Tiermodellierung
Diese Studie wurde vom Ethikausschuss des zweiten angeschlossenen Krankenhauses der Fujian-Universität für traditionelle chinesische Medizin genehmigt (Genehmigungsnummer FJPSPH-IAEC2024114) und werden gemäß den Richtlinien zum Tierschutz durchgeführt. Männliche Sprague-Dawley-Ratten mit einem Gewicht von 180–200 g wurden unter kontrollierten Bedingungen bei 22–26°C und 40–70 % Luftfeuchtigkeit untergebracht. SCI wurde durch die Allen-Gewichtsabfallmethode10 induziert: 3–4 % Isofluran-Inhalationsanästhesie, Mittellinienschnitt bei T10, Exposition der T9-T11-Segmente, Laminektomie (dura mater intakt) und Aufprall (2 mm Spitze, 0,5 m/s Geschwindigkeit, 1,3 mm Tiefe, 1 s Dauer). Scheinratten wurden ohne Auswirkungen laminektomie entfernt. Einschlusskriterien: BBB-Wert < 8 24 Stunden nach der Operation; Ausschlusskriterien: Infektion, Durchschnitt des Rückenmarks. Postoperative Versorgung: Analgesie (Buprenorphin, 0,1 mg/kg s.c., alle 12 Stunden 3 Tage), Blasenexpression (6 Stunden pro Woche 1 Stunde) und sterile Wundpflege. Die erfolgreichen Modellratten wurden zufällig einer Modellgruppe zugeteilt, und mit hohen (2,32 g/kg, n = 10), mittel- (1,16 g/kg, n = 10), niedrig dosierten (0,58 g/kg, n = 10) GLGZ-Gruppen.
Motorische Funktionsanalyse
Basso, Beattie und Bresnahan (BBB) erzielten Punkte blind. Die Ratten wurden 5 Minuten lang auf einem offenen Feld beobachtet, wobei sie Bewegungen der Hintergliedmaßengelenke, Gewichtstragung, Gang und Koordination bewerteten.
Scherwellenelastographie zur Messung der Steifigkeit des rectus femoris
Ein Doppler-Ultraschallsystem mit einer linearen Array-Sonde (18L6) wurde verwendet. Die Ratten wurden in seitliche Recumbency (muskelentspannt) platziert. SWE wurde durchgeführt, wobei die Sonde in einem 90°-Winkel zum Muskel positioniert war, in einer Tiefe von 1–2 cm. Die Interessenregion (ROI) wurde auf 0,5 × 0,5 cm festgelegt, und pro Messung wurden zehn Bilder aufgenommen. Der endgültige Steifigkeitswert stellte den Durchschnitt von drei gültigen Messungen dar. Die Scherwellengeschwindigkeit (SWV) wurde aufgezeichnet; Die grüne Qualitätskontrolle zeigte gültige Bilder11.
MRT-Untersuchung
MRT wurde mit einem 7,0T-Scanner mit einer T2-gewichteten, fettunterdrückten Sequenz und einer tierspezifischen Spirale durchgeführt. Die Erfassungsparameter waren wie folgt: Wiederholungszeit (TR) 3.800 ms, Echozeit (TE) 72 ms, Schnittdicke 1 mm, Voxelgröße 0,1 × 0,1 × 1 mm, Matrix 256 × 256, Sichtfeld (FOV) 25,6 × 25,6 mm, vier Signaldurchschnitte und Atemgating. Die Läsionsfläche wurde mit Bildverarbeitungssoftware gemessen.
Histologische Färbung
Die HE-Färbung erfolgte durch sequentielle Deparaffinisation, Rehydration, 5 Minuten Hämatoxylinfärbung, Spülen in fließendem Wasser, Differenzierung in 1 % Salzsäure-Ethanol für 30 Sekunden, 2 Minuten Eosinfärbung, Dehydrierung, Reinigen und Montage. Als visueller Kontrollpunkt zeigten gefärbte Schnitte blaue Kerne und rotes Zytoplasma.
Die Nissl-Färbung erfolgte durch Deparaffinisation, Rehydrierung, Inkubation in 0,1 % Toluidinblau bei 50–60 °C für 30 Minuten, gefolgt von Spülen mit destilliertem Wasser, Ethanoldifferenzierung, Dehydrierung, Klärung und Montierung. Als visueller Kontrollpunkt wurden dunkelblaue Nissl-Karosserien deutlich in der Scheingruppe beobachtet.
Die Luxol-Fast-Blue-Cresyl-Violettfärbung erfolgte durch Deparaffinisation, Rehydration, Inkubation in Luxol Fast Blue bei 60 °C für 2 Stunden, Spülen mit 95 % Ethanol, Differenzierung in Lithiumcarbonat für 30 Sekunden, gefolgt von 70 % Ethanol-Differenzierung, Cresyl-Violett-Gegenfärbung für 10 Minuten, Dehydrierung, Reinigen und Montage. Die Arbeitskonzentration von Kresylveilchen betrug 0,1 %. Als visueller Kontrollpunkt wurde in der Scheingruppe dunkelblaues Myelin beobachtet.
Eine multiplexe Immunfluoreszenzfärbung wurde beginnend mit Deparaffinisation, Rehydration und Antigenabnahme unter Verwendung eines Citratpuffers (pH 6,0) bei 95 °C für 20 Minuten durchgeführt. Die Abschnitte wurden 10 Minuten lang mit 3 % Wasserstoffperoxid behandelt, gefolgt von einer Blockierung mit 5 % BSA bei 37 °C für 1 Stunde. Primäre Antikörper wurden über Nacht bei 4 °C inkubiert (ASC: 1:500; Caspase-8: 1:400; RIPK3: 1:500). Nach dem Waschen mit PBS-T (0,1 % Tween-20, 3 x 5 Min) wurden Schnitte mit HRP-markierten sekundären Antikörpern (1:1000) bei 37 °C für 1 Stunde inkubiert. Anschließend wurde die Fluorochrom-Markierung angewendet: YTR520 Plus für ASC, TYR570 Plus für Caspase8 und TYR690 Plus für RIPK3 (30 Min), gefolgt von DAPI-Nuklearfärbung für 5 Minuten. Objektträger wurden montiert, und die Bildgebung erfolgte mit einem Fluoreszenzmikroskop, das auf 500 ms Belichtung, Verstärkung 1,0, Vergrößerung ×200 mg eingestellt war, wobei die Filtersätze den jeweiligen Fluorochromen entsprachen.
Bei Xylol und Ethanol wurden alle Operationen in einer Abzugshaube durchgeführt, und während der Nutzung wurden Handschuhe und Schutzbrillen getragen. Bei Färbungsreagenzien wurde direkter Hautkontakt strikt vermieden. Alle Abfallreagenzien wurden in ausgewiesenen Behältern für gefährliche Abfälle entsorgt. Für Biohazard-Materialien wurde vor der endgültigen Entsorgung eine gründliche Autoklavensterilisation durchgeführt, um eine mögliche biologische Kontamination zu verhindern.
Statistische Analyse
Einweg-ANOVA mit LSD-Post-hoc-Test wurde für Gruppenvergleiche verwendet. P < 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen.