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Methodenartikel

Ein standardisiertes Modell für die Xenotransplantation von Schweinen zu Makaken im heterotopen Herzen

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DOI:

10.3791/68757

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4. November 2025

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1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Pre-clinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute of China Agricultural University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In dieser Studie wird ein präklinisches heterotopes Xenotransplantationsmodell für das abdominale Herz unter Verwendung von Schweinen und Makaken mit α-Gal-Knockout (GTKO) vorgestellt. Das Modell umfasst eine optimierte Empfängerauswahl, vaskuläre Anastomosentechniken und perioperative Managementstrategien. Es eignet sich für die Evaluierung neuartiger Immunsuppressiva und bietet eine geeignete Plattform für die Weiterentwicklung der Herz-Xenotransplantation.

Zusammenfassung

Obwohl bei der Xenotransplantation des Herzens erhebliche Fortschritte erzielt wurden, bleiben Herausforderungen wie Spender-Empfänger-Matching, Antikörper-vermittelte Abstoßung, Dysfunktion des primären Transplantats und postoperative Thrombosen ungelöst. Im Vergleich zur orthotopen Transplantation bietet die heterotope abdominale Herztransplantation ein technisch einfacheres Verfahren und ermöglicht es dem Empfänger, unabhängig von der Transplantatfunktion zu überleben, wodurch sie sich besonders für die Untersuchung der xenogenen Immunabstoßung eignet. In Ländern, in denen die Verwendung von Pavianen als Versuchstiere verboten ist, stellen Makaken die am besten geeignete Alternative zur Untersuchung der Immunabstoßung bei der Herz-Xenotransplantation dar. Die geringere Körpergröße von Makaken stellt jedoch größere Herausforderungen bei der Auswahl der Spender und den Operationstechniken dar. In dieser Studie wurde ein heterotopes Xenotransplantationsmodell für das abdominale Herz unter Verwendung von α-Gal-Knockout-Schweinen (GTKO) Schweinen und Makaken etabliert, das eine systematische Optimierung der Empfängerauswahl, vaskulärer Anastomosentechniken, intraoperativer Verfahren und perioperatives Management umfasste. Das vorliegende Modell ermöglicht wiederholte Transplantatbiopsien und bietet eine wertvolle Plattform für die Evaluierung neuartiger immunsuppressiver Strategien und die Untersuchung der Mechanismen der xenogenen Abstoßung.

Einleitung

Die Herz-Xenotransplantation bietet neue Hoffnung für Patienten mit Herzinsuffizienz im Endstadium, die eine Transplantation benötigen, aber aufgrund von Spendermangel kein geeignetes Spenderorgan erhalten können. In präklinischen Studien hat die lebenserhaltende Herz-Xenotransplantation eine Überlebensdauer von bis zu neun Monaten erreicht und damit die Wirksamkeitskriterien erfüllt, die für den Beginn klinischer Studien am Menschen erforderlich sind1. Basierend auf diesen Ergebnissen genehmigte die US-amerikanische Food and Drug Administration (FDA) den erweiterten Zugang für zwei klinische Fälle von Herz-Xenotransplantation mit genetisch veränderten Spenderherzen. Obwohl diese klinischen Fälle die Machbarkeit einer Herz-Xenotransplantation gezeigt haben, sind mehrere ungelöste Herausforderungen aufgetreten, darunter abnormale kardiale Hypertrophie und Antikörper-vermittelte Abstoßung 2,3,4,5. Daher sind weitere präklinische Studien in Großtiermodellen unter guten Laborpraxisbedingungen notwendig, um zusätzliche Daten zu liefern und neuartige immunsuppressive Therapien zu entwickeln, um die Sicherheit zukünftiger klinischer Studien am Menschen zu gewährleisten.

