Methodenartikel

Vergleichende Studie zu den Polysaccharidgehalten und antioxidativen Aktivitäten von Hippophae rhamnoides subsp. sinensis und Hippophae gyantsensis

DOI:

10.3791/68855

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15. August 2025

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1State Key Laboratory of Southwestern Chinese Medicine Resources, School of Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2School of Ethnic Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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In dieser Studie wurden die Polysaccharidgehalte von Hippophae rhamnoides subsp. sinensis Rousi und Hippophae gyantsensis (Rousi) Y. S. Lian verglichen, die durch Heißwasserextraktion gewonnen und durch Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie quantifiziert wurden. Wir untersuchten auch in vitro die antioxidative Aktivität von Polysacchariden aus diesen beiden Hippophae-Spezies durch Experimente zum Abfangen von 2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl freien Radikalen.

Zusammenfassung

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Dieser Artikel berichtet über eine gut konzipierte und eingehende vergleichende Studie über die Polysaccharidausbeuten, den Gehalt und die antioxidative Aktivität von zwei Hippophae-Arten von großem Forschungswert, nämlich Hippophae rhamnoides subsp. sinensis Rousi und Hippophae gyantsensis (Rousi) Y. S. Lian. Die Gesamtpolysaccharide von H.rhamnoides subsp. sinensis und H. gyantsensis wurden durch Heißwasserextraktion gewonnen. Die Ausbeuten wurden verglichen und die Polysaccharidgehalte wurden durch Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie genau bestimmt und verglichen. In der Zwischenzeit wurde die antioxidative Aktivität der Polysaccharide durch das Auffangen freier Radikale durch 2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) bewertet. Die Ergebnisse zeigten, dass die Polysaccharidausbeute (prozentualer Anteil des Rohextrakts im Verhältnis zum Rohstoff) von H. rhamnoides subsp. sinensis (1,18 % ± 0,02 %) signifikant niedriger war als die von H. gyantsensis (3,12 % ± 0,06 %) (P < 0,01). Der Gehalt an Polysacchariden (definiert als reine Polysaccharide im Extrakt) von H. rhamnoides subsp. sinensis (352,97±1,07 mg/g) war signifikant höher als der von H. gyantsensis (300,21 ± 1,49 mg/g) (P < 0,01). Die halbinhibitorische Konzentration der DPPH-Radikalfängeraktivität von H.rhamnoides subsp. sinensis Polysacchariden (0,026 ± 0,004 mg/ml) war etwas niedriger als die von H. gyantsensis-Polysacchariden (0,021 ± 0,004 mg/ml). Es wurde jedoch kein signifikanter Unterschied zwischen den beiden Hippophae-Arten festgestellt (P > 0,05). Dieses Experiment klärte die Unterschiede in der Polysaccharidausbeute, dem Gehalt und der antioxidativen Aktivität zwischen H. rhamnoides subsp. sinensis und H. gyantsensis. Diese Arbeit kann eine wissenschaftliche Grundlage für die Qualitätsbewertung von Sanddorn und die Weiterentwicklung von Polysaccharid-Wirkstoffen liefern.

Einleitung

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Sanddorn ist die getrocknete reife Frucht von Pflanzen aus der Familie der Elaeagnaceae. Es ist ein häufig verwendetes medizinisches und essbares Material in China sowie eine wichtige Quelle für Nahrungsergänzungsmittel und Gesundheitsprodukte in Indien, Russland, Finnland und anderen europäischen Ländern aufgrund seiner Eigenschaften, die Milz zu beleben, um die Verdauung zu unterstützen, Husten zu lindern und Schleim auszutreiben, die Durchblutung zu fördern und Blutstauungen abzuleiten1. Sanddorn enthält eine Vielzahl von bioaktiven Bestandteilen wie Flavonoide, phenolische Verbindungen, Polysaccharide, Glykoside und organische Säuren und hat eine lange Geschichte der Anwendung in der traditionellen chinesischen Medizin 2,3. Generell gelten Flavonoide als die wichtigsten bioaktiven Verbindungen des Sanddorns. In jüngster Zeit wurde jedoch anerkannt, dass Polysaccharide auch hervorragende physiologische und pharmakologische Aktivitäten besitzen und daher die Aufmerksamkeit wissenschaftlicher Forscher auf sich gezogen haben. Es wurde gezeigt, dass Sanddorn-Polysaccharide Aktivitäten bei der Regulierung des Immunsystems, dem Schutz der Leber und der Regulierung von Fettstoffwechselstörungen und Darmmikrobiota sowie antioxidative, entzündungshemmende, antitumorale und hypoglykämische Wirkungen haben 4,5,6. Sie können als natürliche Antioxidantien wirken und so die Entwicklung neuartiger funktioneller Lebensmittel und Pharmazeutika ermöglichen. In der Zwischenzeit sind Sanddorn-Polysaccharide auch anfällig für die Zersetzung durch Magensäure, was für die Aufnahme und Verwertung von Nährstoffen im menschlichen Körper von Vorteil ist 7,8.

Die Heißwasserextraktion (HWE), die mikrowellengestützte Extraktion und die ultraschallgestützte Extraktion sind die gebräuchlichsten Methoden zur Extraktion von Sanddornpolysacchariden9. Die Strukturen von Polysacchariden, die durch verschiedene Extraktionsmethoden erhalten werden, variieren10in Bezug auf die Monosaccharidzusammensetzung, das Molekulargewicht (Mw), den Verzweigungsgrad, den Uronsäuregehalt, die glykosidischen Bindungstypen und die Trihelixkonformation11,12. Im Allgemeinen weisen Polysaccharidlösungen mit hohem Mw-Gehalt eine hohe Viskosität und eine geringe Löslichkeit auf, was sich auf ihre biologischen Aktivitäten und Anwendungen auswirken kann13. HWE ist aufgrund seiner Einfachheit die am häufigsten eingesetzte Technik zur Polysaccharidextraktion im Labor- und Industriebereich14,15. Darüber hinaus ist es eine der am häufigsten verwendeten Extraktionsmethoden für Sanddorn-Polysaccharide9. Daher wurden in dieser Studie Polysaccharide durch HWE extrahiert. Zu den primären Verfahren zur Bestimmung des Polysaccharidgehalts gehören die Phenol-Schwefelsäure- und die Anthron-Schwefelsäure-Methode 16,17,18,19. Das Phenol-Schwefelsäure-Verfahren wird aufgrund seines einfachen Nachweisverfahrens, seiner guten Stabilität und seiner hohen Empfindlichkeit in großem Umfang angewendet20. Wen et al. bestimmten den Gehalt an Polysacchariden, die aus Sanddorn mit der Phenol-Schwefelsäure-Methode gewonnen wurden21. Daher wurde in diesem Versuch der Gehalt an Polysacchariden mit Hilfe der Phenol-Schwefelsäure-Methode bestimmt. Die Tiefe der nach der Phenol-Schwefelsäure-Reaktion gebildeten orangefarbenen Verbindungslösung ist proportional zum Gehalt an Polysacchariden und kann bei einer Wellenlänge von 490 nmbestimmt werden 22.

Natürliche Polysaccharide zeigen in vivo und in vitro bemerkenswerte antioxidative Aktivitäten. Himbeer-Polysaccharide können oxidativen Stress in fettreichen Ernährungsmodellen lindern, indem sie die Darmmikrobiota regulieren23. Polysaccharide sind die Hauptwirkstoffe in Pueraria lobata und weisen vielfältige biologische Aktivitäten auf, einschließlich Antioxidation24. Dou et al. fanden heraus, dass Brombeerpolysaccharide physiologische Funktionen haben, wie z. B. Antioxidation25. Die antioxidative Aktivität von Polysacchariden wird in der Regel auf der Grundlage ihrer Fähigkeit bewertet, verschiedene freie Radikale, einschließlich 2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH), Hydroxyl- und Superoxid-Anionenradikale, sowie ihrer ABTS-Radikal-Kationenfängerkapazitätabzufangen 26. Die DPPH-Analyse ist weit verbreitet, da sie die Fähigkeit von Antioxidantien misst, violette DPPH-Radikale durch Wasserstoffatomtransfer in blassgelbe, stabile Moleküle zu reduzieren27. Die verbleibenden violetten DPPH-Radikale werden unter Verwendung eines ultravioletten (UV)-sichtbaren (Vis) Spektrophotometers bei etwa 515-520 nm quantifiziert, um die antioxidative Aktivitätzu bestimmen 28,29.

Frühere Studien haben den Gehalt und die antioxidative Aktivität von Sanddorn-Polysacchariden untersucht21. Die überwiegende Mehrheit dieser Studien beschränkte sich jedoch auf Hippophae rhamnoides subsp. sinensis. Sie ist die am häufigsten verwendete und am weitesten verbreitete Hippophae-Art in China und wird offiziell im Chinesischen Arzneibuch eingetragen. Studien über Hipphophae gyantsensis, eine in Xizang, China, endemische Spezies, die in der tibetischen Medizin häufig eingesetzt wird und im Sichuan Provincial Catalogue of Tibetan Medicinal Materials dokumentiert ist, wurden selten berichtet. Darüber hinaus hat keine Forschung den Gehalt und die antioxidative Aktivität von Polysacchariden verschiedener Hippophae-Arten , nämlich H. rhamnoides subsp. sinensis und H. gyantsensis, verglichen. Daher werden in dieser Studie zunächst die Polysaccharidgehalte von H. rhamnoides subsp. sinensis und H. gyantsensis verglichen, die durch HWE extrahiert und durch Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie quantifiziert wurden. Die antioxidative Aktivität der Polysaccharide dieser beiden Hippophae-Spezies wurde durch DPPH-Assays zur Abfangung freier Radikale weiter untersucht. Es wird erwartet, dass die vorliegende Studie wissenschaftliche Daten für die Qualitätsbewertung und Weiterentwicklung der aktiven Polysaccharidkomponenten der beiden oben genannten Hippophae-Spezies liefert.

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Protokoll

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1. Muster und Materialien

  1. Sammle Sanddornproben von verschiedenen Hippophen aus dem Qinghai-Xizang-Plateau.
    HINWEIS: Die Proben wurden von Associate Professor Yue Liu von der Chengdu University of Traditional Chinese Medicine identifiziert. Die Belegexemplare wurden in der Fakultät für Ethnische Medizin der Chengdu Universität für Traditionelle Chinesische Medizin deponiert. Die Informationen zur Probenahme sind in Tabelle 1 aufgeführt. Die Einzelheiten zu den in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.
  2. Die Proben werden 72 h lang bei 40 °C im Ofen getrocknet.
  3. Von jeder Sanddornprobe 20 g zu Pulver mahlen und durch ein Sieb Nr. 3 passieren. Verarbeiten Sie jede Probe mit drei parallelen Replikaten. Die Proben, die nicht durch das Sieb gegangen sind, werden weiter zerkleinert und dann gesiebt, bis alle gesiebt sind.
  4. Lagern Sie die Proben bei -20 °C für Folgestudien.

2. Extraktion von Sanddorn-Polysacchariden

ANMERKUNG: In dieser Studie wurde die zuvor etablierte Extraktionsmethode für Sanddorn mit einigen Modifikationen übernommen, um Polysaccharide30 zu erhalten.

