen von Knochenzement in die Kanäle (schwarzer Pfeil), gefolgt von der Abdeckung mit einer Titanplatte, um eine Extrusion des Knochenzementpfropfens zu verhindern. (E) Venprodrosale (links) und laterale (rechts) Röntgenaufnahmen, die nach der Implantation der künstlichen Bandscheibe und dem Auftragen von Knochenzement, jedoch vor dem Platzieren der Titanplatte über den Knochenzementpfropfen aufgenommen wurden. Die Kiele der Titan-Endplatte (rote Pfeile) der künstlichen Bandscheibenvorrichtung sind in den Kielkanälen jeder Wirbelendplatte positioniert. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzendes Video S1: Das Videomaterial zeigt das Tier drei Tage nach der Implantation einer künstlichen Bandscheibe. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzendes Video S2: Das Video, das 21 Tage nach der Implantation der künstlichen Bandscheibe aufgenommen wurde, zeigt die 4 Versuchstiere mit normalem Verhalten. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Diskussion

Die Ergebnisse dieser Leichen- und In-vivo-Ziegentiermodellstudie zeigen die Präzision und Reproduzierbarkeit des beschriebenen Protokolls für die Implantation von Bandscheiben auf C4-C5-Ebene in der Halswirbelsäule. In dieser Studie wurde die technische Machbarkeit des Verfahrens effektiv bewertet, wobei die Bedeutung der Bildgebung, der spezifischen kundenspezifischen Instrumentierung und der korrekten Ausrichtung des Implantats, der Wirbelstrukturen und des chirurgischen Ansatzes während der wichtigsten chirurgischen Schritte hervorgehobenwurde 23.

Ein wesentliches Ergebnis dieser Studie war die zuverlässige Herstellung von korrekt ausgerichteten Kielkanälen und eine stabile Prothesenplatzierung. Der systematische Einsatz der Durchleuchtung während des chirurgischen Eingriffs gewährleistete die Genauigkeit, insbesondere bei der Probeplatzierung der Scheibe und der endgültigen Protheseninsertion. Dieser bildgebende Ansatz soll das Risiko einer Fehlstellung minimieren, die in früheren Studien zur Implantation künstlicher Bandscheiben als mögliche Komplikation berichtet wurde24. Darüber hinaus sorgte der Einsatz des Caspar-Wirbeldistertors für einen kontrollierten und stabilen Arbeitsraum, der eine präzise Entnahme des Scheibenmaterials und die Vorbereitung des Kielkanals ermöglichte. Die Verwendung des Caspar-Wirbeldistraktors für die Implantation einer künstlichen Bandscheibe spiegelt die Ansätze der vorderen zervikalen Dekompression und Fixation stark wider, was das translationale Potenzial dieses Protokolls weiter unterstützt25.

Knochenzement, insbesondere Polymethylmethacrylat (PMMA), wurde häufig bei Behandlungen wie Vertebroplastie und Kyphoplastie zur Stabilisierung von Kompressionsfrakturen der Wirbelsäule eingesetzt25. Knochenzement wurde auch verwendet, um die Fixierung von Pedikelschrauben in osteoporotischen Wirbelsäulen zu verbessern, da er nachweislich deren Stabilität bei beeinträchtigtem Knochen verbessert26. Bei der aktuellen Operationstechnik wurden Knochenzement und Titan-Verriegelungsplatten verwendet, um die Stabilität zu erhöhen, indem sie die Prothese verankern und die Verschiebung begrenzen und die Beurteilung der langfristigen Osseo-Integration des Kunstscheibenfasermantels mit der Wirbelendplatte ermöglichen. Diese Vorsichtsmaßnahmen wurden getroffen, um die langfristige Integrität des Implantats zu verbessern und eine dauerhafte Fixierung der Wirbelsäule zu gewährleisten. Der zusätzliche Einsatz von Knochenzement und Plattenfixierung erhöht jedoch höchstwahrscheinlich das Potenzial für implantatbedingte Komplikationen wie erhöhte Belastung benachbarter Strukturen, beeinträchtigter Knochenumbau, Fremdkörperreaktionen oder Schwierigkeiten bei Revisionsoperationen. Zukünftige Studien zur künstlichen Bandscheibe zum langfristigen funktionellen Ergebnis sollten sich auch auf die Notwendigkeit dieses zusätzlichen Schritts konzentrieren, um die Kielmigration zu verhindern.

Während diese In-vivo-Studie an Ziegen in erster Linie darauf ausgelegt war, die Machbarkeit und die kurzfristigen Ergebnisse einer künstlichen Bandscheibenimplantation zu bewerten, zeigten die Ergebnisse eine erfolgreiche Implantation ohne röntgenologische Anzeichen einer Infektion, Implantatmigration oder eines Zerfalls des Implantatmaterials über den 21-tägigen postoperativen Zeitraum. Es wurden funktionelle Bewertungen durchgeführt, um die kurzfristige postoperative Genesung des Tieres zu bewerten, einschließlich der neurologischen Erholung, der Schmerzreaktion, der Mobilität und des allgemeinen Wohlbefindens, und alle vier Tiere zeigten normales Verhalten, guten Appetit und keine Anzeichen von Schmerzen, Lahmheit oder Infektionen an der Operationsstelle. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass das beschriebene Protokoll bei Versuchsziegen wirksam und gut verträglich ist.

Potenzielle Strategien zur Fehlerbehebung bei häufigen intraoperativen Problemen (z. B. Implantatfehlstellung, Schwierigkeiten bei der Erstellung von Kielschlitzen oder falsches Auftragen von Zement) wurden durch eine präzise Vorbereitung des Eingriffs auf die präoperative Bildgebung und Messung der Bandscheiben- und Wirbelabmessungen sowie die Durchleuchtung gelöst oder verhindert. Die Effizienz, Benutzerfreundlichkeit und Reproduzierbarkeit der Methode wurde durch wiederholte intraoperative Kontrollen mit Durchleuchtung unterstützt und bestätigte die präzise Positionierung in dorsaler Liegenschaft, unterstützte die Verwendung von Instrumenten, die an die Größe der Ziege angepasst waren, und überwachte alle chirurgischen Schritte einschließlich der Halspositionierung, der anatomischen Identifizierung der korrekten Position, des Kielsägens, der Kielplatzierung, der Implantatplatzierung, der Zementapplikation, und Plattenfixierung.

Trotz ihrer Stärken ist diese Studie durch ihre relativ kurze Nachbeobachtungsdauer begrenzt. Während der Zeitraum von 21 Tagen wichtige Einblicke in die frühen postoperativen Ergebnisse lieferte, müssen die langfristige biomechanische Stabilität, die Knochenintegration und die funktionelle Anpassung über längere Zeiträume weiter evaluiert werden. Darüber hinaus können die Unterschiede in der individuellen Anatomie, dem Alter und der Knochendichte der Tiere die Ergebnisse beeinflussen und sollten in zukünftigen Studien berücksichtigt werden. Obwohl die biomechanische Analyse der ursprünglichen Version dieser künstlichen Bandscheibe bereits gezeigt hat, dass sie in der Lage ist, die komplexe Kinetik der natürlichen Bandscheibe21 nachzuahmen, ist die mechanische Bewertung der endgültigen Version mit dem neuen inneren Kern abgeschlossen, und die Ergebnisse werden in einer zukünftigen Langzeit-Kohortenstudie mit diesen vier Ziegen veröffentlicht.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass diese Studie die Präzision, Reproduzierbarkeit und Sicherheit des beschriebenen Implantationsprotokolls für künstliche Bandscheiben in einem in vivo Ziegenmodell demonstrierte. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass diese Technik vielversprechend für bewegungserhaltende Eingriffe an der Halswirbelsäule ist und als wertvolle Grundlage für weitere translationale Forschung dienen kann. Zukünftige Studien sollten die Analyse von bewegungserhaltenden Eingriffen an der Halswirbelsäule umfassen, zusammen mit längeren Nachbeobachtungszeiten und histopathologischen Untersuchungen von Wirbelsäuleneinheiten sind notwendig, um die langfristige Implantatstabilität und die Osseointegration der Endplatte zu beurteilen, um die Sicherheit und den möglichen klinischen Einsatz bei Hunden und letztendlich beim Menschen zu bestimmen.

Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte anzugeben.

Danksagungen

Diese Veröffentlichung ist Teil des BioAID-Projekts (Projekt Nr. 10025453), das vom AES Open Technology Program unterstützt und teilweise vom Niederländischen Forschungsrat (NWO) finanziert wird.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Laborotorium der Implantate
3D-LaborUniversitätsmedizinisches Zentrum Utrecht 3D, Utrecht, Niederlande Das Labor, das für die Entwicklung des Implantationsgeräts verantwortlich ist. [https://www.umcutrecht.nl/nl/3d-lab/]
Software
Clideo.comClideo Ltd., ZypernOnline-Videoeditor und Tools.
Materialise Mimics Software Version 25.1Materialise, Löwen, BelgienCT DICOM-Datenverarbeitung
3-Matic Software Version 17Materialise, Löwen, BelgienSoftware zur Entwicklung der Implantationsgeräte
RadiAnt DICOM Viewer (Version 2024.2)Medixant, Poznafigure-materials-1, PolenCT DICOM-Viewer
Implantathersteller
AmnovisAmnovis, Aarschot, BelgienDrucken und Nachbearbeitung der Implantationsinstrumente einschließlich der Trailkäfige+ Sägeanleitung [https://www.amnovis.com/]
3D-Metalldruck 3D-Metalldruckproduktion & engieering, Houlle, FrankreichDruck und Nachbearbeitung der BioAID-Titan-Endplatte. [https://www.3d-metalprint.com/]
OSYPKA AGRheinfelden, DeutschlandEthylenoxid (EO)-Sterilisation des BioAID-Implantats Nach der Montage wird das Implantat in einen EO-Sterilisator (8 %) eingesetzt. Der Sterilisationszyklus läuft bei niedriger Temperatur (38 ° –42 °; C) für 3 Stunden. [https://osypka.de/]
EmpaEmp, St. Gallen, SchweizPlasma-Ätzung mit 2x 40 Minuten Ar/O2-Plasma, 16/4 SCCM, 30 W, 4 Pa innerhalb eines Batch-Reaktors [https://www.empa.ch/]
Implantatkomponente
Bionate® 80A PCUDSM Biomedical, Geleen, Niederlande7006035Hardbess-Durchschnitt: 82,6, Molekulargewicht Mw: 385272 Da, PDI: 2,5, Zugfestigkeit: 8402,1 psi, Dicke  1,8 mm
UHMVPE-Membran DSM Biomedical, Geleen, NiederlandeDicke von 38 μm, Flächendichte von 5 g/m², Porengröße von 0,9 μm
UHMWPE gestrickte Faserjacke Centexbel, Grâ ce-Hollogne, Belgien2/1 Lappen, 8 Maschen/cm
Ulteeva Reinheit & Handel;  DSM Biomedical, Geleen, NiederlandeUlteeva +HA,  SGX, dtex110, TS 100, ehemals Dyneema Purity®
Instrument und Maschine
ProX DMP320 3D-Systeme, South Carolina, USADirektdruckmaschine mit selektiver Laserschmelztechnologie;
Miele Professional G 7826Miele Nederland B.V., Vianen, NiederlandeDie hygienische Waschmaschine 
BLUE SEAL 100*360 mmInterster, Wormerveer, Niederlande3FKFB210819Das transparente Sterilisationslaminat ist 100*360 mm
