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Methodenartikel

Manschettenfreies, nahtbasiertes zervikales Modell für sekundäre heterotopische Herztransplantation zur Bewertung der spenderspezifischen Immuntoleranz bei Mäusen

463 Ansichten

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DOI:

10.3791/69966

⸱

13. März 2026

 ,  ,  , 
1Center for Transplantation Sciences, Massachusetts General Hospital

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll stellt eine manschettenfreie, nahtbasierte heterotope zervikale Herztransplantationstechnik bei Mäusen vor, die darauf ausgelegt ist, die zuverlässige Platzierung eines zweiten heterotopen Herztransplantats zur Bewertung der donorspezifischen Immuntoleranz unter physiologischen Bedingungen mit minimaler Interferenz durch Fremdmaterial zu ermöglichen.

Zusammenfassung

Die heterotope kardiale Transplantation in der Maus ist ein gut etabliertes Modell zur Untersuchung der Abstoßung von Allotransplantaten und der Immuntoleranz. Bei Toleranzstudien ist oft die Platzierung eines zweiten heterotopischen Herztransplantats erforderlich, um die Spezifität des Spenders zu beurteilen, wobei der Halswirbelbereich einen idealen anatomischen Standort bietet. Während manschettenbasierte Techniken die vaskulären Anastomosen vereinfachen, bringen diese Methoden künstliche Materialien ein, die peri-anastomotische Entzündungen fördern, die Hämodynamik verändern und immunologische Analysen beeinträchtigen können. Darüber hinaus können Gefäßverengungen durch genetische Modifikationen, immunsuppressive Behandlungen, fortgeschrittenes Empfängeralter oder chronische experimentelle Erkrankungen die Platzierung der Manschette in Gefäßen mit kleinem Kaliber technisch erschweren. Hier präsentieren wir eine manschettenfreie, nahtbasierte Technik für die zervikale heterotopische Herztransplantation bei Mäusen. Diese Methode vermeidet den Einsatz intraluminaler Polymere, erhält den physiologischen Blutfluss und reduziert Komplikationen durch veränderte Flussdynamik. Das Protokoll umfasst eine sorgfältige Vorbereitung sowohl der Spender- als auch der Empfängergefäße, End-to-End-Mikroanastomosen der Halsschlagader und der externen Jugularvene, intraoperative Patency Assessments sowie postoperative Überwachungsstrategien. Durch die Minimierung des Einsatzes künstlicher Materialien und die Anpassung an Gefäße mit kleinem Kaliber schafft diese manschettenfreie Technik eine physiologische und reproduzierbare Grundlage für eine sekundäre Herztransplantation. Dieser Ansatz ermöglicht rigorose mechanistische Studien der donorspezifischen Toleranz in murinen kardialen Transplantationsmodellen.

Einleitung

Herztransplantation ist eine lebensrettende Intervention für Patienten mit Herzinsuffizienz im Endstadium1. Empfänger mit kardialen Allotransplantaten benötigen eine lebenslange immunsuppressive Therapie, um Abstoßung zu verhindern2. Trotz Immunsuppression bleibt das langfristige Überleben des Transplantats durch akute und chronische Abstoßung beeinträchtigt, insbesondere durch antikörpervermittelte Abstoßung (AMR) und kardiale Allograft-Vaskulopathie (CAV)3. Darüber hinaus bringen diese Behandlungsregime erhebliche Nebenwirkungen mit sich, darunter Nephrotoxizität, metabolisches Syndrom, Infektionen und Malignitäten, die sowohl das Überleben des Transplantats als auch die Patientenüberlebensrateverringern 2,4. Diese Herausforderungen unterstreichen den dringenden Bedarf an Immuntoleranz, einem Zustand, in dem das Immunsystem des Empfängers das Spendertransplantat akzeptiert, ohne eine lebenslange Immunsuppressionzu benötigen. Das Erreichen einer Toleranz würde arzneimittelbedingte Toxizitäten beseitigen, das Infektions- und Malignitätsrisiko verringern, chronische Alloimmunschäden verhindern und einen Steroidentzug ermöglichen, wodurch die Stoffwechselkontrolle verbessert und die Transplantatsfunktion erhalten bleibt. Während mehrere Toleranzstrategien in Tiermodellen vielversprechend waren, darunter gemischte Chimäre, kostimulatorische Blockade, regulatorische Zellinfusionen und gen-gezielte Ansätze, bleibt die klinische Übersetzungbegrenzt 6,7,8,9. Eine bedeutende Hürde ist der Bedarf an zuverlässigen In-vivo-Modellen, die die donorspezifischeToleranz 5 rigoros testen.

