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Methodenartikel

Bewertungen der Sauerstoffversorgung und der vaskulären Perfusion in präklinischen Modellen von Krebs und Wundheilung mittels OS-DCE OAI

276 Ansichten

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DOI:

10.3791/70689

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7. April 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Physics, University of Wisconsin, 2University of Texas MD Anderson Cancer Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier stellen wir ein Protokoll zur Durchführung von Oxygen Sensitive – Dynamic Contrast Enhanced Optoacoustic Imaging (OS-DCE OAI) zur Bewertung präklinischer Modelle von Krebs und Wundheilung vor. OS OAI kann Oxy- und Deoxyhämoglobin abbilden und so die Sauerstoffversorgung des Gewebes kartieren. DCE-OAI kann die Pharmakokinetik eines exogenen Kontrastmittels abbilden und so die vaskuläre Perfusion kartieren.

Zusammenfassung

Sauerstoffsensitive optoakustische Bildgebung (OS OAI) und dynamische kontrastverstärkte optoakustische Bildgebung (DCE OAI) liefern komplementäre, nicht-invasive Messungen der Gewebephysiologie. OS OAI nutzt die multispektrale Detektion endogener Oxyhämoglobin und Deoxyhämoglobin, um Karten der Blutsauerstoffsättigung (%sO₂) zu erstellen, während DCE OAI die Pharmakokinetik eines Nahinfrarot-Absorbers in vivo verfolgt, um die vaskuläre Perfusion und Permeabilität zu quantifizieren. Das Ziel dieses Protokolls ist es, einen einheitlichen OS-DCE OAI-Workflow zu präsentieren, der eine gleichzeitige Beurteilung von Sauerstoffzufuhr und Perfusion in zwei weit verbreiteten präklinischen Umgebungen ermöglicht: orthotopischen Brustkrebstumoren und vollwertigen kutanen Wunden.

In diesem Protokoll zeigten wir OAI von Mausmodellen von Brustkrebs oder einer Risswunde. Für OS-OAI werden multispektrale Multispektralscans bei 700–875 nm aufgenommen, um eine spektrale Entmischung und Schätzung von %sO₂ zu ermöglichen. Für DCE OAI werden wiederholte Aufnahmen mit ≤5-S-Zeitauflösung vor und nach der intravenösen Bolusinjektion von Indocyanin Green (ICG) durchgeführt, wobei entweder multispektrale Abtastung bei 700–875 nm oder Einzelwellenlänge bei 800 nm verwendet wird, um Zeit- versus OA-Signalamplitudenkurven zu erzeugen. Die Entwicklung von Tiermodellen, die Vorbereitung der OA-Bildgebung, OS-OAI- und DCE-OAI-Aufnahmen sowie Analysen zur Messung der Eigenschaften der Sauerstoffversorgung und der vaskulären Perfusion werden detailliert beschrieben, ebenso wie wichtige Fehlerbehebungshinweise für Bewegungsartefakte, oberflächliche Absorber und fehlgeschlagene Injektionen.

Zusammen ergibt dieses OS-DCE OAI-Protokoll ein integriertes funktionelles Porträt von Hypoxie und vaskulärem Transport, das physiologische Veränderungen von Tumoren und Wunden früher erkennen kann als grobe anatomische Messungen. OS-DCE OAI lässt sich leicht an andere Krankheitsmodelle anpassen.

Einleitung

Die optoakustische Bildgebung (OAI), auch als photoakustische Bildgebung oder multispektrale optoakustische Tomographie bezeichnet, ist eine relativ neue Methode, die optische Anregung mit Ultraschall-(US)-Detektion verbindet, um eine tiefe Gewebebildgebung 1,2 zu ermöglichen. Bei OAI regen kurze Nanosekunden-Laserpulse endogene Chromophoren wie Oxy- und Desoxyhämoglobin an, wodurch lokalisierte thermoelastische Expansion und breitbandige akustische Wellen entstehen, die von US-Transducern detektiert werden. Diese Signale ermöglichen es OAI, Bilder mit optischem Kontrast bei ultraschallähnlicher räumlicher Auflösung zu erzeugen und dabei in vivo die Tiefentiefe im Zentimetermaßstab zu erreichen. Wenn Daten bei mehreren Wellenlängen erfasst und mit spektraler Entmischung analysiert werden, kann Oxygen Sensitive (OS) OAI relative Konzentrationen von Oxy- und Deoxyhämoglobin schätzen und so die Sauerstoffsättigung des Gewebes (%sO₂)2 ableiten. Die Sauerstoffsättigung im Blut ermöglicht eine funktionelle Bewertung der mikrovaskulären Physiologie, die mit anderen Methoden schwer nicht-invasiv zugänglich ist.

Vaskuläre Perfusion ist auch für Bewertungen der mikrovaskulären Physiologie nützlich. Vaskuläre Perfusion stellt eine Kombination aus Gefäßfluss, Permeabilität und Gefäßoberfläche3 dar. Zur Quantifizierung der Perfusion kann OAI mit einem exogenen Kontrastmittel verwendet werden, um Dynamic Contrast Enhanced OAI (DCE OAI) durchzuführen. Bei diesem Ansatz überwacht die temporale Bildgebung vor, während und nach der Injektion des Kontrastmittels die Pharmakokinetik (PK) des Wirkstoffs. Diese Ergebnisse können modelliert werden, um die Einspülrate (NKtrans) vom Blutplasmakompartiment zum extrazellulären Tumorkompartiment sowie die Ausspülrate (kep) vom extrazellulären Tumorkompartiment zum Plasmakompartiment zu messen. Wir haben eine PK-Modellierungsmethode entwickelt, die das berüchtigte Problem der Lichtfluenz (d. h. Streuung und Absorption in Geweben, die variable Strahlungsenergie durch das Gewebe verursachen) umgeht4. Unsere Methode normalisiert die Änderung des dynamischen OAI-Signals von 0 % (vor der Einspritzung) auf 100 % (maximale Verstärkung) und verwendet dann Differentialgleichungen, um die NK-Trans-Wash-in-Rate und das kep zu schätzen. Andere DCE-OAI-Studien haben standardisierte PK-Modellierungsmethoden verwendet, die von der Hauptannahme ausgehen, dass die Lichtfluenz im gesamten Gewebegleichmäßig ist 5,6.