Das Langzeitüberleben von orthotopen Herz-Xenotransplantaten ist nicht nur durch die Abstoßung, sondern auch durch die Dysfunktion des primären Transplantats begrenzt. Es wurde berichtet, dass die Gesamtinzidenz der primären Dysfunktion in verschiedenen Forschungsteams zwischen etwa 40 % und 60 % liegt 4,6,7. Aufgrund der erhöhten Anfälligkeit von Schweinespenderherzen für ischämische Verletzungen haben einige Gruppen hypotherme Perfusionsgeräte entwickelt, um die Inzidenz von primären Transplantatfunktionsstörungen zu reduzieren. Die postoperative Herzhypertrophie ist jedoch nach wie vor schwer zu kontrollieren. Selbst bei Wachstumshormonrezeptor (GHR)-Knockout-Spenderschweinen kann die Herzfunktion durch das Fehlen von GHR beeinträchtigt werden, wodurch die langfristige Lebensfähigkeit des Transplantats eingeschränkt wird 2,3. In diesem Zusammenhang bietet die heterotope Herz-Xenotransplantation mehrere Vorteile: Sie vermeidet eine übermäßige Vor- und Nachlast, vereinfacht den chirurgischen Eingriff und reduziert die ischämische Gesamtzeit 8,9. Dieses Modell spiegelt die durch xenogene Abstoßung verursachte Transplantatschädigung besser wider, und im Gegensatz zur orthotopen Transplantation ermöglicht die heterotope Herz-Xenotransplantation ein langfristiges Transplantatüberleben, wiederholte Laparotomien für In-vivo-Biopsien und eine verlängerte Beobachtung der Immunaktivierung und der dynamischen Immunzellfunktion. Es dient als wertvolles Modell für die Untersuchung xenogener Immunabstoßungsmechanismen und für die Bewertung der Wirksamkeit und Sicherheit neuer immunsuppressiver Strategien 10,11.

Die meisten abdominalen heterotopen Herz-Xenotransplantationsmodelle haben jedoch Paviane als Empfänger verwendet, aber die Beschaffung von Pavianen als Versuchstiere bleibt in vielen Ländern eine Herausforderung. Im Gegensatz dazu sind Makaken die am weitesten verbreiteten nicht-menschlichen Primaten und weisen eine hohe phylogenetische Homologie mit dem Menschenauf 12, was sie zu einer praktischen Alternative für die Xenotransplantationsforschung macht. Dennoch erfordert ihre im Vergleich zu Pavianen deutlich kleinere Körpergröße spezifische Anpassungen des Operationsprotokolls, um ihren unterschiedlichen anatomischen Abmessungen gerecht zu werden.

In dieser Studie wird ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für die Xenotransplantation von GTKO-Schwein zu Makaken vorgestellt. Der Einsatz von α-Gal-Knockout-Schweinen (GTKO) zielt vor allem darauf ab, eine hyperakute Abstoßung zu verhindern, die sonst innerhalb von Minuten nach der Herz-Xenotransplantation zu einem Transplantatversagen führen würde. Es ist wie folgt aufgebaut: (1) Matching-Prinzipien zwischen Spenderschweinen und Empfängermakaken; (2) Optimierung des chirurgischen Verfahrens für die heterotope Herz-Xenotransplantation; und (3) perioperatives Management. Ziel dieser Studie ist es, diese Transplantationstechniken zu verbreiten, um die Vergleichbarkeit zwischen Forschungsteams zu erleichtern und die Reproduzierbarkeit und translationale Relevanz von Herz-Xenotransplantationsstudien zu verbessern.

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Protokoll

Diese Studie wurde von der Tierethikkommission des Fuwai Hospital genehmigt (FWAEC-JL-010-1/0-2020). Männliche Makaken mit einem Gewicht von >9 kg und einem Alter von 10-15 Jahren sowie männliche Bama-Miniaturschweine mit einem Gewicht von 5-6 kg (~60 Tage alt) wurden verwendet, um die Bauchkompression zu minimieren. Makaken mit größerem Körper wurden bevorzugt, um eine Kompression des Bauches durch das Spenderherz zu verhindern und das Wachstum nach der Transplantation zu ermöglichen. Die verwendeten Reagenzien und Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Auswahlkriterien für Spender und Empfänger