MMM-Sterilisator OB10643MMM-Gruppe, Planegg, DeutschlandSteam-Autoklav
Fluoroskopiemodell NZS 229Philips, Eindhoven, NiederlandeFluoroskopie
AGFA DR 600 AGFA Valory, BelgienRöntgenmaschine
64-Slice, Siemens SOMATOM Definition ASSiemens Medical Solutions USA, Inc., USACT- Scan-Gerät
Foley-Katheter 10frx40cm mit 10cc BallonTeleflex, USA170605-12Foley-Urinkatheter Größe 12
Ioban 23M, MN, USA6640EUJod-imprägniertes chirurgisches Draperium 
2.0 LeiLOX Verriegelungsschraube TitanRita Leibinger, BW, Deutschland245-420-18Titan selbstgezapfte Verriegelungsschraube 2,4 mm.
PDS 2-0 mit CP-1-NadelJohnson & Johnson Medical GmbH, Norderstedt, DeutschlandPDP466HPolydioxanon plus antibakterielles 2-0 (resorbierbares Nahtmaterial) 
Monocryl 2-0 mit Taperpoint Plus-NadelJohnson & Johnson Medical GmbH, Norderstedt, DeutschlandMCP3170HPoliglecapron 25 plus antibakterielle 2-0 (resorbierbares Nahtmaterial) mit Konerpoint plus Nadel
Monocryl 2-0 mit Rückwärts-SchneidnadelJohnson & Johnson Medical GmbH, Norderstedt, DeutschlandMCP4443HPoliglecapron 25 plus antibakterielles 2-0 (resorbierbares Nahtmaterial) mit umgekehrter Schneidnadel
Synchronisations-C-KurzhalterSYNTHES GMBH, Schweiz & nbsp;3,96,989Sonderhalter für Testimplantatgröße 4,5.
Curion® CuriBag Urinbeutel (2-Liter), 25 StückMedeco BV, Niederlande55902110 cm Rohr und ein Kreuzventil
Shiley & Trade; Endotrachealrohr mit TaperGuard & Trade; CuffMedtronic Co. Minnesota, USA18790ER JAHREMurphy Eye mit vorgeladenem Stylet, 9,0 mm I.D., 12,1 mm O.D.
Collin Baby Selbstbehaltender RetraktorBrun GmbH, Tuttlingen, DeutschlandBV329RCOLLIN (BABY) Bauchretraktor. Selbsthaltender, kompletter Retraktor, 155 mm (6 1/8"), mit Kugelschließverschluss, Nachteile von BV328R, BV327R, BV326R
Metzenbaum-Schere mit stumpfer SpitzeAesculap GmbH, Tuttlingen, DeutschlandBC601RMetzenbaum-Schere – Gerade – stumpf/stumpf – 14,5 cm
Gelpi Retractor Wipro, Bengaluru, Indien051-9970HGIII-Set L=185mm
Gelpi Retractor Aesculap GmbH, Tuttlingen, DeutschlandBV996RHGIII-Set L=135mm
Biberklingen-Griff Vet Spectrum, Lyon, FrankreichSAH.002544Größe 4'', Balde Nummer: 64 und 65 & nbsp;
Synthesizer 2,0-mm-BohrerSYNTHES GMBH, Schweiz & nbsp;310.19
Kirschner  wiersSYNTHES GMBH, Schweiz & nbsp;292.20Synthesizer 2,0 mm K-DRAHT MIT TROKARSPITZE 150 mm
CASPAR, Wirbelwirbel-DistraktionKLS, Tuttlingen, DeutschlandSBH 110-740-02Linke, kurzgezahnte Stange: 110 mm