DCE OAI-Ergebnisse können auch verwendet werden, um die Wash-in-Raten zu bewerten, indem empirische Messungen von Maximum Signal Enhancement (MSE), Time-to-Peak (TTP) zum Erreichen des MSE, Steigung (typischerweise für Injektion in TTP) und Initial Area Under the Curve (IAUC; wiederum typischerweise für Injektion in TTP nach der Injektion) durchgeführt werden. Es ist zu beachten, dass, wenn die TTP später in der PK-Kurve auftritt, die Steigung oder IAUC während des linearen Teils der Kurve oder vom Zeitpunkt der Injektion bis 1 Minute nach der Injektion gemessen werden kann. Wir haben gezeigt, dass empirische Messungen auch bei der Bewertung von Behandlungen auf Tumormodellen oder bei der Bewertung der Wundheilung 8,9 nützlich sein können. Andere Studien haben ebenfalls einen Wert darin gezeigt, empirische Messungen zur Bewertung der vaskulären Permeabilität des Tumors und der Leberfibrosezu bewerten 10,11. Die Form der PK-Kurve kann auch verwendet werden, um die Tumor-Vaskulärperfusion qualitativ als hoch oder niedrig 12,13,14 zu kategorisieren.

Zusätzlich kann das OAI-Signal zu einem einzelnen Zeitpunkt nach der Injektion als empirische Bewertung der Perfusion verwendet werden, bekannt als nicht-dynamisches kontrastverstärktes OAI (CE OAI)15. Ein CE-OA-Bild, das einen hellen Tumor oder eine Wunde zeigt, ist einfach und sehr visuell und wird dennoch oft nur für eine qualitative Bewertung von hoher vs. niedriger Durchfluss verwendet. Im Allgemeinen wird die dynamische Veränderung der OAI-Signale nach TTP nicht analysiert, um die vaskuläre Perfusion in Tumoren empirisch zu bewerten. Wie unten gezeigt, sind die Wash-in-Raten bei Wunden jedoch extrem schnell, sodass NKTrans, TTP, Steigung und IAUC schwer zu messen sind. Daher haben wir die lineare oder exponentielle Steigung der Auswaschungsphase als empirisches Maß für die vaskuläre Perfusion in Wundenverwendet 9.

Die meisten OAI-Agenten absorbieren im Nahinfrarot-(NIR-)Wellenlängenbereich, der tiefer in Gewebeeindringen kann, 16,17. Die Wasserabsorption bei Wellenlängen über 900 nm begrenzt jedoch den in vivo nutzbaren OAI-Wellenlängenbereich auf 700–900 nm für die meisten Anwendungen2. Indocyanin Green (ICG) ist ein prototypischer DCE-OAI-Wirkstoff, da er eine starke NIR-Absorption bei 780–800 nm bietet, ein moderat starkes OAI-Signal erzeugt und eine günstige Biokompatibilität mit der FDA-Zulassung für den klinischen Gebrauch aufweist. Diese Merkmale ermöglichen intravaskulären Kontrast und interpretierbare PK-Kurven.

Wir haben ein kombiniertes OS-DCE-OAI-Protokoll entwickelt, um Sauerstoffversorgung und vaskuläre Perfusion in präklinischen Modellen solider Tumore und Wunden zu bewerten 8,9. Der OS-Teil dieses Protokolls kann die Oxygenierung in mehreren bildgebenden Schnitten bewerten, die ganze Tumor- und Wundvolumen in Mausmodellen abdecken können. Der DCE-Teil unseres Protokolls bietet die Option, einen einzelnen Schnitt des Tumors oder der Wunde mit mehreren Laserwellenlängen zu fotografieren (was die Genauigkeit der Kontrastmittelerkennung verbessert) oder bis zu 5 Schnitte mit einer einzigen Laserwellenlänge abzubilden (was die räumliche Abdeckung verbessert). Wir haben OS-DCE OAI verwendet, um die Veränderung der Sauerstoffversorgung und der Gefäßperfusion nach der Behandlung eines Tumormodells mit Strahlentherapie oder mit Combretastatin A4-phosphat, einem vaskulären Störmittel 4,8, zu überwachen. Wir haben auch OS-DCE OAI verwendet, um die Wundheilungzu überwachen 9. DCE OAI gibt OAI die Möglichkeit, den Verlauf mittels vaskulärer Perfusion zu überwachen, die auf verschiedene Krankheiten angewendet werden kann.

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Protokoll

Führen Sie alle Verfahren unter Genehmigung des Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Ihrer Einrichtung durch. Alle Verfahren im untenstehenden Protokoll wurden vom IACUC unserer Institution genehmigt.

1. Anästhesie (für spätere Eingriffe)

  1. Anästhesie einleiten. Zunächst wird die Anästhesie mit 5 % Isofluran in 100 % Sauerstoffträgergas induziert und aufrechterhalten, bis die Maus nicht mehr wach ist.
  2. Führen Sie die Anästhesie aufrecht. Betäuben Sie die Maus weiterhin mit 1,5–2 % Isofluran in 100 % Sauerstoffträgergas. Überprüfen Sie das Fehlen eines Pedalreflexes.
  3. Normothermie aufrechterhalten. Achten Sie darauf, die Tiere während der Betäubungsphase auf einer warmen Oberfläche zu halten und die Temperatur zu überwachen.
    HINWEIS: (Pausepunkt) Beginnen Sie mit der Tumorimplantation oder Wundbildung, sobald ein Tier vollständig betäubt ist.

2. Vorbereitung des Modells

HINWEIS: Alle Zellarbeiten sollten in einem Biosicherheitsschrank durchgeführt werden, um Exposition und mögliche Kontamination zu vermeiden.

  1. Etabliert ein 4T1-orthotopisches Tumormodell (Abbildung 1).
    1. Zellen auf Eis vorbereiten: 4T1-Zellen in eiskaltem PBS mit einer Konzentration von 2 × 107Zellen /mL neu suspendieren.
    2. Zellen mit der Matrix mischen: Kombinieren Sie die Zellsuspension 1:1 (v/v) mit eiskalten biologischen Hydrogel, das eine reiche extrazelluläre Matrix besitzt. Die Kombination sollte eine Zelllösung mit 1 × 107 Zellen /ml ergeben.
    3. Spritze laden: Laden Sie die Zellmischung in eine sterile Laborspritze mit einem Volumen von nicht größer als 1,0 ml. Begrenze das Volumen auf 100 μL pro Injektion (1 × 106 Zellen ). Als Option wird die Spritze vorsichtig auf 30 °C erhitzt, wodurch das biologische Hydrogel leicht viskos wird und an der Injektionsstelle stärker festgehalten wird.
      VORSICHT: Achten Sie darauf, dass Spritzen scharf sind und vermeiden Sie das Wiederverschluss.
    4. Betäuben Sie die Maus, wie in Abschnitt 1 beschrieben.
    5. Entfernen Sie das Fell, falls vorhanden: Enthaaren Sie den Bereich der Brustpolster. Lassen Sie diesen Schritt weg, wenn Sie athymische nackte Mäuse verwenden.
    6. Nadel positionieren und injizieren: Sterilisiere das vierte leistengestützte Fettpolster der Leisten. Führe die Nadelabschrägung nach oben ein und spritze langsam 100 μL in das Fettpad, um Reflux zu vermeiden.
    7. Erholen Sie das Tier aus der Narkose: Bringen Sie die Maus zurück in einen erwärmten Käfig und überwachen Sie die Maus, bis sie gelaufen ist.
    8. Lass den Tumor wachsen: Lasse 8–10 Tage ein, bis 4T1-Tumore vor der Bildgebung einen Mindestdurchmesser von 0,3 cm erreichen.
      HINWEIS: Tumore mit größerem Durchmesser können ebenfalls abgebildet werden. Der Durchmesser des Tumors kann mit einem kalibrierten Vernier-Kaliber gemessen werden. Tumore, die den vom IACUC (oder einem gleichwertigen institutionellen Ausschuss) genehmigten maximalen Durchmesser überschreiten, sollten eingeschläfert werden. Folgen Sie der orthotopischen Injektion und passen Sie die Zellanzahl/-volumen an das gewünschte Transplantationsprotokoll an.
  2. Entstehung einer Exzisionswunde bei einer Maus (Abbildung 2)
    1. Bereiten Sie das Operationsfeld vor: Sterilisieren Sie den Arbeitsbereich und die Instrumente.
    2. Betäuben Sie die Maus, wie in Abschnitt 1 beschrieben.
    3. Entfernen Sie das Fell, falls vorhanden: Enthaaren Sie den dorsalen Bereich. Lassen Sie diesen Schritt weg, wenn Sie athymische nackte Mäuse verwenden.
    4. Analgesie verabreichen: Die Maus auf einer sterilen Operationsfläche sichern. Buprenorphin 0,05–0,1 mg/kg subkutan (SC) in den dorsalen Bereich injizieren.
    5. Desinfizieren Sie den Wundbereich: Desinfizieren Sie die dorsale Haut mit Povidoniod und anschließend 70 % Ethanol.
    6. Erzeugen Sie eine Exzisionswunde: Verwenden Sie einen 6-mm-Biopsie-Punch, um die Stelle zu umreißen. Entfernen Sie die Haut und den Panniculus carnosus, um einen vollständigen Defekt zu bilden.
    7. Setzen Sie die Silikonschiene auf:
      1. Zentriere eine donutförmige Silikonschiene um die Wunde. Stellen Sie sicher, dass der Innendurchmesser der Spalte 2–4 mm größer ist als der der Durchmesser der Wunde und die Breite der Schiene ~5 mm.
      2. Schneiden Sie eine donutförmige Silikonschiene aus einer Folie aus Silikonmaterial. Verwenden Sie ein klares Nahtmaterial, um die Schiene festzunähen. Falls nötig, verwenden Sie eine dünne Klebefolie, um den Ring zu befestigen.
        HINWEIS: Pigmentierte Nahtmaterialien können NIR-Licht absorbieren und sollten daher nicht verwendet werden.
    8. Nähen Sie die Schiene: Setzen Sie acht gleichmäßig verteilte, unterbrochene Nähte, um die Schiene ohne Strangulation an der umliegenden Haut zu befestigen.
    9. Legen Sie einen Okklusivverband an: Decken Sie die Wunde und die Schiene mit einem Okklusivverband ab, um das Bett zu schützen und die Wundumgebung zu standardisieren.
    10. Erholen Sie das Tier aus der Narkose: Bringen Sie die Maus zurück in einen erwärmten Käfig und überwachen Sie die Maus, bis sie gelaufen ist.
    11. Lassen Sie das Tier heilen: Setzen Sie die tägliche Pflege und Beurteilungen gemäß Studiendesign oder bis zur vollständigen Verheilt der Wunde fort.
    12. Ersetzen Sie den Verband täglich: Ersetzen Sie den verschließenden Verband täglich nach der Bildgebung oder Fotografie, um die Kontamination zu minimieren und die Sterilität zu erhalten.
      HINWEIS: (Kritischer Schritt) Die Wunde wird geschienen, um die Kontraktion zu unterdrücken und die Re-Epithelialisierung zu fördern, was die translationale Relevanz für die menschliche Heilung verbessert. (Pausepunkt) Nach dem Anbringen des Verbands sollten Sie bis zur nächsten geplanten Begutachtung oder Bildaufnahme pausieren.

