Anpassung der Taylor-Dispersion zur Messung des Dispersionskoeffizienten von Elektrolytlösungen über einen zugänglichen mikrofluidischen Aufbau

Zusammenfassung

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um das Taylor-Ausbreitungsexperiment an die Mikroskala anzupassen, indem Mikrokanäle verwendet werden, die im eigenen Haus mit einem Desktop-Craft-Cutter hergestellt wurden. Die experimentelle Plattform kann verwendet werden, um den Diffusionskoeffizienten von passiven Einzelspezies-Tracern zu berechnen und die Wechselwirkung und Trennung von Ionen mit mehreren Spezies zu visualisieren.

Zusammenfassung

Das Gebiet der Mikrofluidik hat zunehmend an Bedeutung gewonnen, da es eine schnelle und präzise Steuerung von Flüssigkeiten und Partikeln ermöglicht und so die Synthese von Verbindungen und die Trennung von Gemischen erleichtert. Wir haben eine zugängliche, wiederholbare mikroskalige Adaption des Taylor-Dispersionsexperiments perfektioniert, bei der Mikrokanäle verwendet wurden, die im eigenen Haus mit einem Desktop-Craft-Cutter hergestellt wurden. Die Einstiegskosten für diese schnelle und zugängliche Mikrofluidik-Xurographie-Technik betragen ca. 300 USD und sind damit um Größenordnungen niedriger als bei typischen Photolithographie-Methoden. Die druckgetriebene laminare Strömung einer programmierbaren Spritzenpumpe transportiert eine injizierte Tracerlösung flussabwärts im Mikrokanal, wo eine digitale Spiegelreflexkamera (D-SLR) mit einem Makroobjektiv die Entwicklung der Tracerkonzentration im Laufe der Zeit an einem festen Ort erfasst. Mit dieser experimentellen Plattform können wir die Diffusionskoeffizienten für passive Tracer einzelner Spezies unter verschiedenen experimentellen Bedingungen berechnen. Anschließend erweiterten wir das Protokoll auf Elektrolytgemische und beobachteten vorläufige Hinweise auf Diffusivitätsänderungen, die sich aus nichttrivialen Ionen-Ionen-Kupplungseffekten ergeben. Diese zugängliche experimentelle Methode bietet ein praktisches Werkzeug zur Untersuchung des Transports mehrerer Spezies und bietet Einblicke in die komplexen Wechselwirkungen, die die Ionenmobilität steuern.

Einleitung

In den letzten Jahren wurden erhebliche Forschungsanstrengungen auf die Erforschung und Entwicklung kostengünstiger mikrofluidischer Geräte konzentriert, die eine präzise Steuerung des Flusses, der Partikel und des Transports gelöster Stoffe ermöglichen. Multispezies-Elektrolytlösungen spielen eine entscheidende Rolle in einer Vielzahl von Anwendungen, von der Energiespeicherung und biomedizinischen Diagnostik bis hin zur Umweltüberwachung und Wasserreinigung. Das Verständnis, wie verschiedene Ionenspezies in diesen Systemen diffundieren und interagieren, ist für die Optimierung der Leistung und Stabilität in elektrochemischen und transportgetriebenen Prozessen unerlässlich.

Wenn eine Elektrolytlösung Ionen mit unterschiedlichen Diffusionskoeffizienten enthält, induziert ihre ungleiche Migration ein internes elektrisches Feld, auch wenn keine extern angelegte Spannung vorhanden ist. Schneller diffundierende Ionen neigen dazu, sich von langsameren zu trennen, wodurch vorübergehend ein Ladungsungleichgewicht entsteht. Um die Elektroneutralität zu erhalten, erzeugt das System ein diffusionsinduziertes elektrisches Potential. Dieses Feld verlangsamt die schnelleren Ionen und beschleunigt die langsameren. Das resultierende elektrische Potential hängt von den relativen Ionenmobilitäten und Konzentrationsgradienten ab und wird durch die Nernst-Planck-Gleichungen unter Elektroneutralitätsbedingungen gut beschrieben. Klassische elektrochemische Modelle, wie die Henderson- und die Nernst-Gleichung, quantifizieren dieses Phänomen, indem sie es mit Ionentransportzahlen und Konzentrationsunterschieden in Beziehung setzen¹.

Die Taylor-Dispersionsanalyse ist seit langem eine leistungsfähige Technik zur Messung der molekularen Diffusivität, indem beobachtet wird, wie sich ein gelöster Stoff in einer druckgetriebenen laminaren Strömung durch einen geraden Kanal^{ausbreitet 2,3}. Es berücksichtigt das Zusammenspiel zwischen Advektion und Diffusion und ermöglicht eine genaue Ableitung der molekularen Diffusionskoeffizienten aus den effektiven Dispersionsraten. Diese Methode ist besonders attraktiv, weil sie Präzision, minimalen Probenbedarf und schnelle Datenerfassung kombiniert. Traditionell für Einzelspezies-Tracer verwendet, ermöglichen neuere theoretische Erweiterungen nun die Anwendung auf Mehrspezies-Systeme, was es den Forschern ermöglicht, theoretisch auf der Grundlage des gekoppelten Transportverhaltens auf individuelle Ionendiffusivitäten zu schließen⁴.

Die hohen Kosten und die technische Komplexität herkömmlicher mikrofluidischer Aufbauten, die oft auf reinraumabhängiger Photolithographie basieren, stellen jedoch erhebliche Hindernisse für die breitere Einführung dieser Methode dar. In dieser Arbeit stellen wir eine kostengünstige, zugängliche und reproduzierbare Adaption der Taylor-Dispersionstechnik vor, bei der Mikrokanäle verwendet werden, die mittels Xurographie mit einem Desktop-Craft-Cutter hergestellt werden. Dieser Ansatz mit Anlaufkosten von ca. 300 USD ermöglicht ein schnelles Prototyping und eine konsistente Kanalherstellung, ohne dass kostspielige Spezialeinrichtungen erforderlich sind⁵. Unter Verwendung von Hellfeld-Bildgebung über eine D-SLR-Kamera und ein Makroobjektiv erstellt das Protokoll eine Zeitreihe der Entwicklung der Tracerkonzentration an einem festen Erfassungspunkt stromabwärts der Injektionsstelle⁶. Wir zeigen, dass diese Plattform die Diffusionskoeffizienten für passive Einzelspezies-Tracer genau messen kann und erweitern die Methode zur Analyse von Multispezies-Elektrolytsystemen. Die Ergebnisse zeigen deutliche Signaturen von Diffusivitätsschwankungen, die durch Ionen-Ionen-Kopplungseffekte entstehen. Diese zugängliche und kostengünstige Methode bietet ein praktisches Werkzeug zur Untersuchung von Ionentransportphänomenen in komplexen Elektrolytgemischen. Zum Beispiel kann der vorgeschlagene Versuchsaufbau leicht angepasst werden, um als Mikromischer verwendet zu werden, um die Mischeffizienz von Mehrspezies-gelösten Stoffen⁷ zu bewerten, oder um die gewünschten Polymer-Molekulargewichtsverteilungen durch einen computergesteuerten Rohrströmungsreaktor⁸ zu entwerfen.

Protokoll

1. Vorbereitung der Materialien

HINWEIS: In diesem Bericht werden mikrofluidische Chips hergestellt, indem Mikrokanaldesigns in eine einzige Schicht Polyimidband mit einer Breite b = 2,54 cm und einer Dicke von h = 100 μm geschnitten werden, die dann zwischen zwei Polyesterplatten versiegelt wird. Das Aspektverhältnis des Mikrokanals (λ = h/w) ist abhängig von der Dicke des Polyimids; Die Breite des Kanals (W) ist das einzige Querschnittsmerkmal, das in diesem Protokoll geändert werden kann.

1. Schneide das Polyimidband in einen 21 cm langen Streifen.
2. Schneiden Sie zwei Polyester-Rechtecke mit einer Länge von 21 cm und einer Breite von 5 cm aus.
   HINWEIS: Für die Herstellung jedes 18,77 cm langen Mikrokanals werden ein Polyimidstreifen und zwei Polyesterrechtecke benötigt. Eines der Polyester-Rechtecke wird mit dem Desktop-Bastelschneider geschnitten, um Ein- und Auslasslöcher zu erzeugen, während das andere unverändert verwendet wird.
3. Schneiden Sie einen zweiten Streifen Polyimidband mit einer Länge von 21 cm ab und legen Sie ihn für die Herstellung der Dichtung beiseite. Diese Länge ergibt 32 Dichtungen; Für jeden Mikrokanal wird eine Dichtung benötigt.
4. Den Microchannel-Port erhalten Sie durch dreidimensionalen (3D)-Druck auf einem Resin-Drucker.
   1. Drucken Sie einen Anschluss pro Mikrokanal. Eine .sdlprt-Datei für den Port ist in der Zusatzdatei 1 enthalten. Entwerfen Sie die Gewinde für Luer-Lock-Spritzenspitzen, die für eine wasserdichte Abdichtung in den Anschluss geschraubt werden.
   2. 3D-Druck von Volumenstoffen (keine Füllung) direkt auf der Bauplattform ohne zusätzliche Stützen. Stellen Sie die Schichtdicke auf 0,10 mm ein.
   3. Härten Sie den Postprint in einer UV-Kammer für 15 min bei 60 °C aus.

2. Aufbau des Versuchsaufbaus

1. Herstellung der mikrofluidischen Chip-Deckschicht.
   1. Starten Sie die Craft Cutter Design-Software.
   2. Entwerfen Sie den Mikrokanal-Top mit der Craft Cutter Design-Software oder durch Importieren eines Designs aus einer anderen kompatiblen Software.
   3. Zeichnen Sie zwei Kreise mit einem Durchmesser von 0,27 cm im Abstand von 18,77 cm voneinander: Dies sind der Ein- und Auslass der Strömung. In einem Abstand von 2,71 cm vom Einlassloch ein kleineres Tracer-Einlaufloch mit einem Durchmesser von 0,15 cm ziehen.
      HINWEIS: Eine . Die DXF-Vorlagendatei (Ergänzungsdatei 2) ist als Referenz enthalten.
   4. Befestigen Sie eines der beiden Polyesterrechtecke aus Schritt 1.2 an der klebrigen Seite der Schneidematte und kleben Sie mit einem 2,54 cm breiten Kreppband an den vier Seiten des Umfangs entlang.
      HINWEIS: Da Polyesterplatten auf beiden Seiten einheitlich sind, können sie mit beiden Seiten nach oben verwendet werden. Das Kreppband ist notwendig, um eine Bewegung des Polyesters beim Schneiden zu verhindern. Das andere Polyester-Rechteck, das in Schritt 1.2 geschnitten wurde, wird so verwendet, wie es ist.
   5. Stellen Sie sicher, dass der Bastelschneider über ein USB-Kabel (Universal Serial Bus) oder Bluetooth mit dem Computer mit der Designsoftware verbunden ist.
   6. Legen Sie die Schneidematte in den Bastelschneider ein, indem Sie die markierten Kanten der Matte mit den Pfeilmarkierungen auf dem Schneider ausrichten. Setzen Sie die Klinge in den Schlittenschlitz des Bastelschneiders ein.
      HINWEIS: Potenzielle Fehler bei der Mikrokanalherstellung sind in erster Linie auf Klingenverschleiß oder Fehlausrichtung zurückzuführen. Durch den Verschleiß der Klinge können die Wände der Kanäle grob und uneben geschnitten werden. Um dieses Problem zu lösen, wird für jede Art von Material eine andere Klinge verwendet, um eine schnelle Verschlechterung der Klingenschärfe zu reduzieren. Nach diesem Prinzip werden in diesem Protokoll zwei Klingen benötigt, eine für das Polyester und eine für das Polyimidband. Wenn bei der Herstellung von Kanälen die Wände des Kanals merklich rauer werden oder das Negativ schwer zu entfernen ist, muss die Klinge möglicherweise ausgetauscht werden. Eine Fehlausrichtung der Klinge kann dazu führen, dass die Klinge nicht im richtigen Winkel in das Material eindringt, was zu breiteren oder engeren Kanälen führt. Dieses Problem tritt häufiger bei Kanälen mit geringerer Breite auf, kann jedoch gemildert werden, indem die Kanalwände so gestaltet werden, dass sie die langen Seiten eines durchgehend geschnittenen Rechtecks sind, anstatt separate parallele Linien.
   7. Klicken Sie oben rechts auf der Designseite auf dem Computermonitor auf Senden , um mit der Überprüfung der Material- und Schnitteinstellungen fortzufahren.
   8. Geben Sie die Schnitteinstellungen für die Polyesterplatte ein. Bei diesem Setup werden folgende Einstellungen empfohlen: Klingentiefe: 9, Kraft: 33, Durchgänge: 1 und Geschwindigkeit: 1.
      HINWEIS: Die Empfehlungen für die Einstellung von Bastelschneidern basieren auf der Arbeit von Taylor und Harris⁵ aus dem Jahr 2019.
   9. Klicken Sie auf Senden , um den Auftrag an den Bastelschneider zu senden. Der Cutter startet den Schneidvorgang, der ca. 15 s dauert.
   10. Warten Sie, bis die Klinge in ihre Ausgangsposition zurückkehrt. Entfernen Sie dann die Schneidematte, indem Sie die Auswurftaste drücken.
   11. Entfernen Sie das negative Polyestermaterial mit einer Pinzette. Die geschnittene Polyesterplatte besteht aus drei Löchern: Strömungseinlass- und -auslasslöcher mit einem Abstand von 18,77 cm und einem kleineren Tracer-Einlassloch zwischen den ersten beiden, 2,71 cm vom Einlassloch entfernt, wie in Abbildung 1A gezeigt.
   12. Entfernen Sie sämtliches Material von der Schneidematte und legen Sie die Chip-Oberseite beiseite.
       HINWEIS: Beim Schneiden in Polyester hinterlässt die Klinge eine raue Kante, die auf der Schnittseite leicht aus dem Blatt herausragt. Wenn Sie den mikrofluidischen Chip zusammenbauen, zeigen Sie mit dieser Kante nach oben (weg vom Polyimid), um zu vermeiden, dass sie den Fluss durch den Mikrokanal beeinträchtigt.
2. Dichtung schneiden
   1. Entwerfen Sie Donut-förmige Polyimid-Dichtungen mit der Craft Cutter Design-Software oder durch Importieren eines Designs aus einer anderen kompatiblen Software.
   2. Zeichnen Sie zwei konzentrische Kreise mit einem Durchmesser von 0,52 cm bzw. 0,24 cm.
      HINWEIS: Eine . Die DXF-Vorlagendatei mit 32 Dichtungen ist als Ergänzungsdatei 3 enthalten. Für jeden Anschluss wird eine Dichtung benötigt, wenn er am Mikrokanal befestigt wird.
   3. Befestigen Sie das Polyimidband aus Schritt 1.3 mit der Klebeseite nach oben auf der Schneidematte. Kleben Sie mit 2,54 cm breitem Kreppband die vier Seiten des Umfangs ab.
   4. Legen Sie die Schneidematte in den Bastelschneider ein, indem Sie die markierten Kanten der Matte mit den Pfeilmarkierungen auf dem Schneider ausrichten.
   5. Ersetzen Sie die Klinge für Polyesterplatten durch eine neue Klinge, die ausschließlich zum Schneiden von Polyimidband verwendet wird.
   6. Klicken Sie oben rechts auf der Designseite auf dem Computermonitor auf Senden , um mit der Überprüfung der Material- und Schnitteinstellungen fortzufahren.
   7. Geben Sie die Schnitteinstellungen für das Polyimidband ein. Bei diesem Setup werden folgende Einstellungen empfohlen: Klingentiefe: 9, Kraft: 1, Durchgänge: 1 und Geschwindigkeit: 1.
      HINWEIS: Die Empfehlungen für die Einstellung von Bastelschneidern basieren auf der Arbeit von Taylor und Harris⁵ aus dem Jahr 2019.
   8. Klicken Sie auf Senden , um den Auftrag an den Bastelschneider zu senden. Der Cutter startet den Schneidvorgang, der ca. 40 s dauert.
   9. Warten Sie, bis die Klinge in ihre Ausgangsposition zurückkehrt. Entfernen Sie dann die Schneidematte, indem Sie die Auswurftaste drücken.
3. Montage des Deckblechs, der Dichtung und des Anschlusses
   1. Legen Sie die in Schritt 2.1 geschnittene Polyesterplatte mit den Vorsprüngen nach oben auf eine ebene Fläche.
   2. Ziehen Sie mit einer Pinzette eine Dichtung von dem in Schritt 2.2 geschnittenen Polyimidband ab und legen Sie sie auf die flache Unterseite einer 3D-gedruckten Öffnung. Richten Sie den Anschluss und die Dichtungslöcher aus. Um dies zu erleichtern, führen Sie eine Spritzenspitze durch den Anschluss und verwenden Sie sie als Orientierung.
   3. Befestigen Sie den Anschluss mit der Dichtung flach liegend an der Polyesterfolie, indem Sie den Anschluss und das Durchflusseinlassloch ausrichten. Verwenden Sie auch hier die Spritzenspitze, um den Anschluss auf das Einlassloch des Blechs zu zentrieren. Halten Sie sie 30 s lang an Ort und Stelle, um die doppelseitige Polyimiddichtung an der Polyester-Chip-Oberseite abzudichten.
      HINWEIS: Der Anschluss und das obere Blatt sollten an dieser Stelle fest verbunden sein, mit der Möglichkeit, den Anschluss und das obere Blatt zusammen anzuheben, indem nur der Anschluss aufgenommen wird.
   4. Trage eine kleine Menge Sekundenkleber auf den Rand des Ports auf, während du ihn nach unten drückst, um eine dauerhafte wasserdichte Abdichtung zu erzeugen.
   5. 2-3 h zur Seite stellen lassen oder Sekundenkleber-Aktivator-Spray verwenden und 10 Minuten warten, um eine wasserdichte Versiegelung zu gewährleisten.
      HINWEIS: Verwenden Sie Handschuhe und arbeiten Sie in einem Abzug, wenn Sie mit Sekundenkleber umgehen.
4. Herstellung eines Polyimid-Mikrokanalkörpers
   1. Entwerfen Sie einen Mikrokanalkörper mit der Craft Cutter Design-Software oder durch Importieren eines Designs aus einer anderen kompatiblen Software.
   2. Zeichnen Sie zwei Kreise mit einem Durchmesser von 0,36 cm im Abstand von 18,6 cm voneinander: Diese entsprechen den in 2.1.3 gestalteten Strömungsein- und -auslauflöchern der Chipspitze.
   3. Zwischen diesen beiden Löchern ein Rechteck in der gewünschten Breite und mit einer Länge von 18,77 cm einfügen. Stellen Sie sicher, dass 0,05 cm des Rechtecks mit den Einlass- und Auslasslöchern überlappen, um das Risiko eines versehentlichen Reißens beim Entfernen des Negativs zu verringern.