Die heterotopische Herztransplantation in der Maus ist ein leistungsstarkes und weit verbreitetes experimentelles Modell zur Untersuchung der Mechanismen der Allograft-Abstoßung und -Toleranz 10,11,12,13,14. Die Verfügbarkeit genetisch definierter Mausstämme und transgener Modelle ermöglicht eine rigorose Analyse der Immunwege, die an der Transplantationsverletzungund Regulation beteiligt sind. In Toleranzstudien ist oft eine zweite heterotopische Herztransplantation, entweder donor-matched oder von Drittanbietern, erforderlich, um die Spezifität der Spenderregulation der Immunregulation zu bewerten 13,17,18. Der Halswirbelbereich bietet einen idealen anatomischen Standort für diese zweite Transplantation, da er direkten chirurgischen Zugang, zuverlässige Überwachung des Transplantats mittels Palpation oder Bildgebung sowie eine effiziente Gewebeabnahme für nachgelagerte immunologische und histologische Analysenermöglicht 8,19. Diese Merkmale machen das zervikale Modell besonders wertvoll, um Mechanismen der Toleranzinduktion und -abstoßung in einer Vielzahl von Transplantationssettings zu untersuchen.

In den letzten drei Jahrzehnten wurden mehrere zervikale heterotopische Herztransplantationstechniken mit Nähten beschrieben. Frühe Arbeiten zeigten, dass der Hals ein geeigneter Ort für die Implantation des Transplantats und die direkte funktionelle Überwachung mit nahtbasierten End-to-End-Anastomosen zwischen den Gefäßen des Spenders und dem Halsschlagader- und Jugularsystem des Empfängers20 ist. Andere Gruppen berichteten von cuff-freien Sleeve-Konfigurationen als alternative Möglichkeit, die Donor-Lungenarterie oder Aorta an der Halsgefäßezu sichern 21. Ein neuartiges, auf Ende-zu-Seite-basiertem Halswirbelmodell wurde vorgeschlagen, um die Kontinuität der natürlichen Karotis zu erhalten und die Geometrie der standardmäßigen abdominalen End-to-Seit-Anastomose22 näherzugehen. Zusammen heben diese Ansätze die Vielseitigkeit der Zervikalstelle hervor und zeigen notwendige Abwägungen zwischen technischer Komplexität, Hämodynamik und der Menge an fremdem Material an der anastomotischen Grenzfläche auf.

Eine weit verbreitet angewandte vaskuläre anastomotische Technik bei der Maus-zervikalen Herztransplantation ist die intraluminale Manschettentechnik 23,24,25,26. Manschettenbasierte zervikale Techniken führen intraluminale Stents ein, um mikrovaskuläre Anastomosen zu vereinfachen und die technischen Erfolgsraten zu erhöhen, insbesondere bei weniger erfahrenen Mikrochirurgen 24,25,26. Während manschettenbasierte Ansätze die technische Herausforderung des Verbindens von Gefäßen vereinfachen, führt diese Technik fremdes Material in die anastomotische Stelle ein. Das Vorhandensein von Polymeren kann peri-anastomotische Entzündungen fördern, die lokale Hämodynamik verändern und möglicherweise Immunanalysenbeeinflussen 27,28. Darüber hinaus kann die Verengung der Empfängergefäße, sei es aufgrund genetisch veränderter Mausstämme, immunsuppressiver Behandlung, fortgeschrittenes Empfängeralter oder chronischer experimenteller Erkrankungen, die Platzierung der Manschette in Gefäßen mit kleinem Kaliber technisch erschweren29.

Um diese Einschränkungen zu beheben, entwickelten wir eine vollständig manschettenfreie, nahtbasierte Technik für die zervikale heterotopische Herztransplantation. In dieser Konfiguration ist die Halsschlagader des Empfängers End-to-End-Anastomose an die aufsteigende Aorta des Spenders, und die externe Vena der Empfänger der Jugularis ist End-to-End-Anastomose zum Pulmonalstamm des Spenders, was einen einfachen Ein- und Ausfluss für die koronare Perfusion ermöglicht (Abbildung 1A). Durch die Minimierung des Einsatzes von intraluminalem synthetischem Material vermeidet dieser Ansatz den direkten Kontakt zwischen Polymer und Blut an der anastomotischen Stelle und ist konzeptionell attraktiv für Studien, die sich auf lokale Immun- und Entzündungsreaktionen konzentrieren. Die Methode beinhaltet eine sorgfältige Vorbereitung sowohl der Spender- als auch der Empfängergefäße sowie der End-to-End-Mikroanastomosen der Halsschlagader und der äußeren Jugularvene. Zusätzlich werden eine intraoperative Patenzbewertung und postoperative Überwachung durchgeführt. In der Praxis wird dieses manschettenfreie zervikale Modell angewendet, wenn ein sekundäres kardiales Transplantat erforderlich ist, um die donorspezifische Toleranz nach einem Bauchtransplantat mit langfristigem Überleben zu testen, insbesondere bei transgenen oder immungeschwächten Mäusen mit kleinen Gefäßen. Die Technik erfordert jedoch auch fortgeschrittene mikrochirurgische Expertise und Zugang zu einem Operationsmikroskop; Weitere Einschränkungen im Zusammenhang mit der Karotisligatur und der Auswahl des Empfängers werden im Folgenden erläutert. Durch die Bereitstellung einer reproduzierbaren Plattform verbessert diese Technik sowohl die Zuverlässigkeit sekundärer Transplantationsmodelle als auch mechanistische Studien zur donorspezifischen Toleranz in Maussystemen. Dieses Protokoll verwendet End-to-End-Anastomosen, indem die Halsschlagader des Empfängers mit der aufsteigenden Spenderaorta und die externe Jugularvene des Empfängers mit dem pulmonalen Stamm des Spenders verbunden wird, wodurch eine robuste koronare Perfusion des Transplantats ermöglicht wird (Abbildung 1B). End-to-End-Anastomosen erzeugen ein einfaches Ein- und Ausflussmuster, das in diesem Modell zuverlässig die koronare Perfusion unterstützt.

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Protokoll

Mäuse wurden vom Jackson Laboratory gekauft. Sowohl männliche als auch weibliche Mäuse im Alter von 6 bis 10 Wochen und mit einem Gewicht von 20 bis 30 g zum Zeitpunkt der ersten abdominalen Herztransplantation wurden in diese Studie einbezogen. Spender und Empfänger wurden unter spezifischen, krankheitserregerfreien (SPF) Bedingungen in der Nagetiereinrichtung des Massachusetts General Hospital untergebracht. Alle Verfahren wurden human gemäß den NIH-Richtlinien für die Pflege und Nutzung von Labortieren durchgeführt. Alle Tierversuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) am Massachusetts General Hospital (Protokollnummer 2020N000125) genehmigt und unter dessen Aufsicht durchgeführt. Die Materialtabelle listet alle in diesem Protokoll verwendeten Reagenzien, Instrumente und Geräte auf. Vor Beginn der Experimente ist eine IACUC-Genehmigung erforderlich. Alle Mäuse gemäß institutionellen Richtlinien und geltenden regulatorischen Standards zu beherbergen und zu pflegen.

1. Vorbereitung von Tieren und Instrumenten

  1. Vor der Operation sterilisieren Sie alle Instrumente, indem Sie sie 20 Minuten lang mit gesättigtem Dampf bei 250 °F (121 °C) unter Druck aussetzen. Die erforderlichen mikrochirurgischen Instrumente sind in Abbildung 2 dargestellt. Schützen Sie die Spitzen von mikrochirurgischen Instrumenten, um Schäden zu vermeiden. Ersetzen Sie sofort kaputte oder verformte Instrumente, um optimale chirurgische Erfolgsraten zu gewährleisten.
  2. Präoperative Behandlung des Empfängers
    1. Dieses Protokoll verwendet Empfängermäuse, die zuvor mit einem abdominalen heterotopen Herztransplantat 10,11,12 implantiert wurden. Bestätigen Sie, dass die Empfänger gesund sind, dass der primäre Schnitt vollständig verheilt und frei von Infektionen ist und dass das Bauchtransplantat weiterhin schlägt. Führen Sie diese sekundäre zervikale Transplantation zwischen postoperativen Tagen (POD) 50 und 100 nach dem Bauchtransplantat durch. Verwenden Sie nur Empfänger mit einem funktionierenden Bauchtransplantat, da dies ein Toleranzprotokoll 8,17 ist.
    2. Schnell Empfängermäuse 1 bis 2 Stunden vor dem Eingriff, um das Risiko einer Aspiration zu minimieren. Geben Sie Ethiqa XR (Buprenorphin in Extended-Release 3,25 mg/kg) und Meloxicam (5 mg/kg) subkutan zur Analgesie. Ethiqa XR bietet eine anhaltende Analgesie von bis zu 72 Stundenund 30 Stunden.
  3. Spendervorbereitung
    1. Wählen Sie geschlechts- und altersgetreue Spendermäuse des entsprechenden Stamms entsprechend dem Studiendesign aus. Bei kardialen Allograft-Immuntoleranzstudien können die Spendergruppen syngene (derselbe Stamm wie der Empfänger), allogene Spender (derselbe Stamm wie der primäre abdominale Herztransplantationsspender) und allogene Dritte (unterschiedliche Stamme sowohl vom Primärspender als auch vom Empfänger) umfassen.
    2. Bestätigen Sie den Gesundheitszustand und die geeignete Eingewöhnungszeit aller Spender- und Empfängermäuse vor der Anästhesie.