  1. Wiegen Sie 5,0 g Sanddorn-Probenpulver ab und geben Sie es in einen 250-ml-Rundkolben. Geben Sie 50 mL wasserfreies Ethanol in das Pulver und weichen Sie es 24 Stunden lang bei Raumtemperatur (RT; 25 °C) ein, um lipophile Bestandteile zu entfernen. Verarbeiten Sie jede Probe mit drei parallelen Replikaten.
  2. Filtern Sie das über Nacht eingeweichte Probenpulver mit einem Büchner-Trichter und entsorgen Sie dann das Filtrat, um den Filterrückstand zu erhalten. Waschen Sie den Filterrest dreimal mit 50 mL entionisiertem Wasser und trocknen Sie ihn bei 40 °C auf ein konstantes Gewicht.
  3. Der entfettete Filterrückstand wird in einen getrockneten 250-ml-Rundkolben überführt, 150 mL deionisiertes Wasser mit einem Fest-Flüssig-Verhältnis von 1:30 (g/ml) zugegeben und die Rückflussextraktion in einem Wasserbad bei 80 °C zweimal für jeweils 2 h durchgeführt. Trennen Sie das Filtrat, um die rohe Sanddorn-Polysaccharidlösung zu erhalten.
  4. Den Extrakt mit einem Rotationsverdampfer bei 50 °C 1,5 h lang konzentrieren. Lagern Sie die konzentrierte Lösung für die spätere Verwendung im Kühlschrank bei 4 °C.
  5. Geben Sie das Sevage-Reagenz (CHCl3:C4H9OH = 4:1, v:v) zur Rohpolysaccharidlösung in einem Sevage Reagenz: Rohpolysaccharidlösungsvolumenverhältnis von 1:4. Rühren Sie die Mischung mit einem Magnetrührer bei einer Drehzahl von 1050 U/min 20 Minuten lang um.
  6. Füllen Sie die Flüssigkeit in ein 50-ml-Zentrifugenröhrchen und zentrifugieren Sie sie 15 Minuten lang bei 4000 × g , dann sammeln Sie den Überstand. Der obige Vorgang wird dreimal wiederholt, bis an der Grenzfläche zwischen den beiden Phasen kein weißer Flockungsniederschlag mehr auftritt.
  7. Konzentrieren Sie den Sanddorn-Polysaccharid-Extrakt nach der Proteinentfernung. Für die Fällung von wasserfreiem Ethanol wird wasserfreies Ethanol in einem Volumenverhältnis von 1:3 zugegeben und das Gemisch über Nacht bei 4 °C gestellt.
  8. Entfernen Sie die obere Schicht aus wasserfreiem Ethanol, geben Sie das Gemisch in ein 50-ml-Zentrifugenröhrchen und zentrifugieren Sie es 15 Minuten lang bei 4000 × g , um den Niederschlag zu erhalten. Den Niederschlag gefriertrocknen, um Gesamtpolysaccharide zu erhalten.
  9. Berechnen Sie die Gesamtausbeute an Polysacchariden, indem Sie die folgende Gleichung (1) verwenden:
    figure-protocol-1
    HINWEIS: In Gleichung (1) steht m für das Gewicht (g) der Sanddorn-Polysaccharide und m für die Masse (g) der Sanddornprobe.

