Methodenartikel

Vor Ort einsetzbare, linsenfreie Bildgebungsplattform für die schnelle markierungsfreie Analyse der Aktivierung natürlicher Killerzellen

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DOI:

10.3791/68834

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8. August 2025

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1Department of Electronics and Information Engineering, Korea University, 2Department of Biotechnology and Bioinformatics, Korea University, 3Metaimmunetech Inc., 4Department of Gastroenterology and Hepatology, Guro Hospital, Korea University College of Medicine, 5Department of Laboratory Medicine, Anam Hospital, Korea University College of Medicine

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine markierungsfreie Methode zur schnellen Einzelzellanalyse der Anzahl und Aktivität von natürlichen Killerzellen (NK) unter Verwendung der linsenfreien Schattenbildgebungstechnologie. Diese Methode quantifiziert morphologische Veränderungen in einzelnen NK-Zellen durch computergestützte Analyse ihrer Beugungsmuster.

Zusammenfassung

Natürliche Killerzellen (NK-Zellen) sind wichtige Effektoren der angeborenen Immunität, die virusinfizierte und bösartige Zellen eliminieren. Die Überwachung der Aktivität von NK-Zellen ist für die Beurteilung der Immunfunktion unerlässlich. Herkömmliche Methoden, wie die Durchflusszytometrie, sind jedoch arbeits- und zeitintensiv. Dieses Protokoll beschreibt eine markierungsfreie Technik zur schnellen Analyse der Aktivität von natürlichen Killerzellen (NK) unter Verwendung der linsenfreien Schattenbildgebungstechnologie (LSIT). NK-Zellen, die aus peripherem Blut isoliert und mit einem proprietären Aktivator stimuliert wurden, wurden mit der LSIT-Plattform innerhalb von 5 Minuten analysiert. Die LSIT-Plattform erfasst holografische Bilder, die als Schattenbilder bezeichnet werden und durch die Interferenz von Licht mit NK-Zellen entstehen, und überwacht deren Aktivierungsstatus, indem sie Änderungen der Schattenparameter analysiert. Wichtige Parameter, die aus den Schattenbildern abgeleitet wurden, einschließlich der Peak-to-Peak-Distanz (PPD) und der Standardabweichung der sekundären Maximabreite (WSM-SD), spiegelten quantitativ die Zellmorphologie und die interne Komplexität wider. Diese Parameter wurden in den kombinierten Schattenparameter (CSP) und den Index der angeborenen Immunität (I3) integriert, um eine umfassende Bewertung und Quantifizierung der NK-Zellaktivität auf der Grundlage morphologischer Veränderungen in den Zellen zu ermöglichen. I3, berechnet als prozentuale Änderung des CSP nach der Aktivierung, diente als direktes Maß für die Aktivität der NK-Zellen. NK-Zellen von gesunden Personen zeigten durchweg signifikant höhere I3-Werte als solche von immungeschwächten Personen. Die LSIT-Plattform ermöglicht ein schnelles und kostengünstiges Immunprofiling, das sich für die Point-of-Care-Diagnostik eignet.

Einleitung

Die Zellmorphologie entwickelt sich zu einem Schlüsselindikator für die molekularen Mechanismen. Es bietet nicht nur eine visuelle Darstellung der Zellstruktur, sondern auch wertvolle Einblicke in die zugrundeliegenden Prozesse und Funktionen einzelner Zellen1. Die Analyse der Form, Größe und Aktivität von Immunzellen auf Einzelzellebene liefert entscheidende Einblicke in ihr Verhalten, ihre Heterogenität und ihre Rolle bei Gesundheit und Krankheit 2,3,4,5,6.

Zu diesen entscheidenden Zellen gehören die natürlichen Killerzellen (NK-Zellen), die ein zentraler Bestandteil des angeborenen Immunsystems sind 7,8. Sie eliminieren virusinfizierte und krebsartige Zellen und regulieren die adaptive Immunantwort durch Zytokinfreisetzung 9,10,11. Krebs, Virusinfektionen und Immundefekte reduzieren häufig die Anzahl der NK-Zellen und beeinträchtigen deren Funktionen 12,13,14. Daher dient die Aktivierung der NK-Zellen als wichtiger Biomarker und gibt Aufschluss über die allgemeine Gesundheit des Immunsystems. Folglich ist eine schnelle Einzelzellbestimmung der NK-Zellaktivierung für die Prognose, Diagnose, Krankheitsüberwachung und Patientenstratifizierung unerlässlich 15,16,17,18.

Derzeit wird die Aktivität der NK-Zellen anhand ihrer zytotoxischen Kapazität (Fähigkeit, Zielzellen abzutöten) und der Zytokinproduktion bewertet 19,20,21,22. Konventionelle Verfahren zur Messung der zellvermittelten Zytotoxizität23, wie z. B. Chrom-51 (51Cr)-Freisetzungsassays24,25, durchflusszytometrische Assays26,27 und enzymgebundene Immunsorbent-Assays (ELISA) zur Quantifizierung von Interferon-gamma (IFN-γ), das von NK-Zellen nach Stimulation sezerniertwird 28,29,30 haben mehrere Einschränkungen. Dazu gehören die mangelnde Standardisierung, langwierige Protokolle (z. B. ELISA-Inkubation über Nacht), die Abhängigkeit von der Zellmarkierung und hohe Gerätekosten 31,32,33. Diese Herausforderungen unterstreichen den Bedarf an innovativen Methoden, die schnelle Ergebnisse, Kosteneffizienz, markierungsfreie Analysen und einen hohen Durchsatz bieten. Darüber hinaus bietet die Bewertung der NK-Zellaktivierung auf Einzelzellebene detaillierte Einblicke in die Heterogenität der Population und die individuellen zellulären Reaktionen auf Stimulation.

Unter den aufkommenden Technologien, die darauf abzielen, diese Einschränkungen zu überwinden, ist die linsenfreie Schattenbildtechnologie (LSIT) eine besonders effektive Lösung 34,35,36. LSIT, eine vereinfachte digitale Inline-Holographie (DIH), ermöglicht eine schnelle, markierungsfreie Hochdurchsatzanalyse der NK-Zellaktivierung mit einer Einzelzellauflösung 37,38,39. Das DIH erfasst Interferenzmuster zwischen gestreutem Laserlicht und einem kollinearen Referenzstrahl auf einem digitalen Sensor, um dreidimensionale (3D) Informationen über mikroskopische Objekte zu rekonstruieren40,41. Das LSIT vereinfacht diesen Ansatz, indem es einen teilweise kohärenten LED-, Micropinhole- und CMOS-Sensor verwendet, um die Beugungsmuster (d. h. Schattenbilder) der Zellen 42,43,44,45 zu erfassen. Die Begründung für diese Technik basiert auf der Beobachtung, dass die Aktivierung von Immunzellen häufig morphologische Veränderungen verursacht, einschließlich Variationen in der Zellgröße, -form, der zytoplasmatischen Granularität und der Kernstruktur 46,47,48,49,50. Das LSIT reagiert sehr empfindlich auf diese Veränderungen, die sich direkt auf die Beugungsmusterauswirken 51,52,53.

Aufbauend auf der Empfindlichkeit von LSIT gegenüber diesen morphologischen Veränderungen und ihren Auswirkungen auf die Beugungsmuster stellt dieses Protokoll ein neuartiges Verfahren zur schnellen und genauen Quantifizierung der NK-Zellzahl und der funktionellen Aktivität auf Einzelzellebene unter Verwendung der Cellytics NK-Plattform dar, die im Folgenden als LSIT-Plattform54 bezeichnet wird. Wie in Abbildung 1A dargestellt, integriert die LSIT-Plattform die Probenverarbeitung, -aktivierung und -schattenbildgebung in einen kompakten Mehrkanal-Workflow. NK-Zellen wurden aus Vollblut isoliert, mit einem speziell formulierten Aktivierungsstimulator-Cocktail (ASC) stimuliert und auf einen speziellen Assay-Chip geladen. ASC induziert morphologische Veränderungen in NK-Zellen innerhalb von 1 h nach der Exposition, wie z. B. eine erhöhte Zellgröße und interne Komplexität, die mit der LSIT-Plattform präzise nachgewiesen werden können55,56.

Die LSIT-Plattform verwendet eine LED-Lichtquelle und einen CMOS-Sensor, um die DIH-Muster (Schatten) einzelner Zellen zu erfassen (Abbildung 1B). Ein spezieller Algorithmus analysiert dann diese Schattenmuster und extrahiert wichtige Parameter, wie z. B. die Peak-to-Peak-Distanz (PPD), die mit der Zellgröße korreliert, und die Standardabweichung der Breite des sekundären Maximums (WSM-SD), die mit der Komplexität und Unregelmäßigkeit des Zytoplasmas korreliert (Abbildung 1C,D). Durch den Vergleich der Werte vor und nach der Stimulation berechnet die Plattform zusammengesetzte Indizes: den kombinierten Schattenparameter (CSP = PPD × WSM-SD) und den angeborenen Immunitätsindex (I³), die die prozentuale Veränderung des CSP nach der Aktivierung widerspiegeln. Der Grund für die Einführung von CSP ist, dass die Immunaktivierung sowohl eine Zellvergrößerung als auch eine erhöhte zytoplasmatische Komplexität mit sich bringt. Wenn Sie sich nur auf eines der beiden Kriterien verlassen, kann dies zu einer grenzwertigen Aktivierung führen oder durch Rauschen wie Schmutz oder unregelmäßige Beleuchtung beeinträchtigt werden. Der CSP verbessert die Klassifizierung, indem er konsistente Verschiebungen in beiden Metriken erfordert. Diese Indizes klassifizieren die Aktivierungszustände verschiedener Zellpopulationen ohne Fluoreszenzmarkierung oder aufwendige Probenverarbeitung.

Dieses Protokoll ist besonders nützlich für Forscher und Kliniker, die eine schnelle, quantitative und markierungsfreie Methode zur Überwachung aktivierungsinduzierter morphologischer Veränderungen in Immunzellen benötigen. Es eignet sich für die immunologische Grundlagenforschung, das präklinische Wirkstoffscreening und die Bewertung von Immuntherapien und kann als diagnostisches oder prognostisches Instrument in klinischen Umgebungen eingesetzt werden, in denen eine schnelle Beurteilung des Immunstatus unerlässlich ist. Diese Methode erfordert isolierte Zellpopulationen, Zugang zur LSIT-Plattform und einen spezifischen NK-Zellaktivierungscocktail.

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Protokoll

Alle Forschungen folgten den institutionellen Richtlinien und wurden vom Institutional Review Board des Korea University Anam Hospital genehmigt (Zulassungsnummer: 2021AN0040). Die verwendeten Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Probenentnahme und Handhabung

HINWEIS: Behandeln Sie alle menschlichen Blutproben unter Verwendung der üblichen Biosicherheitsvorkehrungen und der entsprechenden persönlichen Schutzausrüstung.

  1. Entnehmen Sie peripheres Vollblut des Patienten in einem sterilen Heparinröhrchen aseptisch.
  2. Drehen Sie das Röhrchen vorsichtig 8-10 Mal um, um das Antikoagulans mit dem Blut zu vermischen.
  3. Analysieren Sie die Blutprobe unmittelbar nach der Entnahme. Wenn sich die Analyse verzögert, lagern Sie die Probe in einem heparinisierten Röhrchen bei 2-8 °C und verwenden Sie sie innerhalb von 48 Stunden.
    HINWEIS: Vollblut nicht einfrieren. Verwenden Sie frische Proben, um die zelluläre Integrität zu erhalten.

2. Isolierung und Aktivierung von NK-Zellen

HINWEIS: Dieses Protokoll stellt einen optimierten und umfassenden Arbeitsablauf für die Isolierung und Aktivierung von NK-Zellen direkt aus menschlichem Vollblut unter Verwendung des NK-Vorbereitungskits dar, das aus dem NK-Sep-Kit für die Zellisolierung und dem NK-Aktivierungskit für die Stimulation besteht. Dieses Kit integriert magnetische Bead-basierte Negativselektion und -stimulation, um eine schnelle phänotypische Beurteilung über eine linsenlose bildgebende Zytometrieplattform zu ermöglichen.