3. OS-DCE OAI-Erfassungsprotokolle

  1. Bereite eine Maus und das Kontrastmittel für den OAI-Scan vor.
    1. Bereiten Sie das Kontrastmittel vor.
      1. Bereiten Sie eine Lösung von 1,62 mM des ICG-Kontrastmittels in sterilem Wasser vor. Filtern Sie die Lösung mit einem 0,3 μm Spritzenfilter. Füllen Sie eine sterile Laborspritze mit 100 μμL dieser Lösung.
        HINWEIS: Diese Dosis beträgt 162 nmol oder 125,5 μμg, basierend auf einem Molekulargewicht von 775 g/mol ICG. Die Dosis beträgt 6,28 mg/kg Mausgewicht, wobei man bedenkt, dass eine Maus etwa 20 g wiegt. Eine tierische äquivalente Dosis ist 12,3-mal höher als eine menschliche äquivalenteDosis 18. Daher beträgt die menschliche Äquivalentdosis 0,51 mg/kg Körpergewicht. Die maximal tolerierte Dosis für Menschen beträgt 2 mg/kg19. Daher beträgt die in dieser präklinische Studie verwendete Dosis etwa ein Viertel der maximal tolerierten Dosis beim Menschen.
    2. Bereite den OAI-Scanner vor.
      1. Füllen Sie den Bildgebungstank mit deionisiertem, destilliertem Wasser. Stellen Sie die Temperatur des Aquariums für eine Maus mit <25 g Körpergewicht auf 36 °C ein.
        HINWEIS: Diese Tanktemperatur hält die Körperkerntemperatur bei etwa 37 °C, da die Maus in einer Plastiktüte in der Wiege eingewickelt ist. Die Temperatur des Beckens sollte bei einer größeren Maus mit >25 g Körpergewicht auf 35 °C eingestellt werden, um eine Überhitzung zu vermeiden, da eine größere Maus mehr subkutanes Fettgewebe besitzt, das als isolierende Schicht wirkt.
    3. Betäuben Sie die Maus, wie in Abschnitt 1 beschrieben. Für den Rest des Aufnahmeprotokolls sollten Sie sicherstellen, dass die Maus mit 1,5–2 % Isofluran in 100 % Sauerstoffträgergas betäubt bleibt.
    4. Wenn Sie DCE OAI durchführen, setzen Sie venösen Zugang ein.
      1. Spülen Sie einen 27-G-Schwanzvenenkatheter mit heparinisierter Kochsalzlösung. Führen Sie den Katheter in eine seitliche Schwandelvene ein und sichern Sie den Katheter, um zu verhindern, dass er sich aus der Schwandelvene löst (Abbildung 3A). Stellen Sie sicher, dass keine Luftblasen vorhanden sind.
        HINWEIS: (Kritischer Schritt) Verwenden Sie heparinisierte Kochsalzlösung, um die Katheteröffnung aufrechtzuerhalten.
      2. Zusätzlich bereiten Sie eine sterile Laborspritze mit einem Volumen von höchstens 500 μL vor, die mit dem Katheter verbunden werden kann. Stellen Sie sicher, dass die Spritze 100 μL 2,14 mM ICG enthält (~322 nmol; ~16 μmol/kg für eine 20-g-Maus).
    5. Bedecken Sie Maus und Wiege mit Ultraschallgel (Abbildung 3B).
      1. Tragen Sie eine dünne Schicht klaren Ultraschallgels auf den Tumor- oder Wundbereich auf (Abbildung 3C). Tragen Sie außerdem Ultraschallgel auf die Wiege auf, um eine Abdichtung zwischen der Wiege und dem Tumor oder Wundbereich herzustellen.
        HINWEIS: Beseitigen Sie Luftblasen. Als Option kann das Ultraschallgel zentrifugiert werden, um vor der Verwendung des Gels Luft zu entfernen. Verwenden Sie außerdem eine minimale Menge Ultraschallgel, um Blasen zu vermeiden, die sich in dicken Gelschichten bilden können.
    6. Setzen Sie die Maus in die Halterung (Abbildung 3D): Lesen Sie die Herstelleranweisungen für das Instrument. Legen Sie die Maus in einen Halter, wobei die Nase fest im Nasenkegel liegt. Benutze Handschellen, um die Hände und Füße der Maus zu halten. Benutze die Zahnschlaufe, um den Kopf zu stabilisieren.
      1. (OPTIONAL) Verwenden Sie die Wiege mit einem Rattennasenkegel, wenn Sie eine Maus vorstellen. Der Rattennasenkegel hebt den Mäusekopf vom Boden der Wiege, was ein versehentliches Ertrinken verhindern kann, wenn eine kleine Menge Wasser in die Wiege eindringt.
    7. Platzieren Sie Maus und Halterung in das OAI-Instrument. Beachten Sie die Herstelleranweisungen für das Instrument.
      1. Achten Sie auf Undichtigkeiten in der Maushalterung. Wenn Lecks vorhanden sind, nehmen Sie die Maus und die Wiege vom Instrument und schließen Sie die Maus erneut in der Wiege, um versehentliches Ertrinken zu vermeiden.
      2. Wenn DCE OAI gewünscht ist, verbinden Sie den Katheter mit dem Kontrastmittel an die Spritze.
    8. Gleichgewicht der Maus vor der Bildgebung ein: Planen Sie 10 Minuten für die Stabilisierung der Mausphysiologie im Warmwasserbecken vor der Bildaufnahme ein (Abbildung 3E).
    9. Positioniere die Maus relativ zum OAI-Transducer:
      1. Bewegen Sie die Maus oder den OAI-Transducer gemäß den Anweisungen des Herstellers, sodass der Tumor oder die Wunde im Multi-Slice-Bildset liegt.
      2. Optimieren Sie die Schallgeschwindigkeit für das Bildset. Diesen Schritt wird abgeschlossen, während die Maus vor der Bildgebung ausgeglibt wird (Schritt 3.1.7).
      3. (Kritischer Schritt) Halten Sie die Tierorientierung und Schnittposition für alle Mäuse und zu allen Zeitpunkten konsequent aufrecht, um strenge Ergebnisse zu gewährleisten
  2. Stellen Sie die OAI-Parameter des Betriebssystems ein.
    1. Wählen Sie die Bildschnittparameter so aus, dass mehrere Schnitte abgebildet werden, um den gesamten Tumor oder Wundbereich mit 1 mm Schnittdicke abzudecken.
