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Methodenartikel

Im lebenden Organismus Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnung von hypothalamischen peptidergen Neuronen in Zebrafischlarven

780 Ansichten

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DOI:

10.3791/68943

⸱

22. August 2025

 ,  ,  , 
1School of Life Sciences, Shanghai University, 2Division of Biology and Biological Engineering, California Institute of Technology

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In diesem Artikel wird ein Protokoll für die in vivo Aufzeichnung der elektrischen Aktivität von hypothalamischen peptidergen Neuronen unter Verwendung der Ganzzell-Patch-Clamp-Elektrophysiologie in intakten Zebrafischlarven vorgestellt.

Zusammenfassung

Der Hypothalamus ist eine uralte Gehirnregion, die verschiedene Aspekte der Physiologie und des Verhaltens reguliert, darunter Schlaf und Wachheit, Appetit, Energiehomöostase, Angstzustände, Depressionen und soziale Interaktion. Spezifische neuronale Populationen im Hypothalamus üben ihre Wirkung über die Freisetzung von Neurotransmittern und Neuropeptiden aus. Die Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnung ist ein unverzichtbarer Ansatz, um die Rolle dieser Faktoren bei der synaptischen Übertragung und der Gehirnfunktion zu untersuchen. Es ist jedoch schwierig, hypothalamische Neuronen für elektrophysiologische Ableitungen bei intakten Säugetieren zu erreichen, da sie sich tief im Gehirn befinden. Infolgedessen ist unser Verständnis der intrinsischen Eigenschaften und physiologischen Funktionen von hypothalamischen Neuronen begrenzt. Der larvale Zebrafisch ist aufgrund seines transparenten und kleinen, aber gut erhaltenen Wirbeltiergehirns ein nützliches alternatives Modell zur Untersuchung von hypothalamischen Neuronen. Hier stellen wir ein Protokoll für in vivo Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungen von hypothalamischen Neuronen in intakten Zebrafischlarven vor. Mit dieser Technik können wir peptiderge Neuronen im Hypothalamus aufzeichnen, die Reaktionen dieser Neuronen auf sensorische Reize untersuchen und ihre Auswirkungen auf nachgeschaltete Neuronen untersuchen. Diese experimentelle Technik bietet somit einen nützlichen Ansatz, um die physiologischen Funktionen von hypothalamischen neuropeptidergen Neuronen in intakten Tieren zu untersuchen.

Einleitung

Als beliebtes Wirbeltiermodell sind Zebrafische (Danio rerio) in der neurowissenschaftlichen Forschung weit verbreitet und haben mehrere Vorteile1. Ihre Komplementäre an Genen und ihre Gehirnarchitektur sind bei Säugetieren hochgradig konserviert, und sie verfügen über ein reichhaltiges Verhaltensrepertoire, was sie nützlich macht, um genetische und neuronale Mechanismen zu untersuchen, die Verhaltensweisen wie Schlaf, Angstzuständen, Depressionen und sozialer Interaktion zugrunde liegen 2,3,4,5,6 . Aufgrund ihrer geringen Größe und geringen Wartungskosten eignen sie sich ideal für das Hochdurchsatz-Screening von Genen oder Medikamenten zur Behandlung neuropsychiatrischer Erkrankungen 7,8. Schließlich eignen sich Zebrafischlarven aufgrund ihrer optischen Transparenz in Kombination mit fortschrittlichen Lichtblattmikroskoptechniken und der Verfügbarkeit mehrerer fluoreszierender Reporter besonders gut für die Überwachung der neuronalen und astroglialen Aktivität mit zellulärer Auflösung im gesamten Gehirn 9,10,11.

Der Zebrafisch-Hypothalamus, der sich tief im ventralen Zwischenhirn befindet, ist anatomisch und molekular mit dem Säugetier-Hypothalamus konserviert, aber 2-3 Größenordnungen kleiner, was ein einfacheres System zur Untersuchung der Hypothalamusfunktion darstellt12. Hypothalamische Neuronen bilden umfangreiche synaptische Verbindungen mit mehreren Gehirnregionen, einschließlich des Thalamus, des Hirnstamms, der Hypophyse und des Telencephalons, über die sie die physiologische Homöostase, die neuroendokrine Signalgebung und das autonome Verhalten regulieren13,14. Eine solche Modulation des Verhaltens und der Physiologie beruht weitgehend auf Neuropeptiden, bei denen es sich um kurzkettige Aminosäuren handelt, die durch Bindung an G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (GPCRs) wirken15. Im Gegensatz zur schnell wirkenden Freisetzung von Aminosäure-Neurotransmittern an der Synapse können Neuropeptide über längere Strecken über Volumenübertragung diffundieren und langsame modulatorische Effekte auf die synaptische Übertragung und die neuronale Erregbarkeit vermitteln16.