C-Lox  Spinale Kurette Rita Leibinger, BW, Deutschland134-0700-22Edelstahl 22 cm
MTI Curette MTI, Ohio, USAL= 8,8 mm, Gesamt L = 19 mm, figure-materials-2  curette 6,3mm, Curette-Haken 45figure-materials-3
Chevalier Jackson Kehlkopf-Greifzange  Stryker, Michigan, USAS35.4300011.75″ 299MM
Scoville Curette GerMedUSA, New York, USAG46-150210" Down
SägeblattDePuy Synthes, Indiana, USA519.104SGebrauchbare Länge: 50 mm, Schnittdicke: 0,6 mm, Breite: 10 mm
Orthopädisches COLIBRI IIDePuy Synthes, Indiana, USA5,32,101Bohr-/Ossilationssäge
PALACOS® R (Knochenzement)Heraeus (Kulzer), DeutschlandK202475Hochviskoser Knochenzement  , Radiopaque, coulred green
LeiLOX Ti LegierungsrekonstruktionsplatteRita Leibinger, BW, Deutschland142-0220-044 Löcher. Abstand zwischen 2 Löchern ungefähr. 9 mm, Länge = 32,95 mm, Breite maximal = 5,95 mm, Breite min. = 3,6 mm, Höhe = 1,55 mm & nbsp;
Actimove CervirollOttobock, Duderstadt, Deutschland72859-44Schaummantel um den Hals (Größe Large)
Medikamente
Dexdomitor 0,5 mg/mlOrion Corporation, Espoo, FinnlandEU/02.02.033/001-002Dexmedetomidinhydrochlorid 0,5 mg/ml zur Injektion (10 ml) 
Buprenorfin 20 mm/Stunden PflasterSANDOZ BV, Almere, NiederlandeRVG 114802Transdermales Pflaster
Propofol 20 mg/mlFresenius Kabi Nederland b.v., Huis ter Heide, NiederlandeRVG 110811Propofol 20 mg/ml Emulsion zur Injektion oder Infusion (50 ml) 
Flunixin-Megalumin 50 mg/ml  Laboratories Calier S.A., Les Franqueses del Vallè s, SpianES/V/0127/001Flasche 100 ml, QM01AG90 – Flunixin
Neopen®MSD Intervet, Boxmeer, NiederlandeREG NL 1556Neomycin (100 mg/ml) – Procain Benzylpenicillin (200 mg/ml)
Remifentanil 2 mgMylan B.V., Amstelveen, NiederlandeRVG 104757REMIFENTANIL HYDROCHLORID 2,19 mg/Phiol-ZUSAMMENSETZUNG entspricht REMIFENTANIL 2 mg/Fläschchen
Betadine-ShampooMylan B.V., Amstelveen, NiederlandeRVG 08943Povidon-Jod 75 mg/ml (120 ml)
Betadine oplossingMylan B.V., Amstelveen, NiederlandeRVG 01331 Povidon-Jod-Lösung 100 mg/ml (500 ml)
Amoxicillin / ClavulansäureSANDOZ BV, Almere, NiederlandeRVG 29725Enthält 500 mg Amoxicillin und 50 mg Clavulansäure (Pulver)
HiBiScrubMö lnlycke Health Care AB., Utrecht, NiederlandeRVG 10156Chlorhexidin-Diglukonat 40 mg/ml (500 ml)
Chlorhexidin 0,5 % in Alkohol 70 % & nbspoon; Spray (Magneta)HINZUGEFÜGTE PHARMA, Oss, NiederlandeROL. 1642783Chlorhexidin 0,5 % in Alkohol 70 % & nbspoon; Spray (250 ml)
Cisatracurium 2mg/ml Hameln Pharma GmbH, Hameln, Deutschland92667161 ml  enthält: Cisatracurium besylat 2,68 mg (entspricht 2 mg Cisatracurium)

