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Methodenartikel

Erzeugung humaner kardialer Organoide aus embryonalen Stammzellen durch schrittweise Mesoderm-Induktion und 3D-Selbstorganisation

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DOI:

10.3791/68738

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7. Oktober 2025

 , 
1Basic Medicine Research Innovation Center for Cardiometabolic Diseases, Ministry of Education, Southwest Medical University, 2Nucleic Acid Medicine, Key Laboratory of Luzhou, Southwest Medical University, 3Department of Cardiology, The Affiliated Hospital of Southwest Medical University, Southwest Medical University, 4Key Laboratory of Medical Electrophysiology, Ministry of Education, Southwest Medical University, 5Institute of Cardiovascular Research, Southwest Medical University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine Schritt-für-Schritt-Methode zur Erzeugung funktionsfähiger humaner kardialer Organoide aus humanen embryonalen Stammzellen (hESCs). Es umfasst Zellauftau-, Differenzierungs- und Reifungsschritte und bietet eine robuste Plattform für die kardiale Entwicklung und Krankheitsmodellierung.

Zusammenfassung

Aus humanen embryonalen Stammzellen (hESC) gewonnene Herzorganoide sind mehrzellige dreidimensionale (3D) Strukturen, die Schlüsselaspekte der frühen menschlichen Herzentwicklung und -funktion rekapitulieren. Diese selbstorganisierenden Organoide weisen eine spontane Kontraktilität, Kardiomyozytenmarker-Expression und eine gewebeähnliche Architektur auf, die an natives Myokard erinnert. In dieser Arbeit stellen wir ein robustes und reproduzierbares Protokoll vor, um kardiale Organoide aus der H9 hES-Linie durch schrittweise Abstammungsdifferenzierung zu generieren. Die Mesoderm-Induktion wird durch die Behandlung von Sphäroiden für 36-40 h mit Activin A (50 ng/ml), knochenmorphogenetischem Protein 4 (BMP4, 10 ng/ml), Fibroblasten-Wachstumsfaktor 2 (FGF2, 30 ng/ml), Laduviglusib (CHIR99021, 3 μM) und einem Phosphatidylinositol-3-Kinase (PI3K)-Inhibitor (LY294002, 5 μM) eingeleitet. Die Spezifizierung der kardialen Abstammung erfolgt anschließend durch eine viertägige tägliche Exposition gegenüber BMP4 (10 ng/ml), FGF2 (10 ng/ml), einem Wnt-Signalweg-Inhibitor (XAV-939, 5 μM) und Retinsäure (0,5 μM). Die Differenzierung und Reifung der Kardiomyozyten wird ab Tag 5.5 mit BMP4 (10 ng/ml), FGF2 (10 ng/ml) und Insulin (10 μg/ml) weiter gefördert. Die funktionelle Validierung erfolgt durch Zeitraffer-Bildgebung und Immunfluoreszenzanalyse, die die Erzeugung kontraktiler Kardiomyozyten bestätigt, die durch die Expression von kardialem Troponin T (cTnT) markiert sind. Darüber hinaus zeigt die 3D-Immunfärbung das Vorhandensein von α-SMA und CDH5, was auf das Auftreten von glatter Muskulatur und endothelähnlichen Zellpopulationen hinweist. Diese Herzorganoide zeigen durchweg rhythmische Kontraktionen; Eine direkte elektrophysiologische Validierung der elektromechanischen Kopplung wurde jedoch nicht durchgeführt. Zu den bekannten Einschränkungen gehören die Unfähigkeit, Organoide zu passieren, und eine mögliche zentrale Nekrose während längerer Kulturen. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses Modell eine skalierbare und physiologisch relevante Plattform für die Untersuchung der menschlichen Kardiogenese, des Wirkstoffansprechens und der angeborenen Herzfehler bietet.

Einleitung

Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind nach wie vor die weltweit häufigste Ursache für Morbidität und Mortalität, was den dringenden Bedarf an zuverlässigen In-vitro-Modellen unterstreicht, die die Entwicklung und Funktion des menschlichen Herzens rekapitulieren 1,2. Traditionelle zweidimensionale (2D) Monolayer-Kulturen von Kardiomyozyten sind zwar wertvoll, können aber die räumliche Komplexität, die multizellulären Wechselwirkungen und die elektromechanische Integration des nativen menschlichen Herzens nicht reproduzieren 3,4. 3D-Herzorganoide, die aus pluripotenten Stammzellen gewonnen werden, haben sich als leistungsfähige Plattformen herausgestellt, die diese Einschränkungen überwinden und selbstorganisierende, multizelluläre Strukturen bereitstellen, die die frühe kardiale Morphogenese und funktionelle Reifung in vitro nachahmen 5.

hES-Zellen, wie z. B. die H9-Linie, besitzen die intrinsische Fähigkeit, sich in alle somatischen Zelltypen zu differenzieren, einschließlich Kardiomyozyten, Endothelzellen und kardiale Fibroblasten6. Unter kontrollierten Kulturbedingungen können hES-Zellen durch die sequentiellen Stadien der Mesoderminduktion, der kardialen Mesodermspezifikation und der Kardiomyozytendifferenzierung geführt werden 5,7. Dieser schrittweise Prozess kann mit Hilfe spezifischer Signalmoleküle und Inhibitoren reguliert werden, darunter Activin A, BMP4, FGF2, PI3K-Inhibitoren, CHIR99021, Wnt-Inhibitoren und Retinsäure 5,8. Durch die genaue Nachahmung der In-vivo-Signalumgebung der embryonalen Herzentwicklung fördern diese Signale eine effiziente und reproduzierbare Kardiogenese in vitro 5,7.

Im Gegensatz zu vielen Organoidsystemen, die eine Einbettung in Komponenten der extrazellulären Matrix (ECM) erfordern, wie z. B. Matrigel, können sich kardiale Organoide unter Bedingungen mit geringer Adhäsion ohne Matrixunterstützung selbst assemblieren 5,9. Die Aggregation differenzierender hES-Zellen in Suspension führt zu sphärischen 3D-Strukturen, die innerhalb der ersten Woche nach der Differenzierung spontanes Schlagen zeigen10. Diese Organoide enthalten funktionell relevante kardiale Zellpopulationen und weisen charakteristische Merkmale wie sarkomerische Organisation, Kalziumtransienten und rhythmische Kontraktionenauf 11,12, was ein physiologisch relevantes Modell des frühen menschlichen Herzgewebes darstellt.

Die Möglichkeit, hESC-abgeleitete kardiale Organoide zu erzeugen, bietet spannende Möglichkeiten für die Entwicklungsbiologie, die Modellierung von Krankheiten, das Wirkstoffscreening und Kardiotoxizitätstests13,14. Darüber hinaus ermöglicht die Integration mit Genome-Editing-Technologien und patientenspezifischen induzierten pluripotenten Stammzellen (iPSCs) die personalisierte Modellierung von Krankheiten und die therapeutische Erforschung von erblichen Herzerkrankungen.

In diesem Artikel stellen wir ein detailliertes Schritt-für-Schritt-Protokoll für die Erzeugung von kardialen Organoiden aus menschlichen embryonalen Stammzellen vor, das die wichtigsten Stadien der Differenzierung, die Kulturbedingungen und die Validierungstechniken hervorhebt. Diese Plattform bietet ein robustes, skalierbares System, um die kardiale Entwicklung des Menschen zu rekapitulieren und eine Grundlage für zukünftige translationale Forschung zu schaffen.

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Protokoll

Alle Verfahren mit humanen embryonalen Stammzellen (H9) wurden in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien durchgeführt und von der Biomedizinischen Ethikkommission der Southwest Medical University genehmigt, Zulassung 20241023-031. Alle unten aufgeführten Gewebekulturen sollten in einer Laminar-Flow-Haube der Klasse II durchgeführt werden. Stellen Sie immer sicher, dass Medien und Reagenzien vor der Verwendung Raumtemperatur haben und auf natürliche Weise ausgeglichen werden. Verwenden Sie kein Wasserbad, um Medien zu erwärmen.

