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Alle experimentellen Verfahren wurden vom Tierethikkomitee der Beijing Sport University genehmigt (Genehmigungsnummer 2022034A). Die Ratten wurden einzeln in der Tieranlage der Beijing Sport University unter kontrollierten Bedingungen untergebracht (Temperatur: 22–24 °C; Luftfeuchtigkeit: 45%–55%; 12-Stunden-Licht/Dunkel-Zyklus). Spezifische pathogenfreie (SPF) 11 Wochen alte weibliche und 12 Wochen alte männliche SHR sowie altersgerechte normotensive WKY-Ratten wurden von der Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd. bezogen (Lizenznummer SYXK [Peking] 2021-0053) zu Zuchtzwecken. Die für diese Studie verwendeten Reagenzien und Ausrüstung sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Versuchstiere und Gruppierung
Trächtige Ratten erhielten eine standardmäßige Nagetierzucht und Wasser ad libitum. Alle Ratten brachten spontan zur Welt, und ihr Nachwuchs wurde auf eine Standardernährung der Nagetiere abgestillt. Für die Paarung wurden weibliche und männliche Ratten desselben Stamms (WKY oder SHR) im Verhältnis 1:1 gemeinsam behaust. Das Vorhandensein eines vaginalen Plugs und eines Spermiums in einem vaginalen Abstrich wurde zur Kennzeichnung des Gestationstags 1 (GD1) verwendet. Nach Bestätigung der Schwangerschaft wurden die Ratten zufällig in vier Gruppen eingeteilt: normotensiv sitzend (p-WKY-SED), normotensive Bewegung (p-WKY-EX), hypertensiv sitzend (p-SHR-SED) oder hypertensive Bewegung (p-SHR-EX). Experimentelle Analysen wurden an Ratten am Gestationstag 21 (GD21), Föten am embryonalen Tag 21 (ED21) sowie an 3M männlichen und weiblichen Nachkommen jeder Gruppe durchgeführt.
2. Mütterliche aerobe Übung
Vor der Paarung wurden weibliche Ratten eine Woche lang an die Unterbringungseinrichtung gewöhnt, gefolgt von einer fünftägigen Wasseranpassungsphase mit 15 Minuten täglicher Exposition gegenüber 10 cm tiefem Wasser bei 34–35 °C. Nach erfolgreicher Paarung begannen die Ratten in der Trainingsgruppe mit einem strukturierten Schwimmprogramm. Das Protokoll begann mit einer 4-tägigen Anpassungsphase in 40 cm tiefem Wasser (34–35 °C), bei der die tägliche Schwimmdauer schrittweise von anfänglichen 20 Minuten auf 10 Minuten pro Tag verlängert wurde. Von Tag 5 bis GD20 schwammen diese Ratten 60 Minuten pro Tag, 6 Tage die Woche. Um potenzielle Belastungen durch das Wassertauchen zu kontrollieren, wurden Ratten in den sitzenden Gruppen für die gleiche Dauer in flaches Wasser (10 cm Tiefe, 34–35 °C) gesetzt, ohneaktiv zu schwimmen.
3. Messung des Blutdrucks
Der systolische Blutdruck (SBP), der diastolische Blutdruck (DBP) und der mittlere arterielle Druck (MAP) wurden bei 3M-Nachkommen (sowohl männlich als weiblich) mit dem CODA-Monitor-Schwanz-Manschetten-System unter bewussten und Ruhebedingungen gemessen. Alle Messungen wurden in einer ruhigen Umgebung zwischen 8:00 Uhr und 12:00 Uhr bei einer Umgebungstemperatur von etwa 25 °C durchgeführt.