Jüngste Studien an Zebrafischen haben verschiedene Funktionen von hypothalamischen Neuropeptiden durch multidisziplinäre Ansätze wie die Kalziumbildgebung des gesamten Gehirns, die Einzelzell-RNA-Sequenzierung, die Hochdurchsatz-Verhaltensanalyse und die Kartierung neuronaler Schaltkreiseaufgedeckt 4,12,17,18. Diese neuen Techniken haben unsere Fähigkeit verändert, die zelluläre Vielfalt in großem Maßstab zu charakterisieren, molekulare Mechanismen mit Neuropeptidfunktionen auf Schaltkreisebene zu verbinden und neuronale Schaltkreise zu kartieren, die bestimmten Verhaltensweisen zugrunde liegen19,20. Diese Ansätze sind jedoch nach wie vor begrenzt in ihrer Fähigkeit, die schnelle physiologische Dynamik und die präzisen synaptischen Mechanismen aufzuklären, die der Neuropeptidfunktion zugrunde liegen.

Die von Neher und Sakmann entwickelte Patch-Clamp-Technik ist aufgrund ihrer beispiellosen zeitlichen Auflösung und biophysikalischen Präzision nach wie vor der Goldstandard für die Erforschung der neuronalen Physiologie und ermöglicht die direkte Messung von Membranpotentialfluktuationen, synaptischen Strömen und der Dynamik von Ionenkanälen21,22. Diese Technik ist besonders wertvoll für die Untersuchung neuropeptiderger Zellen, deren charakteristische Berstmuster und neuromodulatorische Einflüsse eine direkte elektrophysiologische Messung erfordern, um ihre Rolle im Verhalten und in der Homöostase vollständig zu verstehen 15,16,23.

Hier haben wir ein optimiertes Protokoll entwickelt, das trotz der technischen Herausforderungen, die die tiefe anatomische Lage dieser Neuronen mit sich bringt, zuverlässige Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungen von hypothalamischen peptidergen Neuronen aus Zebrafischen ermöglicht. Diese Methodik bietet einen direkten Zugang zur elektrischen Aktivität dieser Zellen und ermöglicht eine detaillierte Untersuchung ihrer Reaktionen auf visuelle und auditive Reize (Abbildung 1). Durch die Integration der Patch-Clamp-Elektrophysiologie mit der Optogenetik können wir die funktionelle Konnektivität zwischen hypothalamischen Schaltkreisen und nachgeschalteten Neuronen genau charakterisieren (Abbildung 2 und Abbildung 3), was die Untersuchung von Neuropeptiden in der physiologischen Homöostase und Verhaltenskontrolle erleichtert. Dieser Ansatz schließt eine kritische Lücke in der neurowissenschaftlichen Forschung und ermöglicht die mechanistische Erforschung der Funktion von hypothalamischen Neuronen auf biophysikalischer, zellulärer und Schaltkreisebene gleichzeitig.

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Protokoll

Alle Versuche wurden vom Institutional Care and Use Committee (IACUC) an der Universität Shanghai (Tierprotokoll YS 2025-169) und vom IACUC am California Institute of Technology (Tierprotokoll 1836) genehmigt. Zebrafische von 5 bis 7 Tagen nach der Befruchtung (dpf) wurden mit Rädertierchen gefüttert und für Versuche verwendet. In diesem Entwicklungsstadium ist das Geschlecht noch nicht bestimmt. Für die Zucht wurden adulte Zebrafische auf einem perlmuttfarbenen [mitfa(w2/w2)]-Hintergrund24 verwendet.