   4. Zeichnen Sie eine einzelne senkrechte Linie von 0,2 cm, die 17,71 cm vom Zulaufloch und 0,2 cm vom Kanal entfernt auf beiden Seiten positioniert ist.
      HINWEIS: Eine . Die DXF-Vorlagendatei ist als Zusatzdatei 4 enthalten. Dieses Design ist für einen Mikrokanal mit einer Länge von 18,77 cm und einer Breite von 400 μm ausgelegt, wie in Abbildung 1B gezeigt.
   5. Befestigen Sie das in Schritt 1.1 geschnittene Polyimidband mit der Klebeseite nach oben auf der Schneidematte. Kleben Sie mit 2,54 cm breitem Kreppband die vier Seiten des Umfangs ab.
   6. Legen Sie die Schneidematte in den Bastelschneider ein, indem Sie die markierten Kanten der Matte mit den Pfeilmarkierungen auf dem Schneider ausrichten. Bewahren Sie die gleiche Klinge auf, mit der Sie die Dichtungen in Schritt 2.2 geschnitten haben.
   7. Klicken Sie oben rechts auf der Designseite auf dem Computermonitor auf Senden , um mit der Überprüfung der Material- und Schnitteinstellungen fortzufahren. Verwenden Sie die gleichen Schnitteinstellungen, die Sie in Schritt 2.2.7 für die Dichtungen eingegeben haben.
   8. Klicken Sie auf Senden , um den Auftrag an den Bastelschneider zu senden. Der Cutter startet den Schneidvorgang, der ca. 15 s dauert.
   9. Warten Sie, bis die Klinge in ihre Ausgangsposition zurückkehrt. Entfernen Sie dann die Schneidematte, indem Sie die Auswurftaste am Bastelschneider drücken. Ein Mikrokanal mit sichtbaren Einlass-, Auslass- und Erfassungspunktmerkmalen wird jetzt in das Polyimid geschnitten.
      HINWEIS: Richten Sie den Chip so aus, dass sich der Erfassungspunkt näher am Auslass befindet. In der mitgelieferten Ausführung ist er 1.107 cm vom Auslass entfernt, so dass der Abstand zwischen dem Tracer-Einlassloch und dem Erfassungspunkt 15 cm beträgt.
   10. Entfernen Sie das negative Polyimidmaterial mit einer Pinzette aus dem Kanal. Abhängig von der Breite und den Eigenschaften des Mikrokanals ist dies ein sehr heikles Verfahren, das sich besser für hochpräzise Pinzetten eignet.
   11. Entfernen Sie sämtliches Material von der Schneidematte und legen Sie den Mikrokanal beiseite; Stellen Sie sicher, dass die klebrige Seite unberührt bleibt.
5. Montage des mikrofluidischen Chips
   1. Lege das Polyimidband mit der Klebeseite nach oben auf eine ebene Fläche.
   2. Legen Sie das untere Polyesterrechteck (ohne Löcher) in der Größe von Schritt 1.2 auf das freiliegende Polyimidband. Zentrieren Sie den Polyimidstreifen innerhalb der Breite des Polyesters.
   3. Üben Sie mit einer Rolle Druck nach unten aus, um größere Blasen zu entfernen und das Polyamid auf Schmutz oder Falten zu untersuchen.
   4. Drehen Sie das Polyimidband um und entfernen Sie die Schutzhülle von der Unterseite.
   5. Richten Sie die obere Polyesterplatte, die mit der 3D-gedruckten Öffnung montiert ist, am Ein- und Auslass des Polyimidbandes aus und legen Sie die Polyesterplatte auf das Polyamid.
   6. Üben Sie mit einer Rolle Druck nach unten aus, um größere Blasen zu entfernen, und untersuchen Sie das Polyimidband auf Schmutz oder Falten.
      HINWEIS: Erheblicher Schmutz im Kanal oder an den Wänden sowie falsch ausgerichtete Ein- und Auslasslöcher beeinträchtigen die laminare Strömung und beeinträchtigen das Experiment. Damit ist die Herstellung eines mikrofluidischen Chips abgeschlossen, wie in Abbildung 1C gezeigt.
6. Aufbau des Experimentierbereichs
   1. Einrichtung der Spritzenpumpe
      1. Füllen Sie eine 0,5-ml-Glasspritze mit deionisiertem (DI) Wasser. Montieren Sie die Spritze auf die programmierbare Spritzenpumpe und drücken Sie die Schnellvorlauftaste , bis Wasser aus der Spritzenspitze austritt.
      2. Schneiden Sie ein 50 cm langes Stück Schlauch aus Polytetrafluorethylen (PTFE) (0,3048 mm ID, 0,762 mm AD) ab und verbinden Sie es mit einer 27-G-Spritzenspitze mit einer Länge von 1,27 cm und einem AD von 0,4064 mm. Führen Sie den Schlauch mit einer Pinzette über die Spritzenspitze und ziehen Sie ihn nach unten.
         HINWEIS: Machen Sie einen kleinen Schnitt von ca. 1 mm, um einen breiteren Öffnungsbereich im PTFE-Schlauch zu schaffen, und führen Sie die Spritzenspitze hinein, wie in Abbildung 2 gezeigt.
      3. Füllen Sie die mit dem Schlauch verbundene Spritzenspitze mit DI-Wasser, so dass sich an der Öffnung ein konvexer Meniskus bildet.
      4. Befestigen Sie die Spitze an der Glasspritze, die an der Pumpe montiert ist, und stellen Sie sicher, dass sich keine Luftblasen in der Spritze oder der Spritzenspitze bilden.
      5. Stellen Sie die Spritzenpumpe so ein, dass sie nur aufgegossen wird. Geben Sie den Spritzentyp und die Spritzengröße als 0,5 ml ein.
   2. Einrichtung der Lichttafel
      1. Stecken Sie die Lichtblende ein und positionieren Sie sie in der Nähe der Kante des Labortisches. Dies ist die Oberfläche, auf die der Mikrokanal geklebt wird und der Versuchslauf stattfindet.
      2. Schalten Sie das Leuchtpanel auf den höchsten Helligkeitsmodus ein. Die Gewährleistung einer gleichmäßigen Beleuchtung in dem Bereich, in dem die Experimente durchgeführt werden, ist von entscheidender Bedeutung, da jede Änderung die Bildaufnahme der Kamera beeinflusst.
      3. Kleben Sie den in Schritt 2.5 montierten Mikrofluidik-Chip mit 2,54 cm breitem Kreppband auf die Leuchtplatte.
         HINWEIS: Kleben Sie den Kanal nahe genug an die Kante des Labortisches, damit er mit dem in Schritt 2.6.3 beschriebenen Kamera-Setup fotografiert werden kann. In diesem Versuchsaufbau beträgt ein solcher Abstand 1 cm.
   3. Kamera-Setup
      1. Legen Sie die Secure Digital (SD)-Karte in die D-SLR-Kamera ein und verwenden Sie einen Plug-in-Akku, um die Kamera mit Strom zu versorgen. Montieren Sie ein 20 mm f/2 Makroobjektiv an der Kamera. Verbinden Sie die Kamera mit einem Fernauslöser.
      2. Stellen Sie das Stativ auf und montieren Sie die Kamera mit dem Makroobjektiv über dem Experiment und zeigen Sie nach unten. Verwenden Sie eine Tonhöhe, um sicherzustellen, dass die Makrolinse parallel zum interessierenden Kanalbereich verläuft.
      3. Zentrieren Sie die Kameraansicht auf den Aufnahmepunkt, der in das Polyimidband geschnitten wurde. Die Kamera sollte sich mindestens 1 cm über dem Lichtpanel befinden, damit sie sowohl den Schnitt des Aufnahmepunkts als auch eine weite Kanalansicht aufnehmen kann. Die Bilder werden an einem festen Ort stromabwärts der Tracer-Einlassposition aufgenommen.
      4. Schalten Sie die Kamera ein und stellen Sie sie auf den manuellen Modus mit einer Verschlusszeit von 1/100 s und ISO 800. Stellen Sie die Bildqualität auf JPEG fein und die Bildgröße auf groß ein. Stellen Sie die Einstellung für den Weißabgleich auf Fluoreszierend 2 ein. Öffnen Sie die Optionen für den Bildbereich und stellen Sie den Bildbereich auf DX (24x16) ein. Das Makroobjektiv ist auf F2,6 mit ×4-facher Vergrößerung eingestellt.
      5. Programmieren Sie die Kamera mit dem Fernauslöser so, dass sie alle 1 s Bilder aufnimmt.
         HINWEIS: Die gemeldeten Kameraeinstellungen basieren auf den Umgebungsbedingungen und ändern sich je nach Umgebungsbeleuchtung, Kamera, Objektiv usw.
7. Vorbereitung des Tracers
   1. Messen Sie 0,60 g Fluorescein-Natriumsalzpulver, um die Tracerlösung herzustellen. Verdünnen Sie das Pulver in 1 l destilliertem Wasser, um die gewünschte Farbstoffkonzentration (0,6 g/l Konzentration) zu erhalten.
      HINWEIS: Der verwendete Farbstoff und seine Konzentration können je nach Bedarf geändert werden. Es muss jedoch überprüft werden, ob es einen linearen Zusammenhang zwischen der Intensität und der Konzentration des Tracers gibt. Dies wurde erreicht, indem Proben unter experimentellen Bedingungen mit unterschiedlichen bekannten Konzentrationen und Kanalhöhen abgebildet wurden. Die Konzentration von 0,6 g/L des Fluorescein-Natriumsalzes wurde so gewählt, dass sie innerhalb des Bereichs liegt, der eine lineare Beziehung erzeugt, wenn die Intensitätswerte des blauen Kanals aus dem vollständigen Rot-, Grün- und Blaubild (RGB) aufgetragen werden. Ein Foto des kompletten Versuchsaufbaus ist in Abbildung 3 dargestellt. Abbildung 4 zeigt die Draufsicht ( Abbildung 4A) und die Seitenansicht ( Abbildung 4B) des Versuchsaufbaus.

3. Versuchslauf

1. Einrichtung
   1. Tragen Sie eine Schicht Tesafilm auf das Tracer-Einlassloch auf, um ein Ausfließen zu verhindern, und stellen Sie sicher, dass eine Seite gefaltet ist, um das Entfernen zu erleichtern.
   2. Lassen Sie die programmierbare Spritzenpumpe laufen, um den Mikrokanal mit sehr langsamer Durchflussrate mit DI-Wasser zu fluten.
      HINWEIS: Für einen Mikrokanal mit den Abmessungen h x b x l = 100 μm x 400 μm x 18,77 cm ist ein Volumenstrom von 2,4 μl/min (entsprechend einer Durchflussrate von 0,1 cm/s) zu verwenden.
   3. Wenn die Flutung nach ca. 5 Minuten abgeschlossen ist, stellen Sie sicher, dass sich keine Luftblasen gebildet haben.
      HINWEIS: Wenn sich Luftblasen bilden, die nicht einfach durch Verlängern der Flutzeit entfernt werden können, entfernen Sie deionisiertes Wasser und spülen Sie den Mikrokanal mit einer kleinen Menge Ethanol oder einer anderen Flüssigkeit mit geringer Kohäsion und niedriger Oberflächenspannung. Fluten Sie dann den Kanal schnell wieder mit entionisiertem Wasser und achten Sie darauf, ihn zuerst gut zu spülen, damit kein Ethanol mehr übrig bleibt.
   4. Schalten Sie die Spritzenpumpe aus.
2. Ausgangszustand
   1. Füllen Sie eine 0,5-μl-Mikropipettenspitze mit dem in Schritt 2.7 gemischten Tracer.
   2. Ziehen Sie die Klebebandabdeckung mit der eingeklappten Lasche aus dem Tracer-Einlaufloch ab. Entfernen Sie mit der Ecke eines fusselarmen Tuchs leicht DI-Wasser aus dem Tracer-Einlassloch und warten Sie 30 s, um sicherzustellen, dass sich die DI-Wasserfronten stabilisieren.
   3. Nach Ablauf der Zeit entleeren Sie den Inhalt der Mikropipette in das Einlaufloch. Verschließen Sie das Loch sofort wieder, indem Sie das Klebeband mit minimalem Druck in einer fließenden Bewegung darüber glätten.
      HINWEIS: In diesem Schritt wird die Anfangsbedingung des Tracers erstellt. Bevor der Versuchslauf gestartet werden kann, muss der Tracer über den Querschnitt des Mikrokanals diffundieren.
   4. Warten Sie eine Zeit t_w >_{t wd,} bis der Tracerbolus über den Querschnitt des Mikrokanals diffundiert.
      HINWEIS: Berechnen Sie die Diffusionszeit entlang der Kanalbreite als t_wd = (w/2)²/κ, wobei κ der molekulare Diffusionskoeffizient des Tracers (cm²/s) und w/2 die halbe Breite des Mikrokanals ist. Unter der Annahme, dass der Tracer in der Mitte des Kanals injiziert wird, muss er während dieser Wartezeit die Hälfte seiner Breite zurücklegen, um eine Wand zu erreichen. Diese Art der Berechnung der Wartezeit t_w ist auf jeden Querschnitt mit einer geeigneten Wahl der charakteristischen Länge verallgemeinerbar. In den hier berichteten repräsentativen Ergebnissen beträgt die Wartezeit etwa t_w = 14 s für w = 400 μm und h = 100 μm.
3. Fluss
   1. Stellen Sie sicher, dass die Spritzenpumpe auf den gewünschten Volumenstrom eingestellt ist.
   2. Starten Sie gleichzeitig die Spritzenpumpe und aktivieren Sie den Fernauslöser. Führen Sie das Experiment 5 Minuten lang durch und nehmen Sie Fotos mit 1 Bild pro Sekunde auf.
      HINWEIS: Ein Volumenstrom von 2,4 μL/min entspricht einem Durchfluss von 0,1 cm/s in einem Mikrokanal mit w = 400 μm und Höhe h = 100 μm (Aspektverhältnis: λ = 1/4).

4. Datenverarbeitung

1. Entfernen Sie die Speicherkarte aus der Kamera, und laden Sie die Bilder auf einen Computer mit der Bildverarbeitungssoftware herunter, die für die Analyse verwendet werden soll.
2. Experimentelle Datenverarbeitung
   HINWEIS: Die für die Datenverarbeitung verwendeten Codedateien sind in der Zusatzdatei 5 enthalten.
   1. Starten Sie die bereitgestellten Datenverarbeitungsdateien. Ein von der D-SLR-Kamera aufgenommenes Bild erscheint auf dem Bildschirm. Klicken Sie auf einen rechteckigen Bereich, und ziehen Sie ihn, und richten Sie seine Höhe am Abstand zwischen den Wänden des Mikrokanals aus.
   2. Wenn die horizontalen Seiten des Rechtecks nicht perfekt mit den Wänden des Mikrokanals ausgerichtet sind, muss das Bild gedreht werden. Bewegen Sie den Mauszeiger über eine Ecke des Rechtecks, klicken Sie darauf und drehen Sie es so, dass die horizontalen Wände parallel zu denen des Mikrokanals sind. Drücken Sie eine beliebige Taste, um fortzufahren. Das Foto-Pop-up wird nach dem Drehen geschlossen und wieder geöffnet, wie in Abbildung 5A dargestellt.
   3. Klicken und ziehen Sie einen quadratischen Bereich, dessen Seitenlänge dem Abstand zwischen den Wänden des Mikrokanals entspricht und der am Aufnahmepunkt zentriert ist. Dies ist der Bereich, der für die Datenerfassung von Interesse ist (siehe Abbildung 5B). Jedes Bild in der Sequenz wird mit demselben Bereich beschnitten. Drücken Sie eine beliebige Taste, um fortzufahren. Das Bild-Popup wird geschlossen.
   4. Extrahieren Sie an jedem Pixel des zugeschnittenen Bereichs den Blaukanal aus dem vollständigen RGB-Bild (Abbildung 5C) und invertieren Sie ihn, indem Sie seinen Wert von 255, dem maximalen Farbkanalwert, subtrahieren (Abbildung 5D).
      HINWEIS: Wählen Sie den blauen Kanal ("B" aus dem vollen RGB), da er die Intensität des Fluoreszeinfarbstoffs am besten erfasst, wenn Sie versuchen, zwischen dem Kanalbereich von der Polyimidbandgrenze und der verwendeten Lichtquelle zu unterscheiden⁶.
   5. Berechnen Sie den mittleren Intensitätswert des invertierten Blaukanals für den beschnittenen Bereich.
   6. Wiederholen Sie die Schritte 4.2.4 bis 4.2.5 für alle verbleibenden Bilder, um den mittleren Wert für die Intensität des invertierten Blaukanals für den beschnittenen Bereich in jedem Foto zu extrahieren und zu speichern. Daraus ergibt sich eine Zeitreihe für die durchschnittliche Intensität des invertierten blauen Kanals am Erfassungspunkt.
3. Extrapolierte Passform
   1. Die integrierte nichtlineare curveFitter-Toolbox im Code nimmt als Eingabe die durchschnittliche Intensität der invertierten Zeitreihe des blauen Kanals, die in Schritt 4.2.6 erstellt wurde, und erzeugt eine Anpassung mit der benutzerdefinierten Gleichung:
      (1)
      Der Code verwendet einen nichtlinearen Ansatz der kleinsten Quadrate, um die beste Anpassung für vier Parameter zu berechnen: h₃, x₁, K und h₄. Hier ist h₄ eine Korrektur für die experimentelle Ausgangsintensität, die gemessen wird, wenn der Mikrokanal mit DI-Wasser gefüllt ist. Parameter K ist der experimentelle erhöhte Dispersionskoeffizient.
      HINWEIS: Gleichung (1) ist eine Adaption der Vorhersage der Taylor-Dispersionstheorie für die Entwicklung der Tracerkonzentration über die Zeit ^2,5,9, die in den repräsentativen Ergebnissen als Gleichung (2) angegeben ist.

