Methodenartikel

Strukturiertes Trainingsprogramm bei pulmonaler Hypertonie – rechter ventrikuläres Versagen in einem Schafenmodell

DOI:

10.3791/70664

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5. Mai 2026

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1Department of Cardiac Surgery, Vanderbilt University Medical Center, 2Vanderbilt University, 3Department of Pulmonary Medicine, Vanderbilt University Medical Center, 4Department of Thoracic Surgery, Vanderbilt University Medical Center, 5Department of Biomedical Engineering, Vanderbilt University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieses Manuskript beschreibt das strukturierte Trainingsprogramm, das entwickelt wurde, um die Auswirkungen von Bewegung auf die Pathophysiologie der pulmonalen Hypertonie – rechtsventrikuläre Herzinsuffizienz in einem Schafmodell zu untersuchen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die rechte Herzinsuffizienz (RHF) ist eine bedeutende Ursache für Morbidität und Mortalität durch pulmonale Hypertonie (PH). Um die Pathophysiologie und die Auswirkungen von durch Bewegung verursachtem Stress besser zu verstehen, haben wir ein Trainingsprogramm implementiert, um diese Erkrankung anhand unseres bereits entwickelten Schafmodells der chronischen pulmonalen Hypertonie mit rechter Ventrikelinsuffizienz (PH-RVF) weiter zu charakterisieren. Zu diesem Zweck unterzogen acht Dorset-Kreuzschafe das PH-RVF-Modell mittels Ligation der linken Lungenarterie (LPA) und fortschreitender Verschluss der Hauptpulmonalarterie (MPA) mit einer aufblasbaren Manschette. Die Druckleitungen der Manschette und der rechten Ventrikel (RV) wurden subkutan zu einem Port getunnelt, um Zugang zu erhalten. Über acht Wochen durchlief jedes Schaf ein wöchentliches Trainingsprogramm und eine Manschettenkontrolle (CC). Das Trainingsprogramm bestand aus Arbeitsgeschwindigkeiten und Erholungszeiten von jeweils 10 Minuten. Während des Trainings haben wir beide Ports genutzt, um den Manschettendruck, die Hämodynamik zu transduzieren und RV-Blutgase zu entnehmen. Am Ende der Übung wurde die PA-Manschette um 150–200 mmHg aufgeblasen, um die RV-Nachspannung zu erhöhen. Ein CC und ein RV-Blutgas wurden einige Tage nach der Aufblasung durchgeführt, um den Manschettendruck zu bestätigen und eine Kompensation sicherzustellen. Über einen Zeitraum von acht Wochen blieb das SvsO2 bei maximaler Intensität in Woche 1 gegenüber Woche 8 relativ stabil: 62,7 ± 4,5 % gegenüber 69,8 ± 4,0 %, obwohl der RVSP von Woche 1 bis Woche 8 anstieg: 78 ± 8 mmHg gegenüber 96 ± 8 mmHg. Außerdem stieg die zurückgelegte Distanz von Woche 1 bis Woche 8: 1390 ± 297 m gegenüber 1834 ± 189 m, obwohl der PA-Manschettendruck in Woche 8 auf 777 ± 98 mmHg erhöht wurde. Dies deutet darauf hin, dass trotz erhöhter RV-Nachbelastung Bewegung eine adaptive Reaktion und Kompensation auf Bewegung im Kontext von PH-RVF fördern kann. Dieses Trainingsprogramm liefert neuartige Informationen über die Auswirkungen von Bewegung bei PH-RVF und ermöglicht komplexe Studien der Trainingsphysiologie in einem Großtiermodell von PH-RVF.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pulmonale Hypertonie (PH) ist eine komplexe Erkrankung, die eine Vielzahl von Symptomen verursacht. Die Symptome können mild sein, wie Dyspnoe und Belastungsintoleranz, bis hin zu schwerwiegenden Atemwegsschwächen und offensichtlichem rechten Ventrikelversagen (RVF)1. Wenn die Nachlast des rechten Herzens zunimmt, beginnt sich der rechte Ventrikel (RV) zu dehnen, was zu einer systolischen Dysfunktion und einer verringerten Auswurffraktion führt. Diese Diskrepanz zwischen Herzbedarf und -leistung macht tägliche Aktivitäten und Bewegung unerträglich, was sowohl zu körperlichem als auch geistigem Rückgang führt. Früher galt Bewegung im Zusammenhang mit pulmonaler Hypertonie als schädlich2. In jüngster Zeit haben viele Studien gezeigt, dass ein pulmonales Rehabilitationsprogramm mit Bewegung die Atemnot reduzieren und die allgemeine Lebensqualität sowohl körperlich als auch geistig verbessern könnte 2,3,4. Die Untersuchung der Bewegung bei Patienten mit PH war jedoch aufgrund möglicher kardiopulmonaler Dekompensation auf Personen mit stabiler Erkrankung beschränkt.

Schnelle Dekompensation ist eine befürchtete Komplikation bei PH-RVF. Manche Menschen mit PH haben eine Phase der angemessenen Kompensation und nur milde Symptome, wobei die Dekompensation langsam über Monate bis Jahre eintritt. Andere haben leider einen stärkeren pH-Wert und können sich bei jeder Art von Anstrengung schnell verschlechtern. Bewegung kann die Krankheit verschlimmern und einen schnellen kardiopulmonalen Kollaps verursachen, bedingt durch einen Zyklus aus erhöhtem Stoffwechselbedarf, verringerter Auswurffraktion und anhaltender RV-Ischämie. Dies ist eine sehr ernste Komplikation, da Patienten, die eine dekompensierte RVF entwickeln, eine Krankenhausaufnahme benötigen und eine Sterblichkeitsrate von bis zu 40 % aufweisen. PH kann Menschen jeden Alters betreffen, wobei die meisten Fälle durch eine linke Herzerkrankung (Gruppe 2) und Lungenerkrankungen (Gruppe 3) auftreten. In seltenen Fällen kann sich PH aus idiopathischen Ursachen entwickeln und ist bei Frauen im vierten Lebensjahrzehnt (Gruppe 1)6 häufiger. Obwohl der Krankheitsverlauf durch medizinische Behandlung gemildert werden kann, gibt es keine endgültige pharmakologische Heilung. Sobald die Patienten das Endstadium RVF erreichen, ist die einzige endgültige Behandlung die Lungen- oder Herz-Lungen-Transplantation7.

Aufgrund der Morbidität und Mortalität von PH und der daraus resultierenden RVF haben wir zuvor ein klinisch relevantes PH-RVF-Modell bei Schafen entwickelt, um neuartige Therapienzu entwickeln 8. In diesem Modell haben wir die linke Lungenarterie (LPA) ligiert und eine aufblasbare Manschette platziert, die als vaskulärer Okkludeur um die Hauptpulmonalarterie (MPA) diente. Im Verlauf von 8 Wochen erhöhten wir den Druck in dieser Manschette, um den Durchfluss durch die Haupt-Lungenarterie zu verringern, die Nachlastung des RV zu erhöhen und eine RV-Umgestaltung zu induzieren. Dieses Modell wurde nun weiterentwickelt, indem ein Trainingsprogramm integriert wurde, um die Wechselwirkung zwischen PH und Bewegung besser zu untersuchen. Dieses Protokoll ist einzigartig, da es Veränderungen hämodynamischer Parameter wie den systolischen Druck des rechten Ventrikels (RVSP) und die Herzfrequenz (HR) in Echtzeit erfasst. RV-Blut wurde als Ersatz für gemischtes venöses Blut verwendet, um Veränderungen im SvO2 zu analysieren und die Sauerstoffextraktion bei unterschiedlichen Trainingsgeschwindigkeiten zu vergleichen. Das Trainingsprogramm und die Methoden zur Datenerhebung werden im Folgenden als Ressource für Forscher vorgestellt, um ein besseres Verständnis der komplexen Pathophysiologie von PH-RVF zu entwickeln.

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Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Institutional Animal Care and Use Committee am Vanderbilt University Medical Center hat das folgende Protokoll genehmigt. Die beschriebenen Verfahren wurden gemäß dem Leitfaden des US National Research Council für die Pflege und Nutzung von Labortieren9 durchgeführt. Alle Schafe waren Dorset-Kreuzungen, weiblich, wogen 55–65 kg und waren zwischen 1 und 2 Jahre alt. Siehe Abbildung 1 für den vollständigen Zeitplan des Trainings und das Trainingsprotokoll.