3. Bestimmung des Polysaccharidgehalts

  1. Vorbereitung der Lösung
    1. Herstellung der Phenol-Reagenzlösung
      1. 3 g Phenol werden genau gewogen und in einen braunen Messkolben überführt. Fügen Sie 50 ml deionisiertes Wasser hinzu, um Phenol aufzulösen.
      2. Schütteln Sie die Mischung gründlich, bis sie homogen ist. Beschriften Sie den Kolben und bewahren Sie ihn für den späteren Gebrauch auf.
    2. Herstellung von Glukose-Standardlösung
      1. 10 mg wasserfreie Glukose werden genau gewogen und in einen 10-ml-Messkolben überführt. Fügen Sie entionisiertes Wasser hinzu, um Glukose aufzulösen, und schütteln Sie die Mischung gut.
      2. Verdünnen Sie die Mischung auf das gewünschte Volumen mit entionisiertem Wasser, um eine Glukose-Standardlösung zu erhalten.
    3. Vorbereitung der Probenlösung.
      1. 5 mg gefriergetrocknete Sanddorn-Polysaccharide (ZG1-ZG5 und JZ1-JZ5) werden genau in Messkolben (n = 10) gewogen. Deionisiertes Wasser wird in jeden Kolben bis zu einem Endvolumen von 50 ml gegeben.
      2. Beschallen Sie die Mischung 20 Minuten lang, bis sich die Polysaccharide vollständig aufgelöst haben. Verarbeiten Sie jede Probe mit drei parallelen Replikaten.
  2. Aufbau der Normkurve
    HINWEIS: Bei der Phenol-Schwefelsäure-Methode reagieren Polysaccharide mit konzentrierter Schwefelsäure zu Furfuralderivaten, die dann mit Phenol zu einer orange-gelben Verbindung kondensieren. Die maximale Absorptionswellenlänge dieser Verbindung liegt bei etwa 490 nm. Daher wurde die Detektionswellenlänge für dieses Experiment auf 490 nmfestgelegt 22.
    1. Verdünnen Sie die Standardglukoselösung mit deionisiertem Wasser auf eine Konzentration von 0,1 mg/ml. Übertragen Sie mit einer Mikropipette vorsichtig 200, 300, 400, 500, 600 und 700 μl der Glukose-Standardlösung in sechs separate saubere Reagenzgläser. Fügen Sie reines Wasser zu einem Gesamtvolumen von 1,0 ml hinzu und mischen Sie dann vorsichtig jede Lösung, um eine gleichmäßige Verdünnung zu gewährleisten.
    2. Geben Sie 1,0 ml 6%ige Phenollösung und 5,0 ml Schwefelsäure in die oben genannten Reagenzgläser. Gut mischen, abkühlen lassen und dann 30 min bei RT ziehen lassen.
      HINWEIS: Phenol ist eine giftige chemische Verbindung, und konzentrierte Schwefelsäure ist ätzend. Bei der Herstellung von Phenol- und Schwefelsäurelösungen sollten Handschuhe getragen werden, und der Eingriff sollte in einem Abzug durchgeführt werden.
    3. Füllen Sie die oben genannten Proben in Küvetten um und verwenden Sie anstelle der Probe reines Wasser als Blindwert. Messen Sie ihre Absorption bei 490 nm mit einem UV-Vis-Spektralphotometer und drei Replikaten.
    4. Stellen Sie die Standardkurve mit den Glukosekonzentrationen als x-Achse und den Absorptionswerten als y-Achse dar. Ermitteln Sie die Regressionsgleichung und berechnen Sie den Korrelationskoeffizienten (R²).
      HINWEIS: Das UV-Vis-Spektralphotometer muss eine halbe Stunde im Voraus vorgeheizt werden. Bei der Messung der Extinktion in diesem Schritt muss die Extinktion zwischen 0,2 und 0,8 liegen. Daher muss die Konzentration der Probe quantifiziert werden.
  3. Studie zur Methodik
    1. Präzisionsprüfung:
      1. JZ2 einnehmen und die Prüflösung nach dem in Schritt 3.1.3 beschriebenen Verfahren herstellen. Die Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie ist nach der in Schritt 3.2.2 beschriebenen Methode durchzuführen.
      2. Anschließend ist die Extinktion nach dem in Schritt 3.2.3 beschriebenen Verfahren zu bestimmen. Wiederholen Sie diesen Vorgang sechsmal und berechnen Sie die relative Standardabweichung (RSD).
    2. Stabilitätstest:
      1. Bereiten Sie die JZ2-Probenlösung nach der in Schritt 3.1.3 beschriebenen Methode vor. 0, 2, 4, 6, 8 und 10 Stunden nach der Probenvorbereitung ist die Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie nach der in Schritt 3.2.2 beschriebenen Methode durchzuführen.
      2. Bestimmen Sie anschließend die Absorption, indem Sie das in Schritt 3.2.3 beschriebene Verfahren befolgen und die RSD berechnen.
    3. Wiederholbarkeitsprüfung:
      1. Bereiten Sie die JZ2-Probenlösung nach der in Schritt 3.1.3 beschriebenen Methode vor. Bereiten Sie sechs Replikate parallel vor. Die Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie ist nach der in Schritt 3.2.2 beschriebenen Methode durchzuführen.
      2. Bestimmen Sie anschließend die Absorption, indem Sie das in Schritt 3.2.3 beschriebene Verfahren befolgen und die RSD berechnen.
    4. Erholungstest:
      1. JZ2 einnehmen und die Prüflösung nach dem in Schritt 3.1.3 beschriebenen Verfahren herstellen. Bereiten Sie neun Replikate parallel vor. Die Referenzlösungen, die 80 %, 100 % und 120 % des Gesamtpolysaccharidgehalts entsprechen, werden in der Probe zugegeben und drei parallele Proben vorbereitet.
      2. Die Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie ist nach dem in Schritt 3.2.2 beschriebenen Verfahren durchzuführen. Bestimmen Sie anschließend die Absorption, indem Sie das in Schritt 3.2.3 beschriebene Verfahren befolgen und die Wiederfindungsrate anhand von Gleichung (2) berechnen.
        figure-protocol-2
        HINWEIS: In Gleichung (2) steht A für die Menge an Glukose in der Sanddorn-Probenlösung, B für die Menge der zugesetzten Glukose und C für den gemessenen Wert der glukosehaltigen Lösung und der Sanddorn-Probenlösung.
  4. Bestimmung des Inhalts
    1. Die Probenlösung wird wie in Schritt 3.1.3 beschrieben hergestellt und die Phenol-Schwefelsäure-Kolorimetrie nach dem in Schritt 3.2.2 beschriebenen Verfahren durchgeführt.
    2. Bestimmen Sie die Absorption, indem Sie das in Schritt 3.2.3 beschriebene Verfahren befolgen und den Polysaccharidgehalt mit der Standardkurvenmethode berechnen. Führen Sie diese Vorgänge dreimal parallel für jede Probe aus.

4. DPPH-Radikalfängeraktivität31,32

  1. Wiegen Sie 2,7 mg DPPH genau in einen leeren 50-ml-Messkolben. Löse es in 50 ml wasserfreiem Ethanol auf, um eine DPPH-Stammlösung mit einer Konzentration von 0,054 mg/ml herzustellen und die DPPH-Arbeitslösung zu erhalten.
    HINWEIS: Die DPPH-Lösung sollte im Dunkeln gelagert werden.
  2. Wiegen Sie 5 mg Vitamin C (Vc) genau in einen leeren 10-ml-Messkolben und lösen Sie es in 10 ml deionisiertem Wasser auf, um eine Vc-Lösung mit einer Konzentration von 0,5 mg/ml herzustellen. Verdünnen Sie es nacheinander, um Vc-Testlösungen mit Konzentrationen von 0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 und 0,001953 mg/ml herzustellen.
  3. Wiegen Sie 5 mg jedes Sanddorn-Polysaccharids (ZG1-ZG5 und JZ1-JZ5) genau ab. Löse jede Probe in 10 mL deionisiertem Wasser auf, um Sanddorn-Polysaccharid-Probenlösungen mit einer Konzentration von 0,5 mg/ml herzustellen. Die oben genannten Lösungen werden nacheinander verdünnt, um Sanddorn-Polysaccharid-Testlösungen mit Konzentrationen von 0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 und 0,001953 mg/ml herzustellen.
  4. Unter Verwendung der DPPH-Lösung als Substrat werden die folgenden Gruppen in einer 96-Well-Platte hergestellt: Negativkontrollgruppe A0 (150 μl Wasser und 50 μl DPPH-Lösung), ProbengruppeA 1 (150 μl Probe oder Vc-Lösung und 50 μl DPPH-Lösung) und ProbenkontrollgruppeA 2 (150 μl Probe und 50 μl wasserfreies Ethanol). Führen Sie diesen Vorgang in dreifacher Ausführung durch.
  5. Lassen Sie die Reaktion 30 Minuten lang im Dunkeln ablaufen. Messen Sie anschließend die Extinktion bei 517 nm. Wiederholen Sie das Experiment dreimal und berechnen Sie die DPPH-Abfangrate für freie Radikale anhand von Gleichung (3).
    HINWEIS: Die Absorption der DPPH-Lösung sollte bei 0,7 ± 0,02 gehalten werden. Zu hohe und zu niedrige Konzentrationen können zu ungenauen Absorptionswerten führen und so die endgültigen Versuchsergebnisse beeinflussen.
    figure-protocol-3
    In Gleichung (3) ist A0 die Absorption von entionisiertem Wasser und DPPH-Lösung, A1 ist die Absorption der Probe oder Vc- und DPPH-Lösung und A2 ist die Absorption der Probe und wasserfreiem Ethanol.
  6. Berechnung der halbhemmenden Konzentration (Ic50)
    1. Erstellen Sie eine visuell organisierte Datentabelle, die die Korrelation zwischen den Konzentrationen der Reaktionstestverbindungen (0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 und 0,001953 mg/ml) und den entsprechenden prozentualen Reaktionswerten veranschaulicht.
    2. Verwenden Sie die nichtlineare Kurvenanpassung (mit GraphPad-Prisma), um den IC50 - und den Standardfehler zu bestimmen.

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Ergebnisse

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Ausbeute an rohen Polysacchariden
Polysaccharide wurden durch HWE extrahiert. Der Rückfluss des Wasserbads ist in der ergänzenden Abbildung 1 dargestellt. Die Konzentration der Polysaccharid-Extraktlösung ist in der ergänzenden Abbildung 2 dargestellt. Der Zentrifugationsschichtungseffekt nach der Deproteinierung ist in der ergänzenden Abbildung 3 dargestellt. Die fünf Chargen von H. rhamnoides subsp. sinensis haben Polysaccharid-Ert...

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Diskussion

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Sanddorn ist eine traditionelle tibetische Medizin. Polysaccharide sind wichtige Bestandteile des Sanddorns. Es wurden zahlreiche Studien zur Bestimmung des Polysaccharidgehalts und der antioxidativen Aktivität durchgeführt21. Allerdings haben nur wenige den Polysaccharidgehalt und die antioxidative Aktivität verschiedener Hippophae-Spezies verglichen, wie z. B. die Arzneispezialitäten H. rhamnoides subsp. sinensis und H. gyantsensis...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde finanziell unterstützt von der National Natural Science Foundation of China (Nr. 82374145), der Natural Science Foundation der Provinz Sichuan (Nr. 2025ZNSFSC0608) und der National Natural Science Foundation of China (Nr. U23A20520)

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Analysenwaage (mit einer Genauigkeit von 0,0001 g)Sartorius Scientific Instruments (Beijing) Co., Ltd.BSA224S-CW
Analysenwaage (mit einer Genauigkeit von 0,00001 g)Sartorius Scientific Instruments (Beijing) Co., Ltd.CPA225D
Tischzentrifuge mit niedriger DrehzahlShanghai Zigui Instrument Co., Ltd.TD4K-Z
DPPHShanghai Yuanye Bio-Technology Co., Ltd.CAS-Nr. 1898-66-4
EthanolChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.CAS-Nr. 64-17-5
EP-RohrHunan BKMAK Holding Co., Ltd.BS-20-M2 mL
GefriertrocknerLabconco CorporationLABCONCO
Glukose wasserfreiChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.CAS 50-99-7Referenznorm
GraphPad  Prim 9.5.0 GraphPad-SoftwareN/AErmitteln Sie den IC50-Wert und den P-Wert.
Heißluft-Umwälz-TrockenofenShanghai Yiheng Technology Instrument Co., Ltd.NB-DGG-9070A
L-AscorbinsäureBeijing Labgic Technology Co., Ltd.CAS 50-81-7Positivkontroll-Medikament
Mikroplatten-ReaderShanghai Shanpu Biotechnology Co., Ltd.Lesen: Max. 1500
96-Well-PlatteBeijing Labgic Technology Co., Ltd.11512
OriginPro 2025OriginLabN/AErstellen eines Liniendiagramms für die Abfertigungsrate
PIPETTEN-TIPPSBeijing Labgic Technology Co., Ltd.BS-200-T200 μ L
PIPETTEN-TIPPSBeijing Labgic Technology Co., Ltd.T-1000-B1000 μ L
PhenolChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.CAS 108-95-2
Rotationsverdampfer  BÜCHI Laboratory Equipment Trading (Shanghai) Ltd.Büchi R-100
Standard-Reagenz-Typ ReinwassersystemQingdao Flom Technology Co., Ltd.FBZ2001-up-p
Thermostatisches Wasserbad mit DigitalanzeigeGuan'an Scientific Instruments (Zhejiang) Co., Ltd.WB100-6F
UV-sichtbares SpektralphotometerVerifizierter Lieferant - Shanghai Mapada Instruments Co., Ltd.V-1100D
Ultraschall-ReinigerVerifizierter Lieferant - Sheng Zheng ChaoJie Industrial Co., Ltd.CJ-060SDUltraschallreiniger 360 W 50 Hz

Referenzen

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