  1. Aufbau vor dem Test
    1. Nehmen Sie die Sets aus dem Kühlschrank und bringen Sie sie auf Raumtemperatur (15-28 °C).
      HINWEIS: Das NK Sep Kit enthält die folgenden Komponenten:
      (a) Grüner Deckel: Reaktionsgefäß mit dem Antikörper-Cocktail.
      b) Roter Deckel: Trenngefäß 1 mit magnetischen Partikeln im Verdünnungsmedium (1,5 mL).
      c) Purpurner Deckel: Trennrohr 2 mit den magnetischen Partikeln.
      d) Grauer Deckel: Auffangröhrchen (sauber und leer).
      Das NK-Aktivierungskit enthält die folgenden Komponenten:
      (a) Fahrzeug: Acht durchsichtige Schläuche in einem versiegelten Aluminiumbeutel.
      (b) ASC: Acht gelbe Röhrchen in einem versiegelten Aluminiumbeutel.
      Entnehmen Sie nur die benötigten Schläuche aus den versiegelten Beuteln. Verschließen Sie nicht verwendete Komponenten wieder und kühlen Sie sie.
    2. Bereiten Sie die notwendige Ausrüstung vor: Magnetabscheider, Pipetten mit sterilen Spitzen und einen kalibrierten Inkubator oder Heizblock mit 37 °C.
  2. Verfahren zur Isolierung von NK-Zellen
    1. Geben Sie 0,5 ml Vollblut in das Reaktionsröhrchen mit der grünen Kappe, die den Antikörpercocktail enthält. Vorsichtig mischen, indem das Röhrchen 2-3 Mal umgedreht und 5 Minuten inkubiert wird.
    2. Den gesamten Inhalt in das Trennrohr 1 mit roter Kappe überführen. 2-3 Mal vorsichtig mischen.
    3. Stellen Sie das Röhrchen auf einen Magnetabscheider und inkubieren Sie es 10 Minuten lang bei Raumtemperatur.
    4. Wenn der Magnet an Ort und Stelle ist, werden ca. 1,5 ml des Überstands in das violett verschlossene Separatorröhrchen 2 übertragen. 2-3 Mal vorsichtig mischen.
    5. Stellen Sie das zweite Trennröhrchen auf den Magnetständer und inkubieren Sie es 10 Minuten lang.
    6. Wenn der Magnet noch befestigt ist, werden ca. 1,0 ml des Überstands in ein Auffangröhrchen mit grauem Deckel überführt. Vorsichtig mischen.
  3. Aktivierung der NK-Zellen
    1. Geben Sie 100 μl der isolierten NK-Zellsuspension in das Vehicle-Röhrchen und weitere 100 μl in das ASC-Röhrchen
    2. Mischen Sie den Inhalt der beiden Röhrchen vorsichtig.
    3. Inkubieren Sie die Röhrchen 1 h lang bei 37 °C.
      HINWEIS: Verwenden Sie einen kalibrierten Heizblock, um eine konstante Inkubationstemperatur aufrechtzuerhalten.

3. Bildgebung und Analyse mit der LSIT-Plattform

HINWEIS: Die Zellen sollten unmittelbar nach der Inkubation analysiert werden. Wenn eine sofortige Analyse nicht möglich ist, lagern Sie die inkubierten Zellen bei 2-8 °C und analysieren Sie sie innerhalb von 6 h. Die LSIT-Plattform bewertet die Zellmorphologie und -zahl in menschlichen Blutproben mit DIH. Um die Immunaktivität zu analysieren, wurden sowohl unstimulierte als auch ASC-stimulierte NK-Zellen auf einen speziellen Objektträger geladen, in das Gerät eingeführt und automatisch abgebildet.

