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Methodenartikel

Entwicklung eines Schweinemodells zur Untersuchung der dynamischen Erhaltung und Transplantation ganzer Augentransplantationen

610 Ansichten

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DOI:

10.3791/69179

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25. November 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Engineering in Medicine and Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Shriners Children's Boston, 3Plastic Surgery Research Laboratory, Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 4Department of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, Hospices Civils de Lyon, 5Department of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, CHU de Rennes, University of Rennes, 6Faculty of Medicine and Health Sciences, University of Antwerp, 7Bioengineering Research Group, Cardiff Metropolitan University, 8Collaboration for the Advancement of Sustainable Medical Innovation, University College London, 9Division of Plastic Surgery Research, Vascularized Composite Allotransplantation Program Development, Cedars-Sinai Hospital

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Ein detailliertes und reproduzierbares Ganz-Augen-Transplantationsmodell (WET) wird beschrieben, von der chirurgischen Beschaffung bis zur Einleitung der maschinellen Perfusion, was die Untersuchung der dynamischen WET-Erhaltung bei der Transplantation ermöglicht.

Zusammenfassung

Die allererste menschliche Whole Eye Transplantation (WET) hat neue Hoffnung für Patienten geweckt, die durch schwere Augenschäden das Sehvermögen verloren haben, doch bleiben erhebliche Herausforderungen zu bewältigen, bevor die Sehwiederherstellung durch WET möglich werden kann. Unter diesen ist eine der größten Herausforderungen die ex vivo Erhaltung. Der Augapfel, insbesondere seine neuronalen Komponenten wie Netzhaut und Sehnerv, unterliegt innerhalb von Minuten eine schnelle und irreversible Degeneration, sofern nicht eine ordnungsgemäße Erhaltung gewährleistet ist. Statische Kaltspeicherung (SCS) bleibt der Goldstandard für die vaskularisierte Verbundallotransplantation (VCA), eignet sich jedoch nicht für die VET-ex-vivo-Erhaltung , da sie den Stoffwechsel nicht ausreichend unterdrücken oder unterstützen kann, was zum Verlust der Vitalität und Funktion des Transplantats führt. Die Subnormotherme Machine Perfusion (SNMP) hat sich als vielversprechende Alternative zu SCS etabliert und bietet das Potenzial, nicht nur Transplantate zu erhalten, sondern auch deren Wiederkonditionierung zu erhalten. Unsere Gruppe hat SNMP erfolgreich von der Festorgantransplantation in mehrere VCA-Modelle übersetzt und so seine Machbarkeit und Vorteile demonstriert. Darin berichten wir über die Anwendung von SNMP zur Erhaltung eines WET bei Schweinen und erläutern das anatomische Modell und das Erhaltungsprotokoll. Dieser Ansatz stellt einen bedeutenden Fortschritt bei der Optimierung von VET-Erhaltungs- und Transplantationstechniken dar.

Einleitung

Vaskularisierte Kompositallotransplantationen (VCAs) stellen einen bedeutenden Fortschritt in der rekonstruktiven Chirurgie dar und bieten unvergleichliche ästhetische und funktionelle Ergebnisse für Patienten mit komplexen Läsionen 1,2. Der augäpfelbedingte Sehverlust bleibt jedoch eine Hauptursache für Beeinträchtigungen bei Gesichtsverletzungen. Die kürzliche erste vollständige Augentransplantation (WET) hat den Patienten 3,4 neue Hoffnung geweckt. Obwohl das Sehen nicht wiederhergestellt wurde, zeigte die funktionelle Bildgebung eine kortikale Aktivierung als Reaktion auf Lichtstimulation, und die Elektroretinographie (ERG) zeigte eine abgestumpfte, aber erkennbare Photorezeptorantwort auf Licht5. Trotz außergewöhnlicher technischer Leistungen bleiben erhebliche Herausforderungen zu bewältigen, um funktionelles WET zur klinischen Realität zu machen. Der Augapfel ist sehr empfindlich gegenüber Ischämie, und Netzhaut sowie Sehnerv erleiden innerhalb von Minuten nach der warmen Ischämiezeit (WIT) eine irreversible Degeneration, sofern keine ausreichende Sauerstoffversorgung und pH-Werte6 gehalten werden. Daher stellt WET spezifische Herausforderungen im VCA-Bereich dar, und mehrere Faktoren müssen berücksichtigt werden, darunter sowohl die hinteren und vorderen Segmente als auch die extraokularen Komponenten. Insbesondere ist die Muskulatur entscheidend für erfolgreiche funktionelle Ergebnisse, da sie sehr anfällig für warme Ischämie-Verletzungen ist, die durch Ischämie-Reperfusion 7,8 weiter verschärft werden. Sauerstoffmangel führt zu Zellschäden und zur Freisetzung von schadensassoziierten molekularen Mustern (DAMPs). Nach der Reperfusion aktivieren diese DAMPs das Immunsystem des Empfängers, was eine Entzündung und Infiltration von Immunzellen auslöst. Dieses entzündliche Umfeld beschleunigt die Abstoßung, indem es Antigenpräsentation und T-Zell-Aktivierung9 fördert. Neben der Überwindung von Herausforderungen wie der Rekonnektion des Sehnervs erfordert WET optimierte ex-vivo-Perfusionstechniken, um Schäden durch WIT oder statische Kaltspeicherung (SCS) zu verhindern und schließlich die Sehwiederherstellung 5,7,9,10,11 zu erreichen.

Maschinelle Perfusion (MP) ist in der Festkörpertransplantation gut etabliert als Methode zur Vorbeugung von Ischämie-Reperfusionsverletzungen 12,13,14, wobei subnormotherme Maschinenperfusion (SNMP) in verschiedenen Modellen bessere Ergebnisse als SCS zeigt. Wir haben SNMP erfolgreich über Tiermodelle übersetzt, die vonNagetieren 18,19 bis Schweine 20,21,22 und kürzlich nichtmenschliche Primaten 23 reichen. SNMP hat nicht nur seine Wirksamkeit bei der Erhaltung von Transplantaten über längere Zeiträume bewiesen, sondern auch Potenzial bei der Rekonditionierung von Transplantaten und der Minderung von warmischämischen Verletzungen gezeigt, was eine sichere Wiederbepflanzung bis zu 24 Stunden nach derErwerbung ermöglicht. Aufgrund seiner Fähigkeit, den Zellstoffwechsel teilweise aufrechtzuerhalten, eröffnet SNMP auch neue Wege, indem die Erhaltungsphase in eine diagnostische, therapeutische und Vorkonditionierungsplattform umgewandelt wird, die in Repflanzungs- und Transplantationsprotokolle in VCA integriert werden kann. Wir haben ein optimiertes SNMP-Protokoll entwickelt, das speziell auf VCAs zugeschnitten ist, und es auf dieses herausfordernde Gesamtaugentransplantationsszenario angewendet.

In dieser Studie wird SNMP zur oxygenhaltigen, dynamischen Organerhaltung bei Umgebungstemperatur (ca. 20 °C) eingesetzt. Diese Technik verwendet eine peristaltische Pumpe und einen Sauerstoffator, um das Perfusat zu zirkulieren und mit Sauerstoff zu versorgen. Es wird ein Schweinemodell verwendet, das für Studien zur VET-Transplantation und -Erhaltung aufgrund seiner physiologischen Ähnlichkeiten mit dem Menschen, der vergleichbaren Gefäßgröße und des einzigartigen Fehlens einer lateralen Orbitalwandsehr relevant ist. Diese Eigenschaft macht sie besonders geeignet für ex-vivo-Experimente und Allotransplantationsstudien, da die arterie der externen Halsschlagader und die Augenarterie direkt miteinander verbunden sind, sodass das WET ausschließlich über die externe Halsschlagader und die Jugularvenen aufgenommen werden kann, ohne dass eine intrakranielle Dissektion für ex vivo-Experimente erforderlich ist, und in vivo Orthotope oder heterotope Replantation. Die Entnahme erfolgt nach dem Kreislauftod, wobei die Spende nach Herztodsprotokollen übereinstimmt und eine Verzögerung der Entnahme ermöglicht, bis andere feste Organe entnommen wurden. Dieses Modell untersucht daher das Potenzial von SNMP bei der Rekonditionierung hochsensibler Transplantate nach warmer Ischämie weiter und unterstützt die Entwicklung von VET-Konservierungstechniken in etablierten Transplantationslaboren, die sich bereits auf andere Organe konzentrieren und den "3-R"-Prinzipien von Verfeinerung, Reduktion und Ersatz folgen29,30. Darüber hinaus bleibt es für eine aufstrebende Beschaffung nach ähnlichen Schritten relevant. Das Ziel ist es, ein zuverlässiges Erhaltungsmodell auf Basis der äußeren Halsschlagader und der Jugularstiele zu etablieren und dessen Machbarkeit für eine dynamische Erhaltung zu bewerten. Detaillierte Verfahrensschritte werden bereitgestellt, die Korruptionsbeschaffung, Erhaltung und wichtige Aspekte der Umsetzung von SNMP umfassen.

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Protokoll

Die institutionelle Genehmigung für diese Studie wurde vom örtlichen Institutional Animal Care and Use Committee (Protokoll #2024N000205) eingeholt. Alle Tierarbeiten folgten den Richtlinien31 von Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments und entsprachen den Empfehlungen des US Army Animal Care and Use Review Office (ACURO)32. Alle WETs wurden von Schweinen beschafft, die terminale Organbeschaffungsverfahren nach den "3-R"-Prinzipien33 durchlaufen. Tiere mit einem Gewicht zwischen 30 kg und 50 kg wurden nach Erhalt von 100 IU/kg Heparin durch Exsblination eingeschläfert, und für Experimente wurden Rest-VET-Transplantate verwendet. Die rechten WETs dienten als Steuerung. Die Organentnahme erfolgte postmortal mit weniger als 180 Minuten warmer Ischämie. Siehe die Materialtabelle für Details zu allen im Protokoll verwendeten Reagenzien und Geräten.

HINWEIS: Die Daten wurden in einer Tabelle (z. B. Excel) erfasst, und statistische Analysen wurden mit einer geeigneten Statistiksoftware (z. B. GraphPad Prism) durchgeführt. Das Alpha-Risiko wurde auf 5 % gesetzt und war zweiseitig. Für jede überwachte Variable wurden der Mittelwert und der Standardfehler des Mittelwerts bestimmt. Der Spearman-Test wurde verwendet, um Korrelationen zwischen Perfusionsparametern zu untersuchen.

1. Maschinelle Perfusionsvorbereitung (1 Tag vor dem Experiment)

  1. Richte das Perfusionssystemder Maschine 34 ein (siehe Abbildung 1).
    1. Bauen Sie die Komponenten des Perfusionssystems zusammen: Pumpe, Sauerstoffator, Blasenfall, kontinuierlichen Drucksensor und Gewichtssensor.
      HINWEIS: Die Rohrlänge sollte auf das Minimum beschränkt werden, das für den Zusammenbau aller Komponenten des Setups erforderlich ist. Nach der Montage sollte man bedenken, dass die Druckkalibrierung systemspezifisch ist, insbesondere die Rohrlängen.
    2. Verbinden Sie das System als halbgeschlossenen Zirkulationskreis, um das Perfusat aus dem Reservoir in den Oxygenator und dann in den Transplantat-Inflow (Halsschlagader) zu pumpen. Der venöse Abfluss fließt zurück in das Reservoir (ergänzende Abbildung 1 und ergänzendes Video 1).
    3. Befestigen Sie den Drucksensor am Einflussrohr.
    4. Lege das Transplantat auf die dreidimensionale (3D)-gedruckte Plattform, die auf der elektronischen Waage positioniert ist.
    5. Verbinde sowohl die Waage als auch den Drucksensor mit dem Mikrocontroller.
    6. Verbinden Sie den Mikrocontroller mit dem Computer des Bedieners für Echtzeitüberwachung und kontinuierliche Datenerfassung.
    7. Bereiten Sie die Wärmebildkamera für die Temperaturmessung vor.
      HINWEIS: Gewichtsüberwachung als Ersatz für Ödembildung ist entscheidend, da sie als früher Hinweis auf eine Graft-Verletzung während der Perfusion35 dient.
  2. Reinigen Sie die Schaltungskomponenten gründlich, bevor Sie die Perfusion einleiten, und achten Sie besonders auf den Oxygenator, insbesondere wenn er mehrfach verwendet wurde.
    1. Beginnen Sie damit, alle Schläuche einzeln mit 70 % Ethanol zu spülen, dann mit sterilem deionisiertem Wasser.
    2. Bauen Sie das System zusammen und zirkulieren Sie 2 Liter steriles, deionisiertes Wasser, um den Oxygenator mit einer Durchflussrate von 50–100 mL/min zu spülen, falls er bereits verwendet wurde.
      HINWEIS: Für Studien zur Repflanzung lebender Tiere verwenden Sie einen neuen sterilen Oxygenator und sterilisieren Sie alle anderen Perfusionskomponenten mit Ethylenoxid (ETO)
  3. Bereite die perfusierte Lösung vor. Für subnormotherme Maschinenperfusion verwenden Sie eine VCA-optimierte Steen+-Lösung 24,34,36. Insgesamt verwenden Sie 1,5 L pro Transplantat, entsprechend der zuvor beschriebenendetaillierten Zusammensetzung von 34.
  4. Gib Natriumhydroxidlösung zum Perfusat hinzu, um einen pH-Wert von 7,5–7,6 zu erreichen. Setzen Sie diesen Anfangswert absichtlich hoch, da der pH-Wert während der Zirkulation sinkt, wenn sich das Carbogen-Gemisch (95 % Sauerstoff, 5 % Kohlendioxid) auflöst.
  5. Kalibrieren Sie die Gewichts- und Drucksensoren, um genaue Messungen sicherzustellen.
    1. Stellen Sie die Waage an, um das Plattformgewicht zu berücksichtigen.
    2. Um den Gefäßdruck präzise zu messen, kalibrieren Sie das System anhand des Kathetermessers und der verwendeten Durchflussrate: Messen Sie den Systemdruck für jede Kathetergröße, die bei regelmäßigen Durchflussintervallen (alle 0,5 mL Schritt, von 0 bis 20 mL/min) verwendet werden kann.
    3. Während der Experimente wird zur Berechnung des arteriellen Drucks der Kalibrierungsdruck vom gemessenen Gesamtdruck abgezogen. Die in diesen Experimenten verwendete Kalibrierungstabelle wird als Beispiel bereitgestellt (ergänzende Abbildung 2).
      HINWEIS: Die Kalibrierung ist für jede Konfiguration spezifisch. Wiederholen Sie die Kalibrierung nach jeder Änderung des Schlauchs, des Oxygenators oder des Perfusators, da diese Änderungen den Systemdruck verändern können.

2. Postmortale WET-Beschaffung

HINWEIS: Um eine Spende nach Herztod und/oder postmortaler Beschaffung zu simulieren, sollte das Tier gemäß den lokalen IACUC-Richtlinien eingeschläfert werden. Bevorzugen Sie Exsblination gegenüber intravenöser Pentobarbital-Injektion, um eine Arzneimitteltoxizität zu vermeiden, die die Studie beeinträchtigen könnte.

  1. Halte das eingeschläferte Tier in der Bauchlage. Rasieren und schrubben Sie Kopf- und Nackenbereich und legen Sie sterile Vorhänge an.
    HINWEIS: Das anatomische Modell ist in Abbildung 2 dargestellt, und eine Schritt-für-Schritt-Sektionsanleitung ist in Supplementary File 1 bereitgestellt.
  2. Zeichnen Sie die Hautmarkierungen der Klappe.
    1. Stellen Sie sicher, dass die Markierungen aus einer Linie um die Augenhöhle bestehen, 2 cm vom Augenhöhlenrand, und einem Schnitt, der 1 cm unterhalb des lateralen Kantus zum Hals verläuft.
    2. Führen Sie den Schnitt mit einem Skalpell Nr. 23 durch Haut und subkutanes Gewebe bis zum Knochen an den oberen und unteren Bereichen der Augenhöhle, einschließlich des Periosts, durch. An der vorderen und hinteren Seite der Lappe sollten Sie darauf achten, dass der Schnitt die Fasziale erreicht.
  3. Beginnen Sie mit der vorderen Seite der Augenhöhle mit einer Stevens-Schere und einer Ason-Zange.
    1. Heben Sie den Orbitinhalt in einer subperiostalen Ebene mit einem periostalen Elevator zu den Orbitalwänden an.
    2. Identifizieren und teilen Sie Strukturen in der Nähe der Augenhöhlenwand mit einem Skalpell mit Nummer 15, einschließlich der Schrägmuskelinsertionen und des venösen Plexus orbitalis, der die Augenhöhle verlässt und sich mit der Stirnvene verbindet.
      HINWEIS: Die Frontalvene entwässert in die Gesichtsvene, die zur Zeitersparnis geopfert werden kann, sofern der anastomotische Ast mit der ophthalmischen Vene erhalten bleibt.
  4. Setzen Sie die Dissektion auf der hinteren Seite der Augenhöhle fort. Mit einem Skalpell wird der Massetermuskel an seiner Jochansatzung entfernt, gefolgt vom aufsteigenden Ast des Unterkiefers mit einem Liston-Knochenschneider. Lösen Sie den Kondyl manuell auseinander, indem Sie das Unterkieferfragment nach außen drehen.
  5. Teile das Orbitalband, das vom Jochfortsatz bis zum Stirnbein reicht, um den Orbitalbereich des Musculis temporalis zu erreichen. Schneide den Musculus temporalis ab.
  6. Mit einem periostalen Elevator wird unter dem Jochbogen ein subperiostaler Tunnel in Richtung des vorderen Orbitalrandes geschaffen. Verwenden Sie eine Kolbensäge, um den Knochen zu schneiden. Identifizieren Sie die Arteria ophthalmicus, die sich im inferolateralen Teil des Orbitalkegels unter dem Musculus temporalis befindet.
  7. Entfernen Sie den Jochbogen und die antero-unteren Augenhöhlenwände mit einem Rongeur.
    HINWEIS: Diese Stufen ermöglichen den Zugang zum inferolateralen Teil des Orbitalkegels und zu seinem Gefäßpedikel.
  8. Identifizieren und sezieren Sie mit feinen Stevens-Scheren und mikrochirurgischen Zangen beide Äste der Augenarterie, wenn sie in den Orbitalinhalt eindringen.
    HINWEIS: Die meisten Gefäße (äußere Halsschlagader und oberflächliche Jugularvene) befinden sich unterhalb des Unterkiefers, mit Ausnahme der Vene im Gesicht, die oberflächlich zur Unterkiefer liegt.
  9. Nachdem die gewünschte Länge der äußeren Halsschlagader und der Halsvene isoliert wurde, wird die Dissektion durch Schnitt des Sehnervs, der Okulomotorismus und des Gefäßpedikels mit einem Skalpell abgeschlossen.

3. Vorbereitung auf die Perfusion

  1. Auf einem Beistelltisch wird die Halsschlagader mit einem mikrochirurgischen Dilatator erweitert und ein Angiokatheter eingesetzt. Sichern Sie die Kanüle mit 3-0 Seidenbändern.
    HINWEIS: In diesem Protokoll wurde für alle Arterien ein 18-G-Angiokatheter verwendet. Ist der arterielle Pedikel kurz, muss darauf geachtet werden, den Katheter nicht zu weit einzuführen, um eine selektive Kanüle nur an einem der beiden Augenzweige zu vermeiden. Die Jugularvene muss nicht kanuliert werden, es sei denn, es wird ein geschlossenes Perfusionssystem verwendet, was in diesem Protokoll nicht der Fall war.
  2. Um die Halsschlagader zu spülen, verwenden Sie eine 10-ml-Spritze, die mit einem Drucksensor ausgestattet ist, der identisch mit dem für die Perfusionsanlage verwendet wird. Verwenden Sie 10 ml Heparin (100 IE Einheiten/mL), um die Gefäße auszuwaschen, damit der Abfluss frei ist. Bleiben Sie unter 35 ± 5 mmHg, da hoher Druck zu mikrovaskulären Verletzungen und Perfusionsversagen führen kann.

4. Subnormotherme Maschinenperfusion

  1. Verbinden Sie die kanülierte Arterie des Transplantats mit dem Zuflussrohr des Perfusionssystems der Maschine und setzen Sie das Transplantat in die Skala.
  2. Starte die Pumpe, die auf 2-4 mL/min eingestellt ist.
    HINWEIS: Der Durchfluss und der Druckdruck hängen vom verwendeten Protokoll ab. Bei VCA wird ein stabiles und niedrigflüssiges Regime verwendet, um Kapillarschäden und Ödembildung zu verhindern.
  3. Bewerten Sie die Viabilitätsparameter zu jedem vordefinierten Zeitpunkt sowohl im Ein- als auch beim Ausfluss mit einer 1-mL-Spritze und analysieren Sie Proben mit dem Blutgassystem (z. B. Blutgasmetriken [pH,pCO 2, pO2, Laktate, Basenüberschuss, Bicarbonat], Glukose, Natrium, Kalium, Kalzium, Chlorid). Dies ermöglicht es uns, den Stoffwechselzustand des Transplantats gemäß den in Tabelle 1 dargestellten Gleichungen zu berechnen.
    HINWEIS: In diesem Protokoll hält die Perfusion 18 Stunden an, und Proben aus dem Ein- und Ausfluss werden stündlich für die ersten 6 Stunden und dann alle 3 Stunden für die restlichen 12 Stunden entnommen.

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Ergebnisse

Ein vorläufiger Machbarkeitstest wurde über einen 6-stündigen SNMP-Zeitraum durchgeführt, gefolgt von 2 Stunden normothermer maschineller Perfusion (NMP) mit Vollblut, um die korrekte Reperfusion des gesamten Transplantats zu prüfen und die Repflanzung zu simulieren. Während der SNMP-Phase wurde ein stetiger Ausfluss beobachtet, und die anschließende Vollblut-Reperfusionssimulation zeigte eine erfolgreiche Neufärbung des gesamten Transplantats. Die Perfusionsparameter bestätigten die Mac...

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Diskussion

Mehr als zwei Jahrzehnte nach den ersten klinischen Fällen steht VCA weiterhin vor erheblichen immunologischen und ex-vivo-Erhaltungsproblemen , was seine breite Verfügbarkeitum 37 einschränkt. Diese Herausforderungen sind im Fall von WET noch ausgeprägter, das spannende Perspektiven für die Sehwiederherstellung bietet, aber einzigartige Herausforderungen mit sich bringt, wie etwa die erfolgreiche Neuverbindung des Sehnervs, die Erhaltung der Funktionalit...

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Offenlegungen

Einige Autoren deklarieren konkurrierende Interessen. Dr. Uygun, Lellouch und Dr. Cetrulo haben Patentanmeldungen, die für diese Studie relevant sind. Dr. Korkut Uygun und Dr. Basak Uygun haben ein finanzielles Interesse an und sind Mitglied des Wissenschaftlichen Beirats von Sylvatica Biotech Inc., einem Unternehmen, das sich auf die Entwicklung von Organkonservierungstechnologien mit hohem Grad unter Nullgrad spezialisiert hat. Konkurrierende Interessen der MGH-Ermittler werden vom MGB gemäß deren Interessenkonfliktrichtlinien verwaltet. Alle übrigen Autoren geben keinen Interessenkonflikt an.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde teilweise von den National Institutes of Health im Rahmen der Auszeichnung Nr. R01AR082825 (BEU), R01EB028782 (KU), DoD RTRP RT240044 (KU, AGL, CLC), Shriners Children's 84308 (YB) und dem ARPA-H Unterzuschuss FY25.1065.001 (CLC) sowie von der National Science Foundation im Rahmen der Zuschussnummer EEC 1941543 (KU). HO und YB erhielten Fördermittel von der Fondation des Gueules Cassées. Die Unterstützung der Société Française de Chirurgie Plastique, Reconstructrice et Esthétique (SOFCPRE, Frankreich) an HO und YB wird sehr geschätzt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Adson-ZangeFeine wissenschaftliche Werkzeuge11019-12Chirurgisches Werkzeug
Affinity Pixie OxygenierungssystemMedtronicBBP241Oxygenator
Angiocath (24 G)Becton Dickinson381112Kanulationskatheter
Bovin-SerumalbuminSigma-AldrichA9647Perfusate-Komponente
CalciumchloriddihydratSigma-Aldrich223506Perfusate-Komponente
Kohlendioxid-SauerstoffLuftgasUN3156Kohlendioxid-Sauerstoff-Mix  gas 
Katheter 24 GDutscher921048Arteriekanulation
D-(+)-GlukosemonohydratSigma-Aldrich49159Perfusate-Komponente
DexamethasonSigma-AldrichD2915Perfusate-Komponente
DextranThermowissenschaftlich406271000Perfusate-Komponente
Dilatator-ZangeAROSurgisch11.946.1102Chirurgisches Werkzeug
Excel MicrosoftTabelle
Heparin-Natrium-InjektionEugia Pharma63739-953-25Perfusate-Komponente
Humulin Regular Insulin HumanLilly0002-8215-01Perfusate-Komponente
Hydrocortison-NatriumsuccinatPfizer0009-0011-03Perfusate-Komponente
LigaclipEthiconMCS20Chirurgische Gefäßclips
Liston-KnochenschneiderFeine wissenschaftliche Werkzeuge16104-19Chirurgisches Werkzeug
MagnesiumchloridhexahydratSigma-AldrichM9272Perfusate-Komponente
MasterFlex L/SCole-Parmer77200-32Walzenpumpe
Mikrochirurgische PinzetteFeine wissenschaftliche Werkzeuge11253-20Chirurgisches Werkzeug
Periostale AufzugAROSurgisch46.415.18Chirurgisches Werkzeug
Polyethylenglykol 35000Sigma-Aldrich25322-68-3Perfusate-Komponente
KaliumchloridSigma-Aldrich7447-40-7Perfusate-Komponente
Druckmesser, tragbar, PM-P-1Instrumentierung von lebendigen SystemenPM-P-1Drucksensor
Prism GraphPadv. 10.1.1Statistische Analysesoftware
Radnoti  Blasenfallen-Compliance-KammerRadnoti130149Blasenfalle
RAPIDPoint 500Siemens500Blutgassystem
Reiprocating SägeStryker5100-37Chirurgisches Werkzeug
RongeurFeine wissenschaftliche Werkzeuge16002-18Chirurgisches Werkzeug
Skalpellklinge (n15)Feine wissenschaftliche Werkzeuge10015-00Chirurgisches Werkzeug
Skalpellklinge (n23)Feine wissenschaftliche Werkzeuge10023-00Chirurgisches Werkzeug
Seidennaht 3-0EthiconP683HNaht
NatriumbicarbonatSigma-AldrichS5761Perfusate-Komponente
NatriumchloridSigma-AldrichS9888Perfusate-Komponente
NatriumhydroxidSigma-Aldrich72068Perfusate-Komponente
Natriumphosphat-Monobasique-Dihydrat  Sigma-Aldrich71505Perfusate-Komponente
Stevens-SchereAROSurgisch07.367.13Chirurgisches Werkzeug
Spritze 1 mLBD309659Probenbeschaffung
Spritze 10 mLDutscher300912Transplantatspülung
WärmebildkameraFlir Onehttps://www.flir.fr/products/flir-one-gen-3/?vertical=condition+monitoring&segment=solutionsPerfusionstemperaturüberwachung
Tubing (n° 16)Masterflex13-310-282Maschinelle Perfusionseinrichtung
Vancomycin-HydrochloridSlate Run Pharmaceuticals70436-021-82Perfusate-Komponente

Referenzen

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