  1. Auswahl der Empfängermakaken
    1. Screening bereits vorhandener Antikörper: Verwenden Sie die Durchflusszytometrie, um den Gehalt an vorgeformten xenogenen Antikörpern zu bewerten, was die Auswahl von Empfängern mit geringem immunologischem Risiko ermöglicht.
      HINWEIS: In diesem Assay werden GTKO-Endothelzellen von Schweinen aus GTKO-Schweineaorten durch enzymatischen Verdau isoliert, wie zuvor beschrieben13.
      1. Inkubieren Sie GTKO-Endothelzellen von Schweinen mit Empfängerplasma.
      2. Quantifizierung der Bindung von Makaken-IgM und -IgG an Schweinezellen unter Verwendung von fluoreszenzmarkierten Sekundärantikörpern gegen Makaken-IgM und -IgG. Wählen Sie Empfänger mit niedrigen Spiegeln von vorgeformten Antikörpern aus.
    2. Bewertung des Gesundheitszustands zu Studienbeginn: Führen Sie Tests der Serumbiochemie, des vollständigen Blutbildes und der Gerinnungsfunktion durch, um eine angemessene Organfunktion zu Studienbeginn zu bestätigen.
  2. Auswahlkriterien für Spenderschweine
    1. Echokardiographisches Screening: Ausgewählte Spenderschweine mit normaler links- und rechtsventrikulärer Funktion, ohne strukturelle oder funktionelle Anomalien der Herzklappen, mit einer Ejektionsfraktion von mehr als 65 % und ohne Hinweise auf pulmonale Hypertonie.
    2. Geschlechtsabgleich: Wählen Sie Spenderschweine aus, die das gleiche Geschlecht wie der Empfänger haben.
    3. Blutgruppe: Wählen Sie Spenderschweine mit Blutgruppe O aus.

2. Präoperative Vorbereitung

  1. Anästhesie und Sedierung
    1. Anästhesie: Induktion von Makaken mit Ketamin (10 mg/kg) und Midazolam (1 mg/kg) (gemäß dem von der Einrichtung genehmigten Protokoll). Nach der Induktion ist die Anästhesie mit Isofluran (2%-3%) plus Dexmedetomidin (1 μg/kg/h) und Propofol (1-2 mg/kg/h) aufrecht zu erhalten.
    2. Intubation: Intubieren Sie das Spenderschwein mit einem 5,0-mm-Endotrachealtubus. Intubieren Sie den Empfängermakaken mit einem 5,5-mm-Endotrachealtubus.
    3. Einführen eines Harnleiterkatheters: Legen Sie einen 6-F-Doppellumen-Harnkatheter in den Makaken ein; Im Spenderschwein weglassen.
  2. OP-Felder vorbereiten und desinfizieren
    1. Hautvorbereitung: Schneiden Sie Haare von Brust, Hals, Bauch, Rücken und Gliedmaßen.
    2. Desinfektion: Rasierte Stellen mit Povidon-Jod schrubben, einschließlich Hufe (Schweine) oder Hände und Füße (Affen).
  3. Platzierung eines zentralen Venenkatheters beim Empfänger
    1. Positionierung: Positionieren Sie den Empfängermakaken in einem partiellen linken lateralen Dekubitus mit Schulterhebung, um die Freilegung der rechten Halsregion zu optimieren. Wählen Sie die rechte Vena jugularis interna als bevorzugte Stelle für den zentralvenösen Zugang.
    2. Sterilisation und Abdeckung: Desinfizieren und drapieren Sie das Operationsfeld mit Povidon-Jod nach aseptischen Standardverfahren.
    3. Schnitt und Gefäßfreilegung: Machen Sie einen 5 cm langen Schnitt etwa 1 cm medial des Musculus sternocleidomastoideus, parallel zu dessen innerem Rand. Führen Sie eine stumpfe Dissektion der Faszie durch und ziehen Sie den Muskel seitlich zurück.
      1. Identifiziere die Vena jugularis externa, die oberflächlich und außerhalb der Halsschlagaderscheide liegt. Ligateln Sie vorsichtig kleine miteinander verbundene Äste der Vena jugularis interna. Öffnen Sie die Halsschlagaderscheide, um die Vena jugularis interna, den Vagusnerv und die Halsschlagader freizulegen.
    4. Kathetereinführung: Legen Sie einen 8-F-Dreilumen-Zentralvenenkatheter mit einer retrograden Tunneltechnik ein. Verbinden Sie das proximale Ende des Katheters unter sterilen Bedingungen mit der Tunnelnadel und ziehen Sie sie durch den Tunnel in den Halsschnitt.
      1. Äußere das distale Ende in der Mitte des Schulterblatts. Kürzen Sie den Katheter auf eine geeignete Länge, um sicherzustellen, dass seine Spitze die Verbindung zwischen der oberen Hohlvene und dem rechten Vorhof erreicht.
    5. Inzisionsverschluss: Verschließen Sie die Wunde in Schichten. Verschließen Sie die Faszien und das Unterhautgewebe mit 3-0 resorbierbaren Nähten und verschließen Sie die Haut mit 1-0 Seidennähten. Sorgen Sie für eine vollständige Abdeckung und sichere Fixierung des Katheters unter der Faszienschicht, um das Infektionsrisiko zu minimieren.
      1. Verwenden Sie den zentralen Venenkatheter als kritischen Flüssigkeitszugang für die postoperative Medikamentenverabreichung und Volumenwiederbelebung bei Makaken. Führen Sie täglich eine Povidon-Jod-Antisepsis und einen sterilen Mullverband durch, um die Integrität des Katheters zu erhalten und Infektionen zu verhindern.
      2. Lassen Sie den zentralen Venenkatheter bis zum endgültigen Opferverfahren in situ, um einen zuverlässigen Gefäßzugang zu gewährleisten.

3. Operation des Empfängers (Präimplantationsphase)

  1. Mittellinien-Bauchschnitt
    1. Auswahl des Schnitts: Machen Sie einen Bauchschnitt in der Mittellinie von etwa 12-15 cm Länge (Abbildung 1A).
    2. Details zur Inzision: Schneiden Sie nacheinander durch die Haut, die oberflächliche Faszie, die Linea alba, die Transversalis-Faszie und die subperitoneale Faszie (einschließlich extraperitonealem Fett) und schneiden Sie dann das parietale Peritoneum ein, um Zugang zur Bauchhöhle zu erhalten. Verwenden Sie eine chirurgische Klinge #23 für den Hautschnitt und Elektrokauter für eine tiefere Gewebedissektion, um ein gleichzeitiges Schneiden und Blutstillen zu erreichen.
  2. Abdomenexploration und Darmmanagement
    1. Adhäsiolyse: Untersuchen Sie die Bauchhöhle, um Verwachsungen zu untersuchen, wobei Sie sich auf das Vorhandensein von Adhäsionen zwischen dem Darm und der Bauchdecke konzentrieren. Falls vorhanden, präparieren Sie Verwachsungen vorsichtig mit Elektrokauter, um Gewebeverletzungen zu minimieren und das Risiko eines postoperativen mechanischen Darmverschlusses zu verringern.
    2. Darmschutz: Behandeln Sie den Dünndarm vorsichtig nach außen und legen Sie ihn zum Schutz auf sterile, feuchte Gaze, um die Bauchschlagader und die untere Hohlvene freizulegen.
  3. Freilegung der Bauchschlagader und der Vena cava inferior
    1. Mobilisieren Sie die Bauchschlagader und die untere Hohlvene: Präparieren Sie vorsichtig das umgebende Gewebe von der abdominalen Aorta und der unteren Hohlvene, um das Risiko von Gefäßverletzungen und Blutungen zu minimieren. Legen Sie die Bauchschlagader und die Vena cava inferior zwischen den Ursprüngen der Nierenarterien und der Bifurkation der Beckenarterien so vollständig wie möglich frei.
    2. Umgang mit Gefäßästen: Schonen Sie die Arteria mesenterica inferior und die dazugehörige Vene während der Dissektion. Schonen Sie sorgfältig alle Lendenläste.

4. Beschaffung von Spenderherzen

  1. Mediane Sternotomie und Gefäßmobilisierung
    1. Mediane Sternotomie: Führen Sie eine Mittellinien-Sternotomie durch, um Zugang zur Brusthöhle zu erhalten (Abbildung 1B). Teilen Sie das Spenderbrustbein vorsichtig mit einem Lebsche Brustbeinmesser.
    2. Gefäßmobilisierung: Nach der Freilegung der Brusthöhle das Perikard einschneiden und sorgfältig präparieren, um die aufsteigende Aorta und die Lungenhauptarterie zu trennen.
  2. Gefäßklemmung und Herzkühlung
    1. Gefäßklemmung: Legen Sie eine 4-0-Naht an der Aortenwurzel an und führen Sie dann eine antegrade Kardioplegiekanüle für den Einmalgebrauch bei Kardioplegie ein (Abbildung 1C). Klemmen Sie nacheinander die obere und untere Hohlvene ein, gefolgt von einer Kreuzklemmung der aufsteigenden Aorta.
      1. Unmittelbar nach der Aortenkreuzklemmung die Lungenvenen und die untere Hohlvene zur Dekompression einschneiden und sicherstellen, dass die Schnitte groß genug sind, um eine ausreichende Drainage zu gewährleisten.
    2. Herzkühlung: Saugen Sie die Perikardhöhle ab, um das Restblut zu evakuieren, und tauchen Sie das Herz sofort in sterile eiskalte Kochsalzlösung, um eine unterkühlte Umgebung (0-4 °C) zu erreichen.
  3. Kardioplegie und Perfusionsüberwachung
    1. Kardioplegie: Halten Sie den Perfusionsdruck mit einem Druckbeutel auf 150 mmHg. Perfundieren Sie das Spenderherz mit 30 ml/kg Körpergewicht HTK-Lösung (z. B. 150 mL für ein 5 kg schweres Schwein).
    2. Perfusionsüberwachung: Tasten Sie gleichzeitig die Aortenwurzel und den linken Ventrikel ab, um den richtigen Kardioplegie-Verabreichungsdruck zu überprüfen und ventrikuläre Dehnungen zu verhindern. Nach Beendigung der Kardioplegie-Infusion ist der Herzstillstand durch Abtasten und visuelle Inspektion zu bestätigen. Stellen Sie sicher, dass kein Myokardflimmern vorhanden ist, und fahren Sie dann mit der Exzision des Spenderherzens fort.
  4. Herzresektion und -erhaltung
    1. Herzresektion: Nach der Kardioplegie wird zusätzliches Eis auf die Perikardhöhle aufgetragen (Abbildung 1D). Heben Sie das Herz sanft an und durchschneiden Sie nacheinander die untere Hohlvene und die Lungenvenen mit einer chirurgischen Schere. Achten Sie besonders darauf, Verletzungen der oberen Hohlvene und des rechten Vorhofs zu vermeiden, wenn die rechte obere Lungenvene geteilt wird.
      1. Schützen Sie die Luftröhre, während Sie die hintere Wand des linken Vorhofs dissoziieren. Sobald die Dissektion das Niveau des linken Vorhofdaches und der Lungenarterien erreicht hat, wird das Herz vorübergehend wieder in die Perikardhöhle eingesetzt.
      2. Dissoziieren und transsektionieren Sie den proximalen Aortenbogen und die obere Hohlvene, um den Lungenstamm freizulegen. Setzen Sie die Dissektion entlang der Gewebeebenen in Richtung des linken Vorhofdachs fort, um die Entfernung des Herzens und seiner großen Gefäße zu ermöglichen.
        HINWEIS: Ligatten Sie den Azygos-Venenstumpf nach der Herzresektion sicher, um Blutungen zu vermeiden.
    2. Herzerhaltung: Tauchen Sie das explantierte Herz sofort in eiskalte Kochsalzlösung, um es zu konservieren. Perfusionieren Sie zusätzlich das Spenderherz mit einer anderen Lösung der University of Wisconsin (UW) mit einem Volumen von 30 ml/kg, da die UW-Lösung einen überlegenen Myokardschutz bietet (Abbildung 1E).
  5. Hauptunterschiede bei der Beschaffung von humanem Spenderherz
    1. Einstellungen des Infusionsdrucks: Stellen Sie den Perfusionsdruck im Druckbeutel auf 150 mmHg ein, was als optimal für die Myokardperfusion gilt.
    2. Position der Aortenkreuzklemme: Da Schweine nur zwei große Äste vom Aortenbogen haben, den linken und den rechten brachiozephalen Stamm, platzieren Sie die Kreuzklemme zwischen diesen Ästen. Ligustieren Sie den rechten brachiozephalen Rumpf vor dem Kreuzklemmen mit Seidennähten, um eine längere Länge der Spenderaorta zu erhalten.
    3. Ventrikuläre Dekompressionsstrategie: Um die ventrikuläre Überdehnung zu minimieren und die ischämische Zeit zu begrenzen, dekomprimieren Sie routinemäßig nur den linken Ventrikel. Wenn die rechte Herzkammer anzuschwellen beginnt, öffnen Sie die obere Hohlvene oberhalb der Azygos-Vene. Wenn die linke Herzkammer anschwillt, schneiden Sie die rechte Lungenvene ein und verlängern Sie den Schnitt in Richtung des rechten Lungenhilus.