1. Auftauen und Routinekultur von HESC (H9)

  1. Vitronektin-Beschichtung von Kulturplatten
    1. Vitronectin-Brühe auf Eis auftauen und mit kaltem E8-Medium auf eine Arbeitskonzentration von 10 μg/ml verdünnen.
    2. Geben Sie 1 ml der verdünnten Vitronectin-Lösung pro Vertiefung in eine 6-Well-Platte. Inkubieren Sie die Platte vor Gebrauch 1-4 h lang in einem 37 °C, 5 % CO2 -Inkubator.
    3. Vor dem Aussäen der Zellen überschüssiges Vitronectin aspirieren und nicht ausspülen.
      HINWEIS: Die Inkubation im Zellkultur-Inkubator verbessert die Gleichmäßigkeit der Beschichtung und verbessert die Zelladhäsion, was besonders wichtig für empfindliche hES-Zellen ist. Lassen Sie die Beschichtungslösung nicht trocknen. Bei diesem Protokoll werden vitronektinbeschichtete Platten nur während der Auftau- und Expansionsphase der hES-Zellen verwendet, um einen definierten, oberflächengebundenen EZM-Ersatz bereitzustellen. Kardiale Organoide werden anschließend durch Selbstaggregation unter Suspensionsbedingungen mit geringer Adhäsion gebildet, ohne dass eine EZM erforderlich ist.
  2. Auftauen von kryokonservierten HESCs (H9)
    1. Lassen Sie mindestens 30-60 Minuten im Voraus alle erforderlichen Medien und Reagenzien (z. B. E8-Medium, E8 + ROCK-Inhibitor, PBS) auf natürliche Weise auf Raumtemperatur äquilibrieren.
    2. Entnahme eines Kryofläschchens mit humanen embryonalen H9-Stammzellen aus der Lagerung von flüssigem Stickstoff unter Verwendung geeigneter persönlicher Schutzausrüstung. Tauchen Sie das Kryofläschchen sofort in ein 37 °C heißes Wasserbad. Schwenken Sie das Fläschchen vorsichtig und überwachen Sie es genau.
    3. Sobald ein kleiner Eiskristall übrig ist (~90% aufgetaut, ~1-2 min), stellen Sie das Fläschchen sofort in eine Biosicherheitswerkbank um. Desinfizieren Sie die Außenseite des Kryofläschchens vor dem Öffnen mit 75%igem Ethanol.
    4. Der Inhalt des Kryofläschchens wird langsam tropfenweise in ein konisches 15-ml-Röhrchen mit 5 ml E8-Medium bei Raumtemperatur überführt, das mit 10 μM Y-27632 (ROCK-Inhibitor) versetzt wird. Mischen Sie vorsichtig, indem Sie mit einer Pipettenspitze mit breiter Öffnung auf und ab pipettieren.
    5. Bei 200 × g 5 min bei Raumtemperatur zentrifugieren. Den Überstand vorsichtig aspirieren und das Zellpellet in 2 ml E8 + Y-27632 Medium resuspendieren.
    6. Plattenzellen auf eine mit Vitronectin beschichtete 6-Well-Platte (im Voraus vorbereitet) mit der gewünschten Aussaatdichte (typischerweise 150.000-200.000 Zellen/Well). Schütteln Sie die Platte vorsichtig, um die Zellen gleichmäßig zu verteilen, und geben Sie sie in einen 37 °C heißen Inkubator mit 5 % CO2 .
      HINWEIS: Die Verwendung von ROCK-Inhibitor (Y-27632) ist in den ersten 24 Stunden nach dem Auftauen von entscheidender Bedeutung, um Anoikis zu verhindern und das Überleben zu unterstützen.
  3. Routinemäßige Wartung und Übergabe
    1. Wechseln Sie das Medium täglich mit 2 ml frischem E8-Medium pro Well.
    2. Täglich unter einem Phasenkontrastmikroskop überwachen; Passagezellen, wenn sie ~70-80% Konfluenz erreichen, typischerweise alle 3-4 Tage.
      1. Zum Durchgang: Medium ansaugen und vorsichtig mit 1 mL DPBS spülen.
      2. Fügen Sie 0,5 ml Reagenz für die Dissoziation von Stammzellen hinzu und inkubieren Sie es 3-5 Minuten lang bei Raumtemperatur. Klopfen Sie vorsichtig auf die Platte, um Kolonien zu entfernen.
      3. Sammeln Sie die Zellsuspension und plattieren Sie sie in einem Teilungsverhältnis von 1:3 bis 1:4 auf frisch vitronectin-beschichtete Vertiefungen in E8-Medium, das 10 μM Y-27632 enthält. Ersetzen Sie nach 24 h das Medium durch E8 ohne ROCKi.
        HINWEIS: Für eine optimale Wiederfindung und anschließende Differenzierungseffizienz sollten HESCs als kleine Cluster von 2-10 Zellen durchgelassen werden.
        Die Verwendung von Spitzen mit breiter Bohrung wird empfohlen, um die Scherspannung zu minimieren. Zum Mischen kann eine 5-ml-Pipettenspitze oder eine 10-ml-Serologiepipette verwendet werden.

2. Differenzierung von HESCs (H9) in die kardiale Abstammungslinie

  1. Induktion der mesodermalen Differenzierung (Tag 0-1,5)
    HINWEIS: Vermeiden Sie die direkte Differenzierung frisch aufgetauter HESCs (H9) in kardiale Organoide. Es ist entscheidend, dass die Zellen zuerst passageiert und für mindestens eine Passage aufbewahrt werden, bevor die Differenzierung eingeleitet wird, um eine optimale Zellviabilität und eine gesunde Differenzierung zu gewährleisten. Die Differenzierung der Zellen unmittelbar nach dem Auftauen kann aufgrund einer beeinträchtigten Zellgesundheit zu schlechten Ergebnissen führen.
    1. Präinduktionsaussaat: Wenn die hPSCs eine Konfluenz von etwa 70 % erreichen, dissoziieren Sie die Zellen vorsichtig in kleine Cluster mit einem geeigneten Dissoziationsreagenz. Resuspendieren Sie die Cluster in 2 ml E8-Medium, das mit 10 μM ROCK-Inhibitor (Y-27632) ergänzt wird.
    2. Aggregation: 200 μl der Zellsuspension (typischerweise 12.000-15.000 Zellen) in jede Vertiefung einer 96-Well-Platte mit extrem niedriger Bindung geben und dann die Platte bei 200 × g für 3 Minuten bei Raumtemperatur zentrifugieren, um die Zellaggregation am Boden jeder Vertiefung zu erleichtern.
    3. Inkubation: Stellen Sie die Platte in einen 37 °C heißen Inkubator mit 5 % CO2 und kulturieren Sie sie 24 Stunden lang, um die Bildung kompakter und einheitlicher Embryoidkörper (EBs) zu ermöglichen.
    4. Bereiten Sie Basalkulturmedium (BC-M) vor, indem Sie 50 % IMDM, 50 % F12-Nährstoffmischung, 15 μg/ml Insulin-Transferrin-Selen (ITS-G), 450 μM Monothioglycerin und 5 mg/ml Rinderserumalbuminfraktion V kombinieren.
    5. Bereiten Sie MD-M vor, indem Sie BC-M mit Activin A (50 ng/ml), BMP4 (10 ng/ml), CHIR99021 (3 μM), FGF2 (30 ng/ml) und LY294002 (5 μM) ergänzen.
    6. Mesodermale Induktion: Nach 24 Stunden Aggregation sind EBs für 36 Stunden mit MD-M zu induzieren.
      HINWEIS: Um die Induktionseffizienz und -konsistenz von kardialen Organoiden zu gewährleisten, haben wir die Verwendung von H9-hES-Zellen streng auf einen Zeitraum von drei Durchgängen nach dem Auftauen beschränkt. Diese Strategie ist entscheidend für die Aufrechterhaltung einer hohen Differenzierungseffizienz und einer allgemeinen experimentellen Zuverlässigkeit.
      Eine schonende Handhabung beim Medienaustausch ist entscheidend, um die Integrität der geformten Zuschlagstoffe zu erhalten. Vermeiden Sie es, die sphärische Morphologie der EBs zu stören.
  2. Induktion der kardialen mesodermalen Differenzierung (Tage 1,5-5,5)
    HINWEIS: Der Wnt-Signalinhibitor (XAV-939) ist entscheidend für die Unterdrückung posteriorer mesodermaler Signale und die Förderung der kardialen Abstammungsspezifikation. Retinsäure spielt eine dosisabhängige Rolle bei der anteroposterioren Musterbildung; Eine übermäßige RA kann zu einer Spezifizierung des Vorderdarms führen.
    1. Ergänzen Sie BC-M (Zusammensetzung in Schritt 2.1 beschrieben) mit BMP4 (10 ng/ml), FGF2 (10 ng/ml), Retinsäure (0,5 μM) und XAV-939 (5 μM) zur Herstellung von kardialem mesodermalem Differenzierungsmedium (CMD-M).
    2. Nach 36-40 h mesodermaler Induktion das MD-M vorsichtig aspirieren und für 4 Tage mit täglichem Mediumwechsel durch CMD-M ersetzen.
      HINWEIS: Gehen Sie bei Medienwechseln vorsichtig mit den Zuschlagstoffen um, um mechanische Störungen oder stressbedingte Apoptose zu vermeiden.
      Während dieser Zeit werden die Sphäroide kompakter und organisierter. Erste Anzeichen einer kardialen Abstammungsbindung können unter Hellfeldmikroskopie bis zum 5. Tag beobachtet werden.
  3. Spezifikation des kardialen Organoids (Tage 5,5-7,5)
    1. Ergänzen Sie BC-M (Zusammensetzung in Schritt 2.1 beschrieben) mit BMP4 (10 ng/ml), FGF2 (10 ng/ml) und Insulin (10 mg/ml), um das kardiale Organoid-Spezifikationsmedium (COS-M) herzustellen.
    2. An Tag 5.5 CMD-M sanft aspirieren und 2 Tage lang durch COS-M ersetzen, wobei das Medium jeden Tag gewechselt wird.
      HINWEIS: BMP4 und FGF2 fördern synergetisch die Expansion der kardialen Vorläuferzellen und unterdrücken in diesem Stadium nicht-kardiale Schicksale. Insulin unterstützt die Stoffwechselaktivität und die strukturelle Entwicklung differenzierender Kardiomyozyten.
  4. Reifung von kardialen Organoiden
    HINWEIS: Vermeiden Sie die vollständige Dissoziation oder das Pipettieren von Sphäroiden während des Transfers. Kardiomyozyten reagieren sehr empfindlich auf Scherbelastungen.
    1. Ergänzen Sie BC-M (Zusammensetzung in Schritt 2.1 beschrieben) mit Insulin (10 mg/ml) zur Herstellung von Cardiac Organoid Maturation Medium (COM-M).
    2. Ab Tag 7.5 stellen Sie auf COM-M um. Führen Sie täglich einen Mediumwechsel durch, um den Nährstoffgehalt aufrechtzuerhalten und Stoffwechselabfälle zu entfernen, während Sie Stress minimieren.
    3. Achten Sie von Tag 8 bis Tag 12 auf spontane Schläge von Herzorganoiden, die typischerweise unter einem Lichtmikroskop sichtbar werden.
    4. Bestätigen Sie bis zum 12. Tag+, dass der kontraktile Rhythmus regelmäßig und anhaltend ist.
      HINWEIS: Die Schlagfrequenz und die Morphologie können mit Hilfe von Zeitraffermikroskopie- und Bildanalysewerkzeugen quantifiziert werden.
      Elektrophysiologische Analysen (z. B. Calcium-Imaging oder MEA) können ab dem 12. Tag durchgeführt werden, um die funktionelle Reife zu beurteilen.

3. Vorbereitung für die Kryokonservierung

  1. Übertragen Sie kardiale Organoide vorsichtig mit einer Pipette mit breiter Bohrung aus der Kulturplatte, um mechanische Belastung zu vermeiden. Legen Sie sie in ein konisches 15-ml-Röhrchen und lassen Sie die Organoide 3-5 Minuten lang ohne Zentrifugation durch die Schwerkraft auf natürliche Weise absetzen.
  2. Bereiten Sie Kryokonservierungsmedium (Cryo-CM) mit den folgenden Komponenten (Endkonzentrationen) vor: 80 % CM-M, 10 % FBS, 10 % DMSO.
  3. Resuspendieren Sie kardiale Organoide sanft in 500 μl Cryo-CM pro Kryofläschchen.
  4. Kryoröhrchen in einen Gefrierbehälter auf Isopropanolbasis geben. Bei -80 °C für 12-24 h lagern, um eine allmähliche Abkühlung auf ~1 °C/min zu gewährleisten.
  5. Nach dem Einfrieren über Nacht die Fläschchen zur Langzeitkonservierung in den Flüssigstickstoffspeicher überführen.
    HINWEIS: Wir haben die kardialen Organoide bei einer Dichte von ca. 20-30 reifen Organoiden pro Kryofläschchen kryokonserviert, suspendiert in 1 ml Kryokonservierungsmedium.

4. Wiederherstellung und Auftauen von Herzorganoiden

  1. Um Organoide zu gewinnen, tauen Sie die Fläschchen schnell in einem Wasserbad auf, übertragen Sie die Herzorganoide auf CM-M-Medium, zentrifugieren Sie vorsichtig, um DMSO zu entfernen, und resuspendieren Sie die Organoide in frischem CM-M.
    HINWEIS: Das Auftauen wird in der Regel innerhalb von 24-48 Stunden wieder aufgenommen, abhängig von der Reife der Organoide und der Verarbeitungsqualität.