1. Lösungen und Rezepte

  1. Bereiten Sie das E3-Medium vor, das 5 mM NaCl, 0,17 mM KCl, 0,33 mM CaCl2 und 0,33 mM MgSO4 enthält. Stellen Sie die Lösung um NaOH auf pH 7,2 ein. Bei Raumtemperatur lagern, um innerhalb von 1 Monat verwendet zu werden.
  2. Bereiten Sie die extrazelluläre Lösung vor, die 134 mM NaCl, 2,9 mM KCl, 2,1 mM CaCl2, 1,2 mM MgCl2, 10 mM HEPES und 10 mM Glukose enthält. Die Osmolalität der extrazellulären Lösung beträgt ~290 mOsmol L-1. Stellen Sie die Lösung um NaOH auf pH 7,8 ein. Bei 4 °C lagern, um innerhalb von 1 Monat verwendet zu werden.
  3. Bereiten Sie die intrazelluläre Lösung vor, die 100 mM K-Gluconat, 10 mM KCl, 2 mM CaCl2, 2 mM Mg-ATP, 0,3 mM Na-GFP, 10 mM HEPES und 10 mM EGTA enthält. Die Osmolalität der intrazellulären Lösung beträgt ~280 mOsmol L-1. Stellen Sie die Lösung um KOH auf pH 7,4 ein. 100 μl der inneren Lösung in Mikrofuge-Röhrchen aliquotieren und bei -20 °C lagern, um innerhalb von 1 Jahr verwendet zu werden.
    HINWEIS: Die Zugabe von Mg-ATP und Na-GTP wird für längere und stabile Aufzeichnungen empfohlen. Die intrazelluläre Lösung muss durch eine 0,22-μm-Membran gefiltert werden, die Partikel und mikrobielle Verunreinigungen entfernt, die die Dichtungsbildung beeinträchtigen oder zu einer Verstopfung der Pipette führen könnten.
  4. α-Bungarotoxin: 1 mg α-Bungarotoxin in 1 ml E3-Medium auf eine Endkonzentration von 1 mg/ml auflösen. 20 μl der Lösung in Mikrofuge-Röhrchen aliquotieren und bei -20 °C lagern, um innerhalb von 1 Jahr verwendet zu werden.
  5. Agarose bei niedrigem Schmelzpunkt: 0,75 g Agarose in 50 mL E3-Medium in einer Glasflasche auf eine Endkonzentration von 1,5 % auflösen. Die Mischung in der Mikrowelle erhitzen, bis die Agarose geschmolzen ist und die Lösung klar und homogen erscheint. Halten Sie die geschmolzene Agarose bei 42-45 °C in einem Wasserbad, um sie innerhalb von 1 Monat zu verwenden.

