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Methodenartikel

Einpflanzung des linkventrikulären Hilfsgeräts (LVAD) bei jugenziellen Landrassenschweinen: Ein LVAD-Implantationsmodell der pädiatrischen Herzinsuffizienz

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DOI:

10.3791/69151

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16. Januar 2026

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1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Preclinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3Guangzhou First People's Hospital, The Second Affiliated Hospital of South China University of Technology, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 6Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieser Artikel stellt ein Protokoll vor, um das linke ventrikuläre Hilfsmittel (LVAD) in ein Ferkel einzupflanzen. Dieses Modell stellt eine wirkungsvolle Methode dar, um die LVAD-Einnistung bei Kindern zu untersuchen und den Mechanismus der ventrikulären Reverse-Remodellierung in der LVAD-Behandlung aufzuzeigen.

Zusammenfassung

Ein Implantationsmodell für pädiatrische linke ventrikuläre Unterstützung (LVAD) wurde entwickelt, um pädiatrische LVAD-Unterstützung zu simulieren und den Mechanismus der Herzumkehrremodellierung zu erforschen. Herzinsuffizienz (HF) ist eine weit verbreitete globale Herz-Kreislauf-Erkrankung. Die LVAD-Einnistung ist eine wesentliche Methode zur Behandlung von HF. Bestehende pädiatrische LVAD-Implantationsmodelle sind jedoch noch unterentwickelt, und der Mechanismus der LVAD-Behandlung, die zu ventrikulärer Umwandlung führt, war unklar, insbesondere bei Kindern, obwohl viele Forschungen das mögliche Ziel aufdeckten. Daher ist es notwendig, den Mechanismus zu verstehen, besonders bei Kindern. Ein gutes Modell bildet die Grundlage für die Erprobung der Funktion eines neuen pädiatrischen LVAD und zur Offenlegung des Schlüsselmechanismus. Wir entwickelten ein LVAD-Implantationsmodell junger Landrassen, das zur Annahme der pädiatrischen LVAD-Sicherheit und -wirksamkeit verwendet werden könnte. Nach der Implantation des LVAD hielt die LVAD-Pumpe über einen Monat lang einen stabilen und ununterbrochenen Blutfluss. Außerdem waren die Vitalzeichen, einschließlich der Hämodynamik, stabil und im idealen und normalen Bereich. Dieses Modell repliziert hämodynamische Zustände bei klinischen Patienten nach der LVAD-Implantation genau. Es könnte verwendet werden, um die kontinuierlichen Veränderungen nach der LVAD-Implantation nachzuverfolgen. Gleichzeitig kann es verwendet werden, um die Reaktivität und Sicherheit der LVAD-Einnistung bei Kindern offenzulegen. Dieses Protokoll ist ein einfacher und standardisierter allgemeiner Prozess, um ein Uniformisierungsmodell für die Forschung zur LVAD-Implantation bei Kindern zu erstellen.

Einleitung

Die LVAD-Therapie verbessert das Überleben bei Herzinsuffizienzpatienten und dient als Brücke zur Herztransplantation. LVAD wird seit Jahrzehnten bei Erwachsenen eingesetzt und gilt als Wiederherstellung der Herzfunktion durch die Förderung der umgekehrten Myokardremodellierung1. Die bisherige Forschung konzentrierte sich auf erwachsene LVAD-Einnistungspatienten2. Der detaillierte umgekehrte molekulare Mechanismus für die LVAD-Behandlung war jedoch beiKindern 3 Jahren noch unklar. Daher ist ein gutes Modell für die Forschung zu LVAD-Behandlungsmechanismen notwendig, das zu einer Reverse Remodeling führt. Obwohl Mausmodelle weit verbreitet in der Wirkstoffbewertung und Geräteentwicklung für Herz-Kreislauf-Erkrankungen verwendet werden, unterscheiden sich das Immunsystem, die myokardiale Kontraktilität, die Hämodynamik und der Stoffwechsel der Mäuse deutlich von denen des Menschen. Außerdem kann die Ruheherzfrequenz von Mäusen bis zu 500–600 Schläge pro Minute erreichen, was 6–10-mal so hoch ist wie bei Menschen. Es ist zu schnell, um ventrikuläre Hilfsgeräte zu implantieren. Außerdem ist die Größe des linken Ventrikels und der Blutgefäße bei Mäusen sehr klein. Es ist äußerst schwierig, Rohre zu entwerfen und zu implantieren, die ausreichend dünn, flexibel, biokompatibel und in der Lage sind, einen ausreichenden Durchfluss und niedrigen Widerstand zu gewährleisten. Daher besteht die Notwendigkeit, Tiermodelle zu entwickeln, die repräsentativer für den Menschen sind. Was das Kreislaufsystem betrifft, ähneln Schweine dem Menschen sehr, was ein gutes Modelltier für die Forschung zu menschlichen Kreislauferkrankungen oder Instrumentenimplantation sein könnte, und Schweinmodelle werden häufig in präklinischen translationalen Studien zu ventrikulären Hilfsgerätenverwendet 4,5. Unser Protokoll etablierte ein neues pädiatrisches LVAD-Implantationsmodell bei jungen jungen Landrassen-Schweinen.