Referenzen

  1. Cohen, S. P. Epidemiology, diagnosis, and treatment of neck pain. Mayo Clin Proc. 90 (2), 284-299 (2015).
  2. Kane, S. F., Abadie, K. V., Willson, A. Degenerative cervical myelopathy: recognition and management. Am Fam Physician. 102 (12), 740-750 (2020).
  3. Pilkington, E. J., et al. Prevalence, clinical presentation, and etiology of myelopathies in 224 juvenile dogs. J Vet Intern Med. 38 (3), 1598-1607 (2024).
  4. Tabbì, M., et al. Treatment of canine disc-associated cervical spondylomyelopathy with a cervical distraction-stabilization technique (C-LOX combined with LCP plate) and clinical outcomes. Animals (Basel). 13 (16), 2549(2023).
  5. Da Costa, R. C. Cervical spondylomyelopathy (wobbler syndrome) in dogs. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 40 (5), 881-913 (2010).
  6. De Decker, S., Da Costa, R. C., Volk, H. A., Van Ham, L. M. Current insights and controversies in the pathogenesis and diagnosis of disc-associated cervical spondylomyelopathy in dogs. Vet Rec. 171 (21), 531-537 (2012).
  7. Jeffery, N. D., Levine, J. M., Olby, N. J., Stein, V. M. Intervertebral disk degeneration in dogs: consequences, diagnosis, treatment, and future directions. J Vet Intern Med. 27 (6), 1318-1333 (2013).
  8. Romaniyanto,, et al. An update of current therapeutic approach for intervertebral disc degeneration: a review article. Ann Med Surg (Lond). 77, 103619(2022).
  9. Reints Bok, T. E., et al. Instrumented cervical fusion in nine dogs with caudal cervical spondylomyelopathy. Vet Surg. 48 (7), 1287-1298 (2019).
  10. Sattari, S. A., et al. Anterior cervical discectomy and fusion versus posterior decompression in patients with degenerative cervical myelopathy: a systematic review and meta-analysis. J Neurosurg Spine. 38 (6), 631-643 (2023).
  11. Hashimoto, K., Aizawa, T., Kanno, H., Itoi, E. Adjacent segment degeneration after fusion spinal surgery: a systematic review. Int Orthop. 43 (4), 987-993 (2019).
  12. Fiani, B., Nanney, J. M., Villait, A., Sekhon, M., Doan, T. Investigational research: timeline, trials, and future directions of spinal disc arthroplasty. Cureus. 13 (7), e16739(2021).
  13. Qin, J., et al. Artificial cervical vertebra and intervertebral complex replacement through the anterior approach in animal model: a biomechanical and in vivo evaluation of a successful goat model. PLoS One. 7 (12), e52910(2012).
  14. Choi, H., Baisden, J. L., Yoganandan, N. A comparative in vivo study of semi-constrained and unconstrained cervical artificial disc prostheses. Mil Med. 184 (Suppl 1), 637-643 (2019).
  15. Taylor, B. A., et al. Evaluation of total disc arthroplasty: a canine model. Am J Orthop (Belle Mead NJ). 37 (4), E64-E70 (2008).
  16. Adamo, P. F. Cervical arthroplasty in two dogs with disk-associated cervical spondylomyelopathy. J Am Vet Med Assoc. 239 (6), 808-817 (2011).
  17. Marinho, P. V. T., et al. Development of an intervertebral disc prosthesis prototype for the canine cervical spine. Cienc Rural. 53, e20220027(2023).
  18. Falzone, C., Tranquillo, V., Gasparinetti, N. Comparison of two surgical techniques for the treatment of canine disc-associated cervical spondylomyelopathy. Front Vet Sci. 9, 880018(2022).
  19. Nilssen, P. K., et al. Complications and reoperations in young versus old patients undergoing cervical disc arthroplasty. North Am Spine Soc J. 21, 100589(2025).
  20. Parish, J. M., Asher, A. M., Coric, D. Complications and complication avoidance with cervical total disc replacement. Int J Spine Surg. 14 (s2), S50-S56 (2020).
  21. Jacobs, C. A. M., et al. Mechanical characterization of a novel biomimetic artificial disc for the cervical spine. J Mech Behav Biomed Mater. 142, 105808(2023).
  22. Platt, S. R., Da Costa, R. C. Cervical vertebral column and spinal cord.Veterinary surgery: small animal. , Elsevier. St. Louis. (2018).
  23. Chin, K. R., Lubinski, J. R., Zimmers, K. B., Sands, B. E., Pencle, F. Clinical experience and two-year follow-up with a one-piece viscoelastic cervical total disc replacement. J Spine Surg. 3 (4), 630-640 (2017).
  24. Dicesare, J. A. T., et al. Mechanical failure of the Mobi-C implant for artificial cervical disc replacement: report of 4 cases. J Neurosurg Spine. 33 (6), 727-733 (2020).
  25. Wang, L., et al. Comparative study between Caspar cervical retractor system and traditional S retractor in application on anterior cervical decompression and fixation. Orthop Surg. 15 (2), 510-516 (2023).
  26. Seo, J. H., Ju, C. I., Kim, S. W., Kim, J. K., Shin, H. Clinical efficacy of bone cement augmented screw fixation for the severe osteoporotic spine. Korean J Spine. 9 (2), 79-84 (2012).

Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

Zervikale BandscheibenarthroplastikBiomimetische BandscheibenimplantationOsseointegrationTitan EndplattenBandscheibenersatzoperationDurchleuchtungsbildgebungKnochenzementfixierungBiomechanische Leistung
Operationstechnik zur Implantation einer biomimetischen künstlichen Bandscheibe in ein Ziegentiermodell
Kontakt
Rückmeldung an Ihre Bibliothek

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.