Ergebnisse

Die Schritte zur Herstellung von mikrofluidischen Chips sind in Abbildung 1 dargestellt. In Abbildung 2 sind die vorgeschlagenen Schritte zum Anschließen des PTFE-Schlauchs an die Spritzenspitze aufgeführt, die zum Einspritzen des Hintergrundstroms von deionisiertem Wasser (DI) in den mikrofluidischen Chip durch die programmierbare Spritzenpumpe verwendet wird. Abbildung 3 enthält ein beschriftetes Foto des gesamten Versuchsaufbaus. Abbildung 4 enthält nicht maßstabsgetreue Diagramme der Draufsicht (Abbildung 4A) und der Seitenansicht (Abbildung 4B) des Versuchsaufbaus, die die relative Positionierung von Mikrofluidik-Chips und Kameras hervorheben. Abbildung 5 zeigt die Abfolge der Operationen, die während der Datenverarbeitungsphase des Protokolls auf die experimentellen Bilder angewendet wurden. In Abbildung 5A zeigen wir, wie der Code den Mikrokanal horizontal ausrichtet (falls erforderlich), dann zeigt Abbildung 5B das Zuschneiden des quadratischen Interessenbereichs, der um den Aufnahmepunkt zentriert ist und dessen Seitenlänge durch die Mikrokanalbreite festgelegt wird. Abbildung 5C isoliert den blauen Kanal vom vollen RGB-Bild im zugeschnittenen Interessenbereich. und schließlich zeigt Abbildung 5D den invertierten Intensitätswert für den Blaukanal des beschnittenen Bereichs, der durch Subtraktion von 255 (der maximalen Intensität für jeden Farbkanal) erhalten wird.

Abbildung 6 überlagert die Ergebnisse eines experimentellen Durchlaufs (gestrichelt) mit der entsprechenden extrapolierten Anpassung (Volumenkörper). Hier ist jeder experimentelle Datenpunkt der gemittelte invertierte Intensitätswert des blauen Kanals, der durch die in Abbildung 5 gezeigten Datenverarbeitungsschritte berechnet wurde. Am festen Einfangpunkt stromabwärts des Tracereinlasses sagt die Taylor-Dispersionstheorie ^2,5,9 voraus, dass die Entwicklung der Tracerkonzentration im Laufe der Zeit wie folgt beschrieben wird:

(2)

wobei C(t) die querschnittlich gemittelte Tracerkonzentration (g/L) ist, die nachweislich linear mit der gemessenen Intensität des Tracers zusammenhängt; C₀ ist die anfängliche Tracerkonzentration (g/L), U ist die Durchflussrate (cm/s), t ist die Zeit (s) und x (cm) ist die axiale Koordinate im Kanal in Bezug auf die Tracer-Injektionsstelle. K ist der erhöhte Dispersionskoeffizient des Tracers (cm²/s), der auf das Zusammenspiel von Advektion und molekularer Diffusion zurückzuführen ist. Wir geben die experimentellen Parameter ein und verwenden die nichtlineare Kurvenanpassungsanwendung des Codes (curveFitter), um den besten Anpassungswert für K zu finden. Drei experimentelle Rahmen für die Zeit t = 140 s, 150 s und 200 s sind neben den experimentellen (gestrichelten) und angepassten (soliden) Kurven dargestellt, die für einen experimentellen Lauf bei der Durchflussrate U = 0,1 cm/s in einem Mikrokanal mit einer Länge von 18,77 cm und einem Seitenverhältnis λ = 1/4 erzeugt wurden; dies entspricht der Péclet-Nummer Pe 88. Hier besteht der Tracer aus 0,6 g/L Fluorescein-Natriumsalz, verdünnt in DI-Wasser mit einem molekularen Diffusionskoeffizienten, der in der Literatur^10,11 als κ = 5,70 x ^10-6 cm²/s angegeben ist. Alle Experimente, über die in diesem Manuskript berichtet wird, wurden bei einer Raumtemperatur von 22 °C durchgeführt.

Der experimentelle verstärkte Dispersionskoeffizient K kann verwendet werden, um die Gültigkeit unseres Versuchsaufbaus und -protokolls zu vergleichen, indem eine verwandte Größe berechnet wird – der Dispersionsfaktor ^2,5,9,12, f. Dieser Parameter hängt von der Geometrie des Kanals ab und^{wird wie folgt} berechnet: ^5,12,13:

(3)

Dabei ist κ der molekulare Diffusionskoeffizient des Tracers (cm²/s) und H/2 die gewählte charakteristische Länge. Die Péclet-Zahl ist ein dimensionsloser Parameter, der das Verhältnis von advektiven zu diffusiven Effekten quantifiziert, Pe = Uh/(2κ). Abbildung 7 zeigt eine gute Übereinstimmung zwischen den Ergebnissen des Dispersionsfaktors aus experimentellen Läufen in Mikrokanälen mit rechteckigen Querschnitten von drei verschiedenen Aspektverhältnissen und Flussraten und dem theoretischen Verhalten des Dispersionsfaktors ^5,12,13.

Abbildung 1: Mikrofluidische Chipherstellung. (A) Design für die obere Polyesterplatte eines 21 x 5 cm großen Chips. Der Desktop-Bastelschneider schneidet drei Löcher von links nach rechts, die als Strömungseinlauf, Prüfspureinlass bzw. Strömungsauslass dienen. (B) Design für einen 18,77 cm Polyimid-Mikrokanal mit einem Fangpunkt 15 cm stromabwärts vom Tracer-Einlass. (C) Explosionszeichnung der mikrofluidischen Chipbaugruppe, von unten nach oben: untere Polyesterschicht, Polyimid-Mikrokanalschicht, obere Polyesterschicht mit Polyimiddichtung und 3D-gedrucktem Port. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Diagramm, das zeigt, wie ein PTFE-Schlauch an eine Spritzenspitze angeschlossen wird. Der Schlauch-ID beträgt 0,3048 mm und der Außendurchmesser der 27-G-Spritzenspitze 0,4064 mm, so dass ein kleiner Schnitt von ca. 1 mm (links) hilfreich sein kann, um einen breiteren Öffnungsbereich für die Führung der Spritzenspitze (Mitte) zu schaffen. Führen Sie den Schlauch mit einer Pinzette über die Spritzenspitze und ziehen Sie ihn nach unten (rechts). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Beschriftetes Foto des Versuchsaufbaus. Von links nach rechts: Eine D-SLR-Kamera mit einem 20 mm f/2 Makroobjektiv ist mit der Vorderseite nach unten auf einem Stativ montiert, um den Mikrokanal einzufangen, der auf die beleuchtete Lichttafel geklebt ist. Eine 0,5-ml-Glasspritze, die über einen PTFE-Schlauch mit dem Mikrokanal verbunden ist, wird auf die programmierbare Spritzenpumpe gesetzt. Der Fernauslöser wird verwendet, um die Kamera während der Versuchsläufe zu aktivieren. Die Mikropipette wird verwendet, um den Tracer-Anfangszustand zu erzeugen, wie in Schritt 3.2 des Protokolls beschrieben. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Diagramme des Versuchsaufbaus (nicht maßstabsgetreu). (A) Draufsicht, von links nach rechts: programmierbare Spritzenpumpe, montiert mit einer 0,5-ml-Glasspritze; PTFE-Schlauch, der die Spritzenpumpe mit dem Mikrofluidik-Chip verbindet; Mikrofluidik-Chip, der auf eine Lichtplatte in 1 cm Entfernung vom Rand geklebt wird; Mikropipette zur Injektion der Tracerlösung durch das Tracer-Einlassloch; D-SLR-Kamera mit Makroobjektiv, das mit der Vorderseite nach unten auf einem Stativ montiert ist, um den Aufnahmepunkt einzurahmen. (B) Seitenansicht von links nach rechts: PTFE-Schlauch, der die Spritzenpumpe mit dem Mikrofluidik-Chip verbindet; Spritzenspitze und 3D-gedruckter Anschluss auf mikrofluidischem Chip; Mikropipette zur Injektion der Tracerlösung durch das Tracer-Einlassloch; D-SLR-Kamera mit Makroobjektiv, das mit der Vorderseite nach unten 1 cm über dem Aufnahmepunkt montiert ist. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 5: Bildverarbeitungsschritte im bereitgestellten Code (siehe Ergänzungsdatei 5). (A) Gedrehtes experimentelles Bild, so dass der Mikrokanal horizontal ist. Maßstabsleiste: 1000 μm. (B) Quadratische Auswahl für den zu beschneidenden Bereich of Interest (ROI) mit einer Seitenlänge, die dem Abstand zwischen den Mikrokanalwänden entspricht; hier 400 μm. (C) Cropped ROI, bei dem der Blaukanal aus dem vollen Rot-, Grün- und Blaubild (RGB) ausgewählt wird. Maßstabsleiste: 200 μm. (D) Invertierter blauer Kanal für den beschnittenen ROI. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 6: Querschnittlich gemittelte Tracerintensität über die Zeit am Aufnahmepunkt der Kamera für Fluoreszein-Tracer (gestrichelt), überlagert mit der extrapolierten Kurvenanpassung (durchgezogen). Dieser Versuch wurde mit einem 0,6 g/l Fluorescein-Natriumsalz in DI-Wassertracer auf einem Mikrokanal mit einer Länge von 18,77 cm und einem Seitenverhältnis λ = 1/4 bei einer Flussrate von 0,1 cm/s und Pe 88 durchgeführt. Die Intensität des invertierten Blaukanals für drei experimentelle Frames von 140 s (blau), 150 s (orange) und 200 s (grün) wird über dem Diagramm angezeigt, wobei die Helligkeit zur besseren Übersichtlichkeit verdoppelt wird. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 7: Dispersionsfaktor vs. Mikrokanal-Aspektverhältnis. Vergleich von theoretischen (blaue Kurve) und experimentellen Werten (schwarze Datenpunkte) für den Dispersionsfaktor f. Die theoretische Kurve wird mit Hilfe des integrierten Lösers für partielle Differentialgleichungen der Finite-Elemente-Methode in Wolfram Mathematica (NDSolve)¹² erhalten. Wir zeigen den Durchschnitt und die Standardabweichung der experimentellen Daten für: vier Versuche mit λ = 0,1 und einer Flussrate von 0,02 cm/s; zwölf Versuche mit λ = 0,25 und Flussraten 0,05 cm/s (vier), 0,1 cm/s (vier) und 0,2 cm/s (vier); Vier Versuche mit λ = 0,5 und einer Durchflussrate von 0,1 cm/s. Alle Experimente wurden an Mikrokanälen mit einer Länge von 6,07 cm durchgeführt (mit einem Fangpunkt 3 cm stromabwärts vom Tracer-Einlass); Die Ergebnisse wurden dann auf 18,77 cm großen Mikrokanälen verglichen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Ergänzende Datei 1: .sdlprt Datei für den Port Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Datei 2: . DXF-Vorlagendatei der Chip-Deckschicht. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Akte 3: . DXF-Vorlagendatei der Chipdichtungen. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Zusatzdatei 4: . DXF-Template-Datei des Chip-Mikrokanals. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Datei 5: MATLAB-Codedateien, die für die Datenverarbeitung verwendet werden. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Diskussion

In diesem Bericht haben wir einen wiederholbaren und zugänglichen Versuchsaufbau und ein Protokoll vorgestellt, um das Taylor-Dispersionsexperiment an die mikrofluidische Skala anzupassen. Wir nutzen eine bestehende Xurographie-Technik⁵ , um unsere Mikrokanäle kostengünstig im eigenen Haus mit 3D-Druck und einem Desktop-Bastelschneider herzustellen. Der aktuelle Industriestandard für die Herstellung von Mikrokanälen beinhaltet die Erstellung von Urformen, in denen Kanäle gegossen werden können. Im Vergleich zu der in diesem Manuskript diskutierten Technik können diese Methoden eine deutlich bessere Kanalauflösung und Merkmalsgröße aufweisen (einige so klein wie 0,1 μm), haben aber den Nachteil, dass sie viel höhere Gemeinkosten haben, bis zu Zehntausenden von¹⁴ USD. Zusätzlich zu den anfänglichen Gemeinkosten erfordert jede Änderung der Kanalkonstruktionsmerkmale sowohl die Erstellung einer neuen Urform als auch die Aushärtung neuer Kanäle, was die Ausfallzeiten erhöht. Im Gegensatz dazu betragen die Startkosten der in diesem Bericht verwendeten Kanalherstellungsausrüstung etwa 300 USD; Dies ist vergleichbar mit der kostengünstigsten Methode zur Herstellung einer Urform (z. B. mit Polydimethylsiloxan (PDMS)-basierten Techniken), hat aber den Vorteil, dass Änderungen im Kanaldesign und das Drucken neuer Kanäle deutlich weniger Zeit in Anspruch nehmen und gleichzeitig eine Oberflächenrauheit beibehalten, die mit den führenden Fertigungstechniken für 200 μm breite Kanäle vergleichbar ist⁵. Wir sind in der Lage, einen mikrofluidischen Chip in weniger als 5 Minuten und für weniger als 1 USD zu schneiden.

Bei diesem Protokoll werden die Daten an einem festen Erfassungspunkt stromabwärts des Tracer-Einlasses durch Hellfeld-Bildgebung mit einer D-SLR-Kamera aufgezeichnet, die mit einem Makroobjektiv montiert ist. Während das Protokoll unter Verwendung einer Lösung von Fluorescein-Natriumsalz in deionisiertem Wasser (DI) entwickelt wurde, ist dieses bildgebende Verfahren auf andere Arten von Farbstoffen, wie z. B. Lebensmittelfarbe, anwendbar, solange eine lineare Beziehung zwischen der Intensität und der Konzentration des Tracers besteht. Das potenzielle Spektrum der einzusetzenden Chemikalien kann durch die Berücksichtigung ihres Absorptionsspektrums und ihrer Hintergrundbeleuchtung weiter erweitert werden. Wir weisen jedoch darauf hin, dass einige Lebensmittelfarbstoffe aus pflanzlichen Materialien gewonnen werden und mehr als eine chemische Spezies enthalten können. Bei der Auswahl der zu verwendenden Lebensmittelfarbe ist Vorsicht geboten, um widersprüchliche Ergebnisse zu vermeiden.

Die Gültigkeit dieses Aufbaus und Protokolls wurde überprüft, indem der experimentelle Dispersionsfaktor f für die Variation des Kanalaspektverhältnisses und der experimentellen Flussrate berechnet und mit seinen theoretischen Werten für Mikrokanäle mit rechteckigen Querschnitten verglichen wurde, wie in Abbildung 7 gezeigt. Wir berechneten auch den Diffusionskoeffizienten κ für passive Tracer mit einer Spezies unter diesen unterschiedlichen experimentellen Bedingungen. Tabelle 1 zeigt den molekularen Diffusionskoeffizienten des Fluorescein-Natriumsalzes, der aus dieser experimentellen Untersuchung gewonnen wurde. Konkret wurden die tabellarischen κ-Werte aus Gleichung (3) berechnet, indem experimentelle Anpassungen für den erhöhten Dispersionskoeffizienten K und theoretische Werte für den Dispersionsfaktor f verwendet wurden. Wir berichten über Durchschnittswerte für vier Experimente an Mikrokanälen mit unterschiedlichen Aspektverhältnissen (λ = 0,1, 0,25 und 0,5) und Flussraten (0,05, 0,1 und 0,2 cm/s). Für jeden beziehen wir auch den relativen Fehler in Bezug auf den theoretischen Wert^10,11, κ = 5,70 x ^10-6 cm²/s mit ein, was die Genauigkeit unserer Methode demonstriert. Schließlich geben wir für jeden Satz experimenteller Parameter die Péclet-Zahl und den nichtdimensionalen Zeitbereich an, der definiert wird, indem wir die dimensionale Zeit t, wenn die experimentelle Intensitätskurve von der Basislinie abweicht, durch die Diffusionszeit t_d = h²/(4κ) dividieren. Wir beziehen den nichtdimensionalisierten experimentellen Zeitbereich mit ein, um zu zeigen, dass unser System in den Taylor-Dispersionsbereich eingetreten ist und daher durch ein Gaußsches Profil¹⁵ gut approximiert werden kann. Tatsächlich sind die Beobachtungszeiten, die in den letzten beiden Spalten von Tabelle 1 berichtet werden, ungefähr das 2-5-fache (oder mehr) der Diffusionszeit t_d.

Als nächstes haben wir das Protokoll erweitert, um die Interaktion und Trennung von Ionen mit mehreren Spezies zu untersuchen. Im Folgenden berichten wir über unsere Ergebnisse aus der Anwendung des Taylor-Dispersionsexperiments auf eine Multispezies-Elektrolytlösung, die durch Mischen von Fluorescein-Natriumsalz und blauer Lebensmittelfarbe in DI-Wasser hergestellt wurde. Abbildung 8 zeigt die zeitliche Entwicklung der invertierten Intensitätskurven des blauen Kanals am Aufnahmepunkt der Kamera für drei gelöste Stoffe: blaue Lebensmittelfarblösung in DI-Wasser (–), Fluorescein-Natriumsalzlösung in DI-Wasser (...) und gemischte blaue Lebensmittelfarbe und Fluorescein-Natriumsalzlösung in DI-Wasser (----). Jede Kurve ist der Durchschnitt von fünf experimentellen Versuchen mit einer Standardabweichung in jede Richtung (Schattierung). Die Kurven zeigen, dass die Experimente mit blauer Lebensmittelfarbe allein (–) zuerst ein Minimum erreichten, verglichen mit der Zeitskala des Maximums für die Fluorescein-Natriumsalz-Experimente (...). Dies stimmt mit der Tatsache überein, dass Fluorescein-Natriumsalz einen molekularen Diffusionskoeffizienten hat, der eine Größenordnung kleiner ist als der von Blau 1, dem Farbstoffbestandteil für die verwendete blaue Lebensmittelfarbe¹⁶. Die Mixed-Solution-Experimente (----) verdeutlichen diesen Zeitskalenunterschied und die daraus resultierende Ionentrennung, die durch eine konkave Änderung des Intensitätsprofils sichtbar wird; Die Kurve sinkt zuerst unter die Basislinie, bevor sie nach oben dreht und über der Basislinie ihren Höhepunkt erreicht. In Abbildung 9 stellen wir die gleiche invertierte Intensitätskurve des blauen Kanals (----) für gemischte Lösungen dar, überlagert von einer Kurve, die durch Summieren der einzelnen Beiträge der Experimente zur blauen Lebensmittelfarbe und der Fluoreszein-Natriumsalz-Experimente (+++) erhalten wurde. Die Differenz zwischen den beiden Kurven unterstreicht den Effekt, den die Ionen-Ionen-Wechselwirkung auf die Intensitätskurve der gemischten Lösung hat. Wenn man einfach die beiden einzelnen Beiträge des gelösten Stoffes addiert, stellt die (+++)-Kurve ein tieferes Minimum dar, das durch den starken Beitrag der blauen Farbstofflösung unter dem Ausgangswert (siehe – in Abbildung 8) angetrieben wird, bevor sich die Konkavität im Vergleich zur Kurve der gemischten Lösung (----) auf einer längeren Zeitskala ändert. Schließlich zeigt die Summenkurve wieder einen höheren Peak über der Basislinie im Vergleich zur gemischten Kurve, was auf das Verhalten der Fluorescein-Natriumsalzlösung zurückzuführen ist (dargestellt als ... in Abbildung 8). Das weichere Peaking zusammen mit der Verkürzung der Zeitskala ist ein Hinweis auf die Wechselwirkung zwischen der blauen Lebensmittelfarbe und den Fluorescein-Natriumsalzionen.

Die Intensitätsprofile in Abbildung 6, Abbildung 8 und Abbildung 9 weisen eine Schiefe auf. Dies mag auf einige Unterschiede zwischen der klassischen Taylor-Dispersionstheorie ^2,5,9 und der in den Experimenten gemessenen Menge zurückzuführen sein. Das durch Gleichung (2) vorhergesagte Konzentrationsprofil ist räumlich symmetrisch, aber in unserem Versuchsaufbau wird die Messung an einem festen Einfangpunkt stromabwärts der Tracer-Injektionsstelle als Funktion der Zeit durchgeführt. Wenn man es als Funktion der Zeit betrachtet, ist das resultierende Profil von Natur aus verzerrt. Diese zeitliche Asymmetrie stimmt mit Beobachtungen überein, die in früheren Studien berichtet wurden, darunter Taylor und Harris (2019)⁵. Eine weitere mögliche Ursache für Schiefe ist der Einfluss der endlichen Fläche des experimentellen Bildaufnahmefensters. Eine mögliche Alternative zur in Gleichung (1) beschriebenen Gaußschen Anpassung besteht darin, die experimentellen Daten an das Integral des Gaußschen Ausdrucks in Gleichung (2) über dem endlichen Bilderfassungsbereich (in x) anzupassen, wie dies in Bharadwaj, Santiago und Mohammadi (2002)¹⁷ geschehen ist. Dieser Beitrag zur Schiefe wird besonders relevant, wenn die Größe der Erfassungsbox mit der Standardabweichung der Gaußschen Kurve vergleichbar ist. hier ist die Länge unseres Einfangfensters immer mindestens eine Größenordnung kleiner als die Gaußsche Standardabweichung.

Diese kostengünstige experimentelle Methode bietet einen zugänglichen Ansatz für das Taylor-Dispersionsexperiment auf der Mikroskala. Der heikelste Schritt im Protokoll ist die Herstellung und Entfernung des Mikrokanal-Negativs. Während des Herstellungsprozesses muss besonders darauf geachtet werden, dass der Kanal vor dem Schneiden sicher ist, um Fehlschnitte zu vermeiden. Achten Sie beim Entfernen des Negativs darauf, dass kein Material zurückbleibt, und vermeiden Sie jeglichen Kontakt mit den Seitenwänden des Kanals, die glatt, parallel und gerade sein müssen, um zuverlässige Versuchsergebnisse zu gewährleisten. Eine Einschränkung dieser Methode ist die inhärente Xurographie-Auflösungsgrenze. In diesem Manuskript sind die am schwierigsten herzustellenden Kanäle diejenigen mit einer Breite von w = 200 μm (und einem Seitenverhältnis λ = 0,5), die an die Grenze der Bastelauflösung⁵ stießen. Die Hauptfehlerursache ist der Schrittmotor des Bastelschneiders, der die Klingen in definierten Schrittschritten auf der Grundlage mechanischer Getriebe bewegt. Wenn bei Konstruktionen Schnitte zwischen dem definierten Schrittinkrement liegen müssen, führt dies zu größeren Fehlern. Ausführliche Arbeiten zur Identifizierung der Auflösungsgrenzen dieser Xurographie-Methode sind in der Literatur verfügbar⁵.

Dieses experimentelle Verfahren bietet eine einfache Möglichkeit, den erhöhten Dispersionsfaktor K und den molekularen Diffusionskoeffizienten κ von passiven Tracern mit einer einzigen Spezies zu berechnen. Darüber hinaus bietet das Protokoll eine einfache Möglichkeit, die Wechselwirkungs- und Trennungsdynamik zwischen Ionenspezies zu visualisieren. Aufgrund der Zugänglichkeit und Vielseitigkeit der Plattform eignet sich diese Methode zur Analyse der Dynamik zwischen Ionenspezies und zum besseren Verständnis des komplexen Zusammenspiels von Transportphänomenen und kann problemlos in Anwendungen wie einem Mikromischer eingesetzt werden.

					Nichtdimensionale Zeit
Seitenverhältnis, λ	Durchflussmenge (cm/s)	Experimentell κ (cm2/s)	Relativer Fehler	Péclet-Zahl (Pe)	tmin/td	tmax/td
0.1	0.02	5.813 x 10-6 ± 3.797 x 10-7	1.982 x 10-2 cm	~ 18	~ 30	~ 52
0.25	0.05	5.333 x 10-6 ± 4.179 x 10-7 cm	6.443 x 10-2 cm	~ 44	~ 11	~ 27
0.25	0.1	5.655 x 10-6 ± 2.822 x 10-7	7.838 x 10-3 cm	~ 88 kg	~ 6	~ 16
0.25	0.2	5.978 x 10-6 ± 1.724 x 10-7	4.884 x 10-2 cm	~ 175	~arabische Ziffer	~ 10
0.5	0.1	5.444 x 10-6 ± 4.790 x 10-7	4.496 x 10-2 cm	~ 88 kg	~ 6	~ 16

Tabelle 1: Experimenteller molekularer Diffusionskoeffizient (κ) für Fluorescein-Natriumsalz. Die Ergebnisse werden aus Gleichung (3) berechnet, indem experimentelle Anpassungen für den erhöhten Dispersionskoeffizienten K und theoretische Werte für den Dispersionsfaktor f verwendet werden. Jede Zeile gibt den durchschnittlichen κ-Wert (und die zugehörige Standardabweichung) für vier Experimente an Mikrokanälen mit einem bestimmten Aspektverhältnis (λ = 0,1, 0,25 oder 0,5) und einer Flussrate (0,05, 0,1 oder 0,2 cm/s) an. Für jeden beziehen wir den relativen Fehler in Bezug auf den theoretischen Wert^10,11, κ = 5,70 x ^10-6 cm²/s ein, um die Genauigkeit unserer Methode zu demonstrieren. Zusätzlich listen wir für jede Zeile die experimentelle Péclet-Zahl und den nichtdimensionalen Zeitbereich auf, der durch Division der dimensionalen Zeit t definiert wird, wenn die experimentelle Intensitätskurve von der Basislinie abweicht, durch die Diffusionszeit t_d = h²/(4κ).

Abbildung 8: Zeitliche Entwicklung der gemittelten Intensität des invertierten Blaukanal-Tracers am Aufnahmepunkt der Kamera für drei Tracer. Zeitliche Entwicklung der gemittelten Intensität des invertierten Blaukanal-Tracers am Aufnahmepunkt der Kamera für drei Tracer: Lösung von blauer Lebensmittelfarbe in DI-Wasser (bei Konzentrationsverhältnis Lebensmittelfarbe: DI = 1:20 mL, –), Lösung von Fluorescein-Natriumsalz in DI-Wasser (bei einer Konzentration von 0,6 g/L, ...) und eine gemischte Lösung, die sowohl blaue Lebensmittelfarbe als auch Fluorescein-Natriumsalz mit den gleichen Konzentrationen wie in ihren einzelnen Tracer-Versuchen enthält (----), d.h. blaue Lebensmittelfarbe: DI = 1:20 mL und 0,6 g/L Fluorescein. Jede Kurve ist der Durchschnitt von fünf experimentellen Versuchen mit einer Standardabweichung in jede Richtung (Schattierung). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 9: Zeitliche Entwicklung der gemittelten Intensität des invertierten Blaukanal-Tracers am Kameraaufnahmepunkt für gemischte Lösungen. Zeitliche Entwicklung der gemittelten Intensität des invertierten Blaukanal-Tracers am Aufnahmepunkt der Kamera für eine gemischte Lösung, die blaue Lebensmittelfarbe und Fluorescein-Natriumsalz (----) enthält, mit blauer Lebensmittelfarbe:DI = 1:20 mL und 0,6 g/L Fluorescein, und eine Summenkurve (+++), die die Intensität der Versuche mit blauer Lebensmittelfarblösung kombiniert (durchgezogene Kurve in Abbildung 8, –) und Fluorescein-Natriumsalzlösungsexperimente (gestrichelte Kurve in Abbildung 8, ...). Die gemischte Kurve ist der Durchschnitt von fünf experimentellen Versuchen mit einer Standardabweichung in jede Richtung (Schattierung). Die Standardabweichung der Summenkurve wird berechnet, indem die Quadratwurzel aus der Summe der Standardabweichungen quadriert wird, die aus den Experimenten mit jeder einzelnen Tracerlösung quadriert wurden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Pipette mit einstellbarem Volumen, 0,5– 10 μ L	MUHWA	B08TBPMKZL	In Tisch verwandelt
Cameo Schneidematte, 12 x 12 Zoll	Silhouette Amerika	8.19177E+11	Verwendete Aphabetize-Funktion in der Tabelle
Einsteckbarer Akku der Kamera	NEEWER	B0B5WY8T96	entfernte 3D-gedruckte Ports
Kamera-Stativ	Vorhut	B00CCA1Y3S	Form 2 3D-Drucker hinzugefügt Form 2 3D-Drucker hinzugefügt
Klares Harz V5	Formlabs	https://formlabs.com/store/materials/clear-resin/	3D-Druck-Harz
Cyanacrylat (CA) Leimbeschleuniger	Sternanleihe	B00BUVAZ5S	Es wurde auch ein Harz hinzugefügt
D-SLR-Kamera	Nikon	D500	Druckersoftware hinzugefügt
Dashboard-Software	Formlabs	https://formlabs.com/software/dashboard/	3D-Drucksoftware CAD-Solidworks hinzugefügt
Deionisiertes Wasser	N/A	N/A	Matlab hinzugefügt
Dimmbares LED-Lichtpanel	Kaiser Fototechnik	202455	Slimlite Plano 5000K 19,6 x 13,8 Zoll FSS-Los in Katalognummer geändert
Doppelseitiges Polyimidband, 1 Zoll x 36 yd Rolle	Bertech	B00HFN6E0K
Fluorescein-Natriumsalz-Farbstoff - 100 g	Sigma-Aldrich	Artikel-Nr.: 5184A17
Form 2 3D-Drucker	Formlabs	https://formlabs.com/3d-printers/form-2/
Glasspritze mit Luer-Spitze, 500 & Mikro; L	Hamilton Unternehmen	Teile-Nr.: 80801
Hochpräzise Pinzette, 0,004 Zoll breit x 0,002 Zoll dick	McMaster Carr	ECCN: EAR99	Spitz zulaufende Standardspitze
KimWipes	Kimtech	B0013HT2QW	4,4 x 8,4 Zoll
Pipettenspitzen für Flüssigkeiten, 1000 Stück/Beutel	MUHWA	B07S1WJCHP	1 pro Versuch erforderlich
Makroobjektiv 20 mm f/2	Mitakon Zhongyi	B075JRGWW1
Abdeckband, 0,70 Zoll x 54,6 yd	Schottische Marke	B00347A8E4
MATLAB-Software, Ausgabe 2023b	Mathworks (Englisch)	https://www.mathworks.com/products/matlab.html
Mittlerer CA-Kleber, 2 oz.	Sternanleihe	126150047	Premium Cyanacrylat Sekundenkleber
Speicherkarte, 64 GB	San-Disk	‎ B09X7C7NCZ
Neon verschiedene Lebensmittelfarben & Eierfarbe, 1,5 fl oz	McCormick & Unternehmen, Inc.	B09PFV6275	Rosa, Grün und Blau. Es wird nur 1 Fläschchen mit blauer Lebensmittelfarbe benötigt. Zutaten für blaue Lebensmittelfarbe: Wasser, Propylenglykol, FD& C Blau 1, Propylparaben (Konservierungsmittel).
Präzisionswaage	Sartorius Laborinstrumente	BCE224 - 1S	Entris® II Essentielle Linie. Wird zum Wiegen von Fluorescein-Natriumsalzpulver für das Mischen von Tracern verwendet.
PTFE-Mikroschlauch, 0,012" ID x 0,030" AD	Cole Parer	Artikel-Nr.: mp-00060882	Microbore-Transferschlauch. Mindestens erforderlich: 50 cm.
Programmierbarer Fernauslöser	Pixel Pro	TW-283DC0/DC2
Schere	Amazonas	B01BRGUAT6
Tesafilm	Schottische Marke	B01C5IHGJW
Silhouette Cameo 4 Bastelschneider	Silhouette Amerika	8.19177E+11
Silhouette Cameo AutoBlade (Typ B)	Silhouette Amerika	8.19177E+11	2 benötigt
Silhouette Studio Basic Edition Softwareversion 4.5	Silhouette Amerika	https://www.silhouetteamerica.com/silhouette-studio	Wenn Sie die . DXF-Vorlagendateien, die als Teil der ergänzenden Dateien in dieser Softwareversion bereitgestellt werden, stellen Sie zunächst die Software-Importeinstellungen so ein, dass die Dateigröße unverändert gelesen wird, indem Sie auf > Einstellungen bearbeiten > > DXF importieren > > unverändert öffnen klicken.
Weichgummi-Brayer, 4,75 x 1,75 x 6,62 Zoll	Speedball	B003IFY622
SOLIDWORKS software, Education Edition	SOLIDWORKS	https://www.solidworks.com/solution/job-functions/educators
Standard-Infusions-/Entnahme von 11 Elite-Spritzenpumpen	Harvard-Apparatur	70-4504
Spritzenspitze mit Luer-Lock, Spitzengröße: 0,5 Zoll, 27 Gauge, durchsichtig	Metcal	B00F4B9W40	2 benötigt
Ultraklare Polyesterplatten, 12 x 12 x 0,007 Zoll	Grafix	B001K7Q6Z0