5. Implantation eines Spenderherzens

  1. Vorbereitung des Spenderherzens
    1. Vorbereitung des Spenderherzs: Verschließen Sie die obere Hohlvene, die untere Hohlvene und die Lungenvenenöffnungen des linken Vorhofs des Spenders mit 4-0-Prolene-Nähten.
    2. Erhalt des Sinusknotens: Erhalten Sie die obere Hohlvene des Spenders und den Sinusknoten in der Nähe des rechten Vorhofohrs.
  2. End-to-side-Anastomose der Pulmonalarterie zur Vena cava inferior
    1. Heparinisierung: Verabreichen Sie dem Empfängermakaken vor der Anastomose des Spenderherzens intravenös 5.000 Einheiten Heparinnatrium, um die Thrombusbildung zu verhindern.
    2. Anastomose der Pulmonalarterie: Platzieren Sie eine atraumatische tangentiale Klemme von DeBakey auf der unteren Hohlvene des Empfängers. Erstellen Sie einen Längsschnitt, der etwas größer als die Spender-Lungenarterie ist, um die postoperative Stenose zu minimieren.
      1. Beginnen Sie die Anastomose mit einer doppelarmigen 5-0-Prolene-Naht in der 12-Uhr-Position, indem Sie eine Nadel von der Innenseite (luminale Seite) des Empfängergefäßes nach außen einführen. Führen Sie die andere Nadel von der Seite der Spenderpulmonalarterie aus in der entsprechenden 12-Uhr-Position vom Lumen nach außen ein.
      2. Binden Sie den Anfangsknoten an der Außenwand des Gefäßes. Kehren Sie die Nadelrichtung um und führen Sie von außen zurück in das Lumen der Spenderpulmonalarterie. Setzen Sie die kontinuierliche Naht im Uhrzeigersinn in Richtung 6-Uhr-Position fort und verwenden Sie dabei einen Nervenhaken, um die Nahtspannung aufrechtzuerhalten.
      3. Drehen Sie das Herz, um die gegenüberliegende Seite freizulegen, wechseln Sie zur anderen Nadel und nähen Sie die kontralaterale Wand von 12 bis 6 Uhr mit einem Nadeleintrittsmuster von außen nach innen auf dem Empfängergefäß und von innen nach außen auf dem Spendergefäß, um die End-to-Side-Anastomose abzuschließen.
    3. Evakuierung aus der Luft: Injizieren Sie vor dem Befestigen des letzten Knotens Kochsalzlösung in die Anastomosenstelle, um eine vollständige Luftevakuierung zu gewährleisten. Verschluss der Spender-Lungenarterie mit einer atraumatischen Gefäßklemme und anschließende Freigabe der Gefäßklemme der unteren Hohlvene (Abbildung 1F).
  3. End-to-side-Anastomose der Spenderaorta zur Bauchschlagader des Empfängers
    1. Aortenanastomose: Klemmen Sie die Bauchschlagader des Empfängers teilweise mit einer atraumatischen tangentialen Klemme von DeBakey ab. Machen Sie einen Längsschnitt, der etwas größer als der Durchmesser der Spenderaorta ist, um eine postoperative Stenose zu verhindern.
      1. Beginnen Sie die Anastomose mit einer doppelarmigen 5-0-Prolene-Naht, indem Sie die Nadel in der 12-Uhr-Position von der Innenseite (luminale Seite) der Empfängeraorta nach außen einführen. Die andere Nadel aus der Spenderaorta in der 12-Uhr-Position ebenfalls von innen nach außen einführen und den ersten Stich an die äußere Gefäßwand binden.
      2. Kehren Sie die Nadelrichtung um, indem Sie das Spendergefäß von außen nach innen führen, und nähen Sie kontinuierlich im Uhrzeigersinn in die 6-Uhr-Position, wobei Sie die Nahtspannung mit einem Nervenhaken aufrechterhalten. Drehen Sie das Herz um, um die gegenüberliegende Seite freizulegen, kehren Sie die Nadelrichtung entsprechend um (von außen nach innen auf dem Spendergefäß, von innen nach außen auf dem Empfängergefäß) und nähen Sie kontinuierlich von 12 bis 6 Uhr, um die End-to-Side-Anastomose abzuschließen.
    2. Luftevakuierung: Bevor Sie den letzten Knoten binden, injizieren Sie Kochsalzlösung in die Anastomose, um Luft zu entfernen. Lösen Sie nacheinander die Gefäßklemme der Bauchaorta, um die Durchblutung wiederherzustellen (Abbildung 1G).
  4. Reperfusion und Defibrillation
    1. Vorbeugung von Kammerflimmern: Verabreichen Sie 3 mg/kg Lidocain intravenös vor der Reperfusion, um Kammerflimmern zu verhindern. Beobachten Sie das Spenderherz auf spontane Kontraktionen innerhalb von 2 min.
    2. Defibrillation: Wenn Kammerflimmern auftritt, wenden Sie eine direkte Defibrillation an, indem Sie die Paddel in direkten Kontakt mit beiden Ventrikelflächen (links und rechts) bringen und einen biphasischen 5-Joule-Schock abgeben. Die gesamte ischämische Zeit des Spenderherzens betrug etwa 57,5 min ± 6,1 min (Tabelle 1).
  5. Platzierung des Abflusses
    1. Unterdruckdrainage: Legen Sie einen Unterdruckdrainageschlauch in die Bauchhöhle, um postoperative Flüssigkeitsansammlungen zu verhindern und aktive Blutungen zu überwachen.
    2. Indikation für die Entfernung der Drainage: Überwachen Sie das postoperative Drainagevolumen und entfernen Sie die Bauchdrainage, wenn die 24-Stunden-Leistung unter 25 mL fällt.
  6. Verschluss des Bauches
    1. Bauchverschluss und Ultraschalluntersuchung: Verschließen Sie die Bauchdecke in Schichten, indem Sie die Faszien und das Unterhautgewebe mit 3-0 resorbierbaren Nähten annähern, und verschließen Sie die Haut mit 1-0 Seidennähten. Führen Sie einen postoperativen Ultraschall des Abdomens durch, um die Herzaktivität zu beurteilen (Abbildung 1H).

