Eine chirurgische Methode zur Intervention der subvalvularen Struktur durch einen transaortischen Ansatz bei normalen Bama-Schweinen

Summary

Diese Studie präsentiert eine chirurgische Methode für eine subvalvulare Aortenklappenstruktur-Intervention mit gezieltem Gewebeschnitt im transaortischen Ansatz bei normalen Bama-Schweinen.

Abstract

Subvalvulare Strukturauffälligkeiten, die zu Veränderungen des linkventrikulären Ausflusstrakts (LVOT) und Myokardhypertrophie führen, sind charakteristische anatomische Merkmale struktureller Herzerkrankungen wie der hypertrophen Kardiomyopathie (HCM). Diese Studie etabliert eine chirurgische Methode für die Intervention der aortensubvalvularen Struktur durch einen transaortischen Ansatz bei normalen Bama-Schweinen. Die Tiere wurden von einem zertifizierten Versuchsschweinelieferanten in Peking bezogen (Lizenznummer SCXK (Jing) 2018-0008). Diese Methode wurde an drei gesunden weiblichen Bama-Miniaturschweinen im Alter von etwa 33 bis 35 Wochen validiert, die zum Zeitpunkt der Operation 30 bis 35 kg wogen. Der Eingriff umfasst eine mediane Sternotomie und einen vorderen Aortenwandschnitt, durchgeführt unter Bypass-Unterstützung (CPB), unterkühltem Herzstillstand und direkter Visualisierung der LVOT- und subvalvulären Regionen. Gezielte Gewebetraktion, Lokalisierung und Schneiden werden eingesetzt, um die subvalvulare Struktur umzugestalten.

Der vollständige chirurgische Prozess umfasst die Anästheseinleitung, das Einsetzen eines zentralen Venenkatheters und eines Harnkatheters, Desinfektion und Abdeckung der chirurgischen Stelle, mediane Sternotomie, Perikardschnitt und Herzmobilisation. CPB wird durch linke Vorhofdrainage und retrograde Koronarsinus-Perfusion etabliert. Nach einem vorderen Aortenwandschnitt wird der linke Ventrikel über die Aortenklappe hinweg erreicht, und eine subvalvulare Gewebeintervention erfolgt bei Herzstillstand. Der Eingriff endet mit Aortenverschluss, Wiederaufnahme des Herzschmerzes, CPB-Entzug und Thoraxverschluss. Während des gesamten Eingriffs wurde die hämodynamische Stabilität aufrechterhalten, und das Tier blieb in gutem Zustand ohne intraoperative Sterblichkeit. Nach der Operation waren die Schnittflächen glatt und die umliegenden Strukturen blieben intakt.

Diese Methode zeigt eine hohe Reproduzierbarkeit und prozedurale Kontrollierbarkeit und bietet ein stabiles chirurgisches Interventionsmodell zur Untersuchung subvalvulärer Strukturinterventionen. Es bietet außerdem eine technische Plattform für histologische Analysen, chirurgische Validierung und Bewertung von Interventionsstrategien.

Introduction

Auffälligkeiten in den subvalvulären Strukturen des linken Ventrikels spielen eine entscheidende Rolle bei verschiedenen Herz-Kreislauf-Erkrankungen, insbesondere bei Patienten mit hypertropher Kardiomyopathie (HCM), bei denen subvalvulare Anomalien zur Verstopfung des linkventrikulären Ausflusstrakts (LVOT) und zur interventrikulären Septumhypertrophie¹ beitragen. Diese strukturellen Veränderungen beeinträchtigen nicht nur die Ventrikelfüllung und -auswurf, sondern können auch zu schweren Komplikationen wie ventrikulären Arrhythmien, plötzlichem Herztod und chronischer Herzinsuffizienz führen. Klinisch wird bei solchen Patienten häufig eine transaortische chirurgische Entfernung des linken Ventrikelgewebes eingesetzt, um die LVOT-Verstopfung zu lindern und die Prognose zu verbessern³. Allerdings haben nur wenige Studien systematisch die physiologischen Veränderungen und ventrikulären Remodellierungsprozesse nach diesem chirurgischen Eingriff untersucht, was deren Anwendung in der Grundlagenforschung und der translationalen Therapieentwicklung einschränkt.

Verschiedene Tiermodelle wurden häufig eingesetzt, um subvalvulare strukturelle Veränderungen und Interventionsstrategien zu untersuchen. Diese Modelle haben maßgeblich zum Verständnis molekularer und gewebebezogener Mechanismen beigetragen; sie zeigen jedoch bemerkenswerte Einschränkungen bei der Simulation klinischer kardialer chirurgischer Eingriffe, insbesondere bei der präzisen Exposition und gezieltem Gewebeschnitt des linken Ventrikels. Probleme wie anatomische Verzerrungen, unzureichende chirurgische Präzision und begrenzte Gewebeprobenentnahme bleiben 4,5,6,7. Diese Defizite behindern die breitere Anwendung solcher Modelle in der Forschung zu chirurgischen Interventionsmechanismen, postoperativen strukturellen Interventionen und Biomaterialbewertung.

In den letzten Jahren sind Tiermodelle, die eine subvalvulare Strukturintervention im linken Ventrikulär mittels transaortischer Methode simulieren, äußerst begrenzt geblieben. Bestehende Studien beschränken sich hauptsächlich auf Modifikationen aktueller chirurgischer Techniken und versuchen, durch minimalinvasive Signalwege oder energiebasierte Methoden in lokalisierte ventrikuläre Gewebestrukturen einzugreifen. Diese Ansätze unterscheiden sich jedoch erheblich von klinischen chirurgischen Praktiken hinsichtlich chirurgischer Bahnen, intraoperativen Herzerkrankungen und Gewebeinterventionsstrategien, was es erschwert, die strukturellen, hämodynamischen, reperfusions- und mechanischen Stressreaktionen, die durch chirurgische Eingriffe induziert werden, genau zu reproduzieren ^8,9. Daher haben wir in dieser Studie ein reproduzierbares Großtier-Operationsmodell etabliert, indem wir bei normalen Bama-Schweinen eine mediane Sternotomie und einen vorderen Aortenwandschnitt unter Bypass-Bypass (CPB)-Unterstützung durchgeführt haben. Dieses Modell ermöglicht eine direkte Exposition des linkventrikulären Ausflusstrakts und des subvalvulären Bereichs, gefolgt von kontrolliertem Gewebeschnitt, um die subvalvulare Strukturintervention zu fördern und so eine klinisch relevante Plattform für zukünftige Forschung zu schaffen.

Konkret wurde dieses Modell entwickelt, um den prozeduralen Weg und das operative Umfeld der klinischen transaortenseptalen Myektomie bei Patienten mit hypertrophischer obstruktiver Kardiomie (HOCM) zu replizieren. Es soll nicht die Pathophysiologie von HOCM wiederholen oder als Krankheitsmodell dienen, sondern vielmehr die operativen Bedingungen reproduzieren, unter denen subvalvulare Interventionen durchgeführt werden.

Dieses Modell dient als standardisierter chirurgischer Rahmen zur Untersuchung subvalvulärer struktureller Interventionen, zur Bewertung neuartiger kardialer chirurgischer Geräte und zur Bereitstellung einer reproduzierbaren Ausbildungsplattform für experimentelle Herzchirurgie, einschließlich chirurgischer Ausbildung bei transaortischer LVOT-Exposition und kontrollierter subvalvulärer Resektion sowie akuten Gewebeniveau- und histologischen Studien nach definierten strukturellen Interventionen.

Protocol

Alle Tierverfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Fuwai Hospital der Chinesischen Akademie der Medizinischen Wissenschaften unter der Genehmigungsnummer 0106-1-20-ZX(X)-21 genehmigt. Alle Experimente wurden gemäß den ARRIVE-Richtlinien und dem National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals durchgeführt. Die Tiere wurden unter normalen Umweltbedingungen gehalten (Temperatur 20–26 °C, Luftfeuchtigkeit 40–60 %, 12 Stunden Licht/Dunkel-Zyklus) mit freiem Zugang zu Futter und Wasser.

1. Versuchstierpräparation

1. Holen Sie sich normale erwachsene Bama-Miniaturschweine bei einem zertifizierten experimentellen Schweineanbieter in Peking (Lizenznummer SCXK (Jing) 2018-0008).
   HINWEIS: Diese Methode wurde bei drei gesunden weiblichen Bama-Miniaturschweinen im Alter von etwa 33 bis 35 Wochen validiert, die zum Zeitpunkt der Operation 30 bis 35 kg wogen.
2. Halten Sie die Tiere mindestens 7 Tage vor der Operation in einer standardmäßigen Barriereumgebung zur Akklimatisierung, unter kontrollierter Temperatur (20–26 °C), Luftfeuchtigkeit (40–60 %) und einem 12-Stunden-Hell/Dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Futter und Wasser.
3. Führen Sie 24 Stunden vor der Operation eine umfassende Gesundheitsbeurteilung durch, einschließlich der Bewertung des geistigen Zustands, des Appetits, der Stuhleigenschaften, der Hautintegrität, des Gangs und der Atemwegserkrankung.
4. Vermeiden Sie voroperativ 12 Stunden Nahrung und 4 Stunden Wasser, um das Risiko einer Aspiration während der Anästhesie zu verringern.
5. Führen Sie vor der Operation die Messung des Körpergewichts und die Registrierung der Identifikation durch und dokumentieren Sie die Vitalwerte der Ausgangswerte.
6. Am Tag der Operation werden die Tiere in den Operationsbereich gebracht, um den intravenösen Zugang zu etablieren und die Anästhesie-Einleitung vorzubereiten.

2. Präoperative Vorbereitung

1. Ohrvenöse Zugangseinrichtung
   1. Vor der Anästheseinduktion wird der venöse Zugang über die marginale Ohrvene wie folgt hergestellt:
      1. Üben Sie sanften Druck auf den proximalen Teil der marginalen Ohrvene aus, um eine venöse Füllung zu ermöglichen. Mit einem 22-G-intravenösen Katheter (22 GA × 1,00 Zoll; 0,8 × 25 mm) wird die Nadel entlang des Verlaufs des Gefäßes vom Distal in Richtung proximaler Richtung eingeführt.
      2. Nach Beobachtung des Blutrücklaufs ziehen Sie das Stylet heraus und führen Sie den Katheter vollständig in die Vene vor. Entfernen Sie den Nadelkern, schließen Sie einen Dreifach-Absperrhahn an und injizieren Sie eine kleine Menge steriles Kochsalzlösung, um die Öffnung zu bestätigen.
      3. Bestätigen Sie, dass keine subkutane Vorwölbung auftritt und die Infusion reibungslos verläuft, und sichern Sie dann den Wasserhahn mit Klebeband zur Stabilisierung des Katheters.
2. Anästhesie
   VORSICHT: Überprüfen Sie vor invasiven Eingriffen, um Stress oder Schmerzen vorzubeugen, eine ausreichende Anästhesietiefe und den Reflexverlust zu gewährleisten.
   1. Anästhesie wird durch Injektion von 1 % Propofollösung über die Ohrvene in einer Dosis von 2–4 mg/kg induziert. Sobald das Tier die Standfähigkeit verliert, das Bewusstsein verringert und zusammenbricht, wird es sofort in die Mitte des Operationstisch übertragen.
   2. Positionieren Sie das Tier in der Rückenlage und sichern Sie alle vier Gliedmaßen mit Gurten an den Seiten des Operationstisches. Lege weiche Polster unter Rücken und Nacken, um Kompressionsverletzungen zu vermeiden.
   3. Nach der Bestätigung der Bewusstlosigkeit verabreichen Sie Fentanyl (3-5 μg/kg) intravenös zur Analgesie, gefolgt von Atracurium (0,2 mg/kg) zur Muskelentspannung.
   4. Führen Sie eine endotracheale Intubation durch, indem Sie die Glottis mit einem Laryngoskop freilegen. Führen Sie einen passend großen, manschettengebundenen Endotrachealschlauch (empfohlener Innendurchmesser 6,5–7,5 mm) in die Luftröhre ein und führen Sie ihn zum Thoraxsegment, um eine Verschlussphase des rechten Schädelbronchus zu vermeiden.
   5. Verbinde den Schlauch mit einem mechanischen Beatmungsgerät. Stellen Sie das Beatmungsgerät auf ein Gezeitenvolumen von 10-12 mL/kg, eine Atemfrequenz von 12-16 Atemzügen/min, FiO₂ zu 100 % und ein I:E-Verhältnis von 1:2. Bestätigen Sie die beidseitige Lungenbeatmung, bevor Sie den Endotrachealschlauch sichern.
   6. Betäuben Sie während der Operation mit kontinuierlicher intravenöser Propofolinfusion (6–10 mg/kg/h). Passen Sie die Fentanyl-Dosierung entsprechend den Vitalzeichen des Tieres an.
   7. Überwachen Sie kontinuierlich das Elektrokardiogramm (EKG), den Blutdruck (BP), die Sauerstoffsättigung (SpO₂) und die Körpertemperatur (Temperatur).
   8. Halten Sie die Körpertemperatur bei 37 ± 0,5 °C, um den Stoffwechselbedarf zu senken und Myokardschutz im Bypass sicherzustellen. Halten Sie SpO-2≥ 95 % und halten Sie den Blutdruck in einem stabilen physiologischen Bereich.
3. Chirurgische Handvorbereitung
   1. Führen Sie eine standardmäßige chirurgische Handantisepsis gemäß dem institutionellen Protokoll durch. Nach dem Händewaschen trocknen Sie die Hände mit sterilen OP-Handtüchern, bevor Sie sterile Handschuhe anziehen.
4. Zentralvenöse Katheterisation unter Führungsdrahtführung
   VORSICHT: Halten Sie während der Katheterisation eine strenge aseptische Technik bei. Führen Sie Nadeln und Führungsdrähte vorsichtig um, um Unfallverletzungen zu vermeiden.
   1. Wählen Sie die rechte äußere Jugularvene für den venösen Zugang aus. Desinfizieren Sie den lokalen Hautbereich gründlich und injizieren Sie dann 5 ml 2% Lidocain subkutan, um eine lokale Betäubung zu erreichen.
   2. Verbinden Sie die Stichnadel mit einer Spritze und führen Sie die Nadel in einem Winkel von 20–30° entlang des Verlaufs der Jugularvene in Richtung Schädelrichtung ein.
   3. Führe die Nadel langsam vor, während du kontinuierlich aspirierst, bis die venöse Blutrückkehr beobachtet wird. Führen Sie vorsichtig ein Führungsseil durch die Nadel ins Gefäß ein. Stabilisiere den Führungsdraht und ziehe die Nadel vorsichtig heraus. Führen Sie einen Dilatator über den Führungsdraht, um den Stichtrakt zu erweitern, und entfernen Sie dann den Dilatator.
   4. Führe einen zentralen venösen Katheter über den Führungsdraht in die Vene. Den Katheter auf eine Tiefe von etwa 10–15 cm vorschieben und darauf achten, dass die Katheterspitze innerhalb der Schädelvena cava positioniert ist, ohne in den rechten Vorhof einzudringen, um eine Störung der intraoperativen Herzverschluss zu vermeiden.
   5. Entferne den Führungsdraht. Überprüfen Sie die Öffnung jedes Lumens durch Aspiration. Spülen Sie jeden Lumen mit heparinisierter Kochsalzlösung (50 IU/ml) und schließen Sie den Katheter mit derselben Lösung ab, um die Öffnung zu gewährleisten.
   6. Sichern Sie den Katheter mit sterilen Nähten. Tragen Sie einen transparenten, sterilen Verband über die Stichstelle auf. Beschrifte deutlich die Lumenfunktion und die Einführungstiefe des Katheters.
5. Harnkatheterisation
   1. Nach der Einleitung und Positionierung der Anästhesie desinfizieren Sie den Dammbereich mit sterilen Wattebäuschen, die in Povidon-Jod-Lösung eingeweicht sind, und lassen Sie ihn natürlich trocknen. Legen Sie einen sterilen Vorhang über die Umgebung und legen Sie nur die Harnröhrenöffnung frei. Verwenden Sie ausschließlich weibliche Schweine, um die Harnröhrenkatheterisation zu erleichtern.
   2. Unter sterilen Bedingungen öffnen Sie ein Foley-Katheterset. Tragen Sie sterile Handschuhe, schmieren Sie die Katheterspitze und führen Sie sie vorsichtig in die Harnröhre ein. Sobald der Urinfluss beobachtet ist, schieben Sie den Katheter um weitere 1–2 cm. Injizieren Sie steriles destilliertes Wasser in den Katheterballon, um ihn zu sichern. Wenden Sie sanfte Traktion an, um die Fixierung zu bestätigen.
   3. Schließen Sie den Katheter an einen geschlossenen Drainagebeutel an. Befestigen Sie das Rohr mit Klebeband am Ende oder an der Seite des Operationstisches, um Spannung oder Verunreinigung zu vermeiden. Zeichnen Sie den Zeitpunkt des Kathetereinsatzes und die Verfahrensdetails auf. Während der Operation sollten Sie kontinuierlich die Urinabgabe und die Drainageöffnung überwachen.
6. Drapierung und Etablierung des sterilen chirurgischen Feldes
   1. Führen Sie erneut eine chirurgische Handantisepsis gemäß klinischen Standards durch. Nach dem Trocknen kehren Sie zum Operationstisch zurück.
   2. Arbeiten Sie mit dem Assistenten zusammen, um das chirurgische Feld zu bedecken. Zuerst legen Sie kleine sterile Vorhänge auf und sichern Sie sie mit Handtuchklemmen. Dann legte mittelgroße Vorhänge, die den Körper bis auf den Operationsbereich bedeckten.
   3. Stellen Sie sicher, dass sich der freiliegende Bereich vom Manubrium des Brustbeins bis zum Xiphoide-Prozess erstreckt, etwa 20–25 cm lang und 10–12 cm breit, einschließlich des mittleren Brustbeins und der beidseitigen Rippenkanten.
   4. Nach dem Drapieren führen Sie erneut eine schnelle Hand-Antisepsis durch. Ziehen Sie sterile OP-Kittel und Handschuhe mit Unterstützung der Krankenschwester an. Legen Sie ein großes, steriles Vorhang mit einem Fenster auf, wobei nur der Schnittbereich freiliegt, während alle anderen Bereiche vollständig bedeckt bleiben. Richten Sie die Fensteröffnung mit der Mitte des Schnitts aus und sichern Sie die Ränder, um ein Flüssigkeitsaustritt zu verhindern, wodurch die Einrichtung des sterilen Operationsfeldes abgeschlossen wird.

3. Herzexposition und Mobilisierung

1. Brusthöhlenexposition
   VORSICHT: Schützen Sie während der Sternotomie die Hände und Augen des Bedieners. Stellen Sie sicher, dass der Retraktor langsam angewendet wird, um Geweberisse oder Knochenbrüche zu vermeiden.
   1. Machen Sie einen Mittellinienschnitt entlang des Brustbeins, der von der suprasternalen Kerbe bis etwa 2 cm unterhalb des Xiphoideus-Prozesses reicht, wobei Sie mit einem chirurgischen Skalpell die Haut und das subkutane Gewebe einschneiden. Halten Sie eine Schnittlänge von etwa 20 cm.
   2. Verwenden Sie ein Elektrokauteriumgerät, um die Muskeln pectoralis major und das Periost des Brustbeins zu trennen, wodurch die vordere Oberfläche des Brustbeins vollständig freigelegt wird.
   3. Ziehen Sie die Seitengewebe mit Hilfe eines Assistenten vorsichtig zurück, um ein freies Operationsfeld zu erhalten.
   4. Nachdem das Brustbein freigelegt wurde, führe ein Lebsche-Messer unter den Xiphoid-Prozess ein und führe den Aufwärtstrakt an.
   5. Mit einem kleinen Hammer klopft man vorsichtig und gleichmäßig auf das proximale Ende des Lebsche-Messers, um das Brustbein entlang der Mittellinie zu spalten, wobei man kranial voranschreitet, bis die Brusthöhle geöffnet ist.
   6. Halten Sie während des gesamten Vorgangs kontinuierlichen Aufwärtstraktion aufrecht, um Abweichungen oder Verletzungen des Perikards zu vermeiden. Nach Abschluss der Brustbeinteilung setzen Sie einen Finochietto-Rippenretraktor ein und erweitern Sie langsam die Brusthöhle beidseitig, um das Operationsfeld zu vergrößern. Vermeiden Sie übermäßige Rückziehung, um Pleuraverletzungen oder Rippenbrüche zu vermeiden.
2. Herzmobilisierung
   1. Identifizieren Sie den Verlauf der beidseitigen phrenicus Nerven, die entlang der lateralen Flächen des Perikards verlaufen (Abbildung 1A).
   2. Schneiden Sie den oberen Rand des Perikards ein und verlängern Sie den Schnitt parallel zur Längsachse des Tieres, wobei er nahe der Mittellinie bleibt, um das Risiko einer Nervenverletzung zu minimieren (Abbildung 1B).
   3. Führen Sie eine stumpfe Dissektion beidseitig durch, um das Perikard von der mediastinalen Pleura und dem angrenzenden Bindegewebe zu trennen.
   4. Nach Abschluss der Sektion wird das Herz in direkter Visualisierung freigelegt. Bestätigen Sie die eindeutige Identifizierung wichtiger anatomischer Strukturen, einschließlich Aorta, Lungenarterie, linker Vorhof, Herzapex und Koronarsinus.
3. Einführung des kardiopulmonalen Bypass (CPB)
   VORSICHT: Stellen Sie sicher, dass alle CPB-Schaltungsanschlüsse sicher und ordnungsgemäß geerdet sind. Führen Sie elektrische und Perfusionsgeräte vorsichtig um, um Undichtigkeiten oder Stromschläge zu vermeiden.
   1. Nach ausreichender kardialer Exposition setzen Sie eine Taschennaht an der Basis des linken Vorhofanhängsels. Machen Sie einen kleinen Schnitt in der Nahtschleife und führen Sie eine venöse Drainagekanüle schräg entlang der Achse des linken Vorhofanhängsels ein, um den venösen Rücklaufweg für den kardiopulmonalen Bypass zu etablieren.
   2. Schieben Sie die Kanüle etwa 3–4 cm vor, um sicherzustellen, dass ihre Spitze in die linke Vorhofhöhle eintritt. Befestigen Sie die Kanüle mit Seidennähten am Vorhofanhängsel, um Rutschen oder Auslaufen zu verhindern.
   3. Setzen Sie eine Taschennaht am Eingang der Koronarnebenhöhle. Machen Sie einen kleinen Schnitt in der Nahtschleife und setzen Sie eine Perfusionskannule ein, die als Zuflussweg für die Kardioplegie und Myokardperfusion dient.
   4. Die Perfusionskanule etwa 1–2 cm in den Koronarsinus vorschieben. Sichern Sie es mit Seidennähten, um eine stabile Position zu gewährleisten.
   5. Verbinden Sie alle Kanülen mit dem kardiopulmonalen Bypass-Gerät. Bereiten Sie den Stromkreis mit einer Mischung von 800 ml laktierter Ringer-Lösung, 1.000 ml succinylierter Gelatinelösung und 2 ml Heparin an. Entlüften Sie den Stromkreis gründlich und führen Sie einen Drucktest durch, um die Stabilität zu bestätigen.
   6. Überwachen Sie kontinuierlich die Perfusionsparameter und die Durchflussrate während des gesamten Verfahrens und halten Sie die aktivierte Gerinnungszeit (ACT) über 480 s durch systemische Heparinisierung.
   7. Aktivieren Sie die venöse Rücklaufpumpe, um einen partiellen venösen Abfluss einzuleiten. Öffnen Sie die Arterienpumpe schrittweise, um den Perfusionsdruck bei 60–80 mmHg aufrechtzuerhalten. Bestätigen Sie, dass kein Leck vorliegt und der Kreislauffluss nicht behindert ist, bevor Sie einen vollständigen kardiopulmonalen Bypass einleiten.
   8. Nach Erreichen eines stabilen CPB wird langsam eine gekühlte Kardioplegie-Lösung mit hohem Kaliumgehalt über den Koronarsinus infundiert. Beobachten Sie die fortschreitende Schwächung der Herzkontraktionen, bis ein vollständiger Herzstillstand eintritt und das Elektrokardiogramm (EKG) eine Flachlinie zeigt. Notieren Sie den Zeitpunkt des Herzstillstands.
   9. Stellen Sie sicher, dass ein vollständiger elektromechanischer Stillstand und eine ausreichende Myokardkühlung erreicht werden, bevor eine subvalvulare Intervention eingeleitet wird. Beginnen Sie mit der Gewebemanipulation erst, nachdem das Fehlen von ventrikulären Kontraktionen und ein stabiler Stillstand bestätigt sind.
   10. In diesem Protokoll wird eine Einzeldosis-Kardiopleigie verabreicht, die ausreicht, um den Myokardstillstand während der subvalvularen Interventionsphase aufrechtzuerhalten. Eine Nachdosierung ist aufgrund der relativ kurzen Dauer der Aortenkreuzklemme (etwa 30–40 Minuten) nicht routinemäßig erforderlich.
   11. Tragen Sie vorgefertigten zerstoßenen Eissalz-Schlamm auf die Herzoberfläche auf, um die Herztemperatur weiter zu senken, den Stoffwechselbedarf zu senken und den Myokardschutz zu verbessern.

4. Linksventrikuläre Exposition und subvalvulare Strukturintervention über Aortenzugang

VORSICHT: Führen Sie scharfe Instrumente und Schere während der Aortenschnitte und des Gewebeschneidens vorsichtig. Vermeiden Sie übermäßigen Trakt, der umliegende Gebäude beschädigen könnte.

1. Nach Erreichen eines kardioplegischen Stillstands und Unterkühlungsschutzes wird ein Querschnitt von etwa 1,0–1,5 cm Länge an der Vorderwand der aufsteigenden Aorta gemacht, etwa 1,5–2,0 cm oberhalb des Aortenklappenannulus und senkrecht zur Längsachse der Aorta ausgerichtet.
2. Setzen Sie zwei gebogene Lochhaken von der linken dorsalen bzw. ventralen Seite in den Aortenschnitt. Ziehe den Schnitt vorsichtig seitlich zurück, um die Aortenwurzel zu öffnen und das Operationsfeld zu erweitern (Abbildung 2A).
3. Führen Sie einen Nadelhalter mit einer vorgespannten Traktionsnaht in das Operationsfeld ein. Setzen Sie die Naht auf das Zielgewebe der subvalvulären Zelle, um die intraoperative Traktion und präzise Lokalisierung zu erleichtern.
4. Führen Sie kleine gebogene Scheren durch den Aortenschnitt entlang der Aorta-Achse in Richtung der linken ventrikulären Kammer. Verwenden Sie die Traktionsnaht, um den Zielbereich der subvalvularen Region freizulegen (Abbildung 2A).
5. Bei direkter Visualisierung richten Sie die Schere horizontal aus und schneiden Sie die vorgesehenen subvalvulären Strukturen kontrolliert durch (Abbildung 2B). Entfernen Sie das entfernte Gewebe und geben Sie es dem Assistenten.
6. Spülen Sie die linke ventrikuläre Kammer und das Aortenlumen gründlich mit steriler Kochsalzlösung, um eventuelle Gewebereste zu entfernen.
7. Schließen Sie den Aortenschnitt mit kontinuierlich absorbierbaren Nähten. Beginnen Sie an einem Ende des Schnitts und führen Sie die Nadel nacheinander durch die Intima und das Medien, wobei Sie gleichmäßig verteilte Stiche verwenden, um einen vollständigen, wasserdichten Verschluss zu gewährleisten. Nach Abschluss der Naht wird die Außenseite der Verschlussstelle erneut mit steriler Kochsalzlösung bewässert, um den Bereich zu reinigen.

5. Kardiale Wiederaufnahme und kardiopulmonale Bypass-Entwöhnung

VORSICHT: Überprüfen Sie das vollständige Entlüften der Herzkammern und Perfusionsleitungen vor der Wiederherstellung der Durchblutung, um eine Luftembolie zu verhindern.

1. Nach Abschluss des Aortenverschlusses sollten Sie die Perfusionsrate der Koronarsinushöhlen schrittweise reduzieren und die Kardioplegie-Infusion abbrechen. Gleichzeitig wird die Durchflussrate der kardiopulmonalen Bypass-Pumpe (CPB) schrittweise reduziert, um eine fortschreitende Erholung der spontanen Herzaktivität zu ermöglichen.
2. Überwachen Sie kontinuierlich den Herzrhythmus mittels Elektrokardiographie (EKG), um die Rückkehr eines Sinusrhythmus oder das Vorhandensein von Arrhythmien zu erkennen.
3. Nach erfolgreichem Absetzen von CPB kehrt die systemische Heparinisierung durch Verabreichung von Protamin um, um das zirkulierende Heparin zu neutralisieren und die normale Gerinnungsfunktion wiederherzustellen.
4. Wenn innerhalb weniger Minuten keine spontane kardiale Erholung auftritt, wird eine direkte Defibrillation angewendet, indem Defibrillatoren direkt auf die Herzoberfläche gelegt werden. Verabreichen Sie einen einzigen, energiearmen Schlag und wiederholen Sie dies bei Bedarf, bis die organisierte elektrische Aktivität wiederhergestellt ist.
5. Nach der Wiederherstellung der regulären EKG-Wellenformen wird der apikale Impuls, die koronare Pulsation und die allgemeine myokardiale Kontraktilität bewertet.
6. Sobald sich der Herzrhythmus stabilisiert und die Kontraktilstärke zufriedenstellend ist, wird nacheinander die Koronarsinus-Perfusionskannule und die linke atriale venöse Drainagekanüle entfernt. Schließen Sie jede Kanülestelle mit Nähten, um eine Hämostase zu erreichen.
7. Trennen Sie das CPB-System. Erfassen Sie die gesamte CPB-Dauer, die Zeit der Aortenkreuzklemme und die Zeit bis zur Herzaufnahme.
8. Spülen Sie die Perikardhöhle gründlich mit steriler Kochsalzlösung und aspirieren Sie eventuelle Restflüssigkeiten oder Blutgerinnsel.
9. Vor dem Sternalverschluss werden zwei geschlossene Drainageröhren in die Perikardhöhle gelegt, wobei jeweils eines auf jeder Seite des Herzens positioniert wird. Führen Sie die Drainagerohre durch einen Zwischenrippenraum nach außen und verbinden Sie sie mit externen Abflussflaschen.
10. Schließen Sie das Brustbein mit vier Edelstahldrähten in unterbrochener Konfiguration. Anschließend wird eine routinemäßige, geschichtete Verschluss der Thoraxwand durchgeführt.

Results

Dieses chirurgische Protokoll ermöglicht eine stabile Exposition und kontrolliertes Schneiden der subvalvulären Strukturen im linken Ventrikel. Während des Eingriffs wurde der Aortenschnitt genau positioniert, und der Eintritt durch die Aortenöffnung ermöglichte eine klare Sichtbarkeit des linken ventrikulären Ausflusstrakts und des zugehörigen subvalvulären Bereichs. Der Chirurg lokalisierte den Schnittbereich, indem er Traktion auf der vorplatzierten Naht anbrachte und das gezielte sub...

Discussion

Subvalvuläre Strukturanomalien des linken Ventrikels stellen kritische anatomische Veränderungen bei Patienten mit hypertropher Kardiomyopathie (HCM) dar, was zu beeinträchtigter ventrikulärer Compliance, erhöhtem diastolischem Druck und einer Verstopfung des linken ventrikulären Ausflusstrakts (LVOT) führt. Diese strukturellen Anomalien bilden wesentliche pathologische Grundlagen für klinische Herzfunktionsstörungen und Nebenwirkungen^10,11

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
0,9% Natriumchlorid-Injektion	-	-	Verwendet für Spülung und Lösungsverdünnung
Narkosemaschine	-	-	Liefert inhalierte Anästhetika und Atemunterstützung
Anästhetika (Propofol, Fentanyl, Atracurium)	-	-	Verwendet zur Narkoseeinleitung und -erhaltung
Aortenretraktor	SINOVIEW	RT37008-25	Verwendet zum Zurückziehen der Aorta und zur Verbesserung der Sichtbarkeit
Atraumatische Zange	SINOVIEW	FC22500-24	Verwendet zum Ergreifen von Gewebe bei minimalem Trauma
Kardioplegie-Lösung (St. Thomas)	-	-	Verwendet für Herzstillstand und -schutz
Herz-Lungen-Bypass-Maschine und Schlauch	-	-	Verwendet zur Aufrechterhaltung der Zirkulation während CPB
Zentraler Venenkatheter-Kit	-	-	Ermöglicht zentralen Venenzugang
Endotracheale Intubations-Set und Ventilator	-	-	Erhält die Atemwege während der Operation
Flacher Hakenretraktor	SINOVIEW	RT37000-00	Verwendet zum Zurückziehen von Gewebe in der Brusthöhle
Allgemeiner Retraktor	-	-	Verwendet zum Zurückziehen von Gewebe und Freilegen des Operationsbereichs
Hämostatische Zange	-	-	Verwendet zum Abklemmen von Blutgefäßen oder Gewebe zur Blutstillung
Heparin-Natrium-Injektion	-	-	Verwendet zur Antikoagulation
IV-Katheter·Röntgenkontrastmittel 22 GA × 1,00 in	BD Angiocath	381123	Verwendet zur Herstellung des venösen Zugangs
Mikrochirurgisches Instrumentenkorb	SINOVIEW	90X0003	Verwendet zur Aufbewahrung und zum Transport von mikrochirurgischen Instrumenten
Minimal-invasive gebogene Schere	SINOVIEW	SC40230-25	Verwendet bei minimal-invasiven Eingriffen für gebogenes Schneiden
Minimal-invasive Doppelgelenk-Schere	SINOVIEW	SC55001-29	Verwendet für präzises Schneiden in tiefen Operationsfeldern
Nadelhalter	-	-	Verwendet zum Halten von Nähnadeln beim Nähen
Skalpellgriff und -klinge	-	-	Verwendet zum Einschneiden von Haut und Gewebe
Sterile Laken, Nähte, Handschuhe, Masken	-	-	Verwendet zur Aufrechterhaltung eines sterilen Operationsfeldes
Sterilisationsbox für Präzisionsinstrumente	SINOVIEW	90X0401	Verwendet zum Reinigen und Sterilisieren von chirurgischen Instrumenten
Gewebezange (gezähnt/ungezähnt)	-	-	Verwendet zum Ergreifen von Gewebe
Gewebezange	SINOVIEW	SC35101-25SC	Verwendet zum allgemeinen Gewebeschneiden
Dreifachgelenk-Mikrokraftpser	SINOVIEW	FC17010-301	Verwendet in der Mikrochirurgie für feine Manipulation
Ultrascharfe Schere	SINOVIEW	SC35101-23UC	Verwendet für präzise Gewebezerstückelung
Urinkatheter und Drainagebeutel	-	-	Verwendet zur Urinableitung und -überwachung
Vitalzeichenmonitor	-	-	Überwacht EKG, Blutdruck, SpO2, Temperatur