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Methodenartikel

Ein Mausmodell der nekrotisierenden Hautinfektion von Streptococcus pyogenes

321 Ansichten

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DOI:

10.3791/70159

⸱

6. März 2026

 , 
1Department of Biomedical Sciences, Joan C. Edwards School of Medicine, Marshall University, 2Department of Molecular Microbiology, Center for Women's Infectious Disease Research, Washington University School of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein Modell für die subkutane Mausinfektion für Streptococcus pyogenes , das eine unabhängige Quantifizierung der bakteriellen Belastung und des Fortschreitens der Läsion ermöglicht. Die Methode bietet eine standardisierte und reproduzierbare Plattform zur Bewertung der Rolle bakterieller Virulenzfaktoren, Wirts-Immunantworten oder therapeutischer Interventionen zur Reduzierung von Gewebeschäden.

Zusammenfassung

Streptococcus pyogenes ist ein menschlicher Erreger, der schwere nekrotisierende Weichteilinfektionen verursacht, die durch schnelle und umfangreiche Gewebezerstörung gekennzeichnet sind. Eine zentrale Herausforderung bei der Untersuchung dieser Infektionen ist das Fehlen experimenteller Modelle, die eine unabhängige Bewertung bakterieller Replikation und wirtsvermittelter Gewebeschäden ermöglichen. Dieser Artikel präsentiert ein standardisiertes und reproduzierbares musines subkutanes Modell der nekrotisierenden Hautinfektion von S. pyogenes , das darauf ausgelegt ist, diese Einschränkung zu überwinden. Das Protokoll beschreibt die Herstellung eines logaritmischen bakteriellen Inokulums, eine subkutane Infektion von Mäusen und die longitudinale Überwachung der Läsionenentwicklung. Wichtige Schritte umfassen die Sonikation von Bakterienkulturen zur Standardisierung der Kettenlänge, digitale Bildgebung von Läsionen zur quantitativen Analyse des Geschwürbereichs sowie die Bestimmung der bakteriellen Belastung durch Gewebehomogenisierung und Panzerung. Dieses vielseitige Modell kann leicht angepasst werden, um die Auswirkungen spezifischer bakterieller Gene, Wirtsfaktoren oder therapeutischer Interventionen auf den Infektionsverlauf und die Gewebepathologie zu bewerten. Durch die Möglichkeit einer reproduzierbaren und quantitativen Bewertung sowohl bakterieller als auch wirtswerter Parameter bietet diese Methode eine robuste Basis, um die Pathogenese zu untersuchen und Strategien zur Begrenzung von Gewebeschäden während invasiver Streptokokkeninfektion zu begrenzen.

Einleitung

Streptococcus pyogenes (Gruppe A Streptococcus, GAS) ist ein bedeutender menschlicher Erreger, der nekrotisierende Weichteilinfektionen (NSTIs)1 verursacht, was zur schnellen Zerstörung von Haut und darunterliegendem Gewebeführt. Die Untersuchung der Pathogenese dieser Infektionen erfordert Tiermodelle, die lokale Gewebeschäden nachbilden und gleichzeitig eine unabhängige Bewertung der bakteriellen Replikation und der wirtsvermitteltenPathologie ermöglichen. Viele traditionelle Infektionsmodelle, wie systemische Impfungen oder In-vitro-Zellkultursysteme, sind in ihrer Fähigkeit, bakterielle Belastung von Gewebeschäden zu trennen, eingeschränkt, was es schwierig macht, die spezifischen Beiträge von Virulenzfaktoren oder Wirtsreaktionen zu bewerten6.

Das übergeordnete Ziel dieser Methode ist es, ein standardisiertes und reproduzierbares subkutanes Modell der nekrotisierenden Hautinfektion von S. pyogenes bereitzustellen. Die Begründung für diese Technik ist, ein handhabbares in vivo-System zu etablieren, das die Pathogenreplikation von wirtsvermittelten Gewebeschäden entkoppelt. Dieses Modell ist hochgradig anpassungsfähig an gängige Labormäusestämme. Während der SKH1 (haarlose) Stamm oft zur Erleichterung der Überwachungder Läsion 7,8 verwendet wird, wirkt das Protokoll effektiv bei behaarten Stämmen (z. B. C57BL/6J) nach der Enthärtung. Veröffentlichte Berichte verwenden typischerweise entweder ein Geschlecht oder ein einzelnes Geschlecht (oft weiblich) und finden häufig eine ähnliche Läsionsfläche bzw. bakterielle Belastung unter den spezifischen experimentellen Bedingungen; allerdings können der genetische Hintergrund des Wirts und das Geschlecht in bestimmten Situationen die Schwere der GAS-Krankheit beeinflussen und sollten bei der Planung von Experimenten und der Analyseder Ergebnisse berücksichtigt werden. Ein wesentlicher Vorteil dieses Modells gegenüber Alternativen ist seine Fähigkeit zur longitudinalen Überwachung einer lokalisierten Läsion, was eine präzise, unabhängige Quantifizierung des Geschwürbereichs und der bakteriellen Belastung desselben Tieres über die Zeit ermöglicht. Mit einem entsprechend gewählten Inokulum und Stamm sind subkutane Infektionen oft lokalisiert und ermöglichen die Untersuchung des Fortschreitens und der Heilung der Läsionen. Ob die Infektion lokal bleibt, hängt jedoch vom Stamm, Inokulum und Wirt ab: Bestimmte klinische Isolate (oder Stämme, die CovRS-Mutationen entwickeln) und ausreichend große Inokula können sich verbreiten und Bakteriämie oder tödliche Krankheiten bei immunkompetenten Mäusenverursachen. Autoren sollten Stamm, Inokulum, Route und etwaige Wirtsmodifikationen angeben und das Inokula bei der Anpassung des Modells an ein neues Isolat titrieren. Dieser Ansatz ist hochgradig reproduzierbar, zugänglich und mit verschiedenen nachgelagerten Analysen, einschließlich Histologie und Immunprofilierung, kompatibel.

Das Protokoll wurde auf mehrere GAS-Stämme angewendet (einschließlich M1-Typ-Isolate wie HSC511 und andere M1T1 10,12) sowie auf klinische NSTI-Isolate. Da sich Virulenzphänotypen zwischen EMM-Typen und einzelnen Isolatenunterscheiden, sollten Forscher empirisch das Inokulum optimieren und die systemische Ausbreitung überwachen, wenn das Protokoll auf neue Stämme übertragen wird.

Dieses Protokoll ist geeignet für Forscher der mikrobiellen Pathogenese, Immunologie und translationalen Forschung, die bakterielle Virulenz, Wirtsimmunantworten oder neuartige therapeutische Strategien zur Gewebeerhaltung während invasiver Infektionen untersuchen möchten. Sein standardisiertes, quantitatives Design ermöglicht eine rigorose Bewertung von Interventionen und bietet eine vielseitige Plattform zur Untersuchung des Zusammenspiels zwischen Pathogenreplikation und wirtvermittelter Gewebeverletzung.

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Protokoll

Alle Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit dem Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) und der Animal Resource Facility der Marshall University School of Medicine durchgeführt. Alle Verfahren mit Streptococcus pyogenes wurden in der von der PHS sicheren, AAALAC-akkreditierten Tiereinrichtung unter Biosicherheitsstufe 2 (BSL-2) gemäß institutionellen Biosicherheitsprotokollen durchgeführt. Der experimentelle Workflow ist in Abbildung 1 dargestellt.

HINWEIS: Spezifische Angaben zu Reagenzien, Materialien und Ausrüstung finden Sie in der Materialtabelle.

1. Herstellung von Bakterien für das Inokulum

  1. Bereiten Sie eine Übernachtkultur vor, indem Sie Streptococcus pyogenes HSC5 aus einer gefrorenen Brühe in 10,5 mL C-Medium impfen (0,5 % Pepton, 1,5 % Hefeextrakt, 10 mM K2, HPO4, 0,4 mM MgSO4 und 17 mM NaCl). Statisch bei 37 °C für 16–20 Stunden inkubieren.
  2. Messen Sie die optische Dichte bei 600 nm (OD600) der Nachtkultur. Zentrifugiere 10 ml Kultur bei 6.000 x g für 5 Minuten bei Raumtemperatur.
  3. Ziehen Sie das bakterielle Pellet in 0,5 ml frischer, vorgewärmter Todd Hewitt-Brühe mit 1% Hefeextrakt wieder auf.
  4. Inokulieren Sie 50 ml vorgewärmte Todd-Hewitt-Brühe, ergänzt mit 1%-Hefeextrakt in einem konischen Röhrchen, wobei die resuspendierten Bakterien auf einen Anfangs-OD600 von 0,05 anfangen.
  5. Inkubieren Sie das Rohr bei 37 °C ohne zu schütteln. Überwache den OD600 alle 30 Minuten.
  6. Die Bakterien werden geerntet, wenn die Kultur einen OD600 von ~0,200 durch Zentrifugation bei 6.000 x g für 5 Minuten bei 4 °C erreicht.
  7. Entsorgen Sie das Supernatant und lassen Sie das Pellet in 10 mL eiskalter, steriler phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) wieder suspendieren.
  8. Zentrifugieren Sie die Suspension erneut bei 6.000 x g für 5 Minuten bei 4 °C. Die endgültige Kugel in 1 ml eiskalter, steriler PBS-Lösung wieder suspendieren. Lass die Federung auf Eis.
    HINWEIS: Diese konzentrierte bakterielle Suspension kann bis zu 30 Minuten auf Eis gehalten werden, bevor mit der Sonikation übergefahren wird.

2. Standardisierung der Bakterienkonzentration

  1. Übertragen Sie die 1 ml bakterielle Suspension in ein Mikrozentrifugenrohr. Sonikieren Sie die Suspension auf Eis mit einem Becherhorn-Sonikator, um lange Ketten von S. pyogenes zu durchbrechen.
    VORSICHT: Tragen Sie während der Sonikation einen geeigneten Gehörschutz. Das Verfahren erzeugt hochfrequente Geräusche, die Hörschäden verursachen können.
  2. Stellen Sie den Sonikator so ein, dass er 5 Zyklen von 1-minütigen Impulsen liefert (abhängig von den Sonikatoren). Um eine effektive Kettenunterbrechung zu bestätigen, legen Sie einen 10-μL-Tropfen der sonizierten Suspension auf einen Objektträger, decken Sie mit einem Deckmantel ab und visualisieren Sie unter 40X.
    HINWEIS: Das Ziel der Sonikation ist es, lange Ketten überwiegend auf kurze Ketten (idealerweise 1–4 Zellen pro Kette) und einzelne Kokken zu reduzieren. Wenn lange Ketten (>10 Zellen) weiterhin vorhanden sind, wiederholen Sie den Sonikationszyklus.
  3. Bereiten Sie eine 1:100-Verdünnung der sonikierten Bakterien in steriler PBS-Lösung vor.
  4. Laden Sie 10 μL der verdünnten Bakterien auf eine Zählkammer/bakterielles Hämozyometer.
  5. Zählen Sie die Anzahl der Bakterienketten in 10 großen Quadraten der Kammer unter dem Mikroskop.
  6. Berechnen Sie die bakterielle Konzentration in koloniebildenden Einheiten pro ml (CFU/mL) mit der Formel: Konzentration = (Gesamtanzahl / 10) × Verdünnungsfaktor × 1,25 × 106.
    HINWEIS: Jede Kette von Bakterienzellen wird als eine einzelne CFU gezählt.
  7. Verdünnen Sie den sonizierten bakteriellen Bestand mit eiskalten PBS auf eine endgültige Arbeitskonzentration von 1 × 108 CFU/ml.

3. Subkutane Infektion von Mäusen

  1. Einen Tag vor der Infektion rasieren Sie die linke Hinterseite jeder Maus. Verwenden Sie einen elektrischen Haarschneider, um alle Haare aus einem Bereich von etwa 2 cm x 2 cm vollständig zu entfernen.
  2. Betäuben Sie eine Maus in einer Induktionskammer (4 % Induktion, 1,5 % Erhaltungsisofluran). Um die Synchronisation der Infektion aufrechtzuerhalten, werden die Mäuse in kleinen, handhabbaren Chargen verarbeitet (z. B. 5–10 Mäuse pro Charge).
  3. Mit einer 1-ml-Spritze, die mit einer 27-G-Nadel versehen ist, entnehmen Sie 100 μL des bakteriellen Inokulums.
  4. Entfernen Sie die Maus aus der Isoflurankammer und führen Sie die Nadel sofort subkutan in die rasierte Hinterseite der anästhesierten Maus mit dem Fasen nach oben.
  5. Injizieren Sie das gesamte 100-μL-Volumen langsam, um einen lokalisierten Bleb zu erzeugen. Zieh die Nadel zurück.
  6. Bringen Sie die Maus zurück in ihren Käfig und überwachen Sie, bis sie vollständig von der Narkose erholt ist.
  7. Wiederholen Sie die Schritte 3.2-3.5 für alle Mäuse in der experimentellen Kohorte.
  8. Bereite serielle 10-fache Verdünnungen des verbleibenden bakteriellen Inokulums in PBS vor.
  9. Punktplatte 5 μL jeder Verdünnung auf Agarplatten. Inkubieren Sie die Platten anaerob über Nacht bei 37 °C, um die abgegebene Dosis zu bestätigen.

4. Langfristige Überwachung des Infektionsverlaufs

  1. Überwachen Sie alle infizierten Mäuse mindestens einmal täglich auf Anzeichen von Beschwerden. Halten Sie sich an etablierte humane Endpunkte, die besonders wichtig sind, wenn man hypervirulente Stämme oder immungeschwächte Wirte verwendet.
  2. Betäuben Sie jede Maus nach dem in Schritt 3.2 beschriebenen Verfahren.
  3. Nehmen Sie die Maus aus der Isoflurankammer und legen Sie sie auf die Seite neben ein Identifikationsetikett. Um die Längsverfolgung einzelner Mäuse zu ermöglichen, markieren Sie jedes Tier vor Beginn des Experiments (z. B. Ohr-Punch, Ohr-Tag).
  4. Machen Sie ein digitales Foto des Läsionsbereichs mit einer Kamera, die direkt über der Maus montiert ist.
  5. Öffnen Sie das digitale Bild in der Bildanalysesoftware (ImageJ/Fiji). Wählen Sie das Werkzeug Freihandauswahlen in der Symbolleiste aus.
  6. Zeichnen Sie manuell den Umfang des sichtbaren Geschwürs im Bild nach.
  7. Öffnen Sie das Menü Analysieren und wählen Sie Messen , um die Fläche innerhalb des nachgezeichneten Umfangs zu berechnen.
  8. Erfassen Sie die gemessene Fläche in Quadratmillimetern für jede Maus zu jedem Zeitpunkt.
    HINWEIS: Das Experiment kann an dieser Stelle pausiert werden. Mäuse werden in ihre Käfige zurückgebracht, um bis zum nächsten Beobachtungspunkt oder -endpunkt weiter überwacht zu werden.

5. Gewebesammlung und Quantifizierung bakterieller Belastung

  1. Mäuse werden am experimentellen Endpunkt mittels Kohlendioxidinhalation gefolgt von zervikaler Verrenkung eingeschläfert, eine von der Marshall University IACUC genehmigte Methode.
  2. Entfernen Sie mit steriler chirurgischer Schere und Pinzette aseptisch die gesamte Läsion und eine minimale Menge umgebendes Gewebes. Stellen Sie sicher, dass die Exzision die gesamte Hautdicke und das darunterliegende subkutane Gewebe umfasst, typischerweise bis zur Muskelschicht, aber nicht einschließlich der Muskelschicht, es sei denn, die Infektion hat sichtbar die Muskelfaszie befallen.
  3. Übertragen Sie das Gewebe in ein vorgewogenes, steriles 2-mL Schraubverschluss-Mikrozentrifugenrohr, das 1 ml steriles PBS und zwei sterile 2,8 mm Edelstahlperlen enthält.
  4. Zeichnen Sie das Gewicht des Gewebes auf.
  5. Homogenisieren Sie das Gewebe mit einem mechanischen Homogenisierer, der auf 6,5 m/s für 60 Sekunden eingestellt ist.
  6. Stelle das Rohr für 5 Minuten auf Eis, um Überhitzung zu vermeiden.
  7. Homogenisiere das Gewebe für einen zweiten Zyklus von 60 Sekunden bei 6,5 m/s.
  8. Bereite serielle 10-fache Verdünnungen des Gewebehomogenats in einer 96-Well-Platte mit sterilem PBS als Verdünner vor. Punktplatte 5 μL jeder Verdünnung auf Agarplatten.
  9. Inkubieren Sie die Platten anaerob bei 37 °C für 24–48 Stunden. Zum Beispiel werden Teller in ein versiegeltes Glas mit einem anaeroben Gas-Generator-Beutel und einem anaeroben Indikator platziert.
  10. Zähle die Kolonien auf Platten mit 30–300 Kolonien. Berechnen Sie die koloniebildenden Einheiten pro mL (CFU/mL) Gewebehomogenat.

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Ergebnisse

Das Modell der subkutanen Mausinfektion für S. pyogenes erzeugt durchweg ein lokales, fortschreitendes nekrotisches Geschwür, was eine gleichzeitige Quantifizierung der bakteriellen Belastung und Gewebepathologie ermöglicht. Repräsentative Ergebnisse dieses standardisierten Protokolls sind wie folgt.

Versuchsgruppen bestehen typischerweise aus 6–10 Mäusen, um eine ausreichende statistische Stärke (z. B. 80–90 %) zur Erkennung signifikanter Unterschiede in der Läsiongröße und der bakte...

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Diskussion

Das hier beschriebene Modell der subkutanen S. pyogenes-Nekrotisierungshautinfektion von S. pyogenes bietet ein robustes und reproduzierbares System zur Analyse der Mechanismen der schweren Weichteilinfektionen. Sein Hauptwert liegt in der Fähigkeit, die bakterielle Last von der Gewebepathologie zu entkoppeln, wodurch mechanistische Studien darüber ermöglicht werden, wie Wirts- und Krankheitserregerfaktoren unabhängig voneinander zum Krankheitsverlauf beitragen. Diese Unterschei...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch den Marshall University Startup Fund und das WV Clinical and Translational Science Institute Bench-to-Bedside Grant (U54GM104942) für WX unterstützt. National Institutes of Health vergibt 21 AI163825 Rand (an MGC). Wir danken Dr. Jill Khan (MA, DVM, MPH, DACLAM), Direktorin der Marshall University Animal Resource Facility, und Dr. Monica Valentovic (PhD), Vorsitzende des IACUC, für ihre kritische Prüfung dieses Manuskripts.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1 mL SpritzeBD309628Für subkutane Injektionen
28-G-NadelBD305109Für subkutane Injektionen
Bakterielles Hämozytometer / ZählkammerHausser Scientific02-671-6Für die Bakterienzählung vor der Impfung
BD BBL GasPak EZ Anaerobes ContainersystemBecton, Dickinson und Company (BD)260001Für die anaerobe Inkubation
C57BL/6J-MäuseDas Jackson-Labor6648-12 Wochen alt
Kohlendioxid-(CO2)-TankLokaler LieferantN/AFür Euthanasie
Cup-Horn Sonicator  (z. B. Q700)Qsonica431C2Zur Standardisierung der Bakterienkettenlänge
DigitalkameraN/AN/AFür die Bildgebung der Läsion
Elektrische SchereWahlz. B. 8655-200Zum Rasieren der Mausflanke
FastPrep-24 HomogenisatorMP Biomedizin116005500Für Gewebehomogenisierung
ImageJ SoftwareNationale Gesundheitsinstitute (NIH)N/Ahttps://imagej.nih.gov/ij/
IsofluraneBaxter1001936060Für die Betäubung
Isofluran-Anästhesiesystem  (Kammer & Vaporizer)VetEquip oder ähnlichN/AFür die Mausanästhesie
PeptonBecton, Dickinson und Company (BD)211677Zur Herstellung von C-Medium
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)Gibco10010023Steril, pH 7,4
S. pyogenes-Stamm HSC5Caparon-LaborM1T1 klinisches Isolat
SKH1-MäuseCharles River Laboratories4778-12 Wochen alt, haarlos
Edelstahlperlen, 2,8 mmUniverselle MedizinD1133-28Steril
Sterile chirurgische Schere und PinzetteFeine wissenschaftliche Werkzeuge oder ÄhnlichesN/AZur Entnahme aseptischen Gewebes
Todd Hewitt BrüheBecton, Dickinson und Company (BD)249240Für bakterielle Subkultur
Hefeextrakt  (für C-Medium)Becton, Dickinson und Company (BD)212750Für die Zubereitung von C-Medium (wie für Brühe-Ergänzung)

Referenzen

  1. Hakkarainen, T. W., Kopari, N. M., Pham, T. N., Evans, H. L. Necrotizing soft tissue infections: review and current concepts in treatment, systems of care, and outcomes. Curr Probl Surg. 51 (8), 344-362 (2014).
  2. Brouwer, S., et al. Pathogenesis, epidemiology and control of Group A Streptococcus infection. Nat Rev Microbiol. 21 (7), 431-447 (2023).
  3. Cunningham, M. W. Pathogenesis of group A streptococcal infections and their sequelae. Adv Exp Med Biol. 609, 29-42 (2008).
  4. Henningham, A., Barnett, T. C., Maamary, P. G., Walker, M. J. Pathogenesis of group A streptococcal infections. Discov Med. 13 (72), 329-342 (2012).
  5. Pancholi, V., Caparon, M. Streptococcus pyogenes Metabolism. Streptococcus pyogenes: Basic Biology to Clinical Manifestations. , University of Oklahoma Health Sciences Center. Oklahoma City. (2022).
  6. Ravins, M., et al. Murine soft tissue infection model to study Group A Streptococcus (GAS) pathogenesis in necrotizing fasciitis. Methods Mol Biol. 2427, 185-200 (2022).
  7. Benavides, F., Oberyszyn, T. M., VanBuskirk, A. M., Reeve, V. E., Kusewitt, D. F. The hairless mouse in skin research. J Dermatol Sci. 53 (1), 10-18 (2009).
  8. Cusumano, Z. T., Watson, M. E. Jr, Caparon, M. G. Streptococcus pyogenes arginine and citrulline catabolism promotes infection and modulates innate immunity. Infect Immun. 82 (1), 233-242 (2014).
  9. Chella Krishnan, K., et al. Genetic architecture of Group A streptococcal necrotizing soft tissue infections in the mouse. PLoS Pathog. 12 (10), e1005732(2016).
  10. Pato, C., Melo-Cristino, J., Ramirez, M., Friaes, A. Portuguese Group for the Study of Streptococcal, I. Streptococcus pyogenes causing skin and soft tissue infections are enriched in the recently emerged emm89 clade 3 and are not associated with abrogation of CovRS. Front Microbiol. 9, 2372(2018).
  11. Port, G. C., Paluscio, E., Caparon, M. G. Complete genome sequence of emm type 14 Streptococcus pyogenes strain HSC5. Genome Announc. 1 (6), e00612-e00613 (2013).
  12. Le Breton, Y., et al. Genome-wide discovery of novel M1T1 group A streptococcal determinants important for fitness and virulence during soft-tissue infection. PLoS Pathog. 13 (8), e1006584(2017).
  13. Bergsten, H., Nizet, V. The intricate pathogenicity of Group A Streptococcus: a comprehensive update. Virulence. 15 (1), 2412745(2024).
  14. Watson, M. E. Jr, Neely, M. N., Caparon, M. G. Animal Models of Streptococcus pyogenes Infection. Streptococcus pyogenes: Basic Biology to Clinical Manifestations. , University of Oklahoma Health Sciences Center. Oklahoma City. (2022).
  15. Xu, W., et al. Reprogramming aerobic metabolism mitigates Streptococcus pyogenes tissue damage in a mouse necrotizing skin infection model. Nat Commun. 16, 2559(2025).
  16. Merriman, J. A., Xu, W., Caparon, M. G. Central carbon flux controls growth/damage balance for Streptococcus pyogenes. PLoS Pathog. 19 (5), e1011481(2023).
  17. Zou, Z., et al. Dihydrothiazolo ring-fused 2-pyridone antimicrobial compounds treat Streptococcus pyogenes skin and soft tissue infection. Sci Adv. 10 (13), eadn7979(2024).
  18. Stevens, D. L., Bryant, A. E. Impetigo, Erysipelas and Cellulitis. Streptococcus pyogenes: Basic Biology to Clinical Manifestations. , University of Oklahoma Health Sciences Center. Oklahoma City. (2022).
  19. Mania, A., et al. Invasive group A streptococcal infections as a consequence of coexisting or previous viral infection in the post-COVID-19 pandemic period. J Infect Public Health. 18, 102622(2025).
  20. Stevens, D. L., Bryant, A. E. Severe Group A Streptococcal Infections. Streptococcus pyogenes: Basic Biology to Clinical Manifestations. , University of Oklahoma Health Sciences Center. Oklahoma City. (2016).
  21. Thacharodi, A., et al. The burden of group A Streptococcus (GAS) infections: the challenge continues in the twenty-first century. iScience. 28, 111677(2025).
  22. Qu, G., et al. Comparing mouse and human tissue-resident γδ T cells. Front Immunol. 13, 891687(2022).
  23. Proft, T., Fraser, J. D. Streptococcal Superantigens: Biological Properties and Potential Role in Disease. treptococcus pyogenes: Basic Biology to Clinical Manifestations. , University of Oklahoma Health Sciences Center. Oklahoma City. (2022).
  24. McArthur, J. D., Cook, S. M., Venturini, C., Walker, M. J. The role of streptokinase as a virulence determinant of Streptococcus pyogenes-potential for therapeutic targeting. Curr Drug Targets. 13 (3), 297-307 (2012).
  25. Barnett, T. C., et al. Streptococcal toxins: role in pathogenesis and disease. Cell Microbiol. 17 (12), 1721-1741 (2015).
  26. Ghosh, J., Anderson, P. J., Chandrasekaran, S., Caparon, M. G. Characterization of Streptococcus pyogenes beta-NAD+ glycohydrolase: re-evaluation of enzymatic properties associated with pathogenesis. J Biol Chem. 285 (8), 5683-5694 (2010).
  27. Ghosh, J., Caparon, M. G. Specificity of Streptococcus pyogenes NAD(+) glycohydrolase in cytolysin-mediated translocation. Mol Microbiol. 62 (5), 1203-1214 (2006).
  28. Vega, L. A., Caparon, M. G. Cationic antimicrobial peptides disrupt the Streptococcus pyogenes ExPortal. Mol Microbiol. 85 (6), 1119-1132 (2012).
  29. Mozola, C. C., Magassa, N., Caparon, M. G. A novel cholesterol-insensitive mode of membrane binding promotes cytolysin-mediated translocation by Streptolysin O. Mol Microbiol. 94 (3), 675-687 (2014).
  30. Meehl, M. A., Caparon, M. G. Specificity of streptolysin O in cytolysin-mediated translocation. Mol Microbiol. 52 (6), 1665-1676 (2004).
  31. Hollands, A., et al. Genetic switch to hypervirulence reduces colonization phenotypes of the globally disseminated Group A Streptococcus M1T1 clone. J Infect Dis. 202 (1), 11-19 (2010).
  32. Xu, W., et al. Host cysteine proteases promote the severity of catheter-associated urinary tract infection and kidney fibrosis. mBio. 16 (11), e0216125(2025).

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