Methodenartikel

Murine bilaterale Nierenlymphadenektomie

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DOI:

10.3791/68695

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30. Dezember 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Yale University School of Medicine, 2Department of Immunobiology, Yale University School of Medicine, 3Department of Internal Medicine, Section of Rheumatology, Yale University, 4Howard Hughes Medical Institute, Yale University School of Medicine

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein Überlebensverfahren für eine sichere und gut verträgliche beidseitige neurale Lymphadenektomie der Maus.

Zusammenfassung

Autoimmunerkrankungen entstehen dadurch, dass Immunzellen unangemessen auf Selbstgewebe abzielen, was zu Pathologien und Schäden lebenswichtiger Organe führt. Sekundäre lymphoide Organe dienen als Ort für die Aktivierung von B- und T-Zellen sowie periphere Immuntoleranz, infolge des Antigenabflusses und des Antigen-präsentierenden Zelltransports (APC) durch lokale Lymphatik. Die Rolle lokal drainierender Lymphknoten als Anfangsort der Lymphozytenaktivierung wurde in Tumor-, Infektions- und organspezifischen Autoimmunerkrankungen beschrieben, jedoch nicht bei systemischer Autoimmunerkrankung. Systemischer Lupus erythematosus, eine solche Krankheit, ist eine weit verbreitete Autoimmunerkrankung mit häufiger Nierenbeteiligung, die zu Nierenschäden und letztendlichem Versagen führt. Ein weiteres Verständnis der Rolle der nierenen Lymphknoten, die der Hauptort der Antigendrainage und des APC-Transports aus den Nieren sind, ist durch die Unfähigkeit, dieses Gewebe selektiv zu stören, eingeschränkt. Hier wird ein Überlebensverfahren für eine sichere und gut verträgliche beidseitige murale Lymphadenektomie beschrieben. Enthalten sind detaillierte Anleitungen, visuelle Hilfsmittel, hilfreiche Tipps für besseren Erfolg und die Fehlerbehebung von prozeduralen Problemen. Das langfristige Überleben ist ausgezeichnet und wurde mindestens 4 Monate postoperativ beobachtet. Resezierte Nierenlymphknoten sind intakt und sofort bereit für die nachgeschaltete Behandlung. Dieses Verfahren eignet sich am besten für Studien zur lokalen Wirkung von Nierenlymphknoten.

Einleitung

Autoimmunerkrankungen umfassen jedes Organ des menschlichen Körpers, von relativ organbeschränkten Erkrankungen wie Autoimmunhepatitis, Uveitis und Typ-1-Diabetes bis hin zu weit verbreiteten Krankheiten wie systemischer Sklerose und Sjögrens 1,2,3,4,5. Die immunologische Toleranz ist eine entscheidende Phase in der Entwicklung von B- und T-Zellen, um Selbstreaktivitätzu verhindern. Während eine zentrale Toleranz durch klonale Deletion im Thymus notwendig und wirksam ist, entstehen allein diese Lücken in der Abwehr gegen Autoimmunität 7,8. Die periphere Toleranz ist eine sekundäre Barriere gegen Selbstreaktivität durch B- und T-Zell-Anergie, Deletion oder T-Zell-Erschöpfung, die in sekundären lymphoiden Organen auftritt, einschließlich regionaler, gewebedrainierender Lymphknoten nach Antigendrainage 9,10. Es wird jedoch auch immer deutlicher, dass autoreaktive Zellen in diesen Lymphknoten leben und von ihnen wandern können, bei Personen, die genetisch und/oder umweltanfällig sind, nach einer ungeeigneten Aktivierung11,12.

Systemischer Lupus erythematodes ist eine solche Autoimmunerkrankung mit klarer B- und T-Zellbeteiligung an mehreren Organsystemen13. Eine besonders häufige und morbide Manifestation davon ist Lupusnephritis und das Fortschreiten zur Endstadium der Nierenerkrankung14. Die Fähigkeit, den direkten Einfluss der lokal lebenden B- und T-Zellen bei autoimmun-bedingten Nierenerkrankungen zu verstehen, im Gegensatz zur zirkulierenden systemischen Pathophysiologie, ist derzeit durch die Unfähigkeit eingeschränkt, diese Knoten selektiv zu stören. Mit dieser Lücke im Hinterkopf wurde ein Überlebensverfahren für die beidseitige neurale Lymphadenektomie der Maus entwickelt, das hier beschrieben wird.

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, eine sichere und zuverlässige Exzision beidseitiger Nierenlymphknoten bei Mäusen mit hoher postoperativer Überlebensrate und Toleranz zu erreichen. Dieses Verfahren eignet sich am besten für Studien zur lokalen Wirkung von Nierenlymphknoten auf das Priming, die Aktivierung und die Toleranz von Immunzellen, die mit Nierenerkrankungen assoziiert sind. Dieses Verfahren ist ideal, wenn es mit Autoimmun- oder onkologischen Modellen kombiniert wird, die die Niere betreffen.

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Protokoll

Alle Verfahren werden in Übereinstimmung mit den Protokollen des Yale Institutional Animal Care and Use Committee durchgeführt. Um dieses Verfahren zu entwickeln, wurden der 8-12 Wochen alte Balb/c-Stamm, Lupus-anfällige Mäuse (MRL/MpJ-Faslpr/J/J) sowie alters-/geschlechts-/genotyp-abgestimmte Placebo-Kontrolleneingesetzt. Zusätzlich wurden 8 bis 12 Wochen alte Wildtyp-C57BL/6-Stammmäuse getestet, und die Knoten wurden sicher entfernt. Sowohl männliche als auch weibliche Mäuse wurden eingeschlossen. Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung von Instrumenten, Tieren und dem Operationssaal

  1. Sterilisiere alle chirurgischen Instrumente. Stellen Sie sicher, dass die Operationsfläche und der Anäsenkegel mit 70 % Ethanol gereinigt sind.
  2. Stellen Sie das Operationsmikroskop ein, um eine komfortable Ergonomie für den operierenden Chirurgen zu gewährleisten.
  3. Richte eine inhalierte Anästhetik-Vaporizermaschine mit Nasenkegel und Saugung ein, um überschüssige Anästhesie zu sammeln. Richten Sie eine Arbeitsfläche mit einer warmen Wasser-Zirkulationsplattform ein, um die Körpertemperatur und Vorräte der Tiere an einem bequemen, sterilen Ort zu erhalten.
  4. Anästhesie induzieren Sie durch Verabreichung von 2%–3 % inhaliertem Isofluran mit einer Sauerstoffflussrate von 2 L/min über den Nasenkegel aus dem inhalierten Anästhesie-Verdampfergerät (nach institutionell genehmigten Protokollen).
    1. Stellen Sie eine angemessene Anästhesieebene sicher, indem Sie eine Atemfrequenz von etwa 30–40 Atemzügen pro Minute und das Ausbleiben der Reaktion auf das Drücken des Hinterfußes bestätigen. Überprüfen Sie regelmäßig die geeignete Ebene der Anästhesie und passen Sie die Isofluran-Durchflussrate entsprechend an.
      HINWEIS: Alternativ ist auch ein injizierbares Anästhetikum geeignet.
  5. Befolgen Sie die Richtlinien des Instituts für angemessene Analgesie und Lokalanästhesie. Beispielsweise kann man ein langwirksames Schmerzmittel wie 3,25 mg/kg Buprenorphin XR subkutan verabreichen und bis zu 0,04 mL/5 g Körpergewicht von 1 mg/mL Lidocain-Lösung subkutan an geplanten Schnittstellen verabreichen.
  6. Bereiten Sie das Tier auf den Eingriff vor, indem Sie Augenschmiermittel auftragen, das Fell beidseitig zupfen oder zurückschneiden, den Rücken mit Povod-/Jodlösung sterilisieren, gefolgt von 70 % Ethanol, und die rechte laterale Dekubitus (rechts nach unten) positionieren.
    1. Verwenden Sie Klebeband, um den linken Arm des Tieres oben und den Schwanz unten zu sichern, um eine entspannte, aber verlängerte Haltung zu schaffen (Abbildung 1A). Dadurch wird die Niere weiter nach unten verdrängt, was zu einer verbesserten Sichtbarkeit und Belichtung führt.
  7. Tragen Sie sterile Handschuhe und legen Sie sterile Vorhänge über das Tier mit einem Fenster zum Operationsfeld. Halte die Sterilität während des gesamten Eingriffs aufrecht.
    1. OPTIONAL: Injizieren Sie 10–20 μL steriles, gefiltertes 5 % Evans Blue in phosphatgepufferter Kochsalzlösung in beidseitigen Hinterfußpads vor der Tierpositionierung, um die Erkennung der nierenen Lymphknoten durch Drainage entlang des iliakalen Lymphtrakts16 zu verbessern (Abbildung 1D-G).
      HINWEIS: Beachten Sie, dass dieser Farbstoff Färbungen und zytometrische Durchflussanalysen beeinträchtigen kann. Außerdem wird Evans Blue im Laufe der Zeit auch in die Cisterna Chyli eindringen, siehe "Fehlersuche" für Tipps (Tabelle 1).

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Abbildung 1: Anatomische Positionierung von Maus und Organen sowie optionale Evans-Blue-Injektion. (A) Positionierung und Sicherung des Tieres für die Exposition der linken Niere. (B) Anatomische Ausrichtung innerhalb der operativen Fenster. Die linke Lymphknotenkette der Nierene befindet sich neben den Nebennieren und der Aorta, oberhalb der Nierengefäße. Der rechte Nierenlymphknoten befindet sich knapp über den Nierengefäßen. (C) Tierposition und Sicherung für die rechte Nierenexposition. (D-G) Implementierung der 20 μL 5 % Evans Blue Injektion. (D) Linker Hinterfuß und linker Nierenlymphknoten-Kette (weißer Pfeil) vor dem Färben. Beachten Sie die ungefähre Lage der Cisterna chyli (gestrichelter Kasten), die oft durchsichtig und/oder schwer zu erkennen ist, es sei denn, sie ist mit Lymphe prall gefüllt. (E) Linker Hinterfuß und linker Nierenlymphknoten-Kette (weißer Pfeil) 5 Minuten nach der Farbstoffinjektion. Beachten Sie afferente Lymphgefäße (schwarzer Pfeil). (F) Rechter Hinterfuß und rechter Nierenlymphknoten (weißer Pfeil) vor dem Färben. G) Rechter Hinterfuß und rechter Nierenlymphknoten (weißer Pfeil) 5 Minuten nach der Farbstoffinjektion. Beachten Sie afferente lymphatische Gefäße (schwarze Pfeile). Skalabalken: A,C = 1,0 cm; D-G (Hinterfußansichten) = 0,5 cm; D-G (Innenansichten) = 0,1 cm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

2. Linke Nierenlymphadenektomie

  1. Mach einen 1 cm langen schrägen Schnitt durch die Haut, knapp unterhalb der Milz (etwa 1 cm unterhalb der letzten Rippe). Schneide die Haut stumpf vom Bauch/Brustwand ab und identifiziere die Milz im Bauch.
    1. Machen Sie einen 1 cm langen Schnitt durch die Bauchwandmuskulatur knapp unterhalb der Milz, um Zugang zur Bauchhöhle zu erhalten (Abbildung 2A, B).
      HINWEIS: Bei Mäusen mit nicht pigmentierter Haut ist die Milz durch die vorbereitete Haut als dunkles, bewegliches Organ sichtbar, das seitlich im Bauchraum liegt und knapp unterhalb der ultimativen Rippe liegt.
  2. Identifizieren Sie die linke Niere als glattes Organ entlang der hinteren Bauchwand und knapp unterhalb der Milz. Die Nieren und die zugehörigen Nierenlymphknoten befinden sich im Retroperitoneum. Mit zwei schräg gebogenen Zangen wird stumpf hinter der linken Niere zerschnitten, um Zugang zum Retroperitoneum zu erhalten (Abbildung 2C).
    HINWEIS: Eine korrekte und sichere stumpfe Dissektionstechnik beinhaltet das Ausüben von geringem Druck mit geschlossener Pinzette an der gewünschten Gewebeebene und das Öffnen des Instruments sanft, wodurch die Gewebeflächen auseinandergezogen werden.
  3. Reflektiere die linke Niere anteromedial.
  4. Mit dem Dissektionsmikroskop wird das Fettpad identifiziert, das den linken Nierenlymphknoten umschließt, der sich hinter der linken Niere und über den linken Nierengefäßen befindet. Identifizieren und vermeiden Sie die obere Nebenniere, die Aorta hinten und die cisternale Chyli anteromedial (Abbildung 1B,D).
  5. Mit einer fein spitzen Pinzette wird die Lymphknotenkapsel stumpf um die Lymphknotenkapsel herum zerlegt (sie von den umliegenden Gefäßen getrennt), während Sie mit einer abgeschrägten Pinzette sanft Gegenspannung ausüben (Abbildung 2E). Man kann auch Feinspitzschere verwenden, um diese Ebene grob zu zerlegen.
  6. Mit einer feinspitzen, geraden Pinzette zieht man das linke Lymphknoten-Cephalad der linken Nierenlymphknoten zurück und verwendet mit einer feinen Schere, um die posteromedialen Ansätze des Lymphknotens scharf einzuschneiden. Achten Sie darauf, die nahegelegenen Blutgefäße und den Cisternachyli/Thoraxgang nicht zu stören (Abbildung 2F).
  7. Beobachten Sie den Bereich der Hämostase (Abbildung 2G).
  8. Bringen Sie die Niere an ihren anatomischen Standort zurück und schließen Sie den Bauch in zwei Schichten (Bauchwand und Haut) mit einer 6-0-Monofilament-Polypropylennaht in laufender Bewegung. Tragen Sie sterilen chirurgischen Kleber auf die Wunde auf.

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Abbildung 2: Linke Nierenlymphadenektomie. (A) Linker schräger Schnitt knapp unterhalb und hinter dem Milzschatten. (B) Identifikation der Milz oberhalb (weiße Linie), linke Nebenniere hinten (schwarzer Pfeil) und linke Niere unten (schwarze Linie). (C) Eine Ebene ins Retroperitoneum wird durch stumpfe Zerlegung unmittelbar hinter der Niere (schwarzer Pfeil) geschaffen. (D) Der linke Nierenlymphknoten (weiße Pfeile) ist sofort in einer Fetthülle sichtbar. (E) Zwischen den nahegelegenen Gefäßen und dem Knoten (weiße Pfeile) entsteht eine Ebene. (F) Der Knoten wird sanft zurückgezogen und entlang der erzeugten Ebene scharf entfernt. (G) Die Hämostase ist bestätigt, und der leere Raum (verblasste Pfeile von (D)), in dem sich zuvor der Lymphknoten (weißer Pfeil) befand, ist frei von Restlymphknoten. (H) Der linke Lymphknoten ist oft eine Kette mehrerer Knoten (weiße Pfeile). Die Einlage ist eine ex vivo linke Lymphknotenkette (1 mm x 3,5 mm). Maßstabsbalken: 0,2 cm. Tick = 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

3. Rechte Nierenlymphadenektomie

  1. Tier in linker lateraler Dekubitus neu positionieren (linke Seite nach unten). Verwenden Sie erneut Klebeband, um den rechten Arm des Tieres oben und den Schwanz unten zu sichern, um eine entspannte, aber verlängerte Haltung zu schaffen. Dies ist besonders wichtig rechts, wo die Leber die Exposition stören kann (Abbildung 1C).
  2. Mach einen 1 cm langen schrägen Schnitt durch die Haut, knapp unterhalb der letzten Rippe (etwas überlegener als die linke Seite). Schneide die Haut stumpf von der Bauch-/Brustwand weg und mache einen 1 cm langen Schnitt durch die Bauchwandmuskulatur, um Zugang zur Bauchhöhle zu erhalten (Abbildung 3A).
  3. Identifizieren Sie die rechte Niere als glattes Organ entlang der hinteren Bauchwand und knapp unterhalb der Leber. Man muss möglicherweise einen Wattestäbchen verwenden, um das Leber-Cephalad zurückzuziehen. Mit zwei schräg gebogenen Zangen wird stumpf hinter der rechten Niere zerschnitten, um Zugang zum Retroperitoneum zu erhalten (Abbildung 3B,C).
  4. Spiegel die rechte Niere anteromedial wider.
  5. Mit dem Sektionsmikroskop identifizieren Sie das Fettpad, das den rechten Nierenlymphknoten umschließt, welcher sich hinter der rechten Niere befindet und über den rechten Nierengefäßen liegt. Identifizieren und vermeiden Sie die Nebenniere superior (Abbildung 1B, D).
  6. Mit einer feinspitzigen Pinzette oder einer feinspitzen Schere wird die Lymphknotenkapsel stumpf um die Lymphknotenkapsel getrennt (von den umliegenden Gefäßen getrennt) und gleichzeitig sanft mit einer abgeschrägten Zange entgegengewirkt (Abbildung 3E).
  7. Mit einer feinspitzen, geraden Pinzette zieht man den rechten Nierenlymphknoten-Cephalad zurück, während mit einer feinen Schere die posteromedialen Ansätze des Lymphknotens scharf eingeschnitten werden (Abbildung 3F). Achten Sie darauf, die Nierenblutgefäße nicht zu stören, die knapp unterhalb des Lymphknotens verlaufen.
  8. Beobachten Sie das Gebiet der Hämostase (Abbildung 3G).
    HINWEIS: Im Allgemeinen hat der rechte Nierenlymphknoten ein größeres, nach hinten drainierendes Blutgefäß, das bei erfolgreicher Entnahme des Lymphknotens eher blutet. Die Blutung aus diesem Gefäß kann durch sanften Druck mit einem wattebesetzten Tupfer kontrolliert werden, bis eine Hämostase erreicht ist.
  9. Bringen Sie die Niere an ihren anatomischen Standort zurück und schließen Sie den Bauch in zwei Schichten (Bauchwand und Haut) mit einer 6-0-Monofilament-Polypropylennaht in laufender Bewegung. Tragen Sie sterilen chirurgischen Kleber auf die Wunde auf.

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Abbildung 3: Lymphadenektomie der rechten Nieren. (A) Der rechte schräge Schnitt knapp unterhalb und hinter der letzten Rippe. (b) Der Leberrand ist oben (weiße Linie) und die linke Niere unten (schwarze Linie) identifiziert. Die rechte Nebenniere wird vom Leberrand verdeckt. (C) Eine Ebene ins Retroperitoneum wird durch stumpfe Zerlegung unmittelbar hinter der Niere (schwarzer Pfeil) geschaffen. (D) Der rechte Nierenlymphknoten (weiße Pfeile) ist sofort in einer Fetthülle sichtbar. (E) Dann wird eine Ebene um den Knoten gebildet (weißer Pfeil). (F) Der Knoten wird sanft zurückgezogen und entlang der erzeugten Ebene scharf entfernt. (G) Die Hämostase ist bestätigt, und der leere Raum (verblasste Pfeile von (D)), in dem sich zuvor der Lymphknoten (weißer Pfeil) befand, ist frei von Restlymphknoten. (H) Der rechte Lymphknoten ist ein einzelner, kugelförmiger Knoten (weißer Pfeil). Die Einlage ist ein ex vivo Lymphknoten (2 mm x 1,5 mm). Maßstabsbalken: 0,2 cm. Tick = 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

4. Postoperative Versorgung

  1. Bring das Tier in einen sauberen Käfig, der halb auf und halb auf einer warmwasser-Zirkulationsplatte mit Zugang zu Futter und Wasser ad libitum ist.
  2. Lassen Sie das Tier sich von der Narkose erholen (~10–15 Min) und beobachten Sie genau Anzeichen von Belastung. Wenn Tiere sich nicht schnell von der Anästhesie mit angemessenem Verhalten erholen (z. B. erhöhte Atemfrequenz, Selbstaufrichtung, Gehen, Pflege), sollten Sie das Tier human einschläfern (nach institutionell genehmigten Protokollen).
  3. Wenn alle Tiere von der Narkose genesen sind, bringen Sie die Käfige in die Tierpflegeeinrichtung zurück, mit Zugang zu Wasser, Futter, Einstreu und Anreicherungsmaterialien ad libitum.
  4. Untersuchen Sie die Mäuse postoperativ alle 12 Stunden für 3 Tage auf Anzeichen von Schmerzen oder Belastung (z. B. gebeugte Haltung, verminderte Aktivität, vermindertes Engagement, schlechte Pflege). Humane Euthananzierung von Mäusen, die Anzeichen von Stress zeigen.
  5. Bei Verwendung von permanenter Naht (wie 6-0 Monofilament-Polypropylen) untersuchen Sie die Schnitte am postoperativen Tag 10 und entfernen Sie das restliche Nahtmaterial.

5. Handhabung des Lymphknotens

HINWEIS: Der entfernte Lymphknoten ist sofort bereit, in Pipelines für weitere nachgelagerte Anwendungen zu gelangen.

  1. Beim ersten Erlernen dieses Verfahrens und der Anatomie sollte man die Lymphknotenexzision mittels Histologie oder Durchflusszytometrie mit Antikörperfärbungen Ihrer Wahl bestätigen.
  2. Lege das Gewebe in Zellkulturmedien (z. B. DMEM, RPMI) oder phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) auf Eis für Lebendzelltechniken oder in Fixationsmittel (z. B. 10 % neutrales Formalin, 4 % Paraformaldehyd) für geplante Histologie.
    HINWEIS: Eine schnelle, aber weniger genaue Methode zur Bestätigung der Lymphknoten ist, die entfernte Probe in PBS zu legen. Im Allgemeinen sinkt eine Probe überwiegend aus Lymphknoten, während eine Probe von überwiegend fetthaltigem Gewebe schwimmt; weitere bestätigende Tests werden jedoch empfohlen, wenn dieses Verfahren zunächst optimiert wird.

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Ergebnisse

Dieses Verfahren kann in 15–20 Minuten pro Maus durchgeführt werden. Um die Genauigkeit dieses Verfahrens zu bestätigen, wurden beidseitige Nierenlymphadenektomien an fünf Wurfgeschwistern im Alter von 8 bis 12 Wochen im Alter von Alter, Geschlecht und Genotyp durchgeführt. Alle Mäuse haben den Eingriff gut vertragen und hatten 100 % perioperatives Überleben. Entfernte Proben wurden in PBS auf Eis gelegt. Alle Proben sanken sofort, was einen niedrigen Fettgehalt bestätigte. Entnommene Pr...

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Diskussion

Hier wird ein Überlebensverfahren für eine sichere und gut verträgliche beidseitige murale Lymphadenektomie beschrieben. Die größte Einschränkung dieses Verfahrens ist die relativ geringe Größe der Nierenlymphknoten, weshalb ein Operationsmikroskop erforderlich ist. Ohne ein Operationsmikroskop kann eine sichere Resektion schwierig sein. Einige genetische Mausmodelle haben vergrößerte Lymphknoten, was die Identifikation und das Erlernen von Technikenerleichtert. B...

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Offenlegungen

R.A.F. ist Berater von Glaxo Smith Kline, Plythera Inc. und Ventus Therapeutics. Alle anderen Autoren geben keine konkurrierenden Interessen an.

Danksagungen

Wir danken J. Alderman, B. Cadugan, E. Hughes-Picard und J. Horrocks für administrative Unterstützung sowie C. Hughes für das Management der Mauskolonien. H.N.B. ist Fellow des Yale Surgeon Scientist Training Program, das dieses Projekt teilweise finanzierte und unterstützte. Diese Arbeit wurde außerdem vom Howard Hughes Medical Institute (zu R.A.F.) und dem American College of Surgeons Resident Research Award (an H.N.B.) finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Anästhesie-KreislaufIrgendeineOder injizierbares Anästhetikum
BD LSRII-Durchflusszytometer (oder gleichwertig)BD BiosciencesAusgestattet mit FACS Diva Software
Buprenorphin XRIrgendeineBei Analgesie
Zellkulturmedien Irgendeine(für Lebendzelltechniken; d.h. DMEM oder RPMI)
DAPIBiolegende422801Arbeitskonzentration: 15 μG/mL
LED-LEDs mit Doppel-/Doppel-GanzenhalsmikroskopIrgendeine
Ethanol (70 % im Wasser)IrgendeineZum Reinigen
FITC-konjugierte Antimaus-CD45.2 (104)Biolegende109806Arbeitskonzentration: 5 ug/mL
Pinzette: Geneigte, fein gespitzte Zange (x2)RobozRS-5058Material: Dumoxel; Muster #5, 45-Grad-Winkel; Spitzengröße 0,1 x 0,06 mm
Pinzette: Fein gespitzte PinzetteRobozRS-4960Material: Dumostar; Muster #1; Spitzengröße: 0,20 x 0,12 mm
Pinzette: Fein gespitzte PinzetteRobozRS-4966Material: Dumostar, Biologie-Tipp; Muster #3; Spitzengröße: 0,08 x 0,04 mm
LidocainIrgendeineBei Analgesie
MäuseJaxFür den C57BL/6-Stamm, Wildtyp-Mäuse: The Jackson Laboratories #000664
NadeltreiberRobozRS-6410Castroviejo-Nadelhalter; Geradeaus
BetriebsmikroskopLeicaMZ9.5Leica Mz9.5 Stereo-Kopf-Operationsmikroskop
OPTIONAL: Evans Blue FarbstoffSigmaE2129-10GFür die Lymphverfolgung.
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)Irgendeine
Povidon/Jod-LösungIrgendeineFür die Hautvorbereitung/Sterilisation
Schere: Schere mit extra feiner SpitzeRobozRS-5605McPherson-Vannas; 3 mm Schneidkante; gekrümmt
Schere: Mittlere SchereRobozRS-5676Noyes; 13 mm Schneide; geradeaus
Chirurgischer KleberIrgendeinez. B. 3M Vetbond Gewebeklebstoff
Naht: 6-0 blaues Monofilament-PolypropylenIrgendeine
GewebefixativIrgendeine(für geplante Histologie; d.h. 10 % neutral gepuffertes Formalin oder 4 % Paraformaldehyd)
Warmwasser-Umlauf-HeizpolsterIrgendeine
Mäuse   Die Jackson-LaboreBei Balb/c-Stamm, Lupus-anliegende Mäuse (MRL/MpJ-Fas-lpr/J): #000485

Referenzen

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