Das Heizkissen wurde eine Stunde im Voraus eingeschaltet und auf 37–38 °C eingestellt, um sicherzustellen, dass das Gerät vor der Messung die erforderliche Temperatur erreichte. Ein angemessen großer Fixier wurde basierend auf dem Körpergewicht jeder Ratte ausgewählt, und das Tier wurde sanft in den Fixier geführt. Nach der Fixierung wurde die Ratte für 5 Minuten auf das Heizkissen gelegt, um eine ausreichende Durchblutung zum Schwanz zu ermöglichen. Eine passend große Okklusionsmanschette (O-Cuff) und eine Volumendruckmessmanschette (VPR-Cuff) wurden basierend auf der Größe des Rattenschwanzes ausgewählt. Während des Betriebs wurde der O-Cuff sorgfältig etwa 1 cm vom Schwanzansatz entfernt positioniert, gefolgt von der Platzierung des VPR-Cuff über dem Schwanz. Nach der 5-minütigen Eingewöhnungsphase wurden Blutdruckmessungen durchgeführt, während die Ratte bei Bewusstsein und Ruhe blieb. Jede Ratte durchlief fünf Akklimatisierungszyklen, gefolgt von zehn aufeinanderfolgenden Messzyklen, um Blutdruckdaten zu erfassen. Während des gesamten Eingriffs wurden die Tiere genau überwacht und nach Abschluss des Messprotokolls umgehend aus dem Fixier entfernt.
4. MI/RI-Operation bei Ratten
Die Ratten wurden vor der Operation 12 Stunden gefastet, mit freiem Zugang zu Wasser. Das Körpergewicht wurde vor der Narkose gemessen. Die Anästhesie wurde mit 5 % Isofluran eingeleitet und während des Eingriffs mit 2 % Isofluran aufrechterhalten. Jede Ratte wurde in Rückenlage gelegt und auf ein Heizkissen mit 37 °C eingestellt befestigt.
Die orale endotracheale Intubation erfolgte mit einem 16-G-Katheter, der sanft in die Luftröhre eingeführt und befestigt wurde. Der Katheter wurde anschließend an ein integriertes Anästhesie- und Belüftungssystem angeschlossen. Die Beatmungsparameter wurden auf eine Atemfrequenz von 70 Atemzügen pro Minute, ein Gezeitenvolumen von 8 mL/kg und ein Atmungs-Atmungsverhältnis von 1:2 eingestellt.
Elektroden wurden subkutan in die Gliedmaßen der Ratte gemäß der standardmäßigen Bleiplatzierung eingesetzt: schwarz für das rechte Vordergliedmaß, grün für das rechte Hintergliedmaß und rot für das linke Hintergliedmaß. Die Elektroden wurden an ein experimentelles System für biologische Funktionen und einen Bioverstärker angeschlossen, und die elektrokardiographische (EKG) Überwachung erfolgte mit der LabChart-Software.
Das Brusthaar der Ratte wurde rasiert und die Operationsstelle mit Alkohol desinfiziert. Es wurde ein Schnitt in die Haut auf der linken Seite des Brustbeins gemacht, der dem Herzen entspricht. Eine stumpfe Sektion wurde durchgeführt, um die Rippen freizulegen. Ein Brustretraktor wurde zwischen der dritten und vierten Rippe eingesetzt, um die Brusthöhle zu öffnen. Das Perikard wurde vorsichtig aufgerissen und getrennt, um das Herz vollständig freizulegen. Die begleitende große Herzvene wurde als Orientierungspunkt verwendet. Ungefähr 1–2 mm unterhalb des linken Vorhofanhängsels, ein 8-0 Die Naht wurde durch die epikardiale Oberfläche geführt, um die linke vordere absteigende (LAD) Koronararterie zu ligieren. An der Knotenstelle wurde ein kleines Holzrohr platziert, und ein Schlüpfknoten war befestigt, um den Blutfluss zu blockieren. Die Brusthöhle wurde dann schnell geschlossen. Die erfolgreiche Ligation wurde durch eine Erhöhung des ST-Segments im Elektrokardiogramm und sichtbare Zyanose im ischämischen Myokardbereich bestätigt.
Nach 45 Minuten Verschluss wurde der Slipknoten gelockert und das Holzrohr entfernt, um die Reperfusion einzuleiten. Luft wurde aus der Brusthöhle ausgestoßen, die dann geschlossen und genäht wurde. Die Operationsstelle wurde mit Povidon-Jod desinfiziert, womit der Eingriff abgeschlossen wurde.
Ein MI/RI-Modell wurde somit nach 24 Stunden Reperfusion etabliert. Sobald das spontane Atmen wieder aufgenommen wurde, wurde der Endotrachealschlauch entfernt und die Ratte in einen sauberen Käfig zurückgebracht.
5. Echokardiographie
Die echokardiographische Begutachtung erfolgte mit einem Farb-Doppler-Ultraschallbildgebungssystem für kleine Tiere, das mit einer L22-8K3-Hochfrequenz-Linearray-Sonde (Mittelfrequenz: 15 MHz) ausgestattet war. Die Ratten wurden mit 5 % Isofluran zur Einleitung betäubt und während des gesamten Eingriffs unter 2 % Isofluran gehalten. Jede Ratte wurde in Rückenposition gelegt und auf der chirurgischen Plattform gesichert, wobei die Temperatur bei 37 °C gehalten wurde. Der Atemzustand wurde kontinuierlich überwacht, und die Isofluran-Flussrate wurde bei Bedarf angepasst, um eine zu tiefe oder flache Anästhesie zu vermeiden, die die Genauigkeit der kardialen Ultraschallmessungen beeinträchtigen könnte.
Nach dem Rasieren des Brustbereichs wurde eine angemessene Menge Ultraschall-Kopplungsgel aufgetragen. Die Ultraschallsonde wurde über der linken vorderen Brustwand positioniert, um M-Mode-Echokardiographiebilder aus den parasternalen Langachsen- und Kurzachsenansichten des linken Ventrikels zu erhalten. Für jeden Parameter wurde der Durchschnittswert von sechs aufeinanderfolgenden Herzzyklen berechnet. Die Herzfunktion wurde durch Messung des Innendurchmessers des linken Ventrikels in der Systole (LVIDs), des linken ventrikulären Innendurchmessers in der Diastole (LVIDd), der fraktionierten Verkürzung (FS) und der Auswurffraktion (EF) bewertet.
6. MCAO-Operation bei Ratten
Die Ratten wurden vor der Operation 12 Stunden gefastet, hatten aber freien Zugang zu Wasser. Das MCAO-Modell wurde mit einer optimierten Zea-Longa-Nahtmethode entwickelt. Die Anästhesie wurde mit 5 % Isofluran eingeleitet und mit 2 % Isofluran aufrechterhalten. Sobald die Muskelentspannung beobachtet und Atmung sowie Herzfrequenz stabilisiert waren, wurden die Ratten in Rückenlage gelegt und auf ein thermostatisch gesteuertes Heizkissen gesichert.
Der Halsbereich der Ratte wurde routinemäßig rasiert und desinfiziert. Ein mittlerer Schnitt wurde leicht links vom Hals gemacht, und die Muskelschichten wurden stumpf seziert, um die linke arteriale Halsschlagader (CCA), die arteriale arteria carotis external (ECA) und internal carotis arteria (ICA) freizulegen und zu isolieren. Der ECA wurde mit feinem Nahtgewinde ligiert, und CCA und ICA wurden vorübergehend mit Arterienklammern abgeklemmt. Im ECA wurde ein Schnitt gemacht, und die Nahtembolie wurde durch die ECA-Öffnung in die CCA eingeführt. Nach dem Transsektionieren des ECA wurde er sanft nach unten gezogen, um mit dem ICA auszurichten und so einen geraden Weg für das Einfügen des Embolus zu ermöglichen. Die Embolus wurde vorsichtig in das intrakranielle Segment der ICA vorgeschoben. Das Einsetzen wurde bei leichtem Widerstand gestoppt, was auf die richtige Positionierung hindeutete. An diesem Punkt wurde der Embolus 18–20 mm von der Bifurkation von ECA und ICA aus eingesetzt, entsprechend der vordefinierten Tiefe, wobei die Spitze den Ursprung der mittleren Großhirnarterie (MCA) verschließt.
Der Durchmesser der Embolusspitze wurde basierend auf dem Körpergewicht der Ratte gewählt: 0,31–0,32 mm bei Ratten <200 g und 0,38–0,40 mm bei Ratten mit einem Gewicht von 281–330 g. Nach Bestätigung der korrekten Platzierung wurde die Embolus befestigt, Arterienklammern entfernt, der Hautschnitt genäht und die Operationsstelle mit Povidon-Jod desinfiziert.
Das erfolgreiche Einsetzen der Naht wurde durch eine Verringerung der Blutperfusion auf der betroffenen Seite um mehr als 50 % bestätigt. Nach 2 Stunden Ischämie wurde die Embolus abgezogen, um die Reperfusion einzuleiten. Nach 24 Stunden Reperfusionsverletzung wurde ein Modell für zerebrale Ischämie und Reperfusion entwickelt.
Neurologische Defizite bei Ratten wurden 24 Stunden nach MCAO mit dem Zea Longa-Bewertungssystem untersucht. Die Bewertungskriterien waren wie folgt (Tabelle 1).
Nur Ratten mit Zea-Longa-Werten von 1 bis 3 wurden in die folgenden Analysen einbezogen. Ratten mit Werten von 0 oder 4 wurden aufgrund fehlender wirksamer Okklusion bzw. übermäßiger Hirnverletzung ausgeschlossen.
7. Laser-Speckle-Kontrastbildgebung (LSCI)
Ratten wurden vor dem Experiment 12 Stunden gefastet, hatten aber freien Zugang zu Wasser. Die Anästhesie wurde mit 5 % Isofluran induziert und bei 2 % Isofluran gehalten.
Die Ratten wurden dann in Bauchlage gelegt und in einem stereotaxischen Gerät gesichert. Nach dem Rasieren und Desinfizieren der Kopfhaut wurde entlang der sagittalen Naht ein Mittellinienschnitt gemacht, um den Schädel freizulegen. Bindegewebe und Periost auf der Schädeloberfläche wurden vorsichtig entfernt. Während die Integrität der Dura Mater erhalten blieb, wurden beide Seiten des Schädels mit einem Schädelbohrer verdünnt, bis der Knochen durchsichtig wurde. Ein Schädelfenster von 8 mm × 15 mm wurde geschaffen, das es ermöglichte, kortikale Blutgefäße unter dem Mikroskop klar sichtbar zu sehen.
Das LSCI-System wurde aktiviert, und die Position des Geräts sowie die Brennweite wurden angepasst, bis das Schädelfenster klar sichtbar war. Es wurde eine Laserlichtquelle mit einer Wellenlänge von 780 nm verwendet. Der Beleuchtungsbereich wurde mit einem ladungsgekoppelten Gerät erfasst, mit einer Belichtungszeit von 15 ms und einer Bildrate von 15 Bildern pro Sekunde. Es wurde eine kontinuierliche Überwachung von 15 bis 30 Sekunden durchgeführt, um Bilder mit einer Auflösung von 1280 × 960 Pixel zu erhalten. Das System wandelte anschließend die ursprünglichen Speckle-Bilder in Blutflusskarten und quantitative Perfusionsdaten um.
Der basale zerebrale Blutfluss in den MCA-Versorgungsregionen beider Hemisphären wurde erstmals vor der Ischämie nachgewiesen. Die Kopfhaut wurde dann genäht und desinfiziert, bevor das MCAO-Verfahren begann. Die zerebrale Durchblutung in beiden Hemisphären wurde unmittelbar nach der Okklusion kontinuierlich überwacht, 2 Stunden und 24 Stunden nach der Ischämie.
Während der gesamten Überwachungsphase wurde die Narkose mit Isofluran aufrechterhalten, und das Heizkissen wurde so eingestellt, dass die Körpertemperatur der Ratte konstant bei 37 °C lag. Die Datenerhebung begann, sobald das Tier stabile Atmung und Herzfrequenz zeigte.
8. 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-Färbung
Die 2%ige (w/v) TTC-Lösung wurde hergestellt, indem 0,2 g TTC-Pulver in 10 ml phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS, pH 7,4) gelöst wurde. Die Lösung wurde in ein mit Folie umwickeltes Zentrifugenrohr übergeben, gründlich vortexiert, um eine vollständige Auflösung zu gewährleisten, und dann in ein auf 37 °C vorgeheiztes Wasserbad gegeben.
Nach 24 Stunden Reperfusion wurden die Ratten mit 5 % Isofluran betäubt und durch Exsanguination über die Bauchaorta eingeschläfert. Herz und Gehirn wurden sofort entnommen und gründlich mit 10 ml PBS ausgespült. Das Gewebe wurde 30 Minuten lang bei −40 °C gefroren, dann in Formen eingebettet und koronal von vorne nach hinten mit einer Dicke von 2–3 mm pro Schnitt durchschnitten. Die Scheiben wurden in einer 2%-TTC-Lösung inkubiert. Herzscheiben wurden 10 Minuten lang in einem 37 °C-Wasserbad mit Lichtschutz inkubiert, während Gehirnscheiben unter denselben Bedingungen 25 Minuten inkubiert wurden. Während der Inkubation wurden die Scheiben alle 5 Minuten gedreht, um eine gleichmäßige Färbung zu gewährleisten. Nach der Färbung wurden die Scheiben dreimal mit 10 ml PBS abgespült und 24 Stunden lang in 10 ml 10 % Formalin fixiert.
Nach 24 Stunden Fixierung wurden Gewebescheiben entfernt und vorsichtig mit Mull bedeckt, um überschüssige Feuchtigkeit zu entfernen. Jede Scheibe wurde auf eine transparente Glasplatte gelegt, und sowohl die Vorder- als auch die Rückseite wurden eingescannt. In den gescannten Bildern zeigten weiße Bereiche infarktes (ischämisches) Gewebe an, während rote Bereiche lebensfähiges (nicht-ischämisches) Gewebe darstellten. Die Bildanalyse wurde mit der Software ImageJ durchgeführt, um das Infarktflächenverhältnis sowohl der Myokard- als auch der Gehirnschnitte zu berechnen. Myokardinfarktfläche (%) = (Infarktfläche / Gesamtmyokardfläche) × 100%; Hirninfarktfläche (%) = (Infarktfläche auf der MCAO-Seite / Gesamtfläche der ipsilateralen Hemisphäre) × 100 %.
9. Sicherheitshinweise und Umgang mit Gefahrstoffen
Isofluran wurde in einer Dampfhaube gehandhabt, um eine Einatmungsexposition zu verhindern, und in einem kühlen, gut belüfteten Bereich gelagert. Formalin und TTC wurden mit Nitrilhandschuhen und Gesichtsmasken behandelt, um Hautkontakt und Inhalationsrisiko zu minimieren. TTC wurde als lichtempfindlich erkannt und daher in folienumwickelten Behältern gelagert und verwendet.
Der Operationsbereich wurde mit 75 % Ethanol desinfiziert, und alle Instrumente wurden 20 Minuten vor der Nutzung bei 121 °C autoklaviert. Die Bediener trugen sterile Handschuhe und Kittel, um während der gesamten Eingriffe aseptische Bedingungen aufrechtzuerhalten.
Eine postoperative Überwachung wurde alle 6 Stunden für 24 Stunden durchgeführt, um das Tierwohl zu gewährleisten. Tiere mit schwerem Leid, wie ständigem Zittern oder Mangel an Nahrung und Wasser, wurden gemäß institutionellen ethischen Richtlinien sofort eingeschläfert.
Alle TTC- und Formalinabfälle wurden in gekennzeichneten Biohazard-Behältern gesammelt und nach dem institutionellen Protokoll zur Verwaltung gefährlicher Abfälle entsorgt. Tiergewebe wurde durch die von der Universität vorgesehene Bioabfallanlage verbrannt. Kontaminierte chirurgische Materialien wurden vor der Entsorgung autoklaviert.
10. Statistische Analyse
Alle Daten wurden als Mittelwert ± SEM präsentiert. Statistische Analysen wurden mit der Software GraphPad Prism 8 durchgeführt. Die Unterschiede zwischen den vier Gruppen wurden mittels einer zweiseitigen Varianzanalyse bewertet (zweifache ANOVA; Faktoren: Hypertonie und Bewegung). Vergleiche zwischen männlichen und weiblichen Nachkommen wurden mit einem zweischwänzigen, ungepaarten Student's t-Test bewertet. Der P-Wert < 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen.