Methodenartikel

Etablierung und Analyse der akuten antikörpervermittelten Abstoßung bei der murinen Herztransplantation

271 Ansichten

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DOI:

10.3791/70191

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13. Februar 2026

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1Organ Transplantation Research Institution, Division of Kidney Transplantation, Department of Surgery, The Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Diese Studie etablierte ein praktisches Mausmodell der akuten antikörpervermittelten Abstoßung nach einer Herztransplantation, gekennzeichnet durch robuste DSA-Produktion, typische pathologische Veränderungen und moderates Allotransplantat-Überleben.

Zusammenfassung

Ein wesentlicher Faktor für das Allograftversagen bei Herztransplantationsempfängern ist die antikörpervermittelte Abstoßung (AMR). Das Maus-AMR-Modell dient daher als wichtiges Werkzeug, um seine zugrundeliegenden Mechanismen zu entschlüsseln und die Entwicklung innovativer Behandlungen zu fördern. In dieser Studie wurden die Empfängermäuse in drei Gruppen eingeteilt: nicht-sensibilisiert (NS), vorsensibilisiert (PS) und vorsensibilisiert mit Cyclosporin-A-Behandlung (PS + CsA). Die NS-Gruppe, die eine durchschnittliche Allograft-Überlebensdauer von 6,8 ± 0,7 Tagen aufwies, zeigte innerhalb von vier Tagen nach der kardialen Transplantation (CT) keinen Anstieg der Serum-DSA-Werte und eine negative Allograft-C4d-Färbung, was auf eine Pathologie hindeutet, die von akuter zellulärer Abstoßung dominiert wird. Diese Studie etablierte ein akutes AMR-Modell, indem die Empfänger eine Woche vor der CT mit einer Hauttransplantation (ST) vorsensibilisiert wurden und so das Immunsystem voraktiviert wurden. Dieser Ansatz induzierte erfolgreich einen schweren AMR-Phänotyp, was sich in einer kurzen Allograft-Überlebensdauer von 2,8 ± 0,4 Tagen, einem signifikanten Anstieg der DSA-IgG-Werte nach ST und CT sowie frühen pathologischen Merkmalen von Vaskulitis und umfangreicher C4d-Ablagerung innerhalb von 12 Stunden nach CT zeigte. Dennoch schränkt die extreme Schwere dieses Modells seine breitere Anwendung ein. Um die gleichzeitige T-Zellaktivierung durch ST zu minimieren und ein spezifischeres akutes AMR-Modell zu etablieren, verabreichte diese Studie Cyclosporin A. Folglich zeigte die PS + CsA-Gruppe eine Allograft-Überlebenszeit von 5,2 ± 0,4 Tagen. Die Serum-DSA-IgG-Werte waren bis Tag 7 nach ST signifikant erhöht und blieben innerhalb von fünf Tagen nach der CT hoch. Die pathologische Begutachtung am zweiten Tag nach der CT bestätigte signifikante Vaskulitis und C4d-Ablagerung, Befunde, die zusammen die diagnostischen Kriterien für mäßig schwere akute AMR erfüllen. Abschließend etablierte diese Studie ein hochpraktisches und übertragbares Mausmodell für akute AMR nach CT, definiert durch eine robuste DSA-Produktion, charakteristische pathologische Veränderungen und moderates Überleben des Allografts.

Einleitung

Die Herztransplantation (CT) bleibt die Goldstandardtherapie für Herzerkrankungen im Endstadium1. Obwohl das mittlere Überleben nach der Transplantation nun über 13 Jahre liegt, bleibt ein langfristiges Versagen des Transplantats unvermeidlich. Antikörper-vermittelte Abstoßung (AMR) ist ein wesentlicher Faktor für den späten Graftverlust nach CT3. Studien haben gezeigt, dass die Häufigkeit des Transplantatsverlusts durch AMR die durch T-Zell-vermittelte Abstoßung verursachte Übersteigung übersteigt und das Risiko eines Transplantatsversagens bei spät einsetzender AMR etwa doppelt so hoch ist wie bei frühem AMR 4,5. Daher sind die frühzeitige Erkennung und rechtzeitige Intervention bei AMR entscheidend für die Verbesserung des Überlebens der Transplantation.

AMR wird durch donorspezifische Antikörper (DSA) angetrieben, die durch Komplementaktivierung, vaskuläre Entzündungen und ischämische Verletzung6 verursachen. Die Bindung von DSA an das vaskuläre Endothel initiiert Endothelschäden, fördert Thrombosen und löst sowohl akute als auch chronische Entzündungsreaktionen aus. Die Hauptmechanismen der DSA-vermittelten Verletzung umfassen komplementabhängige Zytotoxizität und antikörperabhängige zelluläre Zytotoxizitätswege7. Obwohl gezielte Therapien wie der Anti-C5-Antikörper Eculizumab und das B-Zell-depledierende Mittel Rituximab entwickelt wurden, bleiben die klinischen Ergebnisse im späten AMR unbefriedigend 7,8,9. Daher ist eine weitere mechanistische Untersuchung mit akuten Tiermodellen unerlässlich, um den Krankheitsverlauf besser zu verstehen und neue therapeutische Ziele zu identifizieren.

Das Maus-vaskularisierte heterotopische CT-Modell ist eine gut etablierte Plattform zur Untersuchung von CT, insbesondere bei Ischämie-Reperfusionsverletzungen und -Abstoßung 10,11,12. Die Funktion des Transplantats wird typischerweise durch tägliche abdominale Palpation der Herzschlagintensität überwacht, was den Funktionszustand widerspiegelt und das Transplantatversagen13 definiert. Konventionelle Modelle gelingt es jedoch oft nicht, das Beginn der AMR kurz nach der Transplantation zu erkennen, und benötigen daher eine Vorsensibilisierung, um die Bildung von DSA zu induzieren und akute AMR auszulösen. Darüber hinaus unterscheiden sich Mausstämme in der Immunreaktivität; zum Beispiel zeigen C57BL/6-Mäuse eine stärkere Komplementaktivierung, während BALB/c-Mäuse Th2-verzerrteAntworten 14,15 bevorzugen. Folglich sind sowohl die Präsensibilisierungsstrategie als auch die Auswahl des Empfängerstamms entscheidende Determinanten für die Modellleistung.

In früheren Studien verwendete dieses Studienteam verschiedene Rattenstämme für Nierentransplantationen nach Hauttransplantation (ST), etablierte ein AMR-Modell und analysierte dessen Merkmale, wobei es umfangreiche Erfahrungen sammelte 16,17,18. Im Jahr 2021 etablierte dieses Team zudem ein ST-induziertes akutes AMR-Mausmodell in der CT für die Grundlagenforschung, dasgroße Stabilität zeigte. Im Gegensatz zur relativ ineffizienten Vorsensibilisierung durch allogene Bluttransfusion20 oder der komplexeren und zeitaufwändigeren Milzlymphozytinfusion21 bietet ST ein robustes, stabiles und einfacheres Sensibilisierungsprotokoll. Dieses Modell erleichtert die frühzeitige Erkennung erhöhter Serum-DSA-Spiegel und beobachtbarer Allograft-Verletzungen durch akute AMR nach der Transplantation, was es besonders geeignet für interventionelle Studien zu akuter AMR macht. Die durch ST ausgelöste akute AMR ist jedoch typischerweise schwerwiegend und verursacht erhebliche Gewebeschäden, die oft das Fortschreiten der chronischen Verletzung überdecken. Diese Studie zielt darauf ab, eine detaillierte Beschreibung der Methodik und der Verfahren zur Festlegung dieses Modus zu liefern, die immunologischen und pathologischen Eigenschaften des Modells zu analysieren und praktische Erfahrungen zusammenzufassen.

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Protokoll

Alle Tierversuche wurden in strikter Übereinstimmung mit den Guangdong-Vorschriften zur Tierbewirtschaftung, der Erklärung von Helsinki und den 3R-Grundsätzen durchgeführt. Das experimentelle Protokoll wurde vom Komitee der Guangzhou Jennio Biotech Co., Ltd. genehmigt (Zulassungsnummer JENNIO-IACUC-2024-A027). Männliche Balb/c- und C57BL/6-Mäuse (6–8 Wochen alt, 20–25 g schwer), alle spezifisch pathogenfrei (SPF) Qualität, stammen aus einer kommerziellen Quelle. Die in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräte sind in der Materialtabelle detailliert aufgeführt.

1. Tiervorbereitung

  1. Halten Sie die SPF-Klasse Maus im entsprechenden Tieranlagensystem.
  2. Teilen Sie die Mäuse in drei experimentelle Gruppen ein, wie in Abbildung 1 beschrieben
    1. Nicht-sensibilisierte Gruppe (NS): Verwenden Sie Balb/c-Mäuse als Spender und C57BL/6-Mäuse als Empfänger für CT.
    2. Präsensibilisierte Gruppe (PS): Verwenden Sie Balb/c-Mäuse als Spender und C57BL/6-Mäuse als Empfänger für ST, gefolgt von einer CT eine Woche später.
    3. Vorsensibilisierte + Cyclosporin A-Gruppe (PS + CsA): Verwenden Sie Balb/c-Mäuse als Spender und C57BL/6-Mäuse als Empfänger für ST, gefolgt von CT eine Woche später. Ab dem Tag der Transplantation werden die Empfängermäuse subkutan mit CsA mit 2 mg/(kg·d) bis zum Transplantatversagen oder der Entnahme der Transplantate injiziert.

2. Präoperative Vorbereitung

  1. Stellen Sie sicher, dass den Spendermäusen vor der Operation weder Nahrung noch Wasser fehlen, während die Empfängermäuse 8 Stunden fasten, aber nicht ohne Wasser beraubt werden.
  2. Anästhesie
    1. Setzen Sie die Maus in eine Anästhesie-Induktionskammer für die Induktion (Isoflurankonzentration: 3%-4%; Durchflussrate: 300–500 mL/min) (nach institutionell genehmigten Protokollen). Schütteln Sie die Induktionskammer, um zu prüfen, ob das Tier vollständig betäubt ist.
      HINWEIS: Wenn das Tier auf die Seite gedreht wird und nicht versucht, wieder in die Bauchlage zurückzukehren, deutet dies auf vollständige Anästhesie hin.
    2. Nach Anpassung der Erhaltungskonzentration auf der chirurgischen Plattform wird die Maus aus der Induktionskammer herausgenommen und ihre Nase in der Anästhesiemaske fixiert (Isoflurankonzentration: 1,0%–2,5%; Durchflussrate: 100–200 mL/min) und prüfen, ob die Maus vollständig betäubt ist (Pfote oder Schwanz mit dem Finger drücken; wenn keine Reaktion erfolgt, deutet das auf Vollnarkose hin).

3. Presensibilisierung durch ST (für die Gruppen 2 und 3)

  1. Spenderschwanz-Hauternte
    1. Desinfizieren Sie die Schwanzhaut der narkosierten Spendermäuse mit 75 % Alkohol.
    2. Verwenden Sie ein Skalpell, um den Schwanz (am distalen 1/3) zu amputieren, fixieren Sie den Stumpf mit der Pinzette in der linken Hand und verwenden Sie das Skalpell in der rechten Hand, um die Haut zwischen den Schwanzvenen zu durchtrennen, wodurch die darunterliegende weiße Sehne freigelegt wird. Dann fixiert man das Steißbein mit einer Pinzette, benutzt eine gebogene Pinzette, um die Haut am Schnitt zu klemmen, und zieht es vorsichtig ab.
    3. Geben Sie die abgezogene Haut in einen Becher mit steriler, eiskalter Kochsalzlösung, wobei das Gewebe nach unten zeigt. Schneide ein 1,0 cm × 1,0 cm großes Hautstück für spätere Verwendung ab.
  2. Empfänger: dorsale ST
    1. Rasieren Sie das Fell am Rückenbereich der betäubten Empfängermäuse mit einer Haarschneidere, desinfizieren Sie mit 75 % Alkohol und legen Sie einen sterilen Vorhang.
    2. Verwenden Sie ein Skalpell, um die Haut einzuschneiden, greifen Sie die Hautkanten mit einer gezahnten Zange und schneiden Sie mit einer Gewebeschere ein Hautstück von etwas größer als 1,0 cm × 1,0 cm ab, um das Transplantatbett zu schaffen.
    3. Setzen Sie das Spender-Maushauttransplantat mit der Gewebeseite nach unten auf das Transplantatbett. Nach dem Schneiden des Transplantats näht man die Spenderhaut unter einem Mikroskop mit 8-0 an die Empfängerhaut Nylonfaden, um sicherzustellen, dass die Spenderhaut gleichmäßig auf dem Transplantatbett verteilt ist.
    4. Decken Sie die Wunde mit einem sterilen Klebeverband ab und legen Sie die Maus in einen Käfig, nachdem sie wieder zu Bewusstsein kommt.

4. CT

  1. Spenderherzentnahme
    1. Rasieren Sie das Fell von Brust und Bauch der betäubten Spendermäuse mit einer Haarschneider, desinfizieren Sie mit 75 % Alkohol und legen Sie einen sterilen Vorhang.
    2. Machen Sie mit einem Skalpell einen mittleren Bauchschnitt, wobei das obere Segment der unteren Vena cava freigelegt wird, und injizieren Sie mit einer Spritze 1 ml 50 U/mL heparinisiertes kaltes Kochsalzwasser (4 °C) in die untere Vena cava.
    3. Verwenden Sie eine Gewebeschere, um die Brusthöhle zu öffnen und das Herz freizulegen. Isoliere die aufsteigende Aorta und trenne sie vor ihrem ersten Ast; isoliert die Lungenarterie und durchschneidet sie an ihrer Bifurkation; die untere Höhlenvena und das Bindegewebe am pulmonalen Hilum mit 6-0 nicht-traumatischen Nähten zu verbinden; Schneiden Sie das distale Gewebe an der Ligaturstelle mit einer Gewebeschere ab und entfernen Sie das Herz.
    4. Geben Sie das entnommene Herz schnell in 2 ml Hyperton-Citratadenin (HCA)-Lösung und lagern Sie es in einer Eiswassermischung für spätere Anwendung. Euthanasiere die Spendermaus mittels der Zervikaldislokationsmethode.
  2. Empfänger CT
    1. Rasieren Sie das Fell des Bauches der betäubten Empfängermäuse mit einer Haarschneider, desinfizieren Sie mit 75 % Alkohol und legen Sie einen sterilen Vorhang.
    2. Heben Sie die Haut mit einer gezahnten Pinzette an und machen Sie mit einer Gewebeschere einen Mittelschnitt in der Bauchwand vom Xiphoideus bis zur Blasenbasis. Lege auf beide Seiten des Schnitts eine sterile, feuchte Mullbinde auf, um ihn zu schützen.
    3. Verwenden Sie sterile Wattestäbchen, um die Darmschleifen auf die rechte Seite des Schnitts zu schieben, und wickeln Sie sie mit feuchter Mullbinde um. Nach einer stumpfen Sektion des Peritoneums werden die inferiore Vena cava und die Bauchaorta freigelegt, die lumbalen Venen ligaiert und mit einer Gefäßklemme die Blutzufuhr zu den distalen und proximalen Enden der Aorta und der Vena cava gestoppt.
    4. Unter einem Mikroskop wird mit einer Mikroschere die Venenwand etwa 2 mm eingeschnitten, sodass der Durchmesser der Donor-Herzpulmonalarterie entspricht; Ebenso wird die arterielle Wand um 1–2 mm eingeschnitten, sodass der Durchmesser der aufsteigenden Aorta des Spenderherzens entspricht.
    5. Nehmen Sie das Spenderherz und führen Sie eine End-to-Seit-Anastomose zwischen der kardialen Lungenarterie des Spenders und der inferioren Vena cava des Empfängers mit 12-0 nicht-traumatischen Nähten durch. Ebenso führen Sie eine End-to-Side-Anastomose zwischen der aufsteigenden Herzaorta des Spenders und der abdominalen Aorta des Empfängers durch (beim Binden des letzten Knotens wird Kochsalzlösung verwendet, um Luft aus dem Lumen zu spülen; während der Anastomose wird intermittierend 4 °C Kochsalzlösung auf die Oberfläche des Spenderherzens getropft, um es zu kühlen).
    6. Lösen Sie die Gefäßklemme und stellen Sie die Blutversorgung zum Herzen wieder her (eine normale Füllung der Koronararterien ist sichtbar, das Herz wird rosa und es schlägt innerhalb von 1–2 Minuten wieder). Nach dem Wiedereinsetzen der Darmschleifen schließen Sie die Bauchhöhle mit 4-0 Nylonnähten.
      HINWEIS: Wenn die intraoperative Blutung 0,5 ml übersteigt, verabreichen Sie Normalsalzlösung subkutan, um das Flüssigkeitsvolumen zu erhalten.
    7. Stellen Sie die Mäuse postoperativ auf eine 37 °C Erwärmungsplattform zur Überwachung. Sobald die empfangende Maus das Bewusstsein wiedererlangt hat, setzen Sie sie zurück in den Terrarium. Die Maus nimmt postoperativ wieder normales Essen und Trinken auf.

5. Postoperative Versorgung und Überwachung

  1. Allgemeine Zustandsbeobachtung
    1. Stellen Sie eine tägliche Beobachtung des Schmerzstatus der Maus nach der Operation sicher, ob der Appetit eingeschränkt, die Aktivität verringert ist, das übermäßige Lecken oder Kratzen der Wunde oder ob es eine erhöhte Aggression gibt.
    2. Achten Sie auf eine tägliche Beobachtung der Operationswunde nach der Operation, indem Sie auf Rötungen, Schwellungen, Exsudat- oder eizige Infektionssymptome achten. Wenn nötig, reinigen und desinfizieren Sie die Wunde.
  2. Beobachtung des Überlebens eines Herztransplantats
    1. Achten Sie auf tägliche Beobachtung und Palpation, um die Stärke des transplantierten Herzschlags zu überprüfen und zu dokumentieren. Falls nötig, betäuben Sie die Maus und machen Sie einen Schnitt, um den Herzschlag zu beobachten.
      HINWEIS: Wenn der Herzschlag des transplantierten Herzens vollständig aufhört, wird dies als Transplantatversagen verzeichnet, und die Überlebenszeit wird notiert.

6. Postoperative Beurteilungen

  1. DSA-Pegeldetektion
    1. In der NS-Gruppe entnehmen Sie Blutproben an den postoperativen Tagen 0, 4 und 7 nach der CT, um die DSA-Werte nach der Transplantation zu überwachen. In der PS-Gruppe werden Proben an den Tagen 0, 4 und 7 nach der ST sowie an den Tagen 1 und 3 nach der CT entnommen, um die DSA-Dynamik nach der Vorsensibilisierung zu beurteilen. In der PS+CsA-Gruppe entnehmen Sie Blut an den Tagen 0, 4 und 7 nach ST sowie an den Tagen 1, 3 und 5 nach der CT, um die Auswirkungen von CsA auf DSA-Werte zu bewerten.
    2. Zentrifugieren Sie die Vollblutprobe der empfangenden Maus und sammeln Sie das Serum (2000 x g, 10 min, 4 °C); Verdünnen Sie das Serum 10 Mal mit PBS und inkubieren Sie es mit Spendermausmilzzellen bei 37 °C für 30 Minuten.
    3. Nach der Zentrifugation bei 350 × g und 4 °C für 5 Minuten wird das Überstandsmittel entsorgt. Waschen Sie die Zellen, indem Sie vorsichtig 1 ml PBS pipettieren, und wiederholen Sie diesen Waschschritt nach der anschließenden Zentrifugation zweimal.
    4. Inkubieren Sie die Zellen mit Fluorescein-Isothiocyanat (FITC) Anti-Maus-IgG-Antikörpern und Phycoerythrin (PE) Anti-Maus-IgM-Antikörper bei 4 °C für 1 H.
    5. Nach dem Waschen der Zellen mit PBS werden sie auf eine Konzentration von 5 × 106 /ml resuspendiert.
    6. Verwenden Sie Flusszytometrie, um die beiden Antikörper getrennt zu erkennen und die mittlere Fluoreszenzintensität (MFI) zu analysieren, um die DSA-Werte (IgG, IgM) in der Empfängermaus zu bewerten (Parametereinstellungen: Erfassen Sie 10.000 Ereignisse zur Analyse). Verwenden Sie FSCA vs. SSCA, um Trümmer auszuschließen, und wenden Sie dann FSCA vs. FSCH-Gating an, um Doublets zu entfernen. Fügen Sie eine negative Regelung hinzu und passen Sie die Spannung jedes Kanals an, um die negative Population im Bereich von 100 bis 101 zu positionieren.
  2. Histopathologische Untersuchung des Herztransplantats
    1. Sammeln Sie Transplantate um 6 Stunden, 12 Stunden, 1 Tag, 2 Tage, 3 Tage, 4 Tage und 5 Tage nach der CT. Nach der Entnahme fixieren Sie die Transplantate in 4%igen Paraformaldehyd, legen sie routinemäßig in Paraffin ein, schneiden und färben Sie mit Hämatoxylin-Eosin (H&E). Beobachten Sie die pathologischen Veränderungen der Transplantate unter einem 400-fachen Lichtmikroskop.
  3. C4D-Färbung
    1. Schneiden Sie die mit Paraffin eingebetteten Proben in 4 μm große Abschnitte, flachen Sie die Stücke in Wasser bei 42 °C und trocknen Sie sie 30 Minuten lang im Ofen bei 60 °C.
    2. Deparaffinisieren und hydratisieren Sie das Gewebe durch sequentielle Verwendung von Xylol I, Xylol II, Ethanol und deionisiertem Wasser.
    3. Die Abschnitte in eine EDTA-Antigen-Rückgewinnungslösung tauchen, bei 95–100 °C etwa 15 Minuten erhitzen und auf Zimmertemperatur abkühlen.
    4. Inkubieren Sie die Schnitte mit einer 3%igen Wasserstoffperoxidlösung bei Raumtemperatur für 10–15 Minuten, um endogene Peroxidase zu inaktivieren.
    5. Verdünnen Sie die Anti-C4d-Antikörper (1:200) mit einem Antikörperverdünner und inkubieren Sie mit den Abschnitten über Nacht bei 4 °C. Nach der Brutzeit werden die Abschnitte mit PBS gewaschen.
    6. Fügen Sie die entsprechenden sekundären Antikörper hinzu und inkubieren Sie 30 Minuten bei Raumtemperatur, dann waschen Sie mit PBS.
    7. Fügen Sie DAB-Chromogenlösung hinzu und inkubieren Sie 30 Sekunden bei Raumtemperatur zur Färbung.
    8. Gegenfärbung mit Hämatoxylin durchführen, mit Ethanol dehydrieren, in Xylen eintauchen und mit neutralem Harz montieren.
    9. Beobachten Sie die Färbungsergebnisse der Transplantate unter einem 400x-Lichtmikroskop.

7. Statistische Analyse

  1. Verwenden Sie Mittelwert ± Standardabweichung, um alle Daten darzustellen.
  2. Verwenden Sie den t-Test für Gruppenvergleiche kontinuierlicher Daten mit einer Normalverteilung, während der Mann-Whitney-U-Test für Gruppenvergleiche kontinuierlicher Daten verwendet wird, die keiner Normalverteilung folgen.
  3. Verwenden Sie die Kaplan-Meier-Analyse, um die Überlebenszeit von kardialen Allografts zwischen Gruppen zu vergleichen.
  4. Verwenden Sie SPSS Version 27.0, um alle Daten statistisch zu analysieren, und betrachten Sie einen P-Wert von <0,05 als statistisch signifikant.

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Ergebnisse

Überlebenszeit des kardialen Allotransplantats
Nach erfolgreicher Etablierung des Mausmodells wurden die Überlebenszeiten des Transplantats über die Gruppen hinweg mittels der Kaplan-Meier-Analyse bewertet. Wie erwartet zeigten Mäuse in der PS-Gruppe ein signifikant kürzeres mittleres Überleben kardialer Allografts im Vergleich zur NS-Gruppe (2,8 ± 0,4 Tage gegenüber 6,8 ± 0,7 Tagen, P < 0,01), was auf akute AMR zurückzuführen ist. Um die zukünftige Bewertung therapeu...

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Diskussion

Derzeit bleiben Behandlungen für das späte Stadium von AMR unwirksam, und zuverlässige Methoden für die frühe Diagnose fehlen 22,23,24,25. Um diese Lücke zu schließen, entwickelte diese Studie ein akutes AMR-Mausmodell, um mechanistische Untersuchungen zu erleichtern. Die Empfänger wurden mit ST vorsensitivisiert und erhielten CsA, um gleichzeitig aTCMR zu unte...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Danksagungen

Diese Studie wurde von der National Natural Science Foundation of China (Nr. 82200847), dem Science and Technology Project der Stadt Guangzhou (Nr. 2024A03J0765) und dem Guangdong Medical Science Research Fund (Nr. A2025268) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Anti-C4d-Monoklonaler AntikörperHycult Biotech (Niederlande)HP8034Für die Immunhistochemie (Detektion von Komplementablagerungen)
Vollständiger Satz mikrochirurgischer InstrumenteGuangzhou Qihua Medical Equipment Co., Ltd.Verwendet zur Durchführung von kardialen Maustransplantationen
Kontinuierliches Zoom-Stereoskopisches chirurgisches MikroskopBeijing Zhongtian Guangzheng Technology Co., Ltd.TS-39NKVerwendet zur Durchführung von kardialen Maustransplantationen
Cyclosporin ANovartis Pharmaceuticals (Schweiz)H20100673Verwendet zur Hemmung des TCMR bei Empfängermäusen
FITC-Anti-Maus-IgG-AntikörperBio Legend (USA)406001Verwendet zur Quantifizierung von Durchflusszytometrien von DSA-IgG-Werten
DurchflusszytometerBecton Dickinson, USABD FACScaliburVerwendet zur Beurteilung der Serum-DSA-Werte bei Empfängermäusen
PE Anti-Maus IgM-AntikörperBio Legend (USA)406507Verwendung zur Durchflusszytometrie der DSA-IgM-Werte
Gasanästhesiesystem für kleine TiereAnhui Zhenghua Bio-Instrument Equipment Co., Ltd.ZH-MZJAusgestattet mit Isofluran für die Vollnarkose
Gefäß-BulldoggenklemmenROBOZ SURGICAL INSTRUMENT CO.RS-5481TWird verwendet, um den Blutfluss während einer Herztransplantation zu blockieren.

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