Methodenartikel

Funktionelle kardiale Bildgebung in Zebrafischembryonen mittels Standardmikroskopie und Videoanalyse: Anwendungen in der Umwelt- und biomedizinischen Forschung

DOI:

10.3791/68941

⸱

10. Oktober 2025

 ,  ,  ,  , 
1Medical Faculty, Department of Pathophysiology, University of Belgrade, 2Faculty of Electronic Engineering, University of Nis

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Zusammenfassung

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Dieses Protokoll beschreibt eine kostengünstige Lichtmikroskopiemethode zur Beurteilung der Herzmorphologie und -funktion in Zebrafischembryonen, die eine reproduzierbare Bewertung der Entwicklungskardiotoxizität ermöglicht, ohne dass fortschrittliche Bildgebungssysteme erforderlich sind.

Zusammenfassung

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Zebrafische (Danio rerio) werden aufgrund ihrer genetischen Ähnlichkeit mit dem Menschen, ihrer optischen Transparenz während der frühen Entwicklung und ihrer Eignung für In-vivo-Bildgebung häufig als Wirbeltiermodell in der kardiovaskulären Forschung verwendet. Dieses Manuskript stellt ein standardisiertes, zugängliches Protokoll zur Beurteilung der kardialen Morphologie und Funktion in Zebrafischembryonen 96 h nach der Befruchtung (hpf) mittels Hellfeldlichtmikroskopie vor. Die Methode umfasst die Embryonenentnahme, das morphologische Screening, die Immobilisierung in Agarose, die Videoaufzeichnung des schlagenden Herzens und die bildbasierte Analyse kardialer Parameter wie Ventrikeldimensionen, Schlagvolumen, Herzfrequenz, Ejektionsfraktion und Herzzeitvolumen. Die Berechnungen basieren auf geometrischen Annäherungen des Ventrikels unter Verwendung von Open-Source-Software (z. B. ImageJ, Zembryo Analyzer). Das Protokoll ermöglicht die quantitative Beurteilung der kardiologischen Leistung mit weit verbreiteten Geräten und eignet sich daher für Labore mit begrenzten Ressourcen und Hochdurchsatz-Screenings. In dieser Studie wurden 96 hpf-Zebrafischlarven analysiert, indem das schlagende Herz unter einem Lichtmikroskop aufgezeichnet wurde. Zu den wichtigsten gemessenen kardialen Parametern gehörten die ventrikulären Dimensionen, die zur Berechnung des Schlagvolumens und der Herzfrequenz verwendet wurden, die durch Schläge pro Minute bestimmt wurden. Aus diesen wurden die Ejektionsfraktion und das Herzzeitvolumen abgeleitet, um die kardiale Gesamtleistung zu beurteilen. Repräsentative Ergebnisse von gesunden Embryonen zeigten eine konsistente ventrikuläre Kontraktion und robuste funktionelle Indizes, während Embryonen, die Cadmium ausgesetzt waren, eine beeinträchtigte Herzmorphologie und ein signifikant reduziertes Herzzeitvolumen aufwiesen. Insgesamt ist die Methode wichtig für den Nachweis von Entwicklungskardiotoxizität und bietet einen reproduzierbaren, nicht-invasiven Ansatz zur Bewertung der Herzfunktion in vivo während der frühen Zebrafischentwicklung.

Einleitung

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Der Zebrafisch (Danio rerio) hat sich aufgrund seiner genetischen Homologie mit dem Menschen, der äußeren Befruchtung, der optischen Transparenz der Embryonen und seiner schnellen Entwicklung zu einem prominenten Modellorganismus für Wirbeltiere in der Herz-Kreislauf-Forschung entwickelt 1,2. Diese Eigenschaften, kombiniert mit Kosteneffizienz und Skalierbarkeit, machen den Zebrafisch besonders geeignet für die Untersuchung der frühen kardialen Morphogenese, angeborener Herzfehler und entwicklungsbedingter Kardiotoxizität3. Ihre Relevanz wird durch die hohe Konservierung von Genen und Signalwegen, die die Herzentwicklung bei Wirbeltierarten regulieren, weiter untermauert4. Insbesondere haben Zebrafischmodelle wesentlich zum Verständnis der genetischen und physiologischen Grundlagen der Herzbildung, des Umbaus und der Funktion des Herzens sowohl unter normalen als auch unter pathologischen Bedingungen beigetragen 5,6.

