Methodenartikel

Bewertung der postokklusiven reaktiven Hyperämie in der Haut von Rattentatzen mittels Laser-Speckle-Kontrastbildgebung

DOI:

10.3791/68986

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3. Oktober 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1V.A. Negovsky Research Institute of General Reanimatology, Federal Research and Clinical Center of Intensive Care Medicine and Rehabilitology, 2Research and Development Center of Biomedical Photonics, Orel State University, 3College of Engineering and Physical Sciences, Aston University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Dieses Protokoll stellt ein Verfahren zur Beurteilung von Parametern der postokklusiven reaktiven Hyperämie in der Haut einer anästhesierten Ratte mittels Laser-Speckle-Kontrastbildgebung und invasiver Blutdruckmessung vor.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Laser Speckle Contrast Imaging (LSCI) ist eine moderne, nicht-invasive Technik zur Beurteilung der mikrovaskulären Perfusion bei Menschen und Labortieren. Die Kombination von LSCI mit invasiver Blutdruckmessung und einem Gefäßverschlusstest ermöglicht die Untersuchung der postokklusiven reaktiven Hyperämie (PORH) und ermöglicht so eine Beurteilung der mikrovaskulären Blutflussreserve und der vaskulären Reaktivität. Dieser Artikel demonstriert die Technik der Verwendung des LSCI zur Aufzeichnung und Visualisierung von PORH in der Hinterpfote einer Ratte unter Vollnarkose. Eine spezielle pneumatische Manschette wird aufgeblasen, um einen temporären (180 s) Gefäßverschluss auf Höhe der Tibia zu erzeugen. Die Bewertung der nachfolgenden PORH (Peak-Hyperämie und kinetische Indizes) kann zusätzliche Informationen über die Mechanismen und den Schweregrad des untersuchten pathologischen Prozesses (Kreislaufschock, Herzinsuffizienz, Bluthochdruck usw.) liefern oder vaskuläre Wirkungen eines neuen Medikaments identifizieren, die bei der Beurteilung der Perfusion in Ruhe nicht offensichtlich sind. Das invasive BP-Monitoring ermöglicht die Berechnung der kutanen vaskulären Leitfähigkeit und die Berücksichtigung von Veränderungen in der systemischen Hämodynamik, was besonders in experimentellen Modellen kritischer Erkrankungen wichtig ist. Die Verwendung dieses Ansatzes zur Identifizierung mikrovaskulärer Dysfunktionen in einem Rattenmodell des hämorrhagischen Schocks wird ebenfalls demonstriert.

Einleitung

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Mikrovaskuläre Dysfunktion ist an der Pathogenese vieler kardiovaskulärer, endokriner und anderer Erkrankungen beteiligt, beeinträchtigt die Durchblutung des Gewebes und die Sauerstoffversorgung und stört die vasomotorischen Regulationsmechanismen der systemischen Hämodynamik (z. B. bei Bluthochdruck)1. Mikrozirkulationsstörungen haben auch eine große pathophysiologische Bedeutung für die Mechanismen der Organfunktionsstörung bei kritisch kranken Patienten mit Trauma, Sepsis und verschiedenen Arten von Schock (hämorrhagisch, septisch, kardiogen usw.)2. Urheberrecht

Derzeit werden in klinischen und präklinischen Studien mehrere laserbasierte Methoden zur nicht-invasiven Beurteilung der Gewebeperfusion und der mikrovaskulären Funktion eingesetzt: die Laser-Doppler-Flowmetrie (LDF), die Laser-Doppler-Bildgebung (LDI/LDPI) und die Laser-Speckle-Kontrastbildgebung (LSCI). Unter ihnen ist LSCI die vielversprechendste für die nicht-invasive Beurteilung der Hautdurchblutung in der Klinik. Sie hat klare Vorteile gegenüber LDF und LDI/LDPI, da die Methode einfach in der Praxis anzuwenden ist und eine Visualisierung des gesamten Untersuchungsbereichs mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung bietet3. LSCI ist eine Technik, bei der Laserlicht verwendet wird, um Speckle-Muster zu erzeugen, die dann analysiert werden, um die Dynamik des Blutflusses zu visualisieren. Es werden hochauflösende Echtzeit-Bewertungen der Mikrozirkulation bereitgestellt, die für verschiedene Forschungsbereiche wie Neurowissenschaften4, Bauchchirurgie5, Dermatologie6 und andere vaskuläre Forschungsstudien 7,8 sowohl in klinischen als auch in experimentellen Umgebungen unerlässlich sind.

Eine einfache Beurteilung der Hautdurchblutungswerte in Ruhe ist oft nicht aussagekräftig, um mikrovaskuläre Erkrankungen zu erkennen. Dies ist sowohl auf die intrinsischen funktionellen Eigenschaften der Hautzirkulation (hohe Variabilität, Abhängigkeit von Temperatur, Stress und anderen Faktoren) als auch auf eine "fälschlicherweise normale" Gewebedurchblutung während der Kompensationsreaktion des Körpers zurückzuführen (z. B. eine Erhöhung des Herzzeitvolumens in den frühen Stadien des septischen Schocks). Die zusätzliche Verwendung der Standard-Funktionsbelastung ermöglicht eine bessere Beurteilung der Mikrozirkulation und die Identifizierung von mikrovaskulären Dysfunktionen, die unter Ruhebedingungen verborgen sind1. Es ist auch bekannt, dass LSCI bei der Beurteilung der Mikrozirkulation der Haut unter pharmakologischen Stimuli nützlich ist9.

Die Kombination der LSCI mit einem Gefäßverschlusstest ermöglicht eine nicht-invasive Beurteilung des Phänomens der postokklusiven reaktiven Hyperämie (PORH), das wichtige funktionelle Parameter der Mikrozirkulation, insbesondere die Blutflussreserve und die Reaktivität der Mikrogefäße widerspiegelt10. Dieser Ansatz wird häufig in klinischen Studien verwendet, um funktionelle Mikrozirkulationsanomalien zu identifizieren, die bei Perfusionsmessungen zu Studienbeginn nicht erkennbarsind 11, aber die Beurteilung von PORH ist in präklinischen Tierversuchen selten12,13. Im Vergleich zu klinischen Studien bietet der Einsatz eines Gefäßverschlusstests in einem In-vivo-Experiment dem Forscher zusätzliche Möglichkeiten, die Mechanismen der PORH, die Pathogenese schwerer Erkrankungen und die Pharmakodynamik vasoaktiver Arzneimittel zu beurteilen. Selbstverständlich müssen sich diese Möglichkeiten im Rahmen moderner bioethischer Standards für einen humanen Umgang mit Tieren bewegen.

Dieses Protokoll stellt eine Methode zur Beurteilung von PORH-Parametern in der Haut einer anästhesierten Ratte mittels LSCI und invasiver Blutdruckmessung vor. Letzteres beinhaltet die Katheterisierung der Halsschlagader der Ratte und ermöglicht die Messung des mittleren arteriellen Drucks (MAP) und der Pulsfrequenz. Zusätzlich können arterielle Blutproben für Laboruntersuchungen (z. B. arterielle Blutgasanalyse) entnommen werden. Es ist erwähnenswert, dass dieses Protokoll in erster Linie auf ein akutes Experiment ausgerichtet ist, bei dem das Tier nach Abschluss der experimentellen Verfahren (z. B. Modellierung einer kritischen Krankheit) nicht aus der Narkose geweckt wird. Die Methode, die wir zur Beurteilung der Mikrozirkulation bei Ratten vorschlagen, ist relativ einfach und wird besonders nützlich sein in Studien zur vergleichenden Gefäßphysiologie und Pathophysiologie, einschließlich der Beurteilung der endothelialen Dysfunktion, sowie bei der präklinischen Erprobung neuer vasoaktiver Medikamente.

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Protokoll

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Die nachfolgend beschriebenen Verfahren wurden im Rahmen eines vom Ethikausschuss des Eidgenössischen Forschungs- und Klinischen Zentrums für Intensivmedizin und Rehabilitologie genehmigten Protokolls durchgeführt.

1. Vorbereitung der pneumatischen Manschette für den Gefäßverschluss

  1. Verwenden Sie eine pneumatische Manschette aus einem nicht-invasiven Blutdruckmesssystem (NIBP) für Ratten, um einen vorübergehenden Gefäßverschluss an der Hinterpfote einer Ratte zu erzeugen.
  2. Verbinden Sie die Manschette mit dem Aneroidmanometer und der Gummipumpe eines herkömmlichen mechanischen Tonometers zur Messung des Blutdrucks beim Menschen. Verwenden Sie drei Segmente transparenter 3-mm-Kunststoffschläuche (davon 1 m im NIBP-System) und einen T-Verbinder in der entsprechenden Größe (Abbildung 1).
  3. Überprüfen Sie die Funktionalität und Dichtheit des montierten pneumatischen Systems, bevor Sie es an einem Tier verwenden. Vergewissern Sie sich, dass der Manschettendruck beim Aufblasen mehrere Minuten lang bei 200-220 mmHg gehalten wird.

2. Vorbereitung des arteriellen Katheters, des Arbeitsplatzes und der chirurgischen Instrumente

  1. Behandeln Sie den Arbeitsbereich mit 70% Alkohol. Decken Sie den Operationstisch mit einem sterilen Abdecktuch ab. Gassterilisation von Kathetern und Instrumenten (bei Überlebensverfahren und chronischen Experimenten).
  2. Für die Katheterisierung der Halsschlagader ist ein PE-50-Katheter (AD 0,9 mm, ID 0,6 mm) mit einer Länge von 12 cm und einem Sicherungsring 25 mm vom Ende entfernt. Um eine arterielle Perforation zu vermeiden, verwenden Sie einen Katheter mit glatten Kanten.
  3. Befestigen Sie eine stumpfe Nadel 22 G und eine 2-ml-Spritze, die mit heparinisierter Kochsalzlösung (5 I.E. Heparin/1 ml) gefüllt ist, am äußeren Ende des Katheters. Spülen Sie den Katheter mit heparinisierter Kochsalzlösung (0,1-0,2 ml), um die Durchgängigkeit zu gewährleisten und die Bildung von Blutgerinnseln zu verhindern.

3. Anästhesie und präoperative Handhabung

HINWEIS: Alle Anästhetika können die Atmung und den Kreislauf beeinträchtigen. Die richtige Dosierung basierend auf Tierart, Stamm, Alter und Gesundheitszustand ist entscheidend, um eine tödliche Überdosierung zu vermeiden. Das Personal muss in der Tieranästhesie und der Überwachung der Vitalfunktionen geschult sein. Die Verfahren müssen vom zuständigen Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) oder einem gleichwertigen Ethikgremium genehmigt werden. Beim Umgang mit Nadeln, Skalpellen und anderen scharfen Instrumenten ist Vorsicht geboten. Verwenden Sie immer einen Behälter für scharfe Gegenstände zur sofortigen Entsorgung. Verschließen Sie niemals die Nadeln. Seien Sie sich des Risikos von Nadelstichverletzungen bewusst, die Zoonoseerreger übertragen oder körperliche Traumata verursachen können.

  1. Betäuben Sie die Ratte durch eine intraperitoneale (IP) Injektion einer Mischung aus Tiletamin (10 mg/kg) + Zolazepam (10 mg/kg) 2% iger Lösung in Kochsalzlösung und Xylazin (5 mg/kg) 0,5% iger Lösung in Kochsalzlösung. Stellen Sie sicher, dass die Anästhesie angemessen ist, indem Sie das Fehlen von Reflexen (Zehenkneifen) überprüfen.
  2. Rasieren Sie das Fell im vorderen und hinteren Bereich des Halses (einschließlich des interscapularen Bereichs). Behandeln Sie die Haut in diesen Bereichen mit einem Hautantiseptikum (70% Alkohol). Legen Sie das Tier in Rückenlage auf einen beheizten Operationstisch.
  3. Überwachen Sie den Zustand des anästhesierten Tieres, indem Sie regelmäßig die Tiefe der Anästhesie (spontane Bewegungen, Reaktion auf schmerzhafte Reize), das Atemmuster (Häufigkeit, Tiefe, Rhythmus, Keuchen), die Farbe der Haut und der Schleimhäute beurteilen. Bei Bedarf zusätzliche Injektionen von Tiletamin + Zolazepam 10 mg/kg IP verwenden.
  4. Vermeiden Sie eine signifikante Unterkühlung, indem Sie die Rektaltemperatur des Tieres mit einem Heiztisch und Isolierdecken auf 36,5-37,0 °C halten.

4. Katheterisierung der linken Halsschlagader

  1. Machen Sie einen 2 cm langen Hautschnitt in der Mittellinie an der ventralen Oberfläche des Halses. Präparieren Sie mit einem Blutstiller und einer Pinzette die Muskeln und Faszien des Halses stumpf in Längsrichtung, um die linke Halsschlagader freizulegen und einen 5-7 mm großen Abschnitt des Gefäßes zu isolieren. Trennen Sie den Vagusnerv vorsichtig von der Halsschlagader, um Verletzungen zu vermeiden.
  2. Legen Sie mit einer 4-0-Seidennaht ein loses Band auf den kaudalen Teil der Arterie und ligieren Sie das kraniale Ende des Gefäßes. Verwenden Sie die Backen einer mikrochirurgischen Pinzette, die unter der Arterie platziert wird, um sie sanft zu dehnen, um Blutungen nach dem Schnitt zu vermeiden.
  3. Machen Sie mit einer mikrochirurgischen Schere, die um 45° kranial abgewinkelt ist, einen Querschnitt an der Arterie zwischen den beiden Ligaturen (bis zu einer Tiefe, die nicht mehr als die Hälfte des Gefäßdurchmessers beträgt).
  4. Nach einem kleinen Schnitt in der Arterie führen Sie den Katheter mit Hilfe einer Pinzette in Richtung Herz bis zum Fixierring ein. Während Sie den Katheter im Lumen des Gefäßes halten, ziehen Sie die Schwanzligatur fest und binden Sie zusätzliche Knoten über dem Fixierring des Katheters.
  5. Überprüfen Sie die Durchgängigkeit des Katheters, indem Sie eine kleine Menge Blut in eine Spritze aspirieren und den Katheter erneut spülen. Klemmen Sie den Katheter mit einem glatten Nadelhalter 2-3 cm vom Fixierring entfernt. Entfernen Sie die stumpfe Nadel und die Spritze aus dem Katheter.
  6. Drehen Sie die Ratte vorsichtig in Bauchlage. Machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen 0,5-1,0 cm langen Hautschnitt in der Mittellinie zwischen den Schulterblättern. Tunneln Sie die hämostatische Klemme subkutan durch den dorsalen Schnitt in Richtung des ventralen Schnitts. Fassen Sie das äußere Ende des Katheters und führen Sie ihn vorsichtig durch den subkutanen Tunnel in den interscapularen Bereich.
  7. Führen Sie eine stumpfe Nadel mit einer 2-ml-Spritze ein, die am äußeren Ende des Katheters befestigt ist.
  8. Verschließen Sie die ventralen und dorsalen Operationswunden mit einer atraumatischen Nadel und einer monofilen 4-0-Naht.

5. Invasive Blutdruckmessung

  1. Füllen Sie den kalibrierten Schallkopf aus dem invasiven Blutdruckmesssystem mit heparinisierter Kochsalzlösung (5 I.E. Heparin/1 mL).
  2. Bringen Sie das Tier in die Bauchlage. Trennen Sie die 2-ml-Spritze von der stumpfen Nadel und verbinden Sie den Katheter mit dem Schallkopf (Abbildung 2). Entfernen Sie die Klemme vom Katheter und spülen Sie die Blutdruckleitung mit 0,1-0,2 ml heparinisierter Kochsalzlösung.
  3. Verwenden Sie ein Datenerfassungssystem, um Blutdruck und Herzfrequenz zu messen und aufzuzeichnen. Eine gut definierte Pulsation auf der Blutdruckwellenform (Amplitude von 10-15 mm Hg und höher) zeigt die Durchgängigkeit und die korrekte Positionierung des Katheters an.
    HINWEIS: Um den Blutdruck genau zu messen, muss der Schallkopf auf Höhe des Herzens des Tieres positioniert werden. Wenn Luftblasen in der Blutdruckmessleitung auftreten, entfernen Sie diese, um eine Luftembolie der inneren Organe zu vermeiden.
  4. Stabilisieren Sie das anästhesierte Tier für 15-20 Minuten, bevor Sie den mittleren arteriellen Druck (MAP) und andere physiologische Ausgangsvariablen messen.
  5. Öffnen Sie die Datenerfassungssoftware. Wählen Sie im Menü Datei die Option Neu aus.
  6. Stellen Sie sicher, dass der richtige physische Eingang (z. B. Eingang 1) ausgewählt ist. Klicken Sie auf den Dropdown-Menüpfeil in der Kopfzeile des entsprechenden Kanals (z. B. Kanal 1) und wählen Sie Kanaleinstellungen aus.
  7. Passen Sie im Dialogfeld den Spannungsbereich (±100 mV) an das erwartete Signal an. Legen Sie die Anzeigeeinheiten auf mmHg fest.
  8. Sampling-Rate anpassen: Klicken Sie auf die Schaltfläche Sampling-Rate in der Symbolleiste. Für invasiven Blutdruck stellen Sie die Abtastrate auf 200 Hz (200 Abtastungen/Sekunde) ein. Wenn die Studienziele die Analyse der Pulswellenmorphologie umfassen, erhöhen Sie die Abtastrate auf 1 kHz.
  9. Klicken Sie auf die Schaltfläche Start , um mit der Aufzeichnung der experimentellen Daten zu beginnen.
  10. Nachdem das gewünschte Datensegment erfasst wurde, klicken Sie auf die Schaltfläche Stopp . Speichern Sie die Datendatei über Datei | Speichern unter... Geben Sie ihm einen eindeutigen Dateinamen.

6. Messung der Hautperfusion mittels LSCI

  1. Wischen Sie die Plantaroberfläche der Hinterpfote der Ratte mit in Wasser getränkter Gaze ab, um die Haut zu reinigen.
    HINWEIS: Verwenden Sie keinen Alkohol oder andere Lösungen, die eine Hyperämie der Haut verursachen können.
  2. Legen Sie die pneumatische Manschette auf die Hinterpfote der Ratte auf Höhe des Schienbein- und Gastrocnemius-Muskels.
    HINWEIS: Seien Sie vorsichtig, wenn Sie die Finger und den Knöchel durch das Lumen der Manschette einführen, um eine Beschädigung der aufblasbaren Membran und eine Kompression der Weichteile des Knies zu vermeiden.
  3. Legen Sie den Fuß der Ratte auf ein Stück Gaze und sichern Sie die Zehen zusätzlich mit einem Streifen Klebeband, um Bewegungsartefakte zu minimieren (Abbildung 2).
  4. Bereiten Sie die Datenerfassungshardware und -software vor, um die Hautperfusion mit der LSCI-Methode aufzuzeichnen.
    HINWEIS: In der vorgestellten Arbeit besteht die Hardware aus einer Hochgeschwindigkeits-Nahinfrarot-Monochromkamera (NIR), einem Kameraobjektiv, einem linearen NIR-Polarisator und einer Laserquelle mit dem Satz Diffusoren. Die Software besteht aus einem Videoaufzeichnungstool, das Bilder mit einer bestimmten Bildrate (90 Bilder pro Sekunde) und Belichtungszeit (11 ms) aufnimmt. Die tatsächlichen Abmessungen des Bereichs, der das Sichtfeld der Kamera darstellt, betragen 16 x 16 mm.
  5. Stellen Sie sicher, dass sich der interessierende Bereich (Tarsus und Metatarsus) im Brennpunkt des Kameraobjektivs befindet.
  6. Stellen Sie die Laserquelle so ein, dass die Beleuchtung gleichmäßig und nicht übermäßig über den gesamten interessierenden Bereich ist.
  7. Stellen Sie den linearen Polarisator so ein, dass die Spiegelreflexion vom Messobjekt minimiert wird.
  8. Vergewissern Sie sich, dass die Parameter in einem Videoaufnahme-Tool richtig eingestellt sind, und klicken Sie dann auf die Schaltfläche "Aufnehmen ", um 30 s lang monochrome Rohbilder aufzunehmen (Baseline-Aufnahme, kann mehr oder weniger sein). Verwenden Sie die Bilder, um die Speckle-Perfusionswerte zu berechnen (siehe Formel (2) unten).
    HINWEIS: In dieser Studie wurde ein speziell entwickelter Versuchsaufbau verwendet, aber jedes kommerziell erhältliche Gerät, das die LSCI-Methode implementiert, kann verwendet werden, um Messungen gemäß diesem Protokoll durchzuführen. Es wird empfohlen, LSCI-Messungen in einem abgedunkelten Raum durchzuführen, um den Einfluss der Außenbeleuchtung auf die erzielten Ergebnisse zu minimieren.

7. Gefäßverschlusstest und PORH-Beurteilung

  1. Schließen Sie das Überdruckventil der Gummipumpe.
  2. Nach der Erfassung der Hautperfusion (in Ruhe) ist die pneumatische Manschette an der Gliedmaße des Tieres schnell auf einen Druck aufzublasen, der höher ist als der systolische Blutdruck des Tieres (in der Regel 200-220 mmHg, um den arteriellen und venösen Blutfluss zuverlässig zu verschließen, ohne Verletzungen der Gliedmaßen zu verursachen).
  3. Setzen Sie die Aufzeichnung des LSCI-Signals der Haut für 180 s (30-300 s, abhängig von den Zielen der Studie) fort, um den Gefäßverschluss zu bestätigen und anschließend den "biologischen Nullpunkt" der Speckle-Perfusion zu bestimmen.
  4. Lassen Sie die Manschette nach Erreichen der Ziel-Okklusionszeit schnell die Luft ab und setzen Sie die Aufzeichnung des Haut-LSCI-Signals für weitere 180 s (kann mehr oder weniger sein) fort, um die PORH-Dynamik aufzuzeichnen.
  5. Aufzeichnung der invasiven arteriellen Druckwellenform gleichzeitig mit der Beurteilung der kutanen Perfusion vor, während und nach dem Gefäßverschluss. Verwenden Sie diese Daten, um die MAP und die kutane Gefäßleitfähigkeit zu berechnen (siehe unten).
  6. Ermitteln Sie Speckle-Perfusionswerte mithilfe eines Algorithmus, der in einer Softwareumgebung geschrieben wurde. Der erste Schritt besteht darin, monochrome Rohbilder in Speckle-Kontrastbilder umzuwandeln. Berechnen Sie den durchschnittlichen Speckle-Kontrast mit der Formel ( 1):
    figure-protocol-1    (1)
    Dabei ist die Intensität jedes Pixels zu einem bestimmten Zeitpunkt.
    HINWEIS: Die Anzahl der Bilder, für die der Kontrast berechnet wird, kann das Ergebnis der Verarbeitung stark beeinflussen. In dieser Studie wurde ein temporaler LSCI-Algorithmus verwendet, der durchschnittlich über 90 Bilder umfasst.
  7. Konvertieren Sie die Werte für den Speckle-Kontrast in die Werte für die Speckle-Perfusion mit der Formel (2):
    figure-protocol-2  (2)
  8. Wählen Sie einen rechteckigen Bereich aus, der den interessierenden Bereich (Tarsus und Metatarsus) für die Mittelung der Speckle-Perfusionswerte (innerhalb dieses rechteckigen Bereichs) enthält. Verwenden Sie die Zeitentwicklung (Graph) der Speckle-Perfusion, die durch ein solches Verfahren erhalten wird, für die weitere Berechnung der untersuchten Parameter.
  9. Berechnen Sie auf der Grundlage der gemessenen Hautperfusionswerte die wichtigsten PORH-Parameter ( Abbildung 3).
  10. Berechnen Sie die kutane vaskuläre Leitfähigkeit (ZVK) mit der Formel (3):
    figure-protocol-3   (3)
    Dabei ist dieLSCI-Ruhe der zu Studienbeginn gemessene Durchschnittswert der Hautspeckle-Perfusion (beliebige Einheiten = AE); MAP ist der mittlere arterielle Druck (mmHg), der im gleichen Zeitraum aufgezeichnet wurde.
  11. Berechnen Sie die maximale kutane vaskuläre Leitfähigkeit (ZVKmax) mit der Formel ( 3) und ersetzen Sie die maximale Hyperämie (LSCImax) und den MAP durch die entsprechenden Werte.

8. Experimentelle Verfahren und wiederholte Messungen

  1. Nach der Aufzeichnung der Hautperfusion, der PORH und anderer physiologischer Variablen, die zu Studienbeginn von Interesse sind, ist die experimentelle Intervention gemäß dem genehmigten Studienprotokoll durchzuführen (z. B. Modellierung des pathologischen Prozesses und/oder Verabreichung eines vasoaktiven Arzneimittels).
  2. Bewerten Sie PORH und andere physiologische Variablen zum nächsten Studienzeitpunkt nach der Entwicklung des simulierten pathologischen Prozesses oder dem Erreichen der Wirkung des verabreichten Arzneimittels neu.