2. Vorbereitung und Sektion von Zebrafischen

  1. Setzen Sie einzelne männliche und weibliche adulte Fische, die ein gewünschtes Transgen enthalten, z. B. Tg(hcrt:RFP)- Fisch25, in ein Paarungsbecken und trennen Sie sie über Nacht durch eine durchsichtige Trennwand. Entfernen Sie am Morgen des zweiten Tages die Trennwand, damit sich die Fische vermehren können. Sammeln Sie befruchtete Embryonen am Boden des Tanks und bringen Sie die erwachsenen Fische bis zum frühen Nachmittag in ihre Heimattanks zurück.
  2. Ziehen Sie die Embryonen in einer Petrischale mit einem Durchmesser von 9 cm mit E3-Medium auf, das 0,0005 % Methylenblau enthält. Legen Sie die Embryonen in einen Inkubator bei 28,5 °C mit 14:10 h Hell-Dunkel-Zyklen. Wechseln Sie die E3-Lösung jeden Tag.
    HINWEIS: Methylenblau in E3-Medium wird verwendet, um das Pilzwachstum bis 3 Tage nach der Befruchtung (dpf) zu verhindern, wird aber bei 3 dpf durch E3-Medium allein ersetzt, da Methylenblau den Zellstoffwechsel und die mitochondriale Funktion in späteren Entwicklungsstadien beeinträchtigen kann26.
  3. Untersuchen Sie Fischlarven unter einem Epi-Fluoreszenz-Stereomikroskop mit maximaler Vergrößerung (~115x) ab etwa 3 dpf. Legen Sie einzelne Fische in Wassertröpfchen (größer als ihre Körpergröße), um das Sortieren zu erleichtern. Bei Fischen, die älter als 3 dpf sind, wird der Fisch mit 3 ml E3-Medium mit 0,01 % Tricain betäubt, um die spontane Bewegungsaktivität zu unterdrücken. Sammeln Sie Larven mit heller Fluorophor-Expression im Hypothalamus.
    HINWEIS: Tragen Sie Nitrilhandschuhe, eine Schutzbrille und einen Laborkittel, wenn Sie mit Tricain umgehen. Überschüssiges Tricain muss als chemischer Abfall gemäß Tierversuchen entsorgt werden.
  4. Nach dem Screening waschen Sie das Tricain sofort mit E3-Medium aus und legen Sie diese Larven wieder in den Inkubator. Geben Sie ~5 ml Fütterungslösung mit Rädertierchen in die Petrischale, beginnend bei 5 dpf bis zum Tag der Experimente. Wechseln Sie die E3-Lösung und füttern Sie die Fische jeden Tag mit Rädertierchen.
  5. Sammeln Sie bei 5-7 dpf Fischlarven, die gesund erscheinen und sich aktiv fortbewegen. Übertragen Sie sie mit einer Glaspipette in eine kleine Petrischale (3,5 cm Durchmesser).
  6. Entfernen Sie das Wasser um den Fisch herum und geben Sie 20 μl 1 mg/ml α-Bungarotoxin für ~30 s auf den Fisch. Waschen Sie dann das Medikament aus, indem Sie ~3 ml E3-Medium in die Petrischale geben.
    HINWEIS: Tragen Sie Nitrilhandschuhe, eine Schutzbrille und einen Laborkittel, wenn Sie mit α-Bungarotoxin umgehen. Überschüssiges α-Bungarotoxin muss als chemischer Abfall gemäß Tierprotokollen entsorgt werden.
  7. Decken Sie die Petrischale mit Alufolie ab, um den Fisch im Dunkeln zu halten und allmählich gelähmt zu werden.
    HINWEIS: α-Bungarotoxin ist ein Acetylcholinrezeptorblocker, der spezifisch auf die neuromuskuläre Verbindung wirkt und dadurch den Fisch lähmt, ohne das Nervensystem zu beeinträchtigen. Die Fische können nach der Lähmung immer noch Umweltreize wahrnehmen, und die Gehirnfunktion ist normal 9,27.
  8. Überprüfen Sie nach ~15 Minuten mit einem Stereomikroskop auf Lähmungen und wählen Sie einen gelähmten Fisch aus, der einen normalen Herzschlag und eine robuste Durchblutung des Gehirns und des Körpers zeigt.
  9. Bringen Sie den Fisch in eine speziell angefertigte Aufnahmekammer, die aus einer 35-mm-Petrischale mit einem Loch von 10 mm Durchmesser in der Mitte und einem 20 x 20 mm großen Glasdeckglas besteht, das am Boden geklebt ist, um das Loch abzudecken. Entfernen Sie das Wasser und fügen Sie ~200 μl 1,5 % niedrigschmelzende Agarose hinzu.
  10. Positionieren Sie die Rückenseite des Fisches mit einer Pinzette nach oben in der Agarose (Dumont #5). Wenn die Agarose vollständig erstarrt ist, fügen Sie die extrazelluläre Lösung hinzu, um die Agarose zu bedecken. Es dauert 5-10 Minuten, bis die Agarose vollständig fest geworden ist.
  11. Schneiden Sie die Agarose über dem Kopf des Fisches mit einem Mikromesser ein und entfernen Sie sie. Machen Sie dann einen kleinen Schnitt in der Haut über dem Hirnventrikel zwischen dem optischen Tectum und dem Kleinhirn mit einer Glasmikropipette mit ~1 μm Spitzenöffnung, damit die Pipette im nächsten Schritt in das Gehirn vordringt.
  12. Entfernen Sie Gewebereste oder Blutgerinnsel um das Sezierloch herum mit einer Pipette aus zerbrochenem Glas.