  1. Geräteeinrichtung und Kalibrierung
    HINWEIS: Führen Sie immer eine Hintergrundkalibrierung durch, bevor Sie eine Probe analysieren.
    1. Schalten Sie die LSIT-Plattform ein. Stellen Sie sicher, dass die LED, der Lüfter und die Kamera funktionieren.
    2. Starten Sie die LSIT Capture-Software . Melden Sie sich an, indem Sie Ihre ID und Ihr Passwort eingeben.
    3. Gehen Sie zu Einstellungen und wählen Sie Kalibrieren.
    4. Drücken Sie die Öffnen-Taste auf dem Touchscreen oder verwenden Sie die physische Schiebetürtaste, um die Tür zu öffnen. Wenn sich die Schublade öffnet, entfernen Sie den Kalibrierschieber und bewahren Sie ihn auf.
    5. Stellen Sie sicher, dass kein Testobjektträger vorhanden ist. Schließen Sie die Schublade.
      HINWEIS: Verwenden Sie nur optische Tücher, um die Oberflächen der Objektträger zu reinigen.
    6. Klicken Sie auf Hintergrund einstellen , um die optische Intensität zu kalibrieren.
    7. Setzen Sie den Kalibrierschieber wieder ein und schließen Sie die Schublade.
    8. Klicken Sie auf Kalibrierung starten.
      HINWEIS: Wenn Flüssigkeit auf das Gerät verschüttet wird, schalten Sie es sofort aus. Wischen Sie es sauber. Zerlegen Sie das Gerät nicht.
  2. Vorbereitung und Beladung des Assay-Objektträgers
    1. Nehmen Sie einen Assay-Objektträger aus der Tasche, beschriften Sie ihn mit den Probendaten und legen Sie ihn auf eine saubere, ebene Oberfläche.
    2. Pipettieren Sie 10 μl der (unstimulierten) Vehikelprobe in die Kanäle A und B.
    3. Pipettieren Sie 10 μl der ASC-stimulierten Probe in die Kanäle C und D.
      HINWEIS: Vermeiden Sie Blasenbildung und Überfüllung.
    4. Drücken Sie Öffnen , um die Schublade auszuwerfen, entfernen Sie die Kalibrierungsfolie und legen Sie sie in eine Aufbewahrungsbox.
    5. Legen Sie den vorbereiteten Assay-Objektträger ein und drücken Sie auf Schließen.
  3. Bildaufnahme: Test Menü 1 - NK-Zellaktivität
    HINWEIS: Wenn die Bildaufnahme fehlschlägt, überprüfen Sie die Beleuchtung und die Probenlautstärke. Bei Bedarf neu kalibrieren.
    1. Melden Sie sich beim LSIT-System an und wählen Sie auf dem Hauptbildschirm den NK-Zellaktivitätstest aus.
    2. Geben Sie die Proben-ID ein oder verwenden Sie den Barcode-Scanner.
      HINWEIS: Um die Beispiel-ID aus der archivierten Liste abzurufen, verwenden Sie die Schaltfläche Abrufen.
    3. Drücken Sie Aufnahme , um die Aufnahme zu starten.
    4. Nachdem Sie das Bild aufgenommen haben, klicken Sie auf Analysieren
    5. Überprüfen Sie die NK-Zellaktivität (%) und die Zellzahl, die auf dem Bildschirm angezeigt werden.
      HINWEIS: Gültige Ergebnisse werden numerisch angezeigt. Wenn I3 unter dem Bereich liegt, wird "≤100%" angezeigt. Oberhalb des Bereichs wird ">300%" angezeigt.
    6. Laden Sie die Ergebnisse auf einen USB-Stick herunter oder drucken Sie sie über das Touchscreen-Menü aus.
  4. Bildaufnahme: Test Menü 2 - Zellzählung
    1. Wählen Sie die Option Zellenzählung unter Testmenü 2 auf der Hauptoberfläche.
    2. Laden Sie 10 μl der Probe auf einen neuen Assay-Objektträgerkanal.
    3. Setzen Sie die Folie ein, schließen Sie die Schublade und geben Sie die Beispiel-ID ein.
    4. Geben Sie ggf. den Verdünnungsfaktor ein.
    5. Drücken Sie auf Count.
      HINWEIS: Wenn das Ergebnis innerhalb des Testbereichs liegt, wird die Anzahl der NK-Zellen als numerischer Wert auf dem Systembildschirm angezeigt. Für Ergebnisse unterhalb des Testbereichs wird "≤ 10 Zellen/μl" angezeigt, für Ergebnisse über "> 1.000 Zellen/μl".
    6. Zeigen Sie die Ergebnisse als Zellen/μl an.
      HINWEIS: Schalten Sie das schwarze Ergebnisfeld um, um die tatsächliche Zellanzahl in Bildern anzuzeigen.
    7. Überprüfen Sie die Ergebnisse und laden Sie sie herunter oder drucken Sie sie aus.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der richtige Verdünnungsfaktor eingegeben wird, um genaue Ergebnisse zu erhalten.

4. Bereinigung nach der Analyse

  1. Öffnen Sie die Schublade mit der Öffnen-Taste oder dem physischen Kippschalter.
  2. Entfernen Sie die benutzte Folie.
  3. Setzen Sie den Kalibrierschlitten wieder in die Schublade ein, um den Sensor zu schützen.
  4. Schließen Sie die Schublade.
  5. Entsorgen Sie gebrauchte Röhrchen, Spitzen und Objektträger gemäß den Vorschriften für Laborabfälle.

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Ergebnisse

In Anlehnung an dieses Protokoll ermöglicht die LSIT-Plattform eine quantitative, markierungsfreie Beurteilung der NK-Zellaktivierung auf der Grundlage morphologischer Veränderungen in den Zellen. Abbildung 2A zeigt Hema-3-gefärbte Cytospin-Präparate von primären NK-Zellen von gesunden Spendern nach 2-stündiger Inkubation mit oder ohne ASC. Die Aktivierung durch ASC führt zu deutlichen Veränderungen, vor allem Zellvergrößerung und erhöhter interner Komplexität oder Granularität, im Vergleich...

