Methodenartikel

Präzise Visualisierung der Insulinrezeptoren A und B im Gehirn von Mäusen mit einem RNA In Situ Hybridisierungsassay

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DOI:

10.3791/68677

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15. Juli 2025

 ,  ,  ,  , 
1Diabetes Section/Laboratory of Clinical Investigation, National Institute on Aging, National Institutes of Health

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir haben einen Duplex-in-situ-Hybridisierungsassay zur Kartierung der Insulinrezeptor-Isoformen IR-A und IR-B im murinen Plexus choroideus etabliert und damit die Einschränkungen traditioneller Methoden überwunden. Dieser hochauflösende Ansatz enthüllt die isoformspezifische Expression und bietet neue Einblicke in die Insulinsignalisierung im Gehirn und potenzielle isoform-gezielte Therapien für neurologische Erkrankungen.

Zusammenfassung

Insulinrezeptoren (IRs) werden in allen Geweben und Zelltypen exprimiert. Es existiert in zwei funktionell unterschiedlichen Isoformen -- IR-A und IR-B -- die sich durch 12 Aminosäuren unterscheiden, was auf das alternative Exon-11-Spleißen zurückzuführen ist. Diese Isoformen weisen gewebe- und zellspezifische Expressionsmuster auf, wobei ihre relative Häufigkeit im Laufe der Entwicklung, des Alterns und der Krankheit variiert. Aufgrund ihrer hohen Sequenzähnlichkeit war die Unterscheidung zwischen IR-A und IR-B mit herkömmlichen immunologischen Methoden eine Herausforderung. In dieser Arbeit beschreiben wir einen neuartigen Duplex in situ Hybridisierung (ISH) Assay, der die Visualisierung der IR-A- und IR-B-Expression im Gewebe ermöglicht. Mit diesem Ansatz konnten wir zum ersten Mal zeigen, dass beide Isoformen im murinen Plexus choroideus exprimiert werden, IR-A jedoch vorherrschend ist. Diese Methode bietet ein leistungsfähiges Werkzeug, um die räumliche Verteilung von Insulinrezeptor-Isoformen in situ über verschiedene Gewebe hinweg zu untersuchen. Während die real-time qPCR IR-A- und IR-B-Transkripte in monozellulären In-vitro-Kulturen nachweisen kann, fehlt ihr jedoch die Fähigkeit zur räumlichen Lokalisierung in komplexen Geweben, was die Notwendigkeit und den Nutzen der Duplex-ISH-Technik unterstreicht.

Einleitung

Der Insulinrezeptor (IR) ist ein enzymatischer Single-Pass-Transmembranrezeptor, der die vielfältigen physiologischen Wirkungen von Insulin vermittelt. Es fungiert als dimeres Protein, wobei jedes Monomer aus zwei Peptidketten besteht, die durch eine Disulfidbindung verbunden sind: Die extrazelluläre α-Untereinheit, die die Ligandenbindungsdomäne enthält, und die Transmembran-β-Untereinheit, deren intrazelluläre Sequenz eine intrinsische Tyrosinkinase-Aktivität besitzt1. Durch alternatives Spleißen von Exon 11 entstehen durch die Transkription des IR-Gens zwei IR-mRNA-Varianten. IR-A fehlt das Exon 11, während IR-B es beibehält. Folglich unterscheiden sich IR-A und IR-B durch eine 12-Aminosäure-Sequenz in der Nähe des C-Terminus der α-Untereinheit, was zu einer deutlichen Bindung von Wachstumsfaktoren neben reifem Insulin und unterschiedlichen nachgeschalteten Signaleigenschaften führt. Während beide Varianten eine ähnliche Affinität zu Insulin aufweisen, hat IR-A im Vergleich zu IR-B eine höhere Affinität zu insulinähnlichem Wachstumsfaktor-II (IGF-II) und Proinsulin. Die Expressionsmuster von IR-A und IR-B variieren je nach Gewebe- und Zelltyp und Krankheitszustand2.