3 Ganzzell-Patch-Clamp-Aufnahme

  1. Bereiten Sie am Tag des Experiments Aufzeichnungsmikropipetten mit ~1 μm Spitzenöffnung und ~20 MΩ Widerstand mit Borosilikatkapillaren vor. Bewahren Sie gezogene Mikropipetten in einem Behälter auf und verwenden Sie sie am selben Tag, um eine Kontamination zu vermeiden.
  2. Schalten Sie den Computer, die CCD-Kamera, den Monitor, den Verstärker, den Digitalisierer, den Mikromanipulator und die zugehörige Software ein. Verstärker und Digitizer müssen vor dem Öffnen der Software eingeschaltet werden.
  3. Bringen Sie den Fisch vorsichtig zu einem elektrophysiologischen Rig, wo das Patch-Clamp-Experiment durchgeführt wird.
  4. Perfundieren Sie den Fisch mit sauerstoffhaltiger extrazellulärer Lösung bei ~2 mL pro Minute unter Verwendung einer Peristaltikpumpe, um die Gesundheit und Lebensfähigkeit der Fische zu erhalten.
  5. Bewegen Sie die Aufnahmekammer mit einem X-Y-Konverter (speziell angefertigt), um den Fisch im Gesichtsfeld eines 4-fach-Objektivs unter einem aufrechten Mikroskop zu zentrieren.
  6. Wechseln Sie zu einem 60x-Objektiv und bewegen Sie den Translator, um die Ziel-Hypothalamusregion zu visualisieren. Passen Sie den Nomarski-Differenzialinterferenzkontrast (DIC) mit 900 nm Infrarotlicht an, um die Zellen optimal zu visualisieren.
  7. Schalten Sie die Fluoreszenzanregungslichtquelle (z. B. Quecksilberlampe) ein und verwenden Sie sie, um fluoreszierende Neuronen im Hypothalamus sichtbar zu machen. Lokalisieren Sie gesunde Neuronen mit heller Fluoreszenz und klaren Zellgrenzen, die oft auf eine gute Zellgesundheit hinweisen und qualitativ hochwertige elektrophysiologische Aufzeichnungen ermöglichen.
  8. Füllen Sie eine Aufzeichnungs-Mikropipette langsam mit intrazellulärer Lösung mit einer feinen Mikroladerspitze auf.
  9. Befestigen Sie die Elektrode an der Kopfstufe des Verstärkers und ziehen Sie den Knopf fest, um ein Austreten von Luft zu verhindern. Üben Sie einen leichten Überdruck (~150-200 mBar) auf die Innenseite der Mikropipette durch den mit dem Halter verbundenen Schlauch aus, der verhindert, dass Verunreinigungen an der Luft-Lösungs-Grenzfläche in die Elektrodenspitze gelangen.
  10. Senken Sie die Mikropipette mit einem Mikromanipulator im Schnellmodus in die Badlösung ab und positionieren Sie die Mikropipettenspitze über dem Präparierloch unter dem 4x-Objektiv.
  11. Schalten Sie den Mikromanipulator in den langsamen Modus und stellen Sie das Objektiv auf das 60-fache ein. Schieben Sie die Spitze der Glaspipette langsam durch das Präparierloch und entlang des Ventrikels zwischen den beiden tektalen Hemisphären.
  12. Bringen Sie die Pipettenspitze orthogonal in Richtung einer Zielfluoreszenzzelle, die sowohl mit DIC als auch mit Fluoreszenz betrachtet wird. Sobald die Pipettenspitze die Zellmembran berührt, bildet sich eine kleine Vertiefung.
    HINWEIS: Um tiefe Gewebe wie den Hypothalamus sichtbar zu machen, wird 900 nm IR-DIC zusammen mit Polarisator- und Analysatorfiltern verwendet, die fein auf IR-DIC abgestimmt sind.
  13. Das schnelle Ablassen des Überdrucks, wenn die Spitze eine Zelle berührt, ermöglicht es der Zelle, mit der Pipette eine Versiegelung zu bilden. Üben Sie gleichzeitig einen kurzen Unterdruck über den mit der Halterung verbundenen Schlauch aus.
    HINWEIS: Der Widerstandswert in der Software sollte schnell auf > 1 GΩ ansteigen, was darauf hinweist, dass eine hochohmige Dichtung gebildet wird. Wenn die fluoreszierende Hypothalamuszelle erfolgreich aufgezeichnet wurde, sollte sich in der Spitze der Aufzeichnungsmikropipette eine fluoreszierende Zellmembran befinden.
  14. Klemmen Sie die Zelle bei -60 mV ein und warten Sie 1-2 Minuten, bis die Basislinie und der Zugangswiderstand stabil sind. Wenden Sie einen kurzen elektrischen Impuls oder ein sanftes Saugen mit dem Mund an, um die Zellmembran unter der Mikropipettenspitze aufzubrechen.
  15. Kompensieren Sie den kapazitiven Strom und den Serienwiderstand in einer elektrophysiologischen Softwarekonfiguration. Verwerfen Sie die Daten, wenn der Serienwiderstand größer als 100 MΩ ist und in den Aufnahmen > 20 % variiert.
  16. Legen Sie einen Spannungsimpuls von 1 s -10 mV im Spannungsmodus an, um den intrinsischen Membranwiderstand vor und nach den Experimenten zu überwachen. Entsorgen Sie die Zelle, wenn der Membranwiderstand oder das Membranpotential stark schwankt.
  17. Erste Aufzeichnung im Voltage-Clamp-Modus (VC), wenn die Zelle auf einem negativen Wert gehalten wird. Nachdem Sie eine stabile Aufzeichnung eingerichtet haben, wechseln Sie bei Bedarf in den Stromzangenmodus (IC).
    HINWEIS: Die Giga-Dichtung ist kurz nach dem Bruch möglicherweise nicht stabil, so dass das Einklemmen der Zelle bei -60 mV im VC-Modus für einige Minuten zu Beginn eines Experiments zu besseren zellulären Bedingungen führen kann.
  18. Verarbeiten Sie die Analyse der elektrophysiologischen Daten und die Spike-Erkennung offline mit MATLAB, nachdem das Experiment abgeschlossen ist.
  19. Nach den Experimenten werden die Fischlarven mit 1,5 % Natriumhypochlorit (NaClO) eingeschläfert und gemäß den institutionellen Tierhaltungsprotokollen entsorgt.

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Ergebnisse

In diesem Manuskript stellen wir eine verbesserte in vivo Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungstechnik zur Untersuchung von hypothalamischen Neuronen in intakten Zebrafischen vor, insbesondere mit Schwerpunkt auf Hypocretin (Hcrt)-Neuronen.

Wie in Abbildung 1 dargestellt, ermöglicht unsere Methodik direkte elektrophysiologische Ableitungen von diesen Neuronen tief im Gehirn bei einem intakten Tier (Abbildung 1A) und überwindet d...

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Diskussion

Das hier beschriebene Protokoll ermöglicht Patch-Clamp-Aufzeichnungen von peptidergen Neuronen im Zebrafisch-Hypothalamus der Larve, einer der tiefsten und technisch anspruchsvollsten Hirnregionen. Aufgrund der inhärenten Schwierigkeit dieses Präparats erfordern erfolgreiche Patch-Clamp-Aufzeichnungen die sorgfältige Beachtung einiger kritischer Parameter, nämlich der Pipettenqualität, der Annäherungstechnik, der Reinheit der Lösung und der Gewebegesundheit. Diese Faktoren bestimmen zusa...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte und nichts offenzulegen.

Danksagungen

Wir danken Dr. Daniel Wagenaar für seine Hilfe bei der Entwicklung von Geräten für optogenetische Experimente. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse in Höhe von R35 NS122172 und R34 NS126800 von den National Institutes of Health an D.A.P und das Shanghai Overseas Talents Introduction Program an R.Z. unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
VerstärkerAxon700 Mrd.
Kapillaren aus BorosilikatglasSutterBF100-58-10
CCD-KameraDage-MTIIR-1000
Computer für elektrophysiologische AufzeichnungenTalPräzision 3660
DigidataAxon1440A
Faradayscher KäfigMaßgearbeitet
ZangeF.S.T.Dumont #5
BrutkastenLonroyGZP-150B
MembranfilterMillipore SigmaSLGV004SL
MikromesserF.S.T.10318-14
ObjektivOlympMplan 5X/0.1; UMPlanFI/IR 60X/0,9w
Peristaltische PumpeLängerBT100-1L
PipettenhalterNarishigeH-7zum Sezieren
AbzieherSutter-InstrumentSeite 97
Stereomikroskop für Fluoreszenz-Screening und DissektionOlympSZX16
AnregerA.M.P.IMeister 8
Dreidimensionaler MikromanipulatorSutter-InstrumentMPC-325
Aufrechtes Infrarot-DIC-MikroskopOlympBX51WI
Tisch für SchwingungsisolatorTMC (Englisch)61-541-06
VideomonitorSUNSPONr. SP-717
WasserbadYihengHWS-12
X-Y-ÜbersetzerMaßgearbeitet

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Hypothalamische NeuronenIn vivo Ableitungelektrophysiologische Ableitungsynaptische bertragungNeurotransmitterfreisetzungNeuropeptid SignalisierungWirbeltiergehirn
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