9. Ende des Versuchs

  1. Nach Abschluss des akuten Experiments wird die Ratte durch intraarterielle Injektion von 2% Lidocain (2 ml) unter tiefer Vollnarkose (Tiletamin + Zolazepam und Xylazin) eingeschläfert. Abhängig von den örtlichen Gesetzen und Protokollen sollten Sie eine alternative Methode der humanen Euthanasie für Labornagetiere anwenden, die vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt wurde.
    HINWEIS: Bei Überlebenseingriffen und geplanter Genesung des Tieres aus der Narkose ist eine angemessene Pflege und regelmäßige Beurteilung des Zustands des Tieres zu gewährleisten, einschließlich der Vermeidung von Hypothermie und einer adäquaten postoperativen Analgesie (z. B. Ketoprofen 5-10 mg/kg IM).

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Ergebnisse

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Die oben beschriebene Methode zur Beurteilung der mikrovaskulären Funktion wurde von uns in einer Reihe von Experimenten zur Modellierung des hämorrhagischen Schocks (Blutverlust von 35% des berechneten Blutvolumens) bei männlichen Wistar-Ratten mit einem Gewicht von 250-300 g angewendet. In der Gruppe der Tiere mit Blutung (HS, n = 13) wurde die Beurteilung der PORH-Parameter bei gleichzeitiger Überwachung des invasiven Blutdrucks 30 min nach Abschluss der Blutung durchgeführt. In der Ko...

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Diskussion

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Hier beschreiben wir eine modernisierte Technologie zur Beurteilung der kutanen Mikrozirkulation und der vaskulären Reaktivität in einem in vivo Experiment an Nagetieren. Für einen erfolgreichen und standardisierten Einsatz dieser Methode in physiologischen und pharmakologischen Studien sollten einige zusätzliche Überlegungen berücksichtigt werden. Im obigen Protokoll werden Ratten mit einer Kombination aus Tiletamin + Zolazepam + Xylazin anästhesiert, die hauptsächlich durch lokale Stan...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte anzugeben.

Danksagungen

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Diese Arbeit wurde von der Russischen Wissenschaftsstiftung im Rahmen des Projekts 24-25-00310 unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Atraumatische Nadel mit chirurgischer Naht Nylon, 4C-0,5x16-4/0-NMedtekhnika, RusslandN/ABlau. Länge 75 cm. USP 4/0 (MP1.5). Zum Nähen einer Operationswunde
Katheter für die Halsschlagader der Ratte mit stumpfer Spritzennadel 22 GSciCat, Russland N/APE-50, Länge 12 cm, AD=0,9 mm, ID= 0,6 mm.Mit einem Befestigungsring
Deltran Einweg-DruckmessumformerUtah Medical Products, USA 606912" Kabel
DiscofixC 3-Wege-Absperrhahn für Infusionstherapie und ÜberwachungB. Braun, Deutschland Nr. 16494C
HeparinBelmedpreparaty, Weißrussland N/AHeparin-Natrium 5000 IE/ml, Ampullen 5 mL
LidocainVelpharm, RusslandN/AInjektionslösung 20 mg/ml, Ampullen 2 mL
Pneumatische Manschette "Systole"Neurobotics, RusslandN/ATeil der nicht-invasiven Blutdruckmessung bei Nagetieren. Typ 5-10 mm Schwanz (Ratten)
NatriumchloridPharmasyntez, Russland N/AInfusionslösung 0,9%, 250 mL
Software LabChart8 ADInstruments, AustralienN/AVersion 8.1.13
Software MATLAB The MathWorks Inc., USAN/A Fassung R2019b
Sterile Spritze zum Einmalgebrauch, 1 mL, 3-teiligHuaian City Hengchun Medical Product Co. Ltd., ChinaN/A 27 g Nadel
Sterile Spritze zum Einmalgebrauch, 2 (2,5) mL, 3-teiligVogt Medical Vertrieb GmbH, Deutschland131052423 G Nadel
Naht SILK-SPolytechmed, Russland N/ANicht resorbierbar, geflochten, aus Naturseide mit Silikonbeschichtung, schwarz in Kassette. USP 4/0 (MP1.5). Länge 100 m. Für ligierende Gefäße
XylaInterchemie, NiederlandeN/A Xylazin 20 mg/ml, 50 mL
Zoletil 100Virbac, Frankreich N/A Tiletamin HCl 50 mg/ml, Zolazepam HCl 50 mg/ml, 5 mL

Referenzen

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