1. Laufbandgewöhnung

  1. Nach einer angemessenen Quarantäne vor Ort und vor der Operation beginnen Sie mit der Akklimatisierung am Laufband.
  2. Schafe in den Trainingsraum mit dem Transportbehälter bringen.
  3. Legen Sie das Halfter auf das Schaf und führen Sie es vorsichtig auf das Laufband.
  4. Nachdem das Schaf bequem ist, lassen Sie das Schaf seine Vorderbeine auf die Laufbandkiste legen und das Halfter vorne am Laufband festbinden.
  5. Schalten Sie das Laufband ein, stellen Sie die Kurzwahl auf die niedrigste Position von 10 und fördern Sie Schafe mit tierzugelassenem Futter.
  6. Während das Laufband läuft, sollten sich nur die Hinterbeine des Schafes bewegen, da die Vorderbeine auf der Laufbandbox ruhen (Ergänzendes Video 1).
  7. Nach einer Minute Gehen schalten Sie das Laufband aus. Wiederhole das Einschalten des Laufbands und das Spazierengehen mit dem Schaf für eine Minute und erhöhe die Geschwindigkeit auf 30.
  8. Wiederholen Sie die Schritte 1.2–1.7 zwei- bis dreimal vor der Operation.

2. Chirurgisches Modell zur Initiierung des PH-RVF-Modells

  1. Siehe unsere vorherige Publikation, die Details zu dieser Operation sowie zur regelmäßigen Wartung und Titration der PA-Manschette8 bietet. Dennoch enthält dieses Protokoll die wichtigsten Schritte dieser ersten Operation, damit der Leser sie während des Trainings besser einordnen kann.
  2. Chirurgische Exposition
    1. Führen Sie eine Mini-Links-Vorderthorakotomie durch.
    2. Ziehen Sie die linke Lunge zurück und schneiden Sie das Perikard längs ein, um die wichtigsten Strukturen freizulegen: den rechten Ventrikel und die Lungenarterie.
  3. LPA-Ligatur und MPA-Okkluderplatzierung
    1. Sesziere um die Haupt-PA herum und isoliere sie.
    2. Folgen Sie dem Haupt-PA bis zur Bifurkation, um die LPA freizulegen. Anschließend isoliert und verbindet man die LPA mit Nabelband.
    3. Platzieren Sie den robusten Silizium-Gefäß-Okkludeur und perivaskuläre Flusssonden um das MPA. Dieser Okkluster wird auch als PA-Manschette bezeichnet.
  4. Wohnmobildruckleitung
    1. Folgen Sie der MPA-Arterie entlang der RV-Abflusswand und finden Sie die RV.
    2. Wählen Sie einen Ort, an dem eine Druckleitung in der Mitte des Wohnmobils gesichert werden kann. Diese Leitung wird zur Übertragung von RV-Drucken und zur Entnahme von Blutgasproben verwendet.
      HINWEIS: Das aus dem Wohnmobil entnommene Blutgas dient als Ersatz-Mischvenengas. Während Blut aus der PA echtes gemischtes venöses Blut ist, ist das Blut aus dem RV auch eine Mischung aus Blut aus dem systemischen Kreislauf und dem Koronarsinus. Ohne intrakardiales Shunting ist der Unterschied in SvO2 von einer PA- oder RV-Quelle vernachlässigbar:10,11.
  5. Hafentunnelbau
    1. Führen Sie die RV-Druck- und PA-Okkluderleitungen durch einen Interkostalraum unterhalb des Schnitts und Tunnel in der subkutanen Schicht zum linken Dorsum des Schafes.
    2. Verbinde beide Leitungen mit zwei separaten Anschlüssen und sichere die Anschlüsse unter einer Schicht subkutanes Gewebe. Der PA-Anschluss ist näher am Kopf und der RV-Port näher am Heck.

3. Postoperative Erholung

  1. Lassen Sie das Schaf eine Woche lang postoperativ mit angemessener Schmerztherapie und Antibiotika gemäß dem Protokoll erholen.
  2. Sobald sich das Schaf angemessen erholt hat, beginnen Sie mit der ersten Übungsstunde.

4. Vorbereitung für Trainingseinheiten und Manschettenkontrolle

  1. Machen Sie Heparinspülungen, die zum Stromspülen der Wohnmobilleitung benötigt werden.
    1. Nehmen Sie drei regelmäßige Kochsalzspülungen.
    2. Entferne 1 ml Kochsalzlösung aus den Spülungen.
    3. Gib 1 ml Heparin (1000 Einheiten) zu Spritzen.
    4. Wiederhole diesen Vorgang, um 3 Flushes zu machen.
  2. Sammle Vorräte für Blutgasproben, eine Maschine zur Datenerfassung und Laborproben.
    1. Bereiten Sie zwei 10-ml-Spritzen vor: Eine wird für Abfallstoffe verwendet, die andere wird verwendet, um 10 ml Blut für Laborwerte (CBC, CMP) zu entfernen.
    2. Bereiten Sie fünf 1-ml-Spritzen vor, damit Blutgasproben an der arteriellen Blutgasmaschine der Wahl durchgeführt werden.
  3. Verabreichen Sie Heparin und Alteplase.
    1. Verwenden Sie eine 5-ml-Spritze, um 5 ml Heparin (5000 Einheiten) zu entnehmen, das am Ende der Übung oder des Manschettenchecks zur Verriegelung der RV-Leitung verwendet wird, um Gerinnung zu verhindern.
    2. Alteplase wird nur benötigt, wenn die RV-Leitung gerinnt ist oder die Wellenform gedämpft ist.
    3. Wenn Alteplase benötigt wird, muss es mit 2,2 ml sterilem Wasser rekonstituiert werden, um 2 mg Alteplase zu bilden.
  4. Richten Sie den Zugang zur PA-Manschette (Abbildung 2) ein.
    1. Besorge dir eine 1-ml-Spritze und eine 5-ml-Spritze.
    2. Mit einer kleinen Nadel (20–22 G) füllen Sie beide Spritzen mit hypertoner Kochsalzlösung. Verwende die 1-ml-Spritze, um die Manschette aufzupumpen, und die 5-ml-Spritze, um die Leitung zu primieren.
    3. Besorge einen Druckwandler und verbinde das weibliche Luer-Ende des Druckrohrs (mindestens 36 Zoll) mit dem männlichen Luer-Ende des Wandlers.
    4. Stellen Sie sicher, dass das untere Luer-Ende des Wandlers verschlossen ist (Abbildung 2A).
    5. Verbinden Sie das männliche Ende des Druckrohrs mit dem weiblichen Luer-Anschluss, der die weiße Kappe an einem dreifachen Absperrhahn hat.
    6. Verbinden Sie eine 22-G-Huber-Nadel am männlichen Ende des Dreifach-Absperrhahns.
    7. Mit der 5-ml-Spritze mit hypertoner Kochsalzlösung öffnen Sie den Anschluss am Druckmesser und öffnen Sie ihn zum Huber-Nadelset.
    8. Spüle die Druckleitung und die Huber-Nadel, bis hypertonische Kochsalzlösung aus der Nadel kommt.
    9. Drehen Sie den Dreifachhahn zur Huber-Nadel, um den Hahn zu verriegeln und sicherzustellen, dass keine Luft in die Leitung für den Zugang zur PA-Manschette gelangt (Abbildung 2B). Drehen Sie den Dreifach-Absperrhahn zur blauen Kappe, um den Zugang zur Manschette zu öffnen (Abbildung 2C).
  5. Richte den Wohnmobil-Leitungszugang ein.
    1. Entnehmen Sie 2 ml Kochsalzlösung aus einem 1-Liter-Sack mit normaler Kochsalzlösung und fügen Sie 2 ml Heparin (2000 Einheiten) hinzu, sodass eine Gesamtkonzentration von 2 Einheiten pro ml erreicht wird.
    2. Setze den normalen Kochsalzbeutel in einen Druckbeutel und einen Zugangsbeutel mit einem IV-Spike.
    3. Drehen Sie den Dreifach-Absperrhahn des Druckbeutels so, dass der Griff senkrecht zum Rohr steht, und pumpen Sie den Beutel mit der Handpumpe auf, bis der Druckanzeiger bei etwa 250 mmHg grün wird.
    4. Drehen Sie den Dreifachhahn zum Beutel, um den Druck aufrechtzuerhalten, und setzen Sie den Beutel etwa 2 m über dem Boden auf den Infusionspol.
    5. Verbinden Sie das männliche Ende der IV-Leitung am Druckbeutel mit dem weiblichen Ende des Druckwandlers.
    6. Verbinden Sie das weibliche Luer-Ende des Druckrohrs (mindestens 36 Zoll) mit dem männlichen Ende des Wandlers.
    7. Verbinden Sie das männliche Ende des Druckrohrs mit der weiblichen Luer-Verbindung an einem Dreifach-Absperrhahn.
    8. Schließen Sie eine 22-G-Huber-Nadel am männlichen Ende des Dreifach-Absperrhahns an.
    9. Öffne die Heparinbeutel-IV-Leitung und spüle die gesamte Linie, bis heparinisierte Kochsalzlösung aus der Huber-Nadel kommt. Verriegeln Sie den mit der Huber-Nadel verbundenen Drei-Wege-Absperrhahn, indem Sie ihn zur Huber-Nadel drehen, um sicherzustellen, dass keine Luft in die Leitung zum Zugang zum Wohnmobilport gelangt.
  6. Übertragen Sie die Schafe.
    1. Schafe in den Trainingsraum mit dem Transportbehälter bringen.
    2. Führen Sie das Schaf vorsichtig auf das Laufband und legen Sie ein Halfter auf das Schaf.
    3. Verwenden Sie ein Halfter, um die Schafe vorne auf dem Laufband zu halten, mit den Vorderbeinen auf einer kleinen Box.
  7. Zugang zu PA- und Wohnmobilanschlüssen.
    1. Taste die Ports ab und finde die Mitte des Ports, und reinige die überliegende Haut gründlich mit Alkoholtüchern.
    2. Greifen Sie mit einer Huber-Nadel auf den PA-Port zu.
    3. Wiederholen Sie die Schritte 4.7.1 und 4.7.2 für den Zugang zum Wohnmobilport.
  8. Endgültiger Computeraufbau.
    1. Schalten Sie den Computer ein, öffnen Sie LabChart und verwenden Sie die Spezifikationen in den ergänzenden Methoden (Supplementary File 1, Supplementary Abbildung 1, Supplementary Abbildung 2 und Supplementary Abbildung 3), um die folgenden Kanäle einzurichten: PA-Manschette, RV-Druck, RV-systolischer Druck und Herzfrequenz (Abbildung 3A).
    2. Stellen Sie sicher, dass alles korrekt zugänglich ist, wobei der PA-Port näher am Kopf und der RV-Port näher am Heck ist (Abbildung 3B).
    3. Wandler sollten zwischen dem Computer und dem Schaf angebracht werden, wobei die Wandler auf Höhe des Herzens des Schafs stehen (Abbildung 3C).
    4. Verbinden Sie beide Druckwandler mit dem Schnittstellenkabel an und kalibrieren Sie die Wandler wie in den ergänzenden Methoden angegeben (Supplementary File 1, Supplementary Abbildung 1, Supplementary Abbildung 2 und Supplementary Abbildung 3).