Ihre unterschiedliche Ausprägung in Geweben und Krankheiten unterstreicht ihren einzigartigen Beitrag zur Physiologie und Pathologie. Der Plexus choroideus (CP), eine spezialisierte Struktur, die Liquor cerebrospinalis (CSF) produziert und Teil der Blut-Liquor-Schranke ist, spielt eine entscheidende Rolle beim Nährstofftransport, der Abfallbeseitigung und der Neuroprotektion, insbesondere bei Entzündungen. Beide IR-Isoformen werden im CP exprimiert, wo sie wahrscheinlich das Volumen und die Zusammensetzung des Liquors regulieren. IR-A fördert durch seine hochaffine Bindung an IGF-II wahrscheinlich die zelluläre Proliferation und Gewebereparatur im CP-Epithel. IR-B hingegen ist am Insulintransport über die Blut-Liquor-Schranke beteiligt und unterstützt die Insulinverfügbarkeit im Gehirn für Astrozyten, Neuronen, Gliazellen und Glukosehomöostase 3,4.

Prädiabetische IR-Spiegel wurden bei asymptomatischen Personen mit genetischem Risiko für die Alzheimer-Krankheit (AD) mit erhöhtem Liquor-Tau in Verbindung gebracht5, und Veränderungen des IR-A/IR-B-Verhältnisses wurden mit Insulinresistenz, Alterung und erhöhten proliferativen Aktivitätsfaktoren in Verbindung gebracht, die zu Krebs und anderen Pathologien beitragen können6. Die Identifizierung isoformspezifischer Expressionsmuster von IR-A und IR-B stellt einen entscheidenden Schritt zur Entwicklung neuartiger therapeutischer Strategien für komplexe Erkrankungen des Zentralnervensystems dar. Aktuelle Ansätze wie Immunfärbung und qPCR sind jedoch begrenzt: Nicht alle Proteine können zuverlässig immunmarkiert werden, da es an validierten Antikörpern mangelt, und obwohl die qPCR hochspezifisch ist, fehlt es ihr an räumlicher Auflösung.

Um diese Einschränkungen zu überwinden, haben wir die Duplex-in-situ-Hybridisierung (ISH) eingesetzt, eine fortschrittliche RNA-Detektionstechnologie, die auf der RNAscope-Plattform BaseScope basiert. Dieser Assay verwendet ein einzigartiges Doppel-Z-Sondendesign, das eine Tandembindung an die Ziel-RNA erfordert, was eine hohe Spezifität und Sensitivität ermöglicht, selbst für Transkripte mit geringer Abundanz. Das fluoreszierende oder chromogene Signal wird durch mehrere Sondenbindungsereignisse verstärkt, wodurch die Detektion verbessert und der Hintergrund reduziertwird 7. Im Gegensatz zum Standard-RNAscope ist dieser Assay für den Nachweis kurzer RNA-Sequenzen (50-300 Basen) optimiert und eignet sich daher besonders für die Identifizierung alternativer Spleißereignisse, Einzelnukleotidvarianten und seltener Transkripte in komplexen Geweben wie dem Gehirn8.

Dieser Assay visualisiert Ziele gleichzeitig als unterschiedliche grüne (C1) und rote (C2) chromogene Signale unter Hellfeld. Es gewährleistet den Erfolg mit Geweben, die in 4 % Paraformaldehyd (PFA) oder 10 % neutralem gepuffertem Formalin (NBF) fixiert und bei 5 μm bis 15 μm (gefroren/FFPE) geschnitten sind und RNA mit geringer bis hoher Abundanz enthalten. Aufgrund der Empfindlichkeit gegenüber RNA-Abbau, Überfixierung und Sondenfehlern müssen wir die Vorbehandlung, das Sondendesign und die Kontrollen optimieren, um die Spezifität zu maximieren und den Hintergrund zu minimieren. Hier haben wir diesen Duplex-ISH-Assay angewendet, um die Expressionsmuster von IR-A und IR-B in der murinen CP zu charakterisieren, was neue Einblicke in die räumliche Biologie von IR-Isoformen und ihre mögliche Rolle bei der Gesundheit und Krankheit des Gehirns bietet.

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Protokoll

Alle Tierverfahren wurden in Übereinstimmung mit den vom National Institute on Aging (NIA) genehmigten Protokollen durchgeführt, das von der American Association for Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC) vollständig akkreditiert ist. Die Protokolle wurden vom Animal Care and Use Committee des NIA Intramural Research Program (IRP/NIA) überprüft und genehmigt. Die Mäuse wurden in einer klimatisierten Anlage unter einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus untergebracht, mit Ad-libitum-Zugang zu Wasser und Standardfutter, sofern nicht anders angegeben. Männliche C57BL/6J-Mäuse wurden aus dem Jackson Laboratory gewonnen und im Alter von 3–4 Monaten für Experimente verwendet.

1. Fixierte Vorbereitung von gefrorenen Proben

  1. Perfundieren Sie die Maus mit frisch zubereiteten 4% PFA in 1x PBS und legen Sie das gesamte Gehirn für 17–24 h bei 4 °C in frisch zubereitetes 4% PFA.
    HINWEIS: Das Gewebe wurde nicht länger als 24 Stunden in 4 % PFA (10 ml für jedes Gehirn) gelegt.
  2. Tauchen Sie das Gewebe in 10% (10 mL) Saccharose in 1x PBS bei 4 °C, bis das Gewebe auf den Boden des Behälters sinkt. Übertragen Sie dann das Gewebe nacheinander auf 20 % Saccharose und schließlich auf 30 % Saccharose, so dass es bei jedem Schritt absinken kann.
    HINWEIS: Die Zeit, die das Gewebe benötigt, um abzusinken, variiert je nach Gewebetyp und -größe. Für Hirngewebe dauert es ungefähr 18 h.
  3. Frieren Sie das Gewebe in OCT-Einbettmedien ein und lagern Sie die Gewebeblöcke in einem luftdichten Behälter bei -80 °C.
  4. Koronal formaldehydfixiertes gefrorenes Hirngewebe in 10 μm Scheiben schneiden und bis zur Verwendung bei -80 °C lagern.
    HINWEIS: Montieren Sie die Schnitte auf positiv geladene Objektträger; Andere Objektträgertypen können zu Gewebeverlust führen. Wenn Objektträger nicht sofort verwendet werden, lagern Sie sie bis zu 3 Monate bei -80 °C.

2. Schnittvorbehandlung vor dem Duplex-Detektionsassay

  1. Waschen Sie die Objektträger am Tag des Assays 5 Minuten lang in 1x PBS und bewegen Sie das Objektträgergestell vorsichtig auf und ab, um eventuelle OCT-Reste zu entfernen.
  2. Die Dias bei 60 °C 30 min backen.
  3. Fixieren Sie die Objektträger in vorgekühltem 4% PFA in 1x PBS für 15 min bei 4 °C.
  4. Übertragen Sie die Objektträger nacheinander durch eine EtOH-Serie: 50 % EtOH für 5 min bei RT, 70 % EtOH für 5 min bei RT, 100 % EtOH für 5 min bei RT, 100 % EtOH erneut für 5 min bei RT.
  5. Trocknen Sie die Rutschen 5 Minuten lang an der Luft bei RT.
  6. Tragen Sie 2–4 Tropfen Wasserstoffperoxid auf jede Sektion auf und inkubieren Sie sie 10 Minuten lang bei RT. Spülen Sie es einmal mit destilliertem Wasser ab.
  7. Bereiten Sie 700 mL frische 1x Target Retrieval-Lösung in einem Becherglas vor. Mit Folie abdecken und gleichmäßig zum Kochen bringen (99–100 °C).
    HINWEIS: Vor Gebrauch nicht länger als 30 Minuten kochen lassen. In der Zwischenzeit den Backofen (siehe Materialtabelle) auf 40 °C vorheizen.
  8. Tauchen Sie den Objektträger vorsichtig in die kochende Target Retrieval-Lösung und inkubieren Sie ihn 5 Minuten lang. Halten Sie die Temperatur zwischen 98 und 102 °C und überwachen Sie sie genau.
    HINWEIS: Die Kochzeit muss je nach Gewebetyp möglicherweise angepasst werden (5–15 Minuten).
  9. Den heißen Schieberost sofort in eine Schüssel mit destilliertem Wasser geben und den Rost 3–5x auf und ab bewegen. Wiederholen Sie den Vorgang mit frischem destilliertem Wasser.
  10. Spülen Sie die Objektträger mit frischem 100 % EtOH ab und bewegen Sie sie 3–5x auf und ab.
  11. Verwende einen hydrophoben Barrierestift, um 2–3x um jeden Gewebeabschnitt herum zu zeichnen. Lassen Sie die Barriere bei RT vollständig trocknen.
  12. Legen Sie die Objektträger in das Stapelfolienfach ein. Fügen Sie Protease (siehe Materialtabelle) zu jedem Abschnitt hinzu und stellen Sie sicher, dass das Gewebe vollständig bedeckt ist. Im Backofen bei 40 °C 15 Min. inkubieren.
    HINWEIS: Die Inkubationszeit der Protease kann je nach Gewebetyp und Zielgen angepasst werden müssen.
  13. Nehmen Sie die Schublade aus dem Ofen und stellen Sie sie in destilliertes Wasser. Waschen Sie die Objektträger vorsichtig, indem Sie sie 2 Minuten lang auf und ab bewegen, und wiederholen Sie diesen Schritt 2x mit frischem destilliertem Wasser.