Strukturell besteht das Herz des Zebrafisches aus einem einzigen Vorhof und einem einzigen Ventrikel, die linear miteinander verbunden sind und denen die für das Vierkammerherz von Säugetieren typische Septation fehlt. Trotzdem rekapituliert das Zebrafischherz Schlüsselaspekte der menschlichen Herzphysiologie, einschließlich des Vorhandenseins von endokardialen und myokardialen Schichten, eines kardialen Reizleitungssystems, rhythmischer kontraktiler Aktivität und der Regulation durch neurohormonelle Faktoren 7,8. Wichtig ist, dass das Herz des Zebrafisches wichtige morphogenetische Ereignisse aufweist, einschließlich der Rechtsschlaufe des Herzschlauchs und der anschließenden Ausdehnung und Abgrenzung der Herzkammern, die denen in der menschlichen Embryonalentwicklung ähneln9. Darüber hinaus behält das Zebrafischherz viele der elektrophysiologischen und hämodynamischen Eigenschaften bei, die bei höheren Wirbeltieren beobachtet werden, einschließlich der Ausbreitung des Aktionspotentials, der Kontraktilitätsmodulation und der Dynamik des Kalziumkreislaufs7.

Angesichts dieser Ähnlichkeiten hat sich der Zebrafisch zu einem zentralen Modell in der Toxikologie entwickelt, insbesondere für die Bewertung, wie sich chemische Expositionen auf die Entwicklung und Funktion des Herzens auswirken10. Eine der größten Einschränkungen in diesem Bereich bleibt jedoch die Abhängigkeit von technisch anspruchsvollen bildgebenden Verfahren. Herkömmliche hochauflösende Methoden wie die konfokale oder Lichtblattmikroskopie oder transgene Linien, die fluoreszierende Herzmarker exprimieren, sind zwar leistungsfähig, aber kostspielig und erfordern eine erhebliche technische Infrastruktur11. Diese Einschränkungen schränken die breitere Implementierung der Zebrafisch-basierten kardialen Phänotypisierung ein, insbesondere in Umgebungen mit begrenzten Ressourcen oder für Anwendungen, die ein Hochdurchsatz-Screening erfordern12.

Es besteht daher ein wachsender Bedarf an methodischen Ansätzen, die eine zuverlässige Beurteilung der Herzfunktion mit weit verbreiteten Instrumenten ermöglichen. In der vorhandenen Literatur finden sich Beispiele für solche vereinfachten Methoden, einschließlich Hellfeld- oder Lichtmikroskopie-basierter Bildgebung in Kombination mit manuellen oder halbautomatischen Messungen13,14. Diese Techniken sind jedoch nicht immer standardisiert und variieren oft zwischen den Forschungsgruppen in Bezug auf Protokoll, Timing und Bildanalyseparameter. Diese Variabilität behindert die Reproduzierbarkeit und schränkt den Vergleichswert zwischen den Studien ein, insbesondere in Bereichen wie der Embryotoxikologie, Pharmakologie oder Ökotoxikologie, in denen quantitative kardiovaskuläre Endpunkte zunehmend als Indikatoren für die Entwicklungssicherheit herangezogen werden15.

In diesem Zusammenhang bieten Zebrafische ein wertvolles Modell für das Screening der Entwicklungskardiotoxizität in vivo. Zulassungsbehörden und wissenschaftliche Konsortien haben zunehmend die Bedeutung von Zebrafischen in diesem Bereich erkannt, insbesondere angesichts ihrer Fähigkeit, subtile Veränderungen der Herzfunktion zu erkennen, die strukturellen Missbildungen oder Letalität vorausgehen können14. Der transparente Embryo ermöglicht eine direkte Visualisierung des schlagenden Herzens und ermöglicht so eine zeitaufgelöste Live-Beurteilung der Herzleistung, ohne dass invasive Eingriffe erforderlich sind. Darüber hinaus erleichtert die Einfachheit der kardialen Anatomie des Zebrafisches die Quantifizierung der atrialen und ventrikulären Dynamik, einschließlich der Kammerabmessungen und Schlaganfallparameter, unter Verwendung grundlegender bildgebender Verfahren15.