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Diskussion

Dieses Protokoll stellt eine standardisierte, markierungsfreie Methode zur Quantifizierung der NK-Zellaktivierung dar, die die Zellisolierung und -aktivierung mit dem NK Prep Kit und die Analyse über die LSIT-Plattform kombiniert. Es bietet eine schnelle und quantitative Alternative zu herkömmlichen Assays wie 51Cr-Freisetzung, Durchflusszytometrie und ELISA. Das Protokoll wurde für Labore entwickelt, die mit der LSIT-Plattform ausgestattet sind, und liefert einfache ...

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Offenlegungen

I.L., S.H., H.S.J. und S.S. sind mit Metaimmunetech Inc. verbunden, einem Unternehmen, das an der Entwicklung und Vermarktung der in dieser Studie vorgestellten LSIT-Plattform beteiligt ist. Konkret ist H.S.J. der Gründer und CEO, S.H. der CEO und S.S. der CTO des Unternehmens. Die Autoren versichern jedoch, dass die Ergebnisse und Interpretationen in diesem Manuskript objektiv berichtet werden und nicht von kommerziellen Interessen jeglicher Art beeinflusst werden. Alle anderen Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Danksagungen

Diese Studie wurde unterstützt durch die Basic Science Research Programs der National Research Foundation (NRF) von Korea (Grant#: RS-2024-00353675, Grant#: 2021R1I1A3056109), das ITRC (Information Technology Research Center) Förderprogramm, das vom IITP (Institute for Information and Communications Technology Planning and Evaluation) betreut wird, und die Commercialization Promotion Agency for R&D Outcomes (COMPA), die vom Ministerium für Wissenschaft und IKT (MSIT) finanziert wird. Korea (Grant#: IITP-2025-RS-2023-00258971(50%), Grant#: 2710084652), das vom koreanischen Ministerium für Ozeane und Fischerei finanzierte Unterstützungsprogramm des Korea Institute of Marine Science and Technology Promotion (KIMST) (Grant#: 20210660) und das Korea University Grant. Die Autoren danken Metaimmunetech Inc. für die Zusammenarbeit auf der Grundlage der von der Korea University übertragenen Technologie bei der Entwicklung des Cellytics NK-Geräts.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1,7 mL MikrozentrifugenröhrchenAXYGENMCT-175-CSteril, DNase/RNase-frei
Assay-ObjektträgerMetaimmuntechnikAS050-GSpezielle Folie für das Cellytics System
50 Folien in einer Box
Cellytics System mit SoftwareMetaimmuntechnikCS001Objektivlose Schattenbildgebungsplattform
Zentrifuge (Ausschwingrotor)LABOGENE1580R300– 500 & mal; G-Reihe
CMOS-BildsensorIm Lieferumfang des Cellytics Geräts enthaltenIntegriertWird für die Beugungsbildgebung verwendet
Cytospin-ZentrifugeNasco KoreaTXT3 Cyto ZentrifugeFür die Cytospin-Färbung
Digitaler Heizblock (37 &Grad; C)Daihan WissenschaftlichDH. WHB00349Für die Zellinkubation
ELISA-Kit (IFN-γ)Forschung & Forschung D-SystemDIF50CHumane IFN-& Gamma; ELISA-Bausatz
Guava easyCyte DurchflusszytometerMillipore0500-5005Für die CD107a-Expressionsanalyse
Hema 3 Stat-PaketThermoFisher122-911Für die Cytospin-Färbung
IL-12 (rekombinanter Mensch)Forschung & Forschung D-SystemBestandteil von ASC
IL-2 (rekombinanter Mensch)Peprotech200-02Bestandteil von ASC
Magnetisches TrenngestellMetaimmuntechnikM13R8Zur Raupentrennung
ObjektträgerMarienfeld1000612Für Cytospin-Präparate
NK-AktivierungskitMetaimmuntechnikMIT2301V, MIT2301AZur Aktivierung von NK-Zellen
NK Sep BausatzMetaimmuntechnikMIT2301-500Für die Isolierung von NK-Zellen
PE Maus Anti-Human CD107a, 100testBD Biowissenschaften555801Für die CD107a-Expressionsanalyse
LochblendeIm Lieferumfang des Cellytics Geräts enthaltenIntegriertWird im LSIT-Beleuchtungspfad verwendet
Pipetten (2– 20 & Mikro; L, 20– 200 & Mikro; L)AXYGENT-200-YEinstellbare Lautstärke
Schatten-KalibrierungsfolieMetaimmuntechnikAS050-GFür die Gerätekalibrierung.
1 Kalibrierobjektträger in 1 Assay-Objektträgerbox
Vortex-MischerMerck SI-0246AZur Resuspension

Referenzen

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