Zusätzlich betrifft pädiatrische Herzinsuffizienz (PHF) 0,87–7,4 pro 100.000 Kinder6. Obwohl die Herztransplantation (HT) die Goldstandardmethode zur Behandlung von HF ist, können manche Kinder nicht sofort ein Spenderherz erhalten. Daher ist eine pädiatrische LVAD-Einnistung für die lebenserhaltenden Maßnahmen von HF-Kindern notwendig. Die LVAD-Nutzung nimmt in der Pädiatrie zu, aber diese Patienten sind oft komplex und benötigen möglicherweise eine Behandlung mit atrioventrikulärem Block7. Außerdem gibt es keine geeignete pädiatrische LVAD für HF-Kinder, und die bisherigen klinischen Ergebnisse zeigten, dass die Raten schwerer Blutungen, Schlaganfallraten, Infektionen und Nierenfunktionsstörungen höher waren als bei Erwachsenen8. In früheren kurzfristigen klinischen Studien führte der Einsatz pädiatrischer LVADs zu Problemen wie ischämischem Schlaganfall und schweren Arrhythmien, was darauf hindeutet, dass pädiatrische LVADsweiter optimiert werden müssen. Daher ist es notwendig, ein Kind-LVAD-Implantationsmodell zu erstellen. Es könnte ein wichtiges Modell für neue LVAD-Tests oder die Forschung zu Reverse-Remodeling-Mechanismen sein. Junge Landrassen-Schweine sind relativ klein und haben ein Herzgewicht von etwa 100 g, ähnlich wie bei Kindern. Sie können verwendet werden, um die Sicherheit und Wirksamkeit implantierbarer ventrikulärer Hilfsgeräte, die speziell für Kinder entwickelt wurden, zu bewerten. Daher ist die junge Landrasse ein geeigneter Stamm für die Forschung zur LVAD-Einpflanzung bei Kindern.

In diesem Artikel haben wir ein Modell für die Implantation junger Landrassen (LVAD) vorgestellt. Es könnte ein geeignetes Modell sein, um den Mechanismus des LVAD-Reverse-Remodellierungsmechanismus aufzudecken und die Sicherheit und Wirksamkeit der pädiatrischen LVAD-Implantation zu bewerten.

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Protokoll

Alle Verfahren mit Schweinen wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Fuwai Hospital, Chinesische Akademie der Medizinischen Wissenschaften, genehmigt (ethische Zulassungsnummer: 0109-1-35-ZX(X)-5). Alle unsere Experimente folgten den ARRIVE-Richtlinien. Die Versuchstiere, drei Monate alte männliche Landrassen (30–35 kg), wurden im Voraus in den Versuchseinrichtungen des Tierzentrums des Fuwai-Krankenhauses untergebracht und isoliert, um sich an die Umwelt anzupassen und Stress zu reduzieren. Die Tiere wurden präoperativ untersucht, um ihre präoperative Gesundheit sicherzustellen, und wurden aus dem Experiment ausgeschlossen, wenn sie abnormale Verhaltensmerkmale, abnormale Symptome oder Anzeichen aufwiesen. Die Versuchstiere wurden gefastet und durften vor Herztransplantation und Untersuchung nach den routinemäßigen Verfahren des Tierversuchszentrums nicht trinken.