3. Duplex-Detektions-Assay

  1. Sonden
    1. Bereiten Sie zwei zusätzliche Abschnitte für Positiv- und Negativkontrollsonden vor.
    2. Wählen Sie Kontrollsonden mit der gleichen Anzahl von ZZ-Paaren wie der Zielmesskopf aus. Für 1 ZZ-Paar verwenden Sie eine Positiv- und eine Negativkontrolle (siehe Materialtabelle).
    3. Vor der Verwendung die Sonden 10 Minuten lang bei 40 °C äquilibrieren und die AMP1-12-Reagenzien auf RT bringen.
  2. Sonden-Hybridisierung
    1. Drehen Sie die C2-Sonde kurz herunter und mischen Sie sie im Verhältnis 1:50 mit der C1-Sonde. Fügen Sie so viel Sonde (100–200 μl) hinzu, dass jede Sektion vollständig bedeckt ist, und inkubieren Sie die Objektträger 2 Stunden lang bei 40 °C im Ofen. Waschen Sie die Objektträger 2 x 2 min in 1x Waschpuffer bei RT.
    2. Basis-Oszilloskop Duplex AMP1-Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP1 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig abzudecken. Zurück in den Ofen schieben und bei 40 °C 30 Min. inkubieren.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
    3. Basis-Oszilloskop Duplex AMP2-Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP2 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig abzudecken. Zurück in den Ofen schieben und bei 40 °C 30 Min. inkubieren.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
    4. Basis-Oszilloskop Duplex AMP3-Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP3 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig abzudecken. Zurück in den Ofen schieben und bei 40 °C 15 Min. inkubieren.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
        HINWEIS: Überschreiten Sie nicht 15 Minuten Inkubation.
    5. Basis-Oszilloskop Duplex AMP4-Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP4 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig abzudecken. Zurück in den Ofen schieben und bei 40 °C 15 Min. inkubieren.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
    6. Basis-Oszilloskop Duplex AMP5 Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP5 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig abzudecken. Zurück in den Ofen schieben und bei 40 °C 30 Min. inkubieren.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
    7. Basis-Oszilloskop Duplex AMP6-Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP6 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig abzudecken. Zurück in den Ofen schieben und bei 40 °C 15 Min. inkubieren.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
        HINWEIS: Bei AMP3 darf die Inkubationszeit 15 Minuten nicht überschritten werden.
    8. Basis-Oszilloskop Duplex AMP7 Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP7 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig zu bedecken, und inkubieren Sie ihn 30 Minuten lang bei Raumtemperatur.
        1. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
          HINWEIS: Inkubieren Sie mit AMP7 bei Raumtemperatur (RT) für 30 Minuten.
    9. Basis-Oszilloskop Duplex AMP8 Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP8 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig zu bedecken, und inkubieren Sie ihn 15 Minuten lang bei Raumtemperatur.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
        HINWEIS: Inkubieren Sie mit AMP8-Inkubation für 15 min bei RT.
    10. Erkennung roter Signale (C2)
      1. Drehen Sie den Fast Red-B kurz herunter und mischen Sie ihn mit Fast Red-A im Verhältnis 1:60.
      2. Auf jeden Abschnitt (100–200 μl) auftragen, das Tablett abdecken und 10 Minuten lang bei RT im Dunkeln inkubieren.
      3. 2x in 1x Waschpuffer waschen.
        HINWEIS: Verwenden Sie die gemischte Fast Red-Lösung innerhalb von 5 Minuten. Vor Licht (Sonnenlicht oder UV) schützen.
    11. Basis-Oszilloskop Duplex AMP9 Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP9 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig abzudecken. Zurück in den Ofen schieben und bei 40 °C 15 Min. inkubieren.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
    12. Basis-Oszilloskop Duplex AMP10 Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP10 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig abzudecken. Zurück in den Ofen schieben und bei 40 °C 15 Min. inkubieren.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
    13. Basis-Oszilloskop Duplex AMP11 Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP11 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig abzudecken. 30 Minuten bei RT inkubieren.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
        HINWEIS: Inkubieren Sie mit AMP11 bei RT für 30 Minuten.
    14. Basis-Oszilloskop Duplex AMP12 Anwendung
      1. Entfernen Sie überschüssigen Waschpuffer von den Objektträgern und fügen Sie AMP12 (100–200 μl) hinzu, um jeden Abschnitt vollständig abzudecken. 15 Minuten bei RT inkubieren.
      2. 2 x 2 min in 1x Wash Buffer waschen.
        HINWEIS: Überschreiten Sie nicht 15 Minuten Inkubation.
    15. Erkennung des grünen Signals (C1)
      1. Drehen Sie die Fast Green-B-Röhre kurz herunter und mischen Sie sie mit Fast Green-A im Verhältnis 1:50.
      2. Tragen Sie die GRÜNE Lösung auf jeden Abschnitt (100–200 μl) auf, decken Sie das Tablett ab und inkubieren Sie es 10 Minuten lang bei RT.
      3. 5 min in 1x Wash Buffer waschen und kurz in destilliertem Wasser abspülen.
        HINWEIS: Verwenden Sie die gemischte Fast Green-Lösung innerhalb von 5 Minuten. Vor Licht schützen. Das Verhältnis von Grün B zu A beträgt 1:50. Sowohl ROTE als auch GRÜNE Substrate sind alkoholempfindlich. Verwenden Sie keine alkoholhaltigen Reagenzien.

4. Gegenbeize

  1. Tauchen Sie die Objektträger 1 Minute lang bei RT in 50%ige Hämatoxylin-Färbelösung, bis die Abschnitte violett erscheinen.
  2. 3–5x mit Leitungswasser auf und ab spülen. Wiederholen Sie den Vorgang mit frischem Leitungswasser, bis sich der Hintergrund lichtet, die Abschnitte aber violett bleiben.
  3. Tauchen Sie die Rutschen in 0,02 % Ammoniakwasser 3x hoch und runter, bis die Abschnitte blau werden.
  4. Nochmals 3–5x mit Leitungswasser nachspülen.

5. Montage

  1. Komplett trockene Objektträger in einem 60 °C trockenen Ofen für ~15 min.
  2. Tauchen Sie die Objektträger in frisches Xylol.
    HINWEIS: Da das Eindeckmedium recht viskos ist, erleichtert ein kurzes Eintauchen in Xylol vor dem Einbetten eine gleichmäßigere Verteilung des Mediums über den Gewebeschnitt und reduziert die Bildung von Luftblasen unter dem Deckglas.
  3. Tragen Sie Montagemedium (siehe Materialtabelle) auf die Folie und das Deckglas auf, um Blasen zu vermeiden.
  4. Trocknen Sie die Rutschen mindestens 5 Minuten lang an der Luft.

6. Bewerten Sie die Proben

  1. Bilden Sie die Schnitte unter einem Standard-Hellfeldmikroskop mit 20- oder 40-facher Vergrößerung ab. (Abbildung 1).
    HINWEIS: Positivkontrollen sollten punktuelle Punkte in den Zellen anzeigen. Negative Kontrollen sind akzeptabel, wenn bei 20-facher Vergrößerung nicht mehr als 1 Punkt pro 20 Zellen vorhanden ist.

7. Wertung (fakultativ)

  1. Verwenden Sie eine Bildanalysesoftware (z. B. Halo oder QuPath), um die RNA-Punkte pro Zelle zu quantifizieren.

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Ergebnisse

Der Insulinrezeptor (IR) ist ein Transmembran-Tyrosinkinase-Rezeptor, der aus zwei extrazellulären α-Untereinheiten und zwei Transmembran-β-Untereinheiten besteht, die ein funktionelles Heterotetramer bilden. Die α-Untereinheiten vermitteln die Insulinbindung, während die β-Untereinheiten eine intrinsische Tyrosinkinase-Aktivität besitzen, die die nachgeschaltete Signalübertragung initiiert. Das alternative Spleißen von Exon 11 durch IR-mRNA erzeugt zwei Isoformen des IR, IR-A und IR-B. A...

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Diskussion

Im Gehirn ist die Expression von Insulinrezeptoren (IR) heterogen, wobei hohe Dichten in Regionen wie dem Riechkolben, dem Hypothalamus, dem Hippocampus und dem Plexus choroideus beobachtet werden10. Eine umfassende Charakterisierung der varianten Expressionsmuster in spezifischen Hirnregionen und Zelltypen würde entscheidende Informationen liefern, die es uns ermöglichen, die spezifische Rolle von Insulin und IGF-II-Signalweg bei der synaptischen Plastizität, dem...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde vom Intramural Research Program/National Institute on Aging/National Institutes of Health unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Ammonium-WasserElektronenmikroskop-Wissenschaft 26754-4A
BaseScope Dulplex Detektions-ReagenzkitACD Biografie323810
BaseScope Dulplex Duplex Positivkontrollsonde - Maus (mm)-C1-PPIB-1ZZ/C2-Polr2A-1ZZACD Biografie700121
BaseScope Dulplex Duplex-Positivkontrollsonde-C1-DapB-1ZZ/C2-DapB-1ZZACD Biografie700141
Gills Hämatoxylin ISigma-AldrichGHS132-1L
Ziegen-Anti-Kaninchen-IgG (H+L) Hochgradig kreuzadsorbierter Sekundärantikörper, Alexa Fluor Plus 488InvitrogenNr. A32731
HybEZ BACKOFEN, Tablett, Rost und WaschblechACD Biografie321721, 310012, 321716, 321717
ImmEdge Hydrophober BarrierestiftVector LaborH-4000
INSR-Isoform-Sonden A und B: BA-Mm-Insr-tv1-E10E11, BA-Mm-Insr-tv2-E11E12-C2ACD Biografie717411, 717421-C2
Insulinrezeptor-AntikörperSignalübertragung der Zellen 23413
RNAscope 10x Ziel-RetrivalACD Biografie322000
RNAscope Wasserstoffperoxid, Protease PlusACD Biografie322381
Kochsalz-Natriumcitrat (SSC) 20xFisher ScientificNr. BP1325-1
SuperFrost Plus RutschenFisher Scientific12-550-18
VectaMount Permanentes EindeckmediumVector LaborH-5000

Referenzen

  1. Häring, H. U. The insulin receptor: signalling mechanism and contribution to the pathogenesis of insulin resistance. Diabetologia. 34 (12), 848-861 (1991).
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Schlagwörter

Insulinrezeptor IsoformenIR AIR BDuplex ISHRNA HybridisierungsassayPlexus choroideusr umliche Genexpression

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