6. Postoperatives Management und Transplantatüberwachung

  1. Überwachung und allgemeine Pflegerichtlinien
    1. Verhaltens- und Symptomüberwachung: Überwachen Sie den Status des Empfängers in den ersten zwei postoperativen Wochen kontinuierlich durch Videoüberwachung. Führen Sie täglich Beurteilungen von Verhalten, Appetit, Blähungen, Dyspnoe, Ödemen und normalem Stuhlgang und Wasserlassen durch.
      1. Überwachen Sie das Körpergewicht, den allgemeinen körperlichen Zustand, die Heilung des chirurgischen Schnitts, eine mögliche Infektion des Zentralvenenkatheters, das Erscheinungsbild der Schleimhäute und die Ansammlung von intraabdominaler Flüssigkeit.
    2. Ultraschalluntersuchung: Verwenden Sie Ultraschall, um die Funktion des heterotopisch transplantierten Herzens zu beurteilen und einen umgebenden Erguss zu erkennen, wenn Anomalien vorhanden sind. Abbildung 2 zeigt echokardiographische Bilder des Xenotransplantats während der Diastole und Systole am postoperativen Tag (POD) 1, zusammen mit dem in Experiment M3 beobachteten Transplantatversagen. Die rote Linie zeigt eine ausgeprägte Hypertrophie der linken Ventrikelwand beim versagenden Xenotransplantat.

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Ergebnisse

Basierend auf den in Abbildung 1 dargestellten Verfahrensschritten wurde erfolgreich ein reproduzierbares heterotopes Herz-Xenotransplantationsmodell vom Schwein zum Makaken etabliert. Der chirurgische Prozess umfasste eine Mittellinien-Laparotomie beim Empfängermakaken für den Zugang zur Bauchhöhle und eine mediane Sternotomie beim Spenderschwein zur Herzentnahme. Nach der Perikardiotomie wurde das Spenderherz mit HTK-Lösung fixiert und mit UW-Lösung unter ...

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Diskussion

Obwohl die heterotope abdominale Herztransplantation technisch weniger anspruchsvoll ist als die orthotope Thoraxherztransplantation, müssen noch einige kritische Herausforderungen bewältigt werden, um den Erfolg zu gewährleisten, insbesondere bei Empfängern mit geringem Körpergewicht wie Makaken.

Erstens ist ein immunologisches Spender-Empfänger-Matching von entscheidender Bedeutung, da die Menge an vorgeformten Antikörpern im Empfänger weitgehend den Schwere...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde gesponsert durch das Frontier Biotechnology Key Project des National Key R & D Program des chinesischen Ministeriums für Wissenschaft und Technologie (2023YFC3404300; an Jiangping Song) und das Sonderprojekt des chinesischen Ministeriums für Wissenschaft und Technologie, unterstützt vom State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences (2024GZZD-03; an Jiangping Song).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1-0 SeidennahtSuzhou JiashengA8886
10-Grad-Aorten-OkklusionsklemmeSinoview-medCP40431-19
3-0 Antibakterielle (Polyglactin 910) NahtEthiconVCP442
45-Grad-Aorten-OkklusionsklemmeSinoview-medCP40044-18
Erwachsener sternaler Retraktor (große Größe)Sinoview-medGR04136-00
Erwachsener sternaler Retraktor (mittelgroß)Sinoview-medGR04130-00
Atraumatische PinzetteSinoview-medGF04021-25
Atraumatische PinzetteSinoview-medGF04016-25
Mikro-Zangen mit ausgewogener Griff-FederSinoview-medFC12010-21
Belzer UW  KaltlagerlösungBridge to Life Ltd.1000 ml/Beutel
Schwarzer Griff Ultra Sharp SchereSinoview-medSC35101-23UC
Bretschneider  HTK-SpeicherlösungKOEHLER PHARMACEUTICALS (Beijing) Ltd.1000 ml/Beutel
Gebogene PinzetteSinoview-medGC01002-12
Gebogene PinzetteSinoview-medGC01002-16
Einweg-Aorta-PerfusionskatheterTianjin KunststoffforschungsinstitutDG Erwachsene 155
Elektrische BrustsägeSinoview-medHF-X01
Feine DissektionszangeSinoview-medGC01090-20
Gold Handle Super Sharp ScissorsSinoview-medSC35001-23SC
GTKO Bama MiniaturschweineClonorgan Biotechnology Co., Ltd/
Robuster Nadelhalter mit Stift-TypSinoview-medNH10400-23
EiskübelSinoview-medGQ13018-00D
IsofluraneLunan Pharmaceutical-
IsoproterenolHarvest Pharmaceutical-
Kay Lambert AortenklemmenSinoview-medCP40411-20
Lactated Ringers LösungKelun Pharmaceutical-
Großes BeckenSinoview-medGQ13033-00D
MakakenBeijing Prima Biotech GmbH/
Medizinische TrachealintubationCovidien9345E-4.5
Mittleres BeckenSinoview-medGQ13032-00D
Nerven- und SehnenretraktorSinoview-medGR04061-24
NervenretraktorSinoview-medGR02403-18B
Pädiatrischer sternaler RetraktorSinoview-medGR04114-00
Stift-Typ MikronadelhalterSinoview-medNH11300-21
Rechteckige KlemmeSinoview-medGC01110-14
Rechteckige KlemmeSinoview-medGC01089-18
SilikagummikatheterMedic erstellen10 Fr/3 mL
Kleines BeckenSinoview-medGQ13037-00D
Gerade PinzetteSinoview-medGC01001-12
Gerade PinzetteSinoview-medGC01001-16
Naht 5.0 Prolene BBEthicon9702H
Naht 5-0 Prolene BBEthicon-
Naht Prolene Blum 4-0 SH 36Ethicon9706H
Naht Prolene Blum 4-0 SH 36Ethicon-
Sutures 2.0 Prolene Blu M SHEthicon8522H
Nähte 2-0 Prolene Blu M SHEthicon-
Nähte BB 4.0 ProleneEthicon82204H
Nähte BB 4-0 ProleneEthicon-
Wolframkarbid-Ring-NadelhalterSinoview-medGN01013-22K
Wolframkarbid-Ring-NadelhalterSinoview-medGN01010-22K

Referenzen

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