1. Präoperative Behandlung und Vorbereitung des Versuchstiers

  1. Lass die Tiere 12 Stunden fasten und verzichte sie 4 Stunden auf Wasser vor der Operation.
  2. Vollnarkose mit Ketamin 10-20 mg/kg induzieren, IM.
  3. Stellen Sie venösen Zugang zur Ohrvene her.
    1. Legen Sie einen Tourniquet fest an der Ohrbasis an, um die Vene zu füllen.
    2. Benutze die nicht-dominante Hand, um das Ohr zu dehnen und zu stabilisieren. Halte die Katheternadel wie einen Bleistift mit deiner dominanten Hand, Abschräge nach oben, in einem Winkel von 15–30° zur Haut.
    3. Durchstiche Haut und Venenwand in einer sanften Bewegung.
    4. Nach Beobachtung von Rückblendenblut in der Kammer sollte die gesamte Baugruppe weitere 1–2 mm vorrücken. Stabilisiere dann das Stylet (Metallnadel) und führe den Kunststoffkatheter vollständig in das Gefäß.
    5. Üben Sie Druck auf die Haut über der Katheterspitze aus, um eine Blutung zu verhindern, ziehen Sie das Stylet schnell heraus und entsorgen Sie es in einem scharfen Behälter. Schließen Sie sofort eine Heparinkappe oder einen Stopphahn an.
    6. Entferne das Tourniquet von der Ohrbasis. Aspirieren Sie mit einer Spritze, um den Blutfluss zu beobachten und so die intravaskuläre Platzierung zu bestätigen. Spülen Sie langsam mit 1-2 ml Kochsalzlösung. Achten Sie auf Schwellungen rund um die Stelle, was auf Extravasation hinweist.
    7. Wickeln Sie das gesamte Ohr locker mit einem zusammenhängenden Verband um, damit die Ohrspitze sichtbar ist, um auf Ischämie zu überwachen.
  4. Verabreichen Sie Propofol (2-4 mg/kg IV) und führen Sie eine endotracheale Intubation durch.
    1. Überprüfen und bereiten Sie eine korrekt dimensionierte Endotrachealröhre, ein Laryngoskop (gerade Klinge), Stylet, Spritze, Gleitmittel, Bissblock/gerollte Gaze, Befestigungsband und Stethoskop vor.
    2. Positioniere das Schwein in einer stabilen dorsalen Liegende. Strecke den Hals aus und neige den Kopf nach hinten.
    3. Gib 100 % Sauerstoff über eine Gesichtsmaske für 3-5 Minuten, wenn möglich.
    4. Führe die Laryngoskop-Klinge in die rechte Kommissur des Mundes, schiebe sie nach vorne und verschiebe die Zunge nach links.
    5. Führe die Klinge entlang der Mittellinie der Zunge vor. Identifizieren Sie die Epiglottis und verwenden Sie dann die Spitze der Klinge, um die Epiglottis vorsichtig anzuheben und zu drücken, um die Glottis (eine vertikale Spalte) freizulegen.
    6. Wenn sich die Glottis öffnet (während der Inspiration), führt man den Endotrachealrohr (mit Stylet, falls verwendet) durch die rechte Komissure in die Luftröhre vor.
    7. Sobald der Schlauch vorgeschoben ist, stabilisieren Sie ihn und entfernen Sie vorsichtig das Stylet.
    8. Achten Sie auf Kondensation im Inneren des Rohrs und fühlen Sie nach ausgeatmeter Luft an der Öffnung des Rohrs.
    9. Pumpen Sie die Manschette des Schlauchs mit Luft mit einer Spritze auf, bis das Leck um das Rohr herum versiegelt ist.
    10. Verbinden Sie einen Kapnographen; das Vorhandensein einer regulären EtCO 2-Wellenform bestätigt die Platzierung der Tracheal.
    11. Binden Sie das Rohr an einen Bissblock und befestigen Sie die Baugruppe fest am Unterkiefer oder Oberkiefer mit Klebeband.
    12. Verbinden Sie den Endotrachealschlauch mit dem Schaltkreis der Anästhesiemaschine. Nach der endotrachealen Intubation wird das Tier in den Operationssaal gebracht.
  5. Muskelrelaxans: Nach einem IV-Bolus von 0,5 mg/kg Atracurium die Infusion bei 5–10 μg/kg/min aufrechterhalten.
  6. Erhaltungsanästhesie: Verabreichen Sie inhaliertes Isofluran mit 2-3 % und halten Sie mit Dexmedetomidin 1 U/kg und Propofol 1-2 mg/kg/h aufrecht. Verwenden Sie Succinylcholin 2 mg/kg als Muskelrelaxans (das Schwein ist nicht empfindlich gegenüber Cis-Benzol).
  7. Führen Sie eine Punktion der vorderen Vena cava durch, um den zentralvenösen Druck (CVP) zu überwachen.
    1. Taste die Jugularrinne zwischen dem vorderen Rand des Musculus sternocleidomastoideus und der Luftröhre ab.
    2. Machen Sie einen 3–4 cm langen Längsschnitt an der Verbindung des oberen und mittleren Drittels der Linie, der den Unterkieferwinkel mit dem Manubrium sterni verbindet.
    3. Haut und subkutane Faszie in mehreren Schichten scharf einschneiden.
    4. Führen Sie eine stumpfe Dissektion durch den Platysmamuskel durch, um die Halsschlagaderscheide freizulegen.
    5. Mobilisieren Sie ein 1–2 cm großes Segment der Jugularvene mit einem Erdnussdissektor.
    6. Führen Sie zwei Ligaturen unter dem isolierten Venensegment (proximale Ligatur für Traktion; distal für dauerhafte Ligatur).
    7. Führen Sie eine Venotomie durch, indem Sie mit einer Irisschere einen V-förmigen Schnitt in die vordere Venenwand zwischen den Ligaturen machen.
    8. Führen Sie den Katheter mit Abschrägung nach unten unter direkter Visualisierung ein, um eine intraluminale Platzierung sicherzustellen.
    9. Schieben Sie den Katheter 15–20 cm nach vorne, bis die obere Vena cava (SVC) erreicht wird.
    10. Bestätigen Sie die Platzierung, indem Sie dunkles venöses Blut aspirieren.
    11. Nähen Sie den Fixationsflügel mit 3-0 Seide an das subkutane Gewebe.
    12. Die Wunde schichtweise schließen (Faszie: absorbierbare Naht; Haut: unterbrochen, nicht absorbierbar).
    13. CVP-Überwachungsanlage: Anschluss in folgender Reihenfolge: Katheter, 3-Wege-Absperrhahn, Druckmesser, Monitor.
    14. Nullstellen Sie den Wandler auf Höhe des sternalen Winkels und starten Sie eine kontinuierliche Überwachung der CVP-Wellenform.
  8. Verbinden Sie das 3-Leiter-Elektrokardiogramm und erkennen Sie das Elektrokardiogramm während des gesamten Prozesses.
  9. Stellen Sie bei Bedarf Zugang zur Oberschenkelarterie zur Blutdruckmessung her.
    1. Lokalisieren Sie den femoralarteriellen Puls etwa 2–3 cm unterhalb der Mitte der Linie, die die vordere obere iliakale Wirbelsäule und den Schambintuberkel verbindet.
    2. Machen Sie einen 4–5 cm langen Längsschnitt entlang der Achse des femoralarteriellen Pulses.
    3. Schneide Haut und Unterhautfett auf und führe eine stumpfe Sektion durch die Faszie durch.
    4. Schneiden Sie die Oberschenkelscheide ein, um die Oberschenkelarterie freizulegen, und mobilisieren Sie ein 2–3 cm großes Segment der Oberschenkelarterie.
    5. Setzen Sie mikrovaskuläre Klemmen proximal und distal an.
    6. Eine transversale Arteriotomie (50 % des arteriellen Umfangs).
    7. Führe den Katheter mit einer Abschrägung nach oben um 30° ein.
    8. Führen Sie den Katheter 8–10 cm zur Aorta vor.
    9. Bestätigen Sie den pulsierenden Fluss von leuchtend rotem Blut.
    10. Nähen Sie den Katheterfixationsflügel mit 5-0 Prolene-Naht an die tiefe Faszie an.
    11. Schließe die Wunde in Schichten.
    12. Verbindungen in folgender Reihenfolge nacheinander: Katheter, 3-Wege-Absperrhahn, Druckmesser, Monitor.
    13. Positioniere den Wandler auf Höhe des rechten Vorhofs (4. Zwischenrippenraum/Mittelachsellinie).
    14. Führen Sie keine Kalibrierung durch und starten Sie eine kontinuierliche Drucküberwachung.

2. LVAD-Einnistung

  1. Führen Sie eine mediane Thorakotomie in der Rückenposition durch; Suspendiere das Perikard und fixiere es, um das Herz freizulegen.
  2. Heparinisierung: Verabreiche von Natriumheparininjektion (100 U/kg) über einen zentralvenösen Katheter. 3–5 Minuten nach der Injektion wird eine arterielle Blutprobe entnommen, um die aktivierte Gerinnungszeit (ACT) zu messen. Der ACT-Wert muss > 480 s erreichen und bei gehalten werden, bevor mit der Einrichtung eines kardiopulmonalen Bypass (CPB) begonnen wird.
  3. Einrichtung eines kardiopulmonalen Bypass-Systems
    1. Nach dem Anschluss des kardiopulmonalen Bypass-(CPB)-Schaltungsrohrs wird das System mit der vorbereiteten Priming-Lösung (Natriumlaktat-Ringer-Injektion: Tetraspan 6 % = 2:1, mit zugesetztem Heparin: 2 - 4 IU Heparin pro 1 mL Gesamtprimingvolumen, Natriumbicarbonat: 5 - 10 mmol pro 1000 ml Priming-Volumen usw.) vorbereitet.
    2. Setzen Sie zwei Taschennähte mit doppelt ausgebundenen Nähten an der ausgewählten Kanülstelle an der vorderen Wand der Aorta an.
    3. Schneiden Sie die Mitte der Nähte des Beutelstrangs ein. Führe eine 22 F große Aortenkanüle ein. Binden Sie die Taschennähte fest und fixieren Sie die Kanüle, um eine Hämostase sicherzustellen.
    4. Verbinden Sie das distale Ende der Kanüle mit der arteriellen Leitung des kardiopulmonalen Bypass-Geräts.
    5. Identifizieren Sie die Kanülestelle am rechten Vorhofanhang und setzen Sie an der ausgewählten Stelle eine einzelne doppelt armelige Naht an.
    6. Schneiden Sie die Mitte der Taschennaht mit einer Skalpellklinge ein. Führe eine 26°F-Venenkanüle ein und ziehe die Pursennaht um die Kanüle fest.
    7. Verbinden Sie die Kanüle mit der venösen Leitung der kardiopulmonalen Bypass-Maschine.
  4. Führen Sie die LVAD-Signalleitung von hinten durch den subkutanen Tunnel und verbinden Sie sie mit dem Steuergerät, um zu verhindern, dass der Pig an der Signalleitung reibt und sie nach dem späteren Aufwachen abfällt.
    1. Markiere den Punkt, an dem die Signalleitung an der Seite des Schweinschweinerückens austritt, 3–5 cm von der Mittellinie entfernt.
    2. Mach einen Schnitt in die Haut, um eine Spitze zu bilden. Verwenden Sie eine Gefäßzangen, um eine stumpfe Dissektion des subkutanen Gewebes in Richtung des vierten Zwischenrippenraums zu führen.
    3. Verwenden Sie Metallspitzen, um die Signalleitungen durch den subkutanen Tunnel zu führen. Das äußere Ende ist mit dem Controller verbunden, und das innere Ende dient als Backup für die Verbindung des LVAD.
  5. Bestimmen Sie die Position und Richtung der Mitralklappe mit Ultraschall.
    1. Positionieren Sie vorsichtig eine sterile hochfrequente lineare Array-Sonde (7–10 MHz) über der nichtvaskulären Zone des linken ventrikulären Apex, um wichtige Bildebenen zu erfassen.
    2. In der Langachsenansicht des linken Ventrikels lokalisieren Sie die Koaptationszone zwischen dem vorderen Mitralblatt (Segmente A2/A3) und dem hinteren Mitralblatt (Segmente P2/P3).
    3. In der modifizierten apikalen Vierkammeransicht wird die Sondenwinkel entlang der rechten ventrikulären freien Wand angepasst, um die gesamte Mitralklappen-Koaptationslinie sichtbar zu machen.
    4. Das Bild in der Mitte der Diastole einfrieren und dann den senkrechten Abstand vom Mittelpunkt der vorderen Mitralblatt-freien Kante bis zum Zentrum der vorgeschlagenen LVAD-Zuflusskanüle (> 15 mm) messen.
  6. Stellen Sie sicher, dass das LVAD im Voraus erfolgreich mit dem künstlichen Blutgefäß verbunden ist. Tests in normaler Kochsalzlösung stellen sicher, dass das LVAD ordnungsgemäß funktioniert und kein Austritt im künstlichen Blutgefäß vorhanden ist.
  7. Verwenden Sie einen sterilen chirurgischen Marker, um die feste Position des apikalen Rings an der Herzspitze zu zeichnen.
  8. Befestigen Sie den oberen Ring an der Apex-Position mit einem 5-0-Nahtgewinde und einer Dichtung.
  9. Entfernen Sie das Myokard im Parietalring mit einem apikalen Punch und schneiden Sie mit Pinzette und Schere, um zu verhindern, dass Fragmente in die Herzhöhle fallen.
  10. Lassen Sie die gesamte Luft aus der LVAD-Pumpe ab, indem Sie die LVAD in normales Kochsalzwasser legen, es langsam laufen lassen und mit normalem Kochsalzlösungslösungsmittel füllen.
  11. Blockieren Sie das künstliche Blut, um das Eindringen von Luft zu verhindern.
  12. Setzen Sie den LVAD-Pumpkopf in den oberen Ring ein und stellen Sie sicher, dass der Pumpenkopf in die Herzhöhle eintritt. Befestigen Sie das Schloss fest und entfernen Sie die obere Ringklemme.
  13. Bestimmen Sie die angemessene Länge des künstlichen Blutgefäßes (Durchmesser: 8 mm) vom LVAD-Pumpenkopf bis zur aufsteigenden Aorta (15–20 cm).
  14. Setzen Sie eine partielle Okklusionsklemme anterolateral auf die aufsteigende Aorta.
  15. Machen Sie einen ersten Stichschnitt mit einer Skalpellklinge 1 cm distal von der Koronarostia.
  16. Verlängern Sie den Schnitt mit einer Schere in eine ovale Form.
  17. Schneiden Sie eine schräge Öffnung (etwa 30°) aus und anastomosieren Sie das Ende der aufsteigenden Aorta, um eine Verformung des künstlichen Blutgefäßes zu vermeiden.
    1. Hintere Wand (6-Uhr-Position): Setzen Sie eine verpfändete Naht an.
    2. Vordere Wand (12-Uhr-Position): Setzen Sie eine einfache unterbrochene Naht.
    3. Vervollständigen Sie den verbleibenden Umfang mit kontinuierlicher Naht und sichern Sie die Anastomose mit chirurgischen Knoten.
      HINWEIS: Lassen Sie 10 % zusätzliche Länge im Gefäßtransplantat zu, um übermäßige Spannung zu verhindern und sicherzustellen, dass das Transplantat während seines gesamten Verlaufs unverdreht und unverknickt bleibt.
  18. Überprüfen Sie auf Blutungen und weitere Reparaturen sowie Nähen.
  19. Platzieren Sie die Ultraschallsonde auf der Oberfläche des rechten Vorhofs und führen Sie eine Ultraschalluntersuchung durch, um die Position des LVAD-Pumpenkopfes zu beobachten und sicherzustellen, dass die Position der Pumpe korrekt ist (der Einlass des LVAD zeigt direkt zur Trikuspidalklappe).
  20. Programmieren Sie den LVAD-Regler so, dass er die Zieldrehzahl (rpm) und die Durchflussrate erreicht: Passen Sie die entsprechende Drehzahl und Durchflussrate entsprechend dem Körpergewicht und dem Herzzeitvolumen des Schweins an. Erhöhen Sie allmählich die Blutflussrate ab 1,0 L/min und halten Sie den Blutdruck stabil.
  21. Setzen Sie die Ultraschallsonde auf die aufsteigende Aorta, um den Blutfluss zu untersuchen. Stellen Sie sicher, dass der Blutfluss durch das künstliche Gefäß reibungslos ist und keine erheblichen Turbulenzen in der Aorta auftreten.
  22. Setzen Sie jeweils einen Drainageschlauch in die linken und rechten Bereiche des Herzens ein und schließen Sie eine externe Unterdruck-Saugflasche an.
  23. Richten Sie das Brustbein aus und schließen Sie das Brustbein Schicht für Schicht.
    1. Führen Sie fünf 5-0-Edelstahl-Sternaldrähte mit einer 18-G-Nadelführung durch das Brustbein, wobei pro Interkostalraum ein Draht ist. Drehen Sie die Drähte nacheinander und fest vom Xiphoid in Richtung Cephalad.
    2. Approximieren Sie den Musculus pectoralis major und die Faszie mit einer kontinuierlichen 3-0 Vicryl-Naht.
    3. Schließen Sie das subkutane Gewebe mit einer vergrabenen, kontinuierlichen 2-0-Monocryl-Naht.
    4. Approximieren Sie die Haut erneut mit unterbrochenen vertikalen Matratzennähten aus 4-0 Nylon.
    5. Desinfizieren Sie die Schnittstelle mit einer Povidon-Jod-Lösung gemäß aseptischer Technik.

3. Postoperative Versorgung

  1. Nach der LVAD-Einnistung wird das Schwein zur Überwachung auf die Intensivstation gebracht. Täglich werden die Aufnahme- und Ausgabewerte erfasst, einschließlich Blutdruck und LVAD-Parametern. Betäuben Sie das Schwein mit intravenöser Propofol-Infusion und regulieren Sie die Verabreichung von vasoaktiven Substanzen (Dopamin, Isoproterenol, Noradrenalin), um die Hämodynamik in den ersten postoperativen Tagen stabil zu halten.
  2. Postoperative Schmerzbehandlung: Von 0 bis 72 Stunden nach der Operation Meloxicam verabreichen: 0,4 mg/kg durch subkutane Injektion, alle 24 Stunden. Von 72 Stunden bis 7 Tage wird Meloxicam 0,2 mg/kg oral alle 24 Stunden verabreicht.
  3. Verwenden Sie vasoaktive Mittel und regulieren Sie den geeigneten LVAD-Fluss (1/3-1/2 der normalen Herzzeitmenge), um die normale Blutflussdynamik bei Schweinen aufrechtzuerhalten.
    HINWEIS: Achten Sie auf die Beobachtung der LVAD-Signalleitungen und vermeiden Sie es, von Schweinen zertrampelt oder verheddert zu werden.
  4. Führe einen kardiologischen Ultraschall am ersten Tag, dritten Tag, siebten Tag, zweiter Woche und einmal pro Woche vor. Wenn sich fast keine Flüssigkeit um das Herz befindet, entfernen Sie die Drainagerohre.
  5. Postoperatives Antikoagulationsregime: Arterielles Blut mit einer 5-ml-Spritze aus dem Venenkatheter entnommen wird, um ACT und International Normalized Ratio (INR) zu überwachen. Für die ersten drei Tage verabreichen Sie eine intravenöse Heparin-Infusion, um den ACT bei etwa 150-200 Sekunden zu halten. Ab dem dritten Tag sollten Sie sicherstellen, dass das Schwein Warfarin (0,15–0,2 mg/kg/d) oral einnimmt und dabei einen INR zwischen 1,5 und 2 hält. Heparin einstellen, wenn der INR 1,5 erreicht.
  6. Postoperativer Antiinfektionsbehandlungsplan: Verabreichen Sie Cefazolin (25 mg/kg, alle 8 Stunden) für 5–7 Tage.
  7. Postoperative LVAD-Steuerung und Datenerfassung: Da ein kabelgebundenes LVAD-Steuersystem verwendet wird, verlassen die Signalleitungen die Rückseite des Pigs und verbinden sich mit dem Monitorcomputer. Stellen Sie daher nach der Operation sicher, dass die Signalleitungen von über dem Käfig herauskommen und für langfristige Kontrolle und Datenerfassung locker bleiben. Dies soll verhindern, dass die Signalleitungen durch die Bewegung des Schweins abgelöst werden.

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Ergebnisse

Um das Modell der LVAD-Einnistung bei Kindern zu etablieren, verwendeten wir dieses Protokoll bei einem 3 Monate alten jungen Landrace, 33,8 kg schwerem, der nach 4 Wochen Operation 2,6 kg zunahm. Landrassenschweine erreichen typischerweise die Geschlechtsreife etwa im Alter von einem Jahr. Deshalb ist es absolut ein junges Schwein. Wie Abbildung 1A zeigt, haben wir die LVAD-Einnistungsoperation gemäß dem Protokoll durchgefüh...

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Diskussion

Das junge Landrace-LVAD-Implantationsmodell lieferte eine Methode zur Erforschung des detaillierten Mechanismus von LVAD, was zu einer umgekehrten Umgestaltung führte. Es kann verwendet werden, um die kontinuierlichen dynamischen Veränderungen des Myokards nach der Einnistung eines LVAD zu verschiedenen Zeitpunkten offenzulegen. Zusätzlich ist eine Myokardbiopsie verfügbar, um die Herzveränderungen desselben Tieres zu verfolgen, was die Nutzung von Tieren verringern könnte. Außerdem ist ...

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Offenlegungen

Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde vom National Natural Science Fund for Distinguished Young Scholars of China (82125004; nach Jiangping Song) gefördert, Evaluation von Großtierversuchen für selbstentwickelte, pädiatrisch spezifische implantierbare ventrikuläre Hilfsgeräte sowie präklinische Bestätigung klinischer Durchbrüche und Etablierung diagnostischer und behandelnder Normen für Endstadium Herzinsuffizienz bei Kindern (2023YFC2706204); Frontier Biotechnology Key Project des National Key R & D Programms des Ministeriums für Wissenschaft und Technologie Chinas (2023YFC3404300; nach Jiangping Song), Sonderprojekt des Ministeriums für Wissenschaft und Technologie Chinas, unterstützt vom Staatlichen Schlüssellabor für Herz-Kreislauf-Erkrankungen, Fuwai Hospital und der Chinesischen Akademie der Medizinischen Wissenschaften (2024GZZD-03; nach Jiangping Song).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
10-Grad-Aorten-KreuzklemmeSinoviewCP40431-19Aortenokklusion
10-Grad-Aorten-KreuzklemmeSinoviewCP40431-19Aortenokklusion
30-Grad-Bogenverzweigungs-GefäßklemmeSinoviewCP40432-19
45-Grad-AortenkreuzklammerSinoviewCP40044-18
ACT-K-PatroneAbbott03P74-25ACT-Überwachung
ACT-LR ReagenzgläserMedtronic809ACT-Überwachung
Affinitätsfusions-OxygenierungssystemMedtronicBB841Herz-Lungen-Bypass
AnästhesiemaschineMindrayA9Anästhesie und andere
Apikaler Ring (Nähmanschette)Cor-Heart-Implantierte Komponente. Am Herzapex genäht, um Unterstützung und Abdichtung für die Pumpenverbindung zum Herzen zu bieten.
Arterielle KanüleMedtronic18FrHerz-Lungen-Bypass
AtrakuriumHengrui Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Atraumatische flache ZangeSureMedGF04021-25
Atraumatische flache ZangeSureMedGF04021-25
Mikrochirurgische Pinzette im Stil von Balancegriff-StiftenSinoviewFC12010-21
Junge Landrassen-SchweineInstitut für Zoologie, Chinesische Akademie der Wissenschaften, Nördliche Großtierforschungsanlage-Versuchstiere
BlutgasanalysatorE-DiagnosePT1000Anästhesie und andere
KabelzieherCor-Heart-Chirurgisches Accessoire. Wird während der Operation verwendet, um das perkutane Kabel aus dem Körper herauszuziehen.
Kardiopulmonale Bypass-SchaltungMedtronicB-HL-159Herz-Lungen-Bypass
Zentralvenöser KatheterBaihe Medical-Anästhesie und andere
Charger BaseCor-Heart-Externe Komponente. Lädt die Batterie.
CoaguChek XS PT-TeststreifenRoche4015630936854  (EAN)INR-Überwachung
KommunikationsadapterCor-Heart-Optionales externes Bauteil, wiederverwendbar. Ermöglicht die Kommunikationsverbindung zwischen Monitor und Controller.
SteckerschutzCor-Heart-Externe Komponente. Wird verwendet, um die Verbindung zwischen dem perkutanen Kabel und dem Controller-Kabel zu stärken und ein Drehen/Lockern des Steckers zu verhindern.
Steckverbinder-DichtungshülseCor-Heart-Chirurgisches Accessoire. Wird während der Operation verwendet, um den Kabelzieher mit dem perkutanen Kabel zu verbinden und die Abdichtungsstabilität sicherzustellen.
ControllerCor-Heart-Externe Komponente. Verbindet sich mit und überwacht den Betrieb der Pumpe und bietet Alarmfunktionen für Auffälligkeiten.
KernmesserCor-Heart-Chirurgisches Accessoire. Wird während der Operation verwendet, um eine Öffnung im Herzapex zu schaffen.
Gebogene ZangeSureMedGC01002-16
Gebogene ZangeSureMedGC01002-12
Gebogene ZangeSureMedGC01002-16
Einweg-Blutmikroembolie-FilterSansinFAF-2Herz-Lungen-Bypass
Einweg-Blutreservoir-FilterSansinFCR300KHerz-Lungen-Bypass
Einweg-Kardioplei-LiefersystemMedtronicXP41Herz-Lungen-Bypass
DopaminJiuan Pharmaceutical-Anästhesie und andere
EndotrachealrohrYaxin-MedizinYS-0000Anästhesie und andere
EpinephrinJinyao Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Feine SezierzangeSureMedGC01090-20
Feine SektionszangeSureMedGC01090-20
Herz-Lungen-MaschineLivaNovaS5Herz-Lungen-Bypass
HeparinNorth China Pharmaceutical-Anästhesie und andere
EiskübelSureMedGQ13018-00D
EiskübelSureMedGQ13018-00D
InfusionspumpeSino MDTSN-C8Anästhesie und andere
INRatio PT/INR TeststreifenHemoSenseREF:0100071 INR-Überwachung
Intravenöser KatheterKDL16G-26GAnästhesie und andere
IsofluraneLunan Pharmaceutical-Anästhesie und andere
IsoproterenolHarvest Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Lactated Ringers LösungKelun Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Großes BeckenSureMedGQ13033-00D
Großes BeckenSureMedGQ13033-00D
LaryngoskopHanfeiylTD-C-IIIAnästhesie und andere
Lidocain-Hydrochlorid-InjektionKelun Pharmaceutical Co., LtdH20057816
Magnesiumsulfat zur InjektionZdjt Pharmaceutical Co., LtdH20051792
Medizinische elektrische BrustsägeJingdong xijiHF-X01
Medizinische Brustbeensäge, elektrische BrustsägeJingdong xijiHF-X01
Mittelgroßer Brustbein-RetraktorSureMedGR04130-00
Modifizierte St.-Thomas-LösungSelbstgemacht-Anästhesie und andere
Monitor/ComputerCor-Heart-Optionales externes Bauteil, wiederverwendbar. Wird mit dem Controller und der ventrikulären Hilfspumpe für Aufbau und Betrieb verbunden.
Multiparameter-MonitorMindrayBenoversion N17Anästhesie und andere
Nadelschließer für Nähte mit der Bühnensaite.SureMedGR04074-00
NoradrenalinHarvest Pharmaceutical-Anästhesie und andere
AusflusskanüleCor-Heart-Implantierte Komponente. Er ist fest mit dem künstlichen Gefäß verbunden und bietet Schutz dafür.
PCL ACT-TestpatroneInstrumentierungslabor257
Pädiatrischer Brustbein-RetraktorSureMedGR04114-00
Kaliumchlorid-InjektionKelun Pharmaceutical Co., LtdH42021164
NetzteilCor-Heart-Externe Komponente. Stellt eine Stromversorgung mit dem linken Ventrikular-Assistenzsystem bereit.
ProtaminsulfatYoucare Pharmaceutical-
Purse-string-NahteinbringerSureMedGR04074-00
Wiederaufladbares Lithium-BatteriepaketCor-Heart-Externe Komponente. Versorgt das Left Ventricular Assist System (LVAS) mit Energie.
Resano atraumatische magische ZangeSinoviewFC25501-23S
Rechtwinklige PinzetteSureMedGC01110-14
Rechtwinklige PinzetteSureMedGC01089-18
Rechtwinklige KlemmeSureMedGC01110-14
Rechtwinklige KlemmeSureMedGC01089-18
Kleines BeckenSureMed-
Injektion von NatriumbicarbonatKelun Pharmaceutical Co., LtdH20043739
Natriumlaktat-Ringer-InjektionZhejiang Tianrui PharmaH20033783
Sternal-Retraktor (mittelgroß)SureMedGR04130-00
Gerade PinzetteSureMedGC01001-12
Gerade PinzetteSureMedGC01001-16
Gerade PinzetteSureMedGC01001-12
Gerade PinzetteSureMedGC01001-16
Naht 5-0 Prolene BBEthicon-
Naht Prolene Blum 4-0 SH 36Ethicon-
Nähte 2-0 Prolene Blu M SHEthicon-
Nähte BB 4-0 ProleneEthicon-
Temperatursonde3M-Anästhesie und andere
Tetraspan 6 %B. BraunL6511 (Ecobag)
MandelpinzetteSureMedGC09009-20D
Nadelhalter mit WolframkarbidSureMedGN01013-22K
Nadelhalter mit WolframkarbidSureMedGN01013-22K
Nadelhalter mit WolframkarbidSureMedGN01010-22K
VenenkanüleMedtronic28Fr, 32FrHerz-Lungen-Bypass
BeatmungsgerätMindraySV300Anästhesie und andere
Ventrikuläre AssistenzpumpeCor-Heart-Eine Art magnetische Levitations-Zentrifugalpumpe. Implantierte Komponente. Im Herzen implantiert, um die Durchblutung zu unterstützen.

Referenzen

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