2. Anästhesie

  1. Einleitung und Unterstützung der Anästhesie
    1. Anästhesie mit 1 % - 2,5 % Isofluran in Sauerstoff (1 - 2 L/min Durchfluss) mit einem Präzisionsverdampfer in einer Induktionskammer induzieren. Führen Sie die Anästhesie über einen Nasenkegel oder einen Endotrachealrohr aufrecht. Tragen Sie das veterinärmedizinische Augenmittel auf beide Augen der Maus auf, um das Austrocknen der Hornhaut unter Narkose zu verhindern.
    2. Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie durch das Fehlen eines Pedalrückzugsreflexes. Legen Sie das Tier auf ein Heizkissen, um die Körpertemperatur während des gesamten Eingriffs aufrechtzuerhalten.

3. Ernte des Spenderherzens

  1. Exposition durch Spender
    1. Legen Sie die Spendermaus in die Rückenposition und sichern Sie die Gliedmaßen mit Klebeband. Entferne Haare und desinfiziere die Haut dreimal mit 70%igen Isopropylalkoholabstrichern.
    2. Führen Sie eine Mittellinien-Laparotomie durch, gefolgt von einer Mittellinien-Sternotomie mit feiner Schere, um Bauch- und Brusthöhle freizulegen. Bewege den Darm vorsichtig auf die linke Seite mit angefeuchtetem Gaze. Legen Sie eine mit Kochsalzlösung getränkte Mullbinde unter den Darm, um die Flüssigkeitszufuhr zu erhalten.
  2. Perfusion und Spenderherzentnahme
    1. Bereiten Sie kalte, heparinisierte Kochsalzlösung (125 IU/mL) vor und geben Sie 0,2 - 0,3 mL in eine 0,5 mL Spritze.
    2. Kanylieren Sie die untere Vena cava vorsichtig mit einer 26-30-G-Nadel oder einem Katheter. Langsam 2 bis 3 ml kaltes, heparinisiertes Kochsalzlösungsmittel über 30 Sekunden perfundieren. Warte mindestens 1 bis 2 Minuten, um die Heparinisierung zu optimieren.
    3. Führen Sie eine beidseitige Thorakotomie durch, um das Herz mit maximaler Sichtbarkeit freizulegen. Trennen Sie den vorderen Thoraxkäfig von der Rückenseite und reflektieren Sie ihn nach oben, wobei Sie ihn mit einer Nadel oder Klemme sichern.
    4. Schneiden Sie das Bindegewebe zwischen der aufsteigenden Aorta (AA) und dem pulmonalen Stamm (PT; Abbildung 3A).
    5. Ligaiere die untere und obere Venae cavae mit 8 bis 0 Nylonnähten nahe dem Herzen und durchschneide die ligierten Gefäße distal zu den Ligaturen. Seziere den PT so distisch wie möglich.
    6. Verbinde die linke und rechte Lungenvene mit einer 6-0-Nylonnaht und schneide die ligaierten Gefäße distal zur Ligatur durch.
    7. Schneiden Sie das Herz heraus und erhalten Sie eine angemessene Länge der AA, indem Sie am Ursprung der Arteria brachiozephale und der PT durchschneiden. Bewahren Sie die Vorderwand der PT so lange wie möglich. Trimmen Sie AA und PT, um eine sichere Anastomose zu gewährleisten (Abbildung 3B).
    8. Setzen Sie das Herz in eine 60 mm große Zellkulturschale, die mit gekühltem Kochsalzlösungsmittel gefüllt ist, und perfundieren Sie das Spenderherz vorsichtig mit zusätzlich 1 ml kalter heparinisierter Kochsalzlösung (125 IU/mL) durch AA oder PT, um restliches Blut zu spülen. Vermeiden Sie Hochdruckinjektionen, um Myokardiödem oder Gefäßverletzungen zu verhindern. Schneiden Sie die Gefäße auf der gekühlten Platte nach Bedarf ab.
    9. Setzen Sie das Herz in eine kalte Ringer-Laktatlösung auf Eis bis zur Einnistung. Das Spenderherz wird am besten innerhalb von 90 Minuten nach Kälteischämie implantiert und sollte nicht länger als 120 Minuten erhalten bleiben.

4. Nacktraumexposition des Empfängers

  1. Schnitt und Gefäßisolierung
    1. Anästhesie mit 1 % - 2,5 % Isofluran in Sauerstoff (1 - 2 L/min Durchfluss) mit einem Präzisionsverdampfer in einer Induktionskammer induzieren. Halten Sie die Anästhesie mit einem Nasenkegel oder einem Endotrachealrohr aufrecht. Überprüfen Sie die ausreichende Tiefe der Anästhesie durch das Fehlen eines Pedalrückzugsreflexes. Injizieren Sie 0,5 ml warmes normales Kochsalzmittel subkutan in den dorsalen Bereich des Empfängers zur Flüssigkeitsansammlung.
    2. Legen Sie den Behälter auf ein Heizkissen, um die Körpertemperatur zu halten. Rasieren Sie den gesamten Gebärmutterhalsbereich. Positioniere die Maus in der Rückenposition mit dem Schwanz zum Bediener gewandt. Immobilisieren Sie Kopf, Gliedmaßen und Schwanz mit Klebeband, um eine sichere Fixierung ohne Überstreckung zu gewährleisten. Tragen Sie auf jedes Auge einen Tropfen Augenschmiermittel auf, um ein Austrocknen zu verhindern. Desinfizieren Sie die Gebärmutterhalshaut dreimal mit 70%igen Isopropylalkoholabstrichen.
    3. Machen Sie einen längsverlaufenden Hautschnitt mit einer umgekehrten T-Form über dem Hals vom Brustbein bis zum rechten Unterkieferwinkel (ergänzende Abbildung 1A).
    4. Stumpf mobilisieren Sie die rechte äußere Jugularvene (EJV) vom rechten medialen Schlüsselbein bis zu ihrem Hauptzusammenfluss. Kauterisiere und transektiere kleine Äste des EJV (Abbildung 4B).
    5. Isolieren Sie den rechten Lappen der Schilddrüse und durchschneiden Sie ihn durch Verbrennung. Durchschneiden Sie den Musculus sternomastoidus durch Kauterisierung, um die rechte Halsschlagader (CA) freizulegen.
    6. Mobilisiere die rechte CA stumpf so weit wie möglich oberhalb der Karotisbifurkation (Abbildung 4C).
    7. Legen Sie eine kleine Gefäßklemme auf den proximalen Teil der CA an. Setzen Sie eine 10-0-Nylon-Ligatur um den distalen Bereich auf Höhe der Karotisbifurkation, um den Blutfluss zu blockieren.
    8. Legen Sie eine 10-0 Nylon-Ligatur auf den proximalen Teil des EJV auf Höhe der CA-Klemme an. Sobald das EJV aufgebläht ist, stoppen Sie die Blutung von zuvor verbrannten und durchschnittenen kleinen Aststellen. Identifizieren Sie den Zusammenfluss der retromandibulären und hinteren Ohrvenen als EJV-Erweiterungen und legen Sie an dieser Mündung eine kleine Gefäßklemme an, um den Fluss zu verschließen.
  2. Vorbereitung der vaskulären Anastomose
    1. Schneide EJV und CA zwischen Ligatur und Klemme mit einer feinen Schere.
    2. Spülen Sie die Gefäßöffnungen mit Kochsalzlösung, um Blut und Gerinnsel zu entfernen. Halten Sie das Operationsfeld während des gesamten Implantationsverfahrens feucht.

5. Implantation des Transplantats

  1. Transplantateinsetzung
    1. Platzieren Sie das Spenderherztransplantat kopfüber im Halsbereich des Empfängers, wobei der PT seitlich und die aufsteigende Aorta (AA) medial ausgerichtet ist.
    2. Decken Sie das Transplantat mit einem feuchten Gaze ab, sodass PT und AA freiliegen. Gaze schützt und stabilisiert das Transplantat und verbessert die Sichtbarkeit.
  2. Blutgefäßanastomose
    1. Anastomosieren Sie den Spender-AA End-to-End-an die CA des Empfängers mit 11 bis 0 Nylonnähten per Sleeve-Technik und den AA-Oberflächenbissen des Spenders an die CA des Empfängers. Übermäßige Spannung vermeiden (Abbildung 4D).
    2. Anastomosieren Sie den Spender-PT End-to-End-an das EJV des Empfängers mit 11-0 Nylonnähten mittels Sleeve-Technik und den PT-oberflächlichen Bissen des Spenders an die EJV des Empfängers. Vermeiden Sie übermäßige Spannungen (Abbildung 4E).
    3. Entfernen Sie die distale EJV-Klemme. Entfernen Sie die proximale CA-Klemme, um die Durchblutung wiederherzustellen (Abbildung 4F). Das Transplantat sollte sich sofort mit Blut füllen, rot werden und innerhalb von 1 bis 2 Minuten zusammenziehen (Ergänzendes Video 1). Tragen Sie einige Tropfen 37 °C warme Kochsalzlösung auf das Transplantat auf, um die Kontraktilität wiederherzustellen.
    4. Komprimieren Sie die anastomotischen Stellen vorsichtig mit Baumwollspitzen, um eine Hämostase zu erreichen.
  3. Taschenverschluss
    1. Positionieren Sie das Transplantat sicher in der Halstasche, ohne die Gefäße und Luftröhre zu verdrehen oder zu komprimieren.
    2. Schließen Sie den Halswirbelschnitt mit 6 - 0 absorbierbaren Nähten und einer einfachen unterbrochenen Naht (ergänzende Abbildung 1B). Decken Sie die Operationsstelle nicht mit einem Verband ab; Lass den Bereich offen für Luft.

6. Postoperative Versorgung und Überwachung

  1. Sofortige Überwachung
    1. Bringen Sie das Tier mindestens eine Stunde in eine warme Erholungskammer. Beobachten Sie auffällige Verhaltensweisen wie Desorientierung, Zittern oder das Versäumnis, sich zu bewegen.
    2. Injiziere 0,3 ml warme, normale Kochsalzlösung subkutan zur Flüssigkeitsersatz. Bringen Sie den Empfänger in einen sterilisierten neuen Käfig, der mit Nährgel versorgt ist. Heimtransplantierte Tiere einzeln und werden erst nach vollständiger Genesung, wie normale Mobilität und Verhalten zeigen, nicht in die Gruppenunterbringung zurückgebracht.
    3. Verabreichen Sie Meloxicam (5 mg/kg, subkutan) alle 12 Stunden für 72 Stunden postoperativ. Der Chirurg und der Tierarzt untersuchen die Tiere regelmäßig während der Erholungsphase.
    4. Einen humanen Einschläfern zu lassen, wenn das Tier > 20 % Körpergewichtsverlust, starke Schwellungen an der Operationsstelle, Anzeichen einer Infektion, Lethargie oder andere Anzeichen von Belastung zeigt, wobei CO₂-Inhalation gemäß den institutionellen Richtlinien verwendet wird.

7. Experimentelle Endpunkte

  1. Gewebesammlung
    1. Entnehmen Sie Transplantate zu vorbestimmten Zeitpunkten für histopathologische oder immunologische Analysen. Für Durchflusszytometrie und Histopathologie werden Gewebe 2–3 Tage vor dem erwarteten Ende der Transplantatpulsation auf Grundlage von vorläufigen Experimenten gesammelt.
    2. Entnehmen Sie die Transplantat-, Milz-, Lymphknoten- und Blutproben, wie es das Studiendesign vorschreibt.
  2. Überlebensanalyse
    1. Rekordüberlebenszeit des Transplantats, definiert als der Tag, an dem die tastbare Pulsation aufhört. Definieren Sie das langfristige Überleben (Toleranz) bei einer sekundären zervikalen Herztransplantation als anhaltende Pulsation des Spendertransplantats über 50 Tage nach der Transplantation, wobei die Histopathologie das Fehlen großer Nekrosebereiche bestätigt.
    2. Zeichnen Sie Überlebenskurven der Transplantate mithilfe der Kaplan-Meier-Analyse auf.

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Ergebnisse

Ein schematischer Überblick über das manschettenfreie heterotopische Herztransplantationsverfahren ist in Abbildung 1 dargestellt. Die mikroskopische Ansicht der vaskulären Anastomosen ist in Abbildung 1A dargestellt, wobei die aufsteigende Spenderaorta End-to-End-Ende an die Halsschlagader des Empfängers anastomosiert ist und der Pulmonalstamm des Spenders End-to-End-Anastomose an der externen Jugularvene des Empfängers anastom...

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Diskussion

Modelle der Mausherztransplantation haben eine entscheidende Rolle bei der Förderung unseres Verständnisses der Transplantationsimmunologie gespielt. Seit der Entwicklung des ursprünglichen heterotopischen Bauchmodells werden diese Systeme verwendet, um die zellulären und molekularen Abstoßmechanismen zu charakterisieren, neuartige immunsuppressive Regime zu testen und genetische Modifikationen sowohl im Spender- als auch im Empfängerstamm

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch den Zuschuss 23CDA1049388 der American Heart Association an T.J.B. und den Zuschuss des National Institutes of Health R01AI143887 an L.V.R. unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,5 ml InsulinspritzeCovidien8881600350Subkutane Injektion
0,9 % Natriumchlorid-InjektionBD1727170103Intravenöse Injektion
10-0 NylonnahtAROSurgische InstrumenteT04A10N07-13Für mikroskopische Mäuseoperationen
11-0 NylonnahtETHICON9016GFür mikroskopische Mäuseoperationen
1-ml-SpritzeBD309659Intravenöse Injektion
30G x 1/2 NadelBD305106Intravenöse Injektion
3-ml-SpritzeBD309657Intravenöse Injektion
6-0 NylonnahtETHICONJ212HFür mikroskopische Mäuseoperationen
60 mm ZellkulturplatteFALCON353002Zur Erhaltung der Veredelung
Farbige AluminiumgehäuseFeine wissenschaftliche Werkzeuge20330-04Für mikroskopische chirurgische Instrumente bei Mäusen Desinfektion
BaumwollspitzenFisherbrand14-960-3MStopp die Blutung
Dumont #5 ZangeFeine wissenschaftliche Werkzeuge11251-20Für mikroskopische Mäuseoperationen
Ethiqa XR Buprofenor (CIII) VIREZEPTGENERIKA86084010030Analgesie 
Fein-SissorenFeine wissenschaftliche Werkzeuge15400-12Für mikroskopische Mäuseoperationen
MullschwämmeMEDLINENON25334Schützen Sie das Transplantat und die Interstine
Wärmelampe mit SockelBraintree Wissenschaftlicher FiktionHL-1BNachsorge nach der Operation
HeparinnatriumNorthstar Rxllc.72603-412-01 Intravenöse Injektion
IsofluraneBaxter Anästhesie & Kritische Pflege1001936060Zur Anästhesie 
IsopropylalkoholabstricheBD326895Desinfizieren Sie die Haut vor der Operation
MikroskopCarl Zeiss303294-9903Für mikroskopische Mäuseoperationen
Mini-TrimmerBraintree Wissenschaftlicher FiktionCLP-88Zur Haarentfernung von Mäusen
Optixcare Augengleitgel PlusAVENTIXOPX-4252Augenschmiermittel zum Augenschutz während der Operation
Pivetalalloxat (Meloxicam)PIVETAL21294589Analgesie 
Tragbares Kauterisierungsinstrumenten-SetMcKesson Argent42295143Für mikroskopische Mäuseoperationen
Ringer' s laktatgepufferte LösungThermowissenschaftlichAAJ67572APZur Erhaltung der Veredelung
Kleine Tier-HeizmatteK& H HM10Für Mäuseoperationen
Transpore White Surgical Tape3M7100115870Richten Sie während des Eingriffs Gliedmaßen, Kopf und Schwanz von Mäusen
GefäßklemmeFeine wissenschaftliche Werkzeuge00398-02Für mikroskopische Mäuseoperationen

Referenzen

  1. Johnson, M., et al. Heart transplantation in the United States, 1999-2008. Am J Transplantat. 10 (4), 1035-1046 (2010).
  2. Nelson, J., et al. Consensus recommendations for use of maintenance immunosuppression in solid organ transplantation: Endorsed by the American College of Clinical Pharmacy, American Society of Transplantation, and the International Society for Heart and Lung Transplantation. Pharmacother J Human Pharmacol Drug Ther. 42 (8), 599-633 (2022).
  3. Colvin, M. M., et al. Antibody-mediated rejection in cardiac transplantation: Emerging knowledge in diagnosis and management: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 131 (18), 1608-1639 (2015).
  4. Neuberger, J. M., et al. Practical recommendations for long-term management of modifiable risks in kidney and liver transplant recipients: A guidance report and clinical checklist by the consensus on managing modifiable risk in transplantation (commit) group. Transplantation. 101 (4S), S1-S56 (2017).
  5. Ezekian, B., et al. Contemporary strategies and barriers to transplantation tolerance. Transplantation. 102 (8), 1213-1222 (2018).
  6. Lee, K. M., et al. Tgf-β-producing regulatory b cells induce regulatory t cells and promote transplantation tolerance. Eur J Immunol. 44 (6), 1728-1736 (2014).
  7. Kawai, T., et al. Cd154 blockade for induction of mixed chimerism and prolonged renal allograft survival in nonhuman primates. Am J Transplantat. 4 (9), 1391-1398 (2004).
  8. Borges, T. J., et al. Overexpression of pd-1 on t cells promotes tolerance in cardiac transplantation via icos-dependent mechanisms. JCI Insight. 6 (24), e142909(2021).
  9. Liao, M., et al. Pd-l1 on ex-vivo expanded toll-like-receptor-bregs prevents allograft rejection by breg viability promotion, cd4(+)t effector cell suppression, and tregs induction. Am J Transplant. , (2025).
  10. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. J Vis Exp. (6), e238(2007).
  11. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine Heterotop Heart Transplant Tech. J Vis Exp. (89), e51511(2014).
  12. Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. J Vis Exp. (88), e51423(2014).
  13. Yang, C., et al. Kidney-induced systemic tolerance of heart allografts in mice. JCI Insight. 5 (18), e139331(2020).
  14. Yin, D., et al. A half-century of heterotopic heart transplantation in mice: The spearhead of immunology research. Transplantology. 5 (4), 298-311 (2024).
  15. Lee, K. M., et al. Suppression of allograft rejection by regulatory B cells induced via TLR signaling. JCI Insight. 7 (17), e152213(2022).
  16. Liao, M., et al. Marchf1 deficiency attenuates antibody-mediated rejection by modulating b cell responses. Am J Transplantat. 25 (8), S312(2025).
  17. Borges, T. J., et al. The inhibitory receptor siglec-e controls antigen-presenting cell activation and t cell-mediated transplant rejection. Sci Translat Med. 17 (797), eads2694(2025).
  18. Efe, O., et al. A humanized il-2 mutein expands tregs and prolongs transplant survival in preclinical models. J Clin Investigat. 134 (5), e173107(2024).
  19. Mendiola Pla, M., Milano, C. A., Glass, C., Bowles, D. E., Wendell, D. C. Cardiac magnetic resonance imaging characterization of acute rejection in a porcine heterotopic heart transplantation model. Plos one. 19 (6), e0304588(2024).
  20. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  21. Fang, J., et al. A simplified two-stitch sleeve technique for arterial anastomosis of cervical heterotopic cardiac transplantation in mice. Am J Translat Res. 5 (5), 521(2013).
  22. Dun, H., et al. Cervical heterotopic heart transplantation in mice using a novel suture technique. JHLT open. 7, 100164(2025).
  23. Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. J Vis Exp. (102), e52907(2015).
  24. Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. J Vis Exp. (180), e63504(2022).
  25. Li, W., et al. Mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs. J Vis Exp. (184), e64089(2022).
  26. Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-897 (1991).
  27. Rosendorf, J., et al. Experimental fortification of intestinal anastomoses with nanofibrous materials in a large animal model. Sci Rep. 10 (1), 1134(2020).
  28. Lazar, K. M., Shetty, S., Chilkoti, A., Collier, J. H. Immune-active polymeric materials for the treatment of inflammatory diseases. Curr Opin Colloid Interf Sci. 67, 101726(2023).
  29. Elezaby, A., Dexheimer, R., Sallam, K. Cardiovascular effects of immunosuppression agents. Front Cardiovasc Med. 9, 981838(2022).
  30. Chan, G., Si, C., Nichols, M. R., Kennedy, L. Assessment of the safety and efficacy of pre-emptive use of extended-release buprenorphine for mouse laparotomy. J Am Assoc Lab Animal Sci. 61 (4), 381-387 (2022).
  31. Mendes, D. M., Borges, T., Riella, L. Oral tributyrate promotes treg-mediated immune modulation and prolongs allograft survival in murine transplant models. Am J Transplantat. 25 (8), S243-S244 (2025).
  32. Miller, C. L., Madsen, J. C. Targeting il-6 to prevent cardiac allograft rejection. Am J Transplantat. 22, 12-17 (2022).
  33. Schmitz, R., et al. B cells in transplant tolerance and rejection: Friends or foes. Transpl Int. 33 (1), 30-40 (2020).
  34. Fillinger, M. F., Kerns, D. B., Bruch, D., Reinitz, E. R., Schwartz, R. A. Does the end-to-end venous anastomosis offer a functional advantage over the end-to-side venous anastomosis in high-output arteriovenous grafts. J Vasc Surg. 12 (6), 676-690 (1990).
  35. Ribaudo, J. G., et al. Sutureless vascular anastomotic approaches and their potential impacts. Bioact Mater. 38, 73-94 (2024).
  36. Alghoul, M. S., et al. From simple interrupted to complex spiral: A systematic review of various suture techniques for microvascular anastomoses. Microsurgery. 31 (1), 72-80 (2011).

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