Das übergeordnete Ziel der in diesem Artikel beschriebenen Methode ist es, einen zugänglichen, reproduzierbaren Ansatz für die morphofunktionelle Beurteilung der embryonalen Herzleistung von Zebrafischen mittels Standardlichtmikroskopie bereitzustellen. Durch die Fokussierung auf einfache Videoerfassung und Post-hoc-Bildanalyse zielt die Technik darauf ab, die methodische Lücke zwischen hochauflösender Bildgebung und qualitativer Beobachtungsbewertung zu schließen. Dieses Protokoll ist an verschiedene Laborumgebungen und Ressourcenniveaus anpassbar und eignet sich insbesondere für toxikologische, pharmakologische oder genetische Studien, die sich auf die Bewertung der Herzfunktion konzentrieren.

Zusätzlich zu seinen praktischen Vorteilen leistet das Protokoll einen Beitrag zum Feld, indem es einen konsolidierten, schrittweisen Arbeitsablauf bietet, der häufig verwendete Techniken in einer einzigen, reproduzierbaren Pipeline kombiniert. In der Literatur gibt es zwar ähnliche Ansätze, aber nur wenige bieten ein solches Maß an Integration mit visueller Dokumentation, was eine breitere Akzeptanz und Standardisierung unterstützen kann.

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Protokoll

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Alle Eingriffe mit Zebrafischembryonen wurden in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Tieren durchgeführt, die von der lokalen Ethikkommission genehmigt wurden. Die Haltung von Zebrafischen und die Manipulation von Embryonen wurden in Übereinstimmung mit der europäischen Richtlinie 2010/63/EU zum Schutz der für wissenschaftliche Zwecke verwendeten Tiere durchgeführt. Die in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Erhaltung des Zebrafisches und Entnahme von Embryonen

  1. Adulte Zebrafische (Danio rerio) in einem Umlaufaquarium bei 28 °C± 1 °C bei einem 14 h hellen/10 h dunklen Zyklus halten.
  2. Füttern Sie die Fische dreimal täglich mit einem proteinreichen, handelsüblichen Flocken- oder Granulatfutter, das für Zebrafische geeignet ist.
  3. Am späten Nachmittag werden erwachsene Zebrafische in Aufzuchtbecken umgesiedelt, die mit einem transparenten Netz ausgestattet sind, um die Fische vom Beckenboden zu trennen. Verwenden Sie ein Verhältnis von Männern zu Frauen von 2:3, das über Nacht durch eine herausnehmbare Trennwand getrennt wird.
  4. Entfernen Sie am nächsten Morgen die Trennwand und fügen Sie 50-100 ml kaltes Aquarienwasser hinzu, um das Laichen auszulösen.
  5. Nach der Befruchtung (innerhalb von 30-60 Minuten) entfernen Sie erwachsene Fische aus dem Zuchtbecken, um eine Prädation von Embryonen zu verhindern.
  6. Entnehmen Sie die Embryonen mit einer Pasteurpipette aus Kunststoff und geben Sie sie in sterile Petrischale, die mit E3-Embryomedium gefüllt sind.
    HINWEIS: E3-Embryomedium ist eine gepufferte Salzlösung, die die ionische Zusammensetzung der extrazellulären Flüssigkeit des Zebrafisches nachahmt. Bereiten Sie das E3-Medium vor, indem 580 mg NaCl, 27 mg KCl, 97 mg CaCl2,2H 2O und 163 mg MgCl 2,6H2O in etwa 800 ml hochreinem destilliertem Wasser gelöst werden. Stellen Sie den pH-Wert mit 1 N NaOH oder HCl auf 7,2 ein. Sobald der pH-Wert eingestellt und stabil ist, bringen Sie das Gesamtvolumen mit destilliertem Wasser auf 1.000 ml. Sterilisieren Sie die Lösung, indem Sie sie durch einen 0,22 μm Membranfilter filtrieren. Fügen Sie 100 μl 1 % Methylenblau pro Liter hinzu, um Pilzwachstum zu verhindern. Lagern Sie das vorbereitete E3-Medium bei 4 °C und erwärmen Sie es vor der Verwendung auf Raumtemperatur.
  7. Inkubieren Sie die Embryonen bei 28,5 °C in einem Inkubator mit einem kontrollierten Hell-Dunkel-Zyklus (14 h/10 h).
    HINWEIS: Begrenzen Sie die Anzahl der Embryonen pro Petrischale (z. B. 50 pro 100-mm-Schale), um eine Überfüllung zu vermeiden, die zu Hypoxie und Entwicklungsstörungen führen kann.
  8. Tauschen Sie das E3-Medium täglich aus, um optimale Entwicklungsbedingungen zu erhalten.

2. Selektion morphologisch normaler Embryonen

  1. Etwa 6 h nach der Befruchtung (hpf; seit der Befruchtung verstrichene Zeit) werden die befruchteten Embryonen in eine saubere Petrischale mit frischem E3-Medium überführt.
  2. Untersuchen Sie Embryonen unter einem Stereomikroskop mit 40-facher Vergrößerung.
  3. Entsorgen Sie alle Embryonen, die Anzeichen von Entwicklungsstörungen aufweisen, einschließlich:
    1. Koagulierte Embryonen: Zu erkennen an ihrem undurchsichtigen oder weißen Aussehen, ihrer körnigen Textur und dem Fehlen unterscheidbarer innerer Strukturen. Die Gerinnung ist ein Zeichen der Nichtlebensfähigkeit und tritt typischerweise innerhalb der ersten Stunden nach der Befruchtung auf.
    2. Verzögerte Entwicklung: Schließen Sie Embryonen aus, die nicht das erwartete morphologische Stadium erreicht haben (z. B. fehlende Epibolie oder unregelmäßige Zellanordnung), was auf eine beeinträchtigte Lebensfähigkeit hindeutet.
    3. Anomalien des Dottersacks: Suchen Sie nach gerissenen, unregelmäßigen oder asymmetrischen Dottersäcken, die auf eine fehlerhafte Entwicklung oder ein osmotisches Ungleichgewicht hinweisen können.
    4. Äußere Missbildungen: Ausgeschlossen sind Embryonen mit verdrehten Körperachsen, unregelmäßiger Zellmassenverteilung oder abnormalen Formen des Chorions.
    5. Schlechte Integrität der Chorion: Verzichten Sie darauf, die Embryonen mit kollabierten, geschrumpften oder geplatzten Chorionen zu verwenden, da diese mechanischem oder osmotischem Stress ausgesetzt sein können.
  4. Behalten Sie nur Embryonen, die alle folgenden Kriterien erfüllen: (1) Transparente und symmetrische Körperform, (2) Gleichmäßiges epiboles Fortschreiten mit glatter Zellschichtung, (3) Deutlich sichtbares Blastoderm und intaktes kugelförmiges Chorion.
    HINWEIS: Bei 6 hpf ist ein morphologisch normaler Zebrafischembryo kuppelförmig mit einem klar definierten Blastoderm, das die Oberseite des Dotters umhüllt. Das Zytoplasma sollte gleichmäßig verteilt sein, ohne körnige Sprenkel und ohne Anzeichen von Fragmentierung oder Verklumpung.

3. Kardiale Bildgebung mittels Lichtmikroskopie

  1. Bei 96 hpf werden die Embryonen einzeln in 35 mm große Petrischalen mit Glasboden montiert, die mit E3-Medium gefüllt sind.
  2. 1,2 % niedrigschmelzende Agarose in E3-Medium zubereiten und auf 37-38 °C vorheizen. Halten Sie die Temperatur mit einem Wärmeblock oder einem Wasserbad aufrecht.
  3. Betten Sie jeden Embryo in Agarose ein und richten Sie ihn mit einer feinen Pinzette sanft seitlich aus, bevor die Agarose erstarrt.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Herz deutlich sichtbar und seitlich ausgerichtet ist, wobei sich sowohl der Vorhof als auch der Ventrikel in derselben Brennebene befinden.
  4. Verwenden Sie ein inverses Lichtmikroskop, das mit einer Digitalkamera ausgestattet ist, um hochauflösende 30-Sekunden-Videos aufzunehmen, die sich speziell auf die Herzregion der Zebrafischembryonen konzentrieren. Nehmen Sie Videos mit einer Vergrößerung von 40× oder 100× auf, um eine klare Visualisierung von Herzstrukturen und Herzschlägen zu gewährleisten.
    1. Nehmen Sie die Videos mit einer Bildrate von 30 Bildern pro Sekunde (fps) in unkomprimierten oder minimal komprimierten Formaten (z. B. AVI oder MOV) auf, um die Bildqualität zu erhalten und eine genaue Analyse der Herzbewegungsdynamik zu ermöglichen. Dieser Aufbau ermöglicht eine detaillierte Beurteilung von Funktionsparametern wie Herzfrequenz, Kontraktionsrhythmus und Kammermorphologie.

4. Bildanalyse und Messung der Herzfunktion

  1. Manuelle Messungen in ImageJ
    1. Videos importieren. Öffnen Sie Videos in ImageJ mit Datei > Importieren > AVI. Konvertieren Sie das Video bei Bedarf über Bildstapel > > Bilder in Stapel konvertieren in einen Bildstapel.
    2. Kalibrieren Sie die Messskala. Verwenden Sie Analysieren > Maßstab einstellen, geben Sie den bekannten Felddurchmesser ein (z. B. 4 mm für ein 10×Objektiv) und aktivieren Sie die Option Global, um die Skala auf alle Messungen anzuwenden.
    3. Definieren Sie Regions of Interest (ROI). Verwenden Sie die ROI-Werkzeuge (Linie, Polygon, Rechteck), um die lange und kurze Ventrikelachse während der Endsystole und der Enddiastole zu markieren (Abbildung 1). Verwalten Sie ROIs über die Analysetools > > ROI Manager.
  2. Messen Sie die Durchmesser und Flächen für die Berechnung von Funktionsparametern (Ergänzungsdatei 1)
    1. Bestimmen Sie die ventrikuläre Oberfläche (unter Verwendung der Ellipsennäherung) mit Hilfe von Gleichung 1:
      VA = ((D_L - D_S)/2) × π (1)
      Dabei ist DL = langer Durchmesser, DS = kurzer Durchmesser.
    2. Schätzen Sie das ventrikuläre Volumen bei ED und ES mit der Formel für das Ellipsoidvolumen (Gleichung 2)
      VV = (1/6) × π × D_L × D_S² (2)
    3. Berechnen Sie die fraktionale Flächenänderung (FAC) und die fraktionale Verkürzung (FS) mit Gleichung 3 und Gleichung 4:
      FAC (%) = ((VAD - VAS) / VAD) × 100 (3)
      FS (%) = ((D_L - D_S) / D_L) × 100 (4)
      Dabei ist VAD = ventrikulärer Bereich an der ED; VAS = ventrikulärer Bereich bei ES; DDL = lange Achse bei ED; DSS = kurze Achse bei ES.
    4. Bestimmen Sie das Schlagvolumen (SV) mit Gleichung 5:
      SV = VVD - VVS (5)
    5. Berechnen Sie die Ejektionsfraktion (EF) mit Gleichung 6:
      EF (%) = (SV / VVD) × 100 (6)
  3. Automatisierte Analyse im ZembryoAnalyzer
    1. Starten und laden Sie das aufgenommene Video. Öffnen Sie ZembryoAnalyzer (verfügbar unter: https://github.com/darkopuflovic/ZembryoAnalyser) und verwenden Sie Datei > Video öffnen , um das gewünschte Video zu importieren.
    2. Führen Sie die automatische Erkennung der Herzregion durch. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Herz erkennen ", damit die Software den Bereich of Interest (ROI) basierend auf Helligkeitsschwankungen zwischen den Videobildern automatisch lokalisieren kann. Passen Sie den ROI bei Bedarf manuell mit den Werkzeugen Rechteck, Ellipse oder Polygon an.
    3. Führen Sie die automatische Herzfrequenzschätzung durch. Lassen Sie die Software Helligkeitsänderungen innerhalb des erkannten ROI analysieren. Die Herzfrequenz wird berechnet, indem periodische Intensitätsspitzen identifiziert werden. Der Algorithmus wendet eine Schwellenwertfilterung an, um Rauschen und Fehlalarme zu entfernen und eine genaue Beat-Erkennung zu gewährleisten.
    4. Exportieren Sie die Ergebnisse. Exportieren Sie die Herzfrequenzdaten und die entsprechenden Intensitätsdiagramme mit > PDF exportieren oder > Excel exportieren. Optional können Sie die Rohdaten im CSV- oder JSON-Format für die nachgelagerte statistische Verarbeitung speichern.
  4. Berechnen Sie das Herzzeitvolumen (CO) mit Gleichung 7:
    CO = SV × HR (7)

5. Bewertung der Anwendbarkeit des Protokolls bei Kardiotoxizitätstests mit Giftstoffen

  1. Cadmiumchlorid wird gewogen und eine Arbeitslösung hergestellt, indem es direkt in E3-Medium auf eine Endkonzentration von 3 mg/l gelöst wird.
  2. Übertragen Sie die Embryonen 24 Stunden nach der Befruchtung (hpf) in Petrischalen mit der Cadmiumlösung.
  3. Inkubieren Sie die Embryonen in der Cadmiumlösung bis zu 96 hpf bei 28 °C± 1 °C mit einem 14-stündigen Hell-/10-Stunden-Dunkelzyklus.
  4. Tauschen Sie die Cadmiumlösung täglich aus, um eine gleichbleibende Exposition zu gewährleisten.
  5. Bei 96 hpf werden hochauflösende Herzvideos der Embryonen aufgenommen, wie zuvor beschrieben, für die anschließende Messung und Analyse von Herzfunktionsparametern.
    HINWEIS: Verwenden Sie dieses Cadmium-Expositionsprotokoll, um die Entwicklungstoxizität des Herzens bei Zebrafischembryonen zu simulieren, wie in einer früheren Studiebeschrieben 16.

6. Datenmanagement und Replikate

  1. Erfassen Sie alle Messungen in strukturierten Tabellenkalkulationen. Beziehen Sie die Embryo-ID, die Behandlungsgruppe und alle berechneten Parameter ein.
  2. Stellen Sie sicher, dass mindestens 20-30 Embryonen pro Gruppe analysiert werden, um statistische Zuverlässigkeit zu gewährleisten.
    HINWEIS: Videoaufzeichnungen der Herzregion können zu einem späteren Zeitpunkt gespeichert und analysiert werden, ohne die Genauigkeit morphometrischer oder funktioneller Messungen zu beeinträchtigen. In unseren internen Vergleichen waren die Ergebnisse der sofortigen und verzögerten Analysen über alle wichtigen kardialen Parameter hinweg konsistent, was die Reproduzierbarkeit der verzögerten videobasierten Beurteilung unterstützt.

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Ergebnisse

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Dieses Protokoll ermöglicht die quantitative Analyse der kardialen Entwicklung von Zebrafischen 96 h nach der Befruchtung (hpf), einschließlich struktureller und funktioneller Parameter wie Ventrikelgröße, Kontraktilität, Schlagvolumen und Ejektionsfraktion.

Abbildung 2 zeigt repräsentative Hellfeldbilder des Zebrafisch-Ventrikels an der Enddiastole (ED) und der Endsystole (ES) sowie entsprechende Balkendiagramme, die die durchsch...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Einer der wichtigen Schritte in diesem Protokoll ist die genaue Identifizierung und Auswahl morphologisch normaler Embryonen 6 h nach der Befruchtung (hpf). Embryonen, die Anzeichen von Gerinnung, Entwicklungsverzögerung oder strukturellen Anomalien aufweisen, können die Konsistenz und Interpretierbarkeit von kardiovaskulären Messungen erheblich beeinträchtigen. Die frühzeitige Entnahme von nicht lebensfähigen oder missgebildeten Embryonen gewährleistet eine zuverlässige Grundlage für di...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde vom Ministerium für Wissenschaft, technologische Entwicklung und Innovation der Republik Serbien im Rahmen einer institutionellen Finanzierungsvereinbarung mit der Universität Belgrad, Medizinische Fakultät, für die Durchführung und Finanzierung von Forschungsaktivitäten im Jahr 2025 finanziert. Die Vertragsregistrierungsnummer für die institutionelle Förderung im Jahr 2025 lautet 451-03-137/2025-03/200110. Wir bitten Sie, diese Nummer in die Danksagungen aller Publikationen aufzunehmen, die aus den bewilligten Teilprojekten hervorgehen.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,22 &mikro; m MembranfilterMilliporeSLGP033RS0,22 &mikro; m Membranfilter
1 N HCl-LösungSigma-Aldrich320331Salzsäurelösung zur pH-Anpassung
1 N NaOH-LösungSigma-Aldrich72068Natriumhydroxidlösung zur pH-Anpassung
Erwachsener Zebrafisch (Danio rerio)Lokale ZuchtanlageN/AModellorganismus
Zuchtbecken mit Netz//Trennung der erwachsenen Tiere für das Laichen
CaCl?· 2H? OSigma-AldrichC5670Calciumchloriddihydrat, Reagenzienqualität,
KadmiumchloridSigma-Aldrich202908Toxiz, der bei der Exposition bei 3 mg/L verwendet wird,
Kommerzielles ZebrafischfutterMini Gran, Nutri Pet, Gornji Milanovac/Proteinreiches Flockenfutter oder granuliertes Futter, das für Zebrafische geeignet ist
Digitalkamera (Mikroskop)Hamamatsu-PhotonikORCA-Flash4.0 V3Kamera für Videoaufnahme mit 30 fps
WärmeblockEppendorf5382000010Temperaturgesteuerte Heizvorrichtung
ImageJ SoftwareNIHhttps://imagej.nih.gov/ij/Open-Source-Bildverarbeitungssoftware
Invertiertes LichtmikroskopNikonTi2-EMikroskop mit Digitalkamera, 40 & Mal; und 100 & Mal; Ziele
KClSigma-AldrichP3911Kaliumchlorid, Reagenzqualität,
Agarose mit niedrigem Schmelzpunkt (1,2 %)Thermo Fisher Scientific16520050Zum Einbetten von Embryonen
Methylenblau (1 %)Sigma-AldrichM9140Antimykotisches Mittel wird dem E3-Medium zugesetzt
MgCl?· 6H? OSigma-AldrichM9272Magnesiumchlorid-Hexahydrat, Reagenzien-Qualität
NaClSigma-AldrichS9888Natriumchlorid, Reagenzqualität,
Sterile Petrischalen (100 mm)Corning430167Plastik-Petrischalen für die Embryokultur
Sterile Petrischalen (35 mm)MatTek CorporationP35G-1.5-14-CPetrischalen mit Glasboden zum Aufstellen von Embryonen
Ultrareines, destilliertes WasserMilliporeMilli-Q-ReferenzWasser zur Lösungsvorbereitung
ZembryoAnalyzer SoftwareGitHub (Darko Puflovic)https://github.com/darkopuflovic/ZembryoAnalyserSoftware zur Analyse der Herzfunktion

Referenzen

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Erratum

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Formal Correction: Erratum: Functional Cardiac Imaging in Zebrafish Embryos Using Standard Microscopy and Video Analysis: Applications in Environmental and Biomedical Research
Posted by JoVE Editors on 2/09/2026. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/68941

Schlagwörter

Zebrafish Cardiac ImagingCardiac Function AnalysisBrightfield MicroscopyVideo AnalysisVentricular DimensionsStroke VolumeHeart RateEjection FractionCardiac OutputEmbryonic Cardiotoxicity

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