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Ergebnisse

Die erfolgreiche Differenzierung von H9 hES-Zellen in kardiale Organoide beginnt mit der robusten Wiederbelebung und Erhaltung pluripotenter Stammzellen. Nach dem Auftauen zeigen hES-Zellen eine hohe Viabilität und Adhärenz, wenn sie auf vitronektinbeschichteten Platten in E8-Medium plattiert und mit einem ROCK-Inhibitor ergänzt werden. Innerhalb von 24-48 h können kompakte Kolonien mit definierten Rändern und hohen Zellkern-zu-Zytoplasma-Verhältnissen beobachtet werden, was auf eine Wiedererlangung der typischen undiffe...

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Diskussion

Die erfolgreiche Generierung von kardialen Organoiden aus H9 hES-Zellen beruht auf einer präzisen zeitlichen und räumlichen Regulation wichtiger Signalwege, um die frühe kardiale Entwicklung nachzuahmen. Dieses Protokoll rekapituliert die kritischen Stadien der Mesoderm-Induktion, der Spezifikation der kardialen Abstammung und der Selbstorganisation in kontraktilen 3D-Strukturen in einem chemisch definierten System. Die Methode bietet eine robuste und reproduzierbare Plattform für die Mo...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte anzugeben.

Danksagungen

Wir danken Junfeng Ji (School of Basic Medical Science, Zhejiang University, China) und Tao Luo (School of Basic Medical Science, Zhejiang University, China) für die freundliche Bereitstellung von hESCs (H9). Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der National Natural Science Foundation of China (Grant No. U23A20398 to C.Z.), des Sichuan Science and Technology Program (Grant No. 2022YFS0578 und 2022YFS0614 to C.Z.), der Research Start-up Foundation der Southwest Medical University (Grant Nr. 00040155 an C.Z.), der Research Start-up Foundation der Southwest Medical University (Grant Nr. 00170071 an B.W.), die strategischen Kooperationsprogramme für Wissenschaft und Technologie der Volksregierung der Stadt Luzhou und der Southwest Medical University (Zuschuss Nr. 2024LZXNYDJ088 an B.W.), das strategische Kooperationsprojekt für Wissenschaft und Technologie der Südwest Medizinischen Universität (Zuschuss Nr. 2024PZXNYD01 an BW) und die Stiftung der Südwest Medizinischen Universität (Zuschuss Nr. 2024ZKZ014 an B.W.).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,02 % EDTABeyotimeNr. C0198
6 Bohrung  TellerCORNING3516
7,5 % RinderserumalbuminACMECAC11954
96-Well-Aufsatzplatte mit extrem niedrigem AufsatzCORNING7007
Alexa Fluor 488 Esel Anti-Maus IgGYeasenArtikel-Nr.: 34106ES60
Alexa Fluor 555 Ziege Anti-KaninchenInvitrogenNr. A-21428
CHIR-99021 MonohydrochloridYeasenArtikel-Nr.: 52965ES10
DMSO Solarbio GmbHNr. D8370
Dulbecco Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (D-PBS)YeasenArtikel-Nr.: 60152ES76
FBSGibcoArtikel-Nr.: 10099141C
FGF2-Protein, human, rekombinantTargetMolTMPY-00749-50 μ g 
Ham's F-12 NährstoffmischungLebenstechnologien11765054
hPSC-CDM (Essential 8 mittel)Blumenkohl400105
Rekombinantes BMP-4-Protein (humanes BMP-4)GibcoPHC9534
IMDM, GlutaMAX ErgänzungLebenstechnologien31980030
Insulin-Transferrin-Selen (ITS-G)Gibco41400045
LY294002SelleckNr. S1105-50mg
MonothioglycerinSigma-AldrichM6145
Maus Anti-αSMAAbmartMN50104
ProLong Diamond Antifade Eindeckmittel mit DAPIInvitrogenNr. P36966
Kaninchen Anti-CDH5AbmartTA6265
Kaninchen Anti-cTNTInvitrogen701620
Rekombinantes humanes BMP-4-ProteinYeasenArtikel-Nr.: 92053ES20
Rekombinantes HumaninsulinYeasenArtikel-Nr.: 40112ES25
Rekombinantes Mensch/Maus/Ratte Activin A-ProteinYeasenArtikel-Nr.: 91702ES10
ReLeSRStammzelle100-0483
RetinsäureSigma-AldrichNr. R2625
VitronectinGibcoNr. A14700
XAV-939SelleckNr. S1180
Y-27632 2HCl (ROCK-Inhibitor)SelleckNr. S1049

Referenzen

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Humane embryonale Stammzellen3D SelbstorganisationKardiomyozyten DifferenzierungLinienspezifizierungImmunfluoreszenzanalyseTime Lapse ImagingKardiales Troponin TGlattmuskelzellen
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