5. Hafenzugang

  1. Stellen Sie sicher, dass Schritt 4.8 abgeschlossen ist, und klicken Sie oben rechts im Softwarefenster auf Start, um mit der Aufzeichnung der Datenerfassungssoftware zu beginnen, die RV- und PA-Manschettendruckwellen bei 400 Hz erfasst.
  2. Öffnen Sie die PA-Manschette, indem Sie den Absperrhahn nach oben drehen, um die Druckwellenform der PA-Manschette zu übertragen (Abbildung 4A), und dann den Absperrhahn zum Schaf zu drehen, um die Wellenform zu schließen (Abbildung 4B).
    1. Halte den Stopphahn für den PA-Manschettendruck die meiste Zeit aus, damit der PA-Cuff nicht durch hohe Drücke entleert wird.
  3. Platziere eine der Heparinspülungen auf den Dreifach-Absperrhahn für die Wohnmobilleitung und bündige die Leitung mit der gesamten Spülung in den Wohnmobilanschluss.
  4. Ziehe vorsichtig die Spritze zurück, bis das dunkle Blut zurückkehrt.
    1. Wenn es schwierig ist, Blut zurückzuziehen, spülen Sie mit einem weiteren 5–10 ml heparinisiertem Kochsalzlösungslösungsmittel mit einem Powerflush und dann mit einer großen leeren Spritze wie 20 mL oder 30 ml zurück.
    2. Wenn die Verstopfung anhält, injiziere 1–2 mg Alteplase in die Leitung und warte etwa 10 Minuten.
  5. Öffnen Sie den mit der RV-Leitung verbundenen Drei-Wege-Stopphahn, um RV-Druck und -Wellenform zu transduzieren. Die Wellenformen variieren bei Ruhe, Bewegung und Erholungsgeschwindigkeit (Abbildung 4C).

6. Trainingsprogramm

  1. Entnehmen Sie Blut für das Ausgangs-Blutgas bei Anfangsgeschwindigkeit 0, indem Sie den Absperrhahn zum Wandler drehen, und verwenden Sie eine leere 10-ml-Spritze, um 10 ml RV-Blut als Abfall zurückzuziehen, dann 0,2–0,4 ml RV-Blut mit einer 1-ml-Spritze für die Blutprobe.
  2. Verwenden Sie die 1-ml-Probe Wohnmobilbluts für die Blutgasanalyse und geben Sie dann 10 ml Wohnmobilblut zurück an das Schaf.
  3. Drehen Sie den Absperrhahn in die aufwärts gerichtete Position. Spülen Sie die Wohnmobilleitung, indem Sie die blaue Lasche am Wohnmobildruckmesser ziehen, um das Ventil zu öffnen, bis das gesamte Blut aus der Druckleitung verschwunden ist.
  4. Starte die erste Übungsgeschwindigkeit am Laufband-Knopf 30, der 0,46 m/s für 10 Minuten beträgt.
  5. Während der 10 Minuten öffnen Sie regelmäßig die PA-Manschettenlinie, um den PA-Manschettendruck zu übertragen.
  6. Gegen Ende von 10 Minuten entnehmen Sie Blutgas durch die Schritte 6.1–6.3.
  7. Wiederholen Sie die Schritte 6.1–6.6 für Laufbandeinstellungen von 40 (0,78 m/s), 50 (1,1 m/s), 30 und 0.
  8. Am Ende der Übungseinheit verwenden Sie 1 ml hypertonisches Kochsalzlösung, um die Manschette um 150–200 mmHg aufzublasen.
  9. Übertragen Sie den Wohnmobildruck für einige Minuten nach der Aufpumpung, damit das Schaf die Inflation toleriert.

7. Trennen von Ports

  1. Entfernen Sie die Huber-Nadel schnell aus dem PA-Manschettenport, um ein Druckleck in der Manschette zu verhindern.
  2. Injizieren Sie 5 ml Heparin in die RV-Leitung, spülen Sie die Leitung jedoch nicht, sodass Heparin in der RV-Leitung und im Anschluss bleibt.
  3. Entfernen Sie schnell den Zugang zum Wohnmobilanschluss und reinigen Sie beide Anschlüsse mit Alkoholtüchern.

8. Manschettencheck

  1. Bringen Sie die Schafe in ein kleines Gehege.
  2. Wiederholen Sie die Schritte 4.1–4.8 und lassen Sie die zusätzliche 10-ml-Spritze aus Schritt 4.2.1 weg, da Laborwerte nur während der Übungseinheiten durchgeführt werden.
  3. Wiederholen Sie die Schritte 5.1–5.5 und übertragen Sie den PA-Manschettendruck und die RV-Wellenform.
  4. Blut aus dem Wohnmobil-Port wie in den Schritten 6.1–6.3 beschrieben entnommen.
  5. Öffnen Sie die PA-Manschettenlinie, um sicherzustellen, dass die PA-Manschette ihren Druck aus der vorherigen Übungseinheit behält, indem Sie den Stopphahn senkrecht zur Druckleitung drehen.
  6. Pumpen Sie die PA-Manschette nach Bedarf nach Schritt 6.8 auf, um wieder auf den Druck der Manschette zu bringen, der in der jeweiligen Trainingseinheit erreicht wurde.
  7. Übertragen Sie den Wohnmobildruck für einige Minuten nach der Aufpumpung, damit das Schaf das Aufblasen der Manschette toleriert.
  8. Befolgen Sie die Schritte 7.1–7.3, um die Manschettenprüfung abzuschließen.

9. Das gesamte Regime absolvieren

  1. Wiederholen Sie wöchentlich Übungen und Manschettenkontrollen über einen Zeitraum von 8 Wochen (Abbildung 1A, B).

10. Die Trainingseinheit vorzeitig beenden

  1. Wenn während der Bewegung SvO 2 unter 30 % fällt oder Sv O2 unter 50 % liegt, beenden Sie die Übungseinheit sofort und lassen die Manschette entleeren, um das Risiko einer akuten irreversiblen Dekompensation des Schafes zu verringern.
  2. Wenn das Tier außerdem Symptome wie Blässe, Tachypnoe, Grunzen, Zähneknirschen oder Mundatmung zeigt, beenden Sie die Trainingseinheit und lassen die Manschette entleeren. Dies könnten frühe Anzeichen einer Dekompensation sein.

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Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle Daten werden als Mittelwert±SEM dargestellt. Im Verlauf von acht Wochen blieb der SgegenO2 bei maximaler Laufbandgeschwindigkeit in Woche 1 gegenüber Woche 8 relativ stabil: 62,7 ± 4,5 % gegenüber 69,8 ± 4,0 % (Abbildung 5A), obwohl der RVSP von Woche 1 auf Woche 8 anstieg: 78 ± 8 mmHg gegenüber 96 ± 8 mmHg (Abbildung 5B). Die während des Trainings zurückgelegte Distanz stieg von Woche 1 bis Woche 8: 1...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das vorgestellte Schaf-PH-RVF-Modell wurde gegenüber der vorherigen Version aktualisiert, indem es mit einer Laufband-Trainingsplattform kombiniert wurde, um die Wechselwirkung zwischen Bewegung und Krankheitsentwicklung zu untersuchen8. Da jedes Tier unterschiedlich auf Manschettenaufblasen reagieren kann, wurden für eine konsequente Trainingskonditionierung während einer Trainingseinheit die Laufbandgeschwindigkeiten während einer Trainingseinheit angepasst, um ...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte, die offengelegt werden müssen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde von folgenden Institutionen und Auszeichnungen finanziert: National Institutes of Health R01HL171577, National Institute of General Medical Sciences des NIH-Zuschuss T32 GM007347, National Institutes of Health Zuschuss T32 HL160508, Vanderbilt Faculty Research Scholar Award, American Heart Association Second Century Early Faculty Independence Award 24SCEFIA1255079, Vanderbilt University Medical Center Cardiothoracic Research Fund, Vanderbilt University Medical Center Mrs. Shelley F. Kleiner und Dr. Fredric Kleiner Fund, Vanderbilt University Medical Center Ms. Dorothy Thomas Research Fund sowie der Vanderbilt University Medical Center David M. Livingston Lung Transplant Memorial Fund. Außerdem wäre diese Arbeit ohne das Vanderbilt University Animal Care and Use Program und das Personal des S.R. Light Laboratory: Jamie Adcock, Susan Fultz, Azia Tanks und Eiman Barsoum für ihre technische Unterstützung, nicht möglich gewesen.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,9% Normal Saline, 1000 mLBaxter Healthcare Corp0338-0049-04Medikament, chronische PH
16 mm Heavy Duty Occluder mit BetätigungsschlauchAccess TechnologiesOC-16HDEinweg, chronische PH
70% Isopropylalkohol-PräparationspadsMedlineMDS090670Einweg, chronische PH
Aluminium-Lamm- und ZiegentreibbandLivestock Performance Products DC314Ausrüstung
Beutel, Infusion: Nichtsterile Novaplus-Infusionsbeutel, 500 mlMedlineTCV4005HEinweg, chronische PH
Blue ClaveMedlineBOPC1000Einweg, chronische PH
Cathflo Activase (alteplase) 2 mgCathfloNDC 50242004164Medikament, chronische PH
Computer Dell Lattitude 7400Ausrüstung
DatenerfassungshardwareADInstrumentsPowerLab 16/30Ausrüstung
EPOC Point-of-care BlutgasanalysatorSiemens HealthineersSiemens-Epoc-RAusrüstung
DurchflussmesserTransonichttps://www.transonic.com/tubing-flow-meters-manufacturers
Gazeschwämme: Sterile, röntgenkompatible Gazeschwämme, 16-Ply, 4” × 4”MedlinePRM21430LFHEinweg, chronische PH
GEM 7000 mit iQM3Werfen6000228442Ausrüstung
HeparinFresenius Kabi63323-540-31Medikament, chronische PH
Hospira Primary IV Sets, 80”Patterson Veterinary07-835-0123Einweg, chronische PH
Hypertone Kochsalzlösung 3%Baxter Healthcare Corp.0338-0054-03Medikament, chronische PH
Hypodermische Nadel mit Schrägschnitt und normaler Wandstärke, 20 G × 1”MedlineB-D305175ZEinweg, chronische PH
Interface-Kabel, Edwards LifeScience-Transducer zu ADInstruments-BrückenverstärkerFogg System0395-2434Ausrüstung
Labchart-SoftwareADInstrumentsLabchart 8Ausrüstung
Nadeln: Hypodermische Nadel mit regulärem Schrägschnitt, steril, 18 G × 1,5”MedlineB-D305185ZEinweg, chronische PH
OktalbrückenverstärkerADInstrumentsFE228Ausrüstung
Port-A-Cath Huber-Nadel, gerade, 22 G × 1-1/2”MedlineAAKM21200724Einweg, chronische PH
SchafhalsungWeaver Livestock 35-7840-S20Ausrüstung
Sterile Leur-Lock-Spritze, 1 mlFisher ScientificBD309628Einweg, chronische PH
Sterile Luer-Lock-Spritze, 10 mlMedlineSYR110010ZEinweg, chronische PH
Sterile Luer-Lock-Spritze, 3 mlMedlineSYR103010ZEinweg, chronische PH
Sterile Luer-Lock-Spritze, 5 mlMedlineSYR105010ZEinweg, chronische PH
Steriles WasserFresenius Kabi918550Medikament
Stopfen: 3-Wege-Stopfen mit Griff in AUS-Position, rotierender Adapter Männliche Kragenbefestigung, 45 PSIMedlineDYNJSC301Einweg, chronische PH
Transducer-KlemmeEdwards LifeScienceTCLIP05Ausrüstung
Transonic Perivascular Flow Probe (PAU-Serie)ADInstrumentshttps://www.adinstruments.com/products/perivascular-flowprobes
Transportkäfig / Käfig für große TiereAncare ANAT305660SSAusrüstung
Trigger Aneroid-Manometer (Sphygmomanometer)Patterson Veterinary07-815-0464Ausrüstung
TruWave Einweg-Drucktransducer-Kits von Edwards LifesciencesMedlineVSYPX260Einweg, chronische PH
Schlauch: Drucküberwachungsschlauch mit fester männlicher Luer-Lock- und weiblicher Armatur, niedriger Druck, 72” LMedlineDYNJPMTBG72MFEinweg, chronische PH
Nabelschnurband, Baumwolle, 3-Stränge, 1/8 x 36"MedlineDYNJPMTBG72MFEinweg, chronische PH

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mocumbi, A., et al. Pulmonary hypertension. Nat Rev Dis Primers. 10 (1), 1(2024).
  2. Sahni, S., et al. Pulmonary rehabilitation and exercise in pulmonary arterial hypertension: an underutilized intervention. J Exerc Rehabil. 11 (2), 74-79 (2015).
  3. Fox, B. D., et al. Ambulatory rehabilitation improves exercise capacity in patients with pulmonary hypertension. J Card Fail. 17 (3), 196-200 (2011).
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