    2. Wählen Sie die Absorptionswellenlängen aus. Für OS OAI wählen Sie 700, 730, 760, 800, 850 und 875 nm Absorptionswellenlängen aus.
    3. Einsatz von Signalmittelwert: Wählen Sie Parameter aus, um 10 Durchschnitte pro Wellenlänge zu erfassen, bevor die nächste Wellenlänge erfasst wird und bevor zum nächsten Bildschnitt übergeht. Die 10 Durchschnitte pro Wellenlänge erhöhen das Signal-Rausch-Verhältnis jedes Bildschnitts.
    4. Stellen Sie die Anzahl der Wiederholungen fest:
      1. Stellen Sie die Anzahl der Wiederholungen wie in Tabelle 1 dargestellt so ein, dass eine Gesamtaufnahmezeit von etwa 2 Minuten bleibt. Für Nutzer eines Instruments mit einer Wiederholrate von 10 Hz beträgt die Gesamtaufnahmezeit 6,0 s pro Bildschnitt.
      2. Das Verschieben der Maus zum nächsten Bildschnitt und dann das Zurückkehren zur Position des ersten Schnitts benötigt im Schnitt 0,2 Sekunden, sodass jeder Schnitt 6,2 Sekunden benötigt.
      3. Führen Sie mindestens 3 Wiederholungen durch, um die Messstabilität zu gewährleisten. Eine Gesamterwerbszeit von mehr als 2 Minuten ist akzeptabel, wenn mehr Wiederholungen gewünscht sind.
  3. Erwerben Sie die OS-OA-Images.
  4. Setze die DCE-OAI-Parameter.
    1. Stellen Sie die DCE-OAI-Erfassungsparameter für ein Einzelschnitt-Bildgebungsprotokoll mit mehreren Wellenlängen ein.
      1. Positionieren Sie die Bildschnitte. Wählen Sie ≤5 bildgebende Schnitte aus, die auf den Tumor oder die Wundstelle mit 1 mm Schnittdicke zentriert sind.
      2. Wählen Sie die optimale Absorptionswellenlänge für das Kontrastmittel aus. Für Indocyanin-Grün in einer in-vivo-Umgebung stellen Sie die Wellenlänge auf 800 nm ein.
      3. Stellen Sie die Anzahl der Durchschnitte und Wiederholungen wie in Tabelle 2 dargestellt fest. Diese Empfehlungen halten eine zeitliche Auflösung ≤ 5 Sekunden und eine Gesamtaufnahmezeit von 11,0–11,2 Minuten für Nutzer des OAI-Geräts, das eine Bildwiederholrate von 10 Hz aufweist.
        HINWEIS: Nutzer anderer Instrumente mit einer anderen Bildwiederholrate sollten die Anzahl der Durchschnitte anpassen, um eine zeitliche Auflösung von ≤ 5 Sekunden pro Bildsatz zu halten.
    2. Als Alternative zu Schritt 3.4.1 setzen Sie die DCE-OAI-Erfassungsparameter für ein Multi-Slice-Bildgebungsprotokoll mit einer einzigen Wellenlänge.
      1. Positionieren Sie die Bildschnitte. Wählen Sie ≤ 5 bildgebende Schnitte, die auf den Tumor- oder Wundbereich mit einer Schnittdicke von 1 mm zentriert sind.
      2. Wählen Sie die optimale Absorptionswellenlänge für das Kontrastmittel aus. Für Indocyanin-Grün in einer in-vivo-Umgebung stellen Sie die Wellenlänge auf 800 nm ein.
      3. Stellen Sie die Anzahl der Durchschnitte und Wiederholungen wie in Tabelle 2 dargestellt fest. Diese Empfehlungen halten eine zeitliche Auflösung ≤ 5 Sekunden und eine Gesamtaufnahmezeit von 11,0–11,2 Minuten für Nutzer des OAI-Geräts, das eine Bildwiederholrate von 10 Hz aufweist.
        HINWEIS: Nutzer anderer Instrumente mit einer anderen Bildwiederholrate sollten die Anzahl der Durchschnitte anpassen, um eine zeitliche Auflösung von ≤ 5 Sekunden pro Bildsatz zu halten.
  5. Erwerben Sie die DCE OA-Bilder.
    1. Baseline-Bilder aufzeichnen: Beginnen Sie mit der Aufnahme und sammeln Sie 12 Bildsätze (~1 Min).
    2. Kontrastmittel injizieren: 100 μL über den Katheter verabreichen, während die Aufnahme fortgesetzt wird.
      HINWEIS: Die Bolusinjektion sollte etwa 10–15 Sekunden konstant sein, um eine Druckansammlung im Katheter der empfindlichen Schwanzvene zu vermeiden. Diese Konsistenz kann durch gleichmäßigen Druck auf den Spritzenkolben während der manuellen Injektion oder durch die Verwendung eines automatischen Injektors kontrolliert werden. Wichtig ist, dass die Injektionsraten von 10–15 s die erste Abgabe des Wirkstoffs an den Tumor glätten, anstatt First-Pass-Kinetikspitzen in der PK-Kurve zu erzeugen, die durch schnellere Injektionszeiten verursacht werden, was die PK-Modellierung und Analysen empirischer Messungen verbessert.
      1. (Kritischer Schritt) Vermeiden Sie das Austreten von Kontrastmitteln aus dem Blutgefäß in das umliegende Gewebe an der Injektionsstelle, um die genaue Boluszeitpunktzahl zu gewährleisten.
    3. Bildgebung fortsetzen: Nehmen Sie die verbleibenden 128 Bildsets für 10,2 Minuten nach der Injektion auf, um die Wash-in/Washout-Kinetik zu erfassen.
    4. Überwachen Sie den Bildgebungsprozess, um sicherzustellen, dass die Bilder aufgenommen werden: Überwachen Sie die Atemfrequenz der Maus, um sicherzustellen, dass die Mausphysiologie während der Scans stabil ist.
    5. Entfernen Sie die Maus und die Wiege vom Instrument: Nehmen Sie die Maus aus der Wiege. Lassen Sie die Maus sich von der Narkose erholen. Bringen Sie die Maus zurück in einen erwärmten Käfig und überwachen Sie sie, bis sie wieder gehfähig ist.
      HINWEIS: Verwenden Sie geeignete Software und orientieren Sie sich an die Herstelleranweisungen für das OAI-Instrument. Die folgenden Schritte beschreiben Rekonstruktions- und Analyseschritte für ein OAI-Instrument, das viewMSOT v4.0 Software sowie Matlab R2019b oder eine neuere Version der Matlab-Software verwendet.

4. OS-DCE OAI-Ergebnisanalyse

  1. Rekonstruiere die OA-Bilder.
    1. Auswählen Sie Bildrekonstruktionsparameter: Richten Sie die Bildrekonstruktion so ein, dass eine gefilterte Rückprojektionsmethode mit einem Bandpassfilter von 50 kHz bis 6,5 MHz verwendet wird und eine automatische Energiekorrektur von Puls zu Impuls aktiviert wird.
    2. Rekonstruiere alle Bilder: Erhalte Bilder bei allen Laserwellenlängen, allen Bildschnittpositionen und allen Zeitpunkten. Dieses Datenvolumen kann erhebliche Zeit für die Bildrekonstruktion benötigen.
  2. Betriebssystem-OA-Bilder analysieren.
    1. Chromophore entmischen: Spektrale Entmischung durchführen, um parametrische Karten von Oxyhämoglobin (HbO2), Desoxyhämoglobin (Hb), Gesamthämoglobin (wobei HbT = HbO2 + Hb) und %sO2 (wobei %sO2 = HbO2/HbT zu erzeugen) zu erzeugen.
    2. Definieren Sie ROIs:
      1. Zeichnen Sie manuell einen ROI, der den Tumor oder die Wunde in jedem Bildschnitt repräsentiert. Zeichnen Sie einen konservativen ROI, der eher dazu neigt, Pixel der Tumorperipherie oder Wundperipherie auszuschließen, anstatt Pixel für normales Gewebe am Rand einzubeziehen.
      2. Alternativ kann man manuell einen ROI zeichnen, der den Tumorrand repräsentiert, und einen zweiten ROI, der den Tumorkern repräsentiert. Der Tumorrand kann eine stärkere Gefäßversorgung aufweisen als der Tumorkern, was eine potenziell nützliche Subregionsanalyse ermöglicht.
        HINWEIS: Obwohl zusätzliche ROIs von Tumor- oder Wundsubregionen gezogen werden können oder pixelweise Werte von HbO2, Hb, HbT oder %sO2 ausgewertet werden können (ohne ROI), haben diese kleineren Bereiche eine geringere Signal-Rausch-Entwicklung, was zu ungenauen Messungen führt.
      3. Halten Sie die ROI-Positionen über alle Bilder hinweg zu jeder Wellenlänge und jedem Zeitpunkt konsistent.
    3. Berechnen Sie die Durchschnittsparameter für den gesamten Tumor.
      1. Berechnen Sie den Durchschnittswert von HbO2, Hb, HbT und %sO2 im ROI des Tumors oder der Wund-ROI für jeden bildgebenden Schnitt und jeden Zeitpunkt.
      2. Für Multi-Slice-OS-OAI berechnen Sie den Durchschnittswert von HbO2, Hb, HbT und %sO2 aus allen bildgebenden Schnitten, um für jeden Parameter für den gesamten Tumor oder die Wunde einen einheitlichen Durchschnittswert zu erhalten.
    4. Bewertung der Parameterstabilität. Für jede Wiederholung wird der Wert von %sO2 dargestellt (siehe Schritt 3.2.4). Bewerten Sie, ob sich der %sO2-Wert während der Scans um mehr als 10 % verändert hat, was auf eine zeitlich instabile Messung hinweist.
  3. Analysiere DCE OA-Bilder.
    1. Chromophore in mehrwelligen DCE-OA-Bildern entmischen: Spektrale Entmischung durchführen, um parametrische Karten von HbO2, Hb und dem Kontrastmittel zu erzeugen. Dieser Schritt ist für DCE-OAI mit einer Wellenlänge nicht erforderlich.
    2. Definiere ROIs.
      1. Zeichnen Sie manuell einen ROI, der den Tumor oder die Wunde in jedem Bildschnitt repräsentiert. Zeichnen Sie einen konservativen ROI, der eher dazu neigt, Pixel der Tumorperipherie oder Wundperipherie auszuschließen, anstatt Pixel für normales Gewebe am Rand einzubeziehen.
      2. Alternativ kann man manuell einen ROI zeichnen, der den Tumorrand repräsentiert, und einen zweiten ROI, der den Tumorkern repräsentiert. Der Tumorrand kann eine stärkere Gefäßversorgung aufweisen als der Tumorkern, was eine potenziell nützliche Subregionsanalyse ermöglicht.
        HINWEIS: Obwohl zusätzliche ROIs von Tumorsubregionen gezogen oder pixelweise Werte des Kontrastmittels bewertet werden können (ohne ROI), haben diese kleineren Regionen eine geringere Signal-Rausch-Entwicklung, was zu ungenauen Messungen führt.
      3. Halten Sie die ROI-Positionen über alle Bilder hinweg zu jeder Wellenlänge und jedem Zeitpunkt konsistent.
    3. Extrahiere PK-Kurven aus DCE-OA-Bildern.
      1. Für den ROI in jedem Bildschnitt exportieren Sie die Zeitpunkte gegen das durchschnittliche ICG-Signal (aus dem DCE-OAI mit mehreren Wellenlängen) oder das OAI-Signal bei der einzelnen ausgewählten Wellenlänge (bei DCE-OAI mit einer Wellenlänge).
      2. Berechnen Sie das durchschnittliche Signal für alle Bildschnitte. Ein Diagramm des durchschnittlichen Signals während des gesamten Tumors oder der Wunde im Verhältnis zur Zeit wird als PK-Kurve bezeichnet.
      3. Übertragen Sie das durchschnittliche Signal für alle Bildschnitte zu jedem Zeitpunkt auf ein Computerprogramm, das die unten aufgeführten empirischen Parameter auswerten kann. Zum Beispiel können Microsoft Excel und Graphpad Prism einfache Analysen von Graphen durchführen.
    4. Berechnen Sie empirische Parameter wie in den Schritten 4.3.5–4.3.11 beschrieben.
    5. Normalisieren Sie die PK-Kurve: Bestimmen Sie den Durchschnittswert der Zeitpunkte vor der Injektion, bekannt als das Basissignal. Subtrahieren Sie den Basissignalwert von allen Signalwerten nach der Injektion.
    6. Bestimmung der maximalen Signalverstärkung (MSE): Identifizieren Sie den höchsten Post-Injektions-Signalwert in der PK-Kurve.
    7. Bestimmen Sie den Time-to-Peak (TTP): Identifizieren Sie den Zeitpunktwert des MSE.
    8. Berechnen Sie die Anfangsneigung der PK-Kurve.
      1. Erhalten Sie diese Anfangsneigung vom Zeitpunkt der Erstinjektion bis TTP. Alternativ berechnen Sie die Steigung 1 Minute nach der Injektion, wenn die Form der Kurve zu steil ist oder die TTP zu spät ist.
      2. In diesem Szenario werden die Vorinjektionsbilder für 1 Minute aufgenommen und diese Steigung von Minute 1,0 bis Minute 2,0 auf der PK-Kurve berechnet.
    9. Berechnung der Anfangsfläche unter der Kurve (IAUC): Berechnen Sie den Durchschnittswert der Signalwerte vom Zeitpunkt der Erstinjektion bis TTP auf der PK-Kurve.
    10. Berechnen Sie eine empirische Rate der Auswaschungsphase.
      1. Für den Abschnitt der PK-Kurve von 1 Minute nach TTP bis zum letzten Zeitpunkt wird dieser Abschnitt der Kurve mit einer Geraden oder einer monoexponentiell abklingenden Funktion mit einem konstanten Versatzterm angepasst.
      2. Verwenden Sie die Steigung der Geraden oder die exponentielle Abklingungskonstante als empirisches Maß für die PK-Rate der Auswaschungsphase.
    11. Berechnen Sie kontrastverstärkte OAI.
      1. Wählen Sie einen Zeitpunkt, der länger als TTP ist. Bestimmen Sie den Signalwert zu diesem Zeitpunkt als Maß für die Kontraststeigerung.
        HINWEIS: Der Zeitpunkt 10 Minuten nach der Injektion wird oft ausgewählt, aber andere Zeitpunkte können je nach Bedarf ausgewählt werden.
      2. Alternativ kann das durchschnittliche Signal von TTP bis zum ausgewählten Zeitpunkt, das durchschnittliche Signal von TTP bis zum letzten Zeitpunkt oder ein anderes Zeitintervall bei Bedarf berechnet werden.
      3. Beachten Sie, dass das durchschnittliche Signal der Fläche unter der PK-Kurve für diese beiden Zeitpunkte entspricht, was technisch als Maß für die Signalintensität und nicht als Maß für die Signalamplitude bekannt ist.
    12. Führen Sie PK-Modellierung wie in den Schritten 4.3.13–4.3.20 beschrieben durch.
      HINWEIS: Die folgenden Schritte analysieren DCE OA-Bilder, die mit einem inVision OAI-Instrument aufgenommen wurden. Andere OAI-Instrumente können Bilder in einem anderen Datenformat erzeugen. Die folgenden Schritte können weiterhin befolgt werden, um DCE-OA-Bilder mit anderen OAI-Instrumenten zu analysieren, wenn das Datenformat der anderen Geräte in MatLab übertragen werden kann und das Datenformat so angepasst wird, dass es mit den Beispieldatendateien übereinstimmt, die mit dem Softwarepaket geliefert werden.
    13. Laden Sie die Software herunter.
      1. Für Multiwavelength-DCE OAI laden Sie OE-DCE_MSOT_Matlab aus dem CAMEL-MartyPagel-Repository auf Github oder https://github.com/CAMEL-MartyPagel/OE-DCE_MSOT_Matlab herunter.
      2. Für DCE OAI mit einer Wellenlänge lade DCE-MSOT_SingleWavelength_Matlab aus dem CAMEL-MartyPagel-Repository auf Github herunter oder https://github.com/CAMEL-MartyPagel/DCE_MSOT_SingleWavelength_Matlab.
      3. Entpacke die komprimierte Datei. Öffnen Sie die SOP-Datei im doc-Ordner und folgen Sie den Standardvorgehensweisen für die Installation und Nutzung der Software.
    14. Organisiere die Softwarekomponenten in verschiedenen Ordnern. Speichern Sie die folgenden Softwaredateien in einem einzigen Ordner:
      Hauptcode: run_MSOT_nonneg.m
      Untercodes: run_DCE_MSOT_MSP.m ; run_OE_MSOT_AK_nonneg.m
      Weitere Codes: Negative_pixel_count.m ; Voxel_count.m ; ROI_modification.m
      Ordner mit dem Titel: com.itheramedical.msotlib_beta_rev723_20221128_M2022b
      Daten, die nach Rekonstruktion und spektraler Entmischung von ViewMSOT exportiert wurden.
    15. Starten Sie das Programm in MatLab.
      1. Doppelklicken Sie auf run_MSOT_nonneg.m, um das Programm in Matlab zu starten. Klicken Sie oben im Matlab-Fenster auf die Schaltfläche "Laufen". Der Code kann einen Fehler melden, der run_OE_MSOT_AK_nonneg im aktuellen Ordner oder auf dem MATLAB-Pfad nicht gefunden wird.
      2. Um diesen Fehler zu beheben, geben Sie addpath ein und setzen Sie dann den Dateistandort in Anführungszeichen (z. B. addpath 'C:\Users\yourname\Documents\Non negative analysis'), bevor Sie den Code ausführen.
    16. Wählen Sie die Art der Analyse: Geben Sie N für die OE-Analyse und Y für die DCE-Analyse ein.
      HINWEIS: Das Programm ist in der Lage, Oxygen Enhanced (OE) OA-Bilder zu analysieren, die aus einer Kombination von %sO2-Karten bestehen, die mit 21% O2 Atemgas (medizinische Luft) oder 100 % O2 Atmungsgas aufgenommen werden, was für die in diesem Protokoll beschriebenen OS-DCE OAI-Studien nicht verwendet wird.
    17. Wählen Sie die Daten aus:
      1. Wählen Sie den Ordner mit den DCE OAI-Dateien aus. Wählen Sie den Hauptscan-Ordner und nicht den MSP-Unterordner.
      2. Dann überprüfe den Namen des Scans. Wählen Sie schließlich den Ordner aus, um die analysierten Daten zu speichern.
    18. Geben Sie 3 für die Anzahl der Chromophore ein. Die Chromophore sind Hb, HbO2 und das Kontrastmittel.
      HINWEIS: Das Programm ist so konzipiert, dass es die DCE-OAI-Analyse mehrerer Chromophore ermöglicht, die bei Bedarf gemeinsam in das Mausmodell injiziert werden. Das DCE OAI-Protokoll verwendet in diesem Protokoll jedoch nur ein Chromophor.
    19. Zeichnen Sie die ROIs wie in den Schritten 4.3.19.1–4.3.19.4 beschrieben.
      1. Erziele den ROI des Blutgefäßes, das als arterielle Eingabefunktion für die Analyse dient: Ein Graustufenbild des Scans wird angezeigt. Verfolgen Sie manuell den ROI, der das Blutgefäß repräsentiert.
        HINWEIS: Zoomen Sie hinein, indem Sie auf die Lupe klicken, mit dem Pluszeichen direkt über der oberen rechten Bildecke. Klicke erneut auf die Lupe, um zum Modus zurückzukehren, in dem der ROI angezeigt wird. Die untere Höhlenvena nahe der Wirbelsäule kann oft identifiziert und als AIF verwendet werden.
      2. Zeichnen Sie den ROI des Tumors: Ein Graustufenbild des Scans wird angezeigt. Verfolgen Sie den ROI, der den gesamten Tumor, den Tumorrand oder den Tumorkern repräsentiert. Um mehr als einen ROI zu analysieren, wiederholen Sie dieses gesamte PK-Modellierungsverfahren (Schritt 4.3.12) für einen zusätzlichen ROI.
      3. Zeichnen Sie den ROI eines Muskelbereichs: Verwenden Sie diesen ROI nicht in der DCE OAI-Berechnung. Verwenden Sie den ROI des Muskels für die DCE-OAI-Analyse mit dem Linear Reference Region Model, das in diesem Bericht nicht verwendet wird. Dieser Schritt muss weiterhin durchgeführt werden, damit das Programm fortgesetzt werden kann.
      4. Überprüfen Sie, dass der korrekte ROI erzielt wird. Die Modellierung der PK-Kurve beginnt.
    20. Visualisieren Sie die analysierten DCE-OAI-Ergebnisse.
      1. Um analysierte DCE-Daten zu laden, gehe zur Browserleiste und wähle DCE_MSOT_MSP.
      2. Im Befehlsfenster geben Sie alle frei ein.
        HINWEIS: Der aktuelle Ordner-Tab ist nun mit analysierten DCE-OAI-Daten gefüllt, zu denen gehören:
        Average_signal_Wavelength_ICG.mat: Doppelklicken Sie darauf, um die tabellierten Werte von NKtrans und kep für den Tumor-ROI anzuzeigen. Die kinetischen Parameter werden auf drei Arten tabelluliert:
        NKTrans_avg: Der Durchschnitt derNK-Trans berechnet für jeden Pixel.
        NKTrans _avg_signal: Einzelne NKTrans-Werte , berechnet nach Durchschnitt der Signale für den gesamten Tumor
        NKTrans _nz: NKTrans_avg berechnet mit nur von null verschiedenen Pixeln.
        Ebenso könnenk-ep-Werte angezeigt werden.
        NKtrans.fig: Zeigt dieNK-Trans _avg Map auf ein Graustufenbild gelegt.
        Fig.Fig: Zeigt die kep_avg Karte auf ein Graustufenbild gelegt.
        Maps_Wavelength_ICG.mat: Dieses muss geladen werden, um andereNK-Trans- oder K-EP-Karten zu visualisieren. Nach dem Laden dieser Matrix verwenden Sie den "Überlappungscode" (separat enthalten), um den gewünschten Parameter anzuzeigen.
        Muscle_Average_signal_Wavelength_ICG.mat und Muscle_Maps_Wavelength_ICG.mat: Zeigen Parameter für Muskel-ROIs an.
        Normalisiertes Signal für ICG. Abb.Abb: Bezeichnet das durchschnittliche ICG-Signal über die Zeit in den drei ROIs, normalisiert auf das maximale Signal.
        Signal für ICG. Abb: Bezeichnet das durchschnittliche ICG-Signal über die Zeit in den drei ROIs.

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Ergebnisse

OAI-Signale können Karten der Sauerstoffsättigung in Tumoren und Wunden erzeugen
Nach der Erfassung und Rekonstruktion multispektraler OAI-Datensätze können Interessenbereiche (ROIs) innerhalb von Tumoren oder Wundbetten definiert werden, um die Signalintensität bei verschiedenen Wellenlängen zu quantifizieren. Dann werden spektrale Entmischungsalgorithmen angewandt, um die Beiträge von Oxyhämoglobin (HbO2) und Deoxyhämoglobin (Hb) vom zusammengesetzten opt...

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Diskussion

DCE OAI PK-Kurven können von verschiedenen Artefakten beeinflusst werden, die die Zuverlässigkeit der PK-Analyse verringern. Eine häufige Falle ist das Vorhandensein oberflächlicher Wunden, Krusten oder getrocknetes Blut im Bildgebungsfeld, was eine starke, unspezifische Absorption an der Hautoberfläche einführen und tiefere Signale verschleiern kann (Abbildung 8). Beim Zeichnen von ROIs im Tumor sollte darauf geachtet werden, diese oberflächlichen Strukture...

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Offenlegungen

Die Autoren haben in Bezug auf dieses Werk keine Interessenkonflikte.

Danksagungen

Die Autoren möchten sich bei Dr. Neal Burton von iThera Medical, GmbH, für die Beratung bedanken. Diese Arbeit wurde durch einen NRSA-Förderantrag der UW-Madison Radiology (2T32CA009206-46), den ITPT Radiological Sciences Trainee Pilot Grant, das Clinical and Translational Science Award (CTSA)-Programm, das National Center for Advancing Translational Sciences (NCATS), Fördermittel UL1TR002373 und TL1TR002375, NIH R43 CA265603, NIH R01 EB034261, NIH R21 EB037731 sowie einen Falk Catalyst Award des Falk Medical Research Trust finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
20-G-NadelExel INT26417Spritznadel; 20G x 1", verwendet zur Herstellung von Heparinlösungen
4T1-ZellenATCCCRL-2539Dreifach-negative Brustkrebszelllinie
Anti-Anti (100x)Gibco15240-062Antibiotika-Cocktail
Biopsie-SchlagIntegra 33-366 mm Einwegbiopsie-Punch 
Zellkulturqualitäts-WasserCorning25-055-CV500 mL; getestet auf USP-sterile Sättigung für Induktionsspezifikationen 
Kollagenmatrix-LösungCorning354262Kollagenmatrix für Tumorfomation und Injektion
EthanolDiakon-Labor2701Universelles Antiseptikum
Augen-Gleitmittel Optixcare 50-218-844220 g/0,70 oz; Nur für Tiergebrauch&NBSP;
Gauze Fisherbrand22-415-468Baumwoll-Mullpad; 3" x 3" (7,6 x 7,6 cm); 12-lagige
HandschuheVWR76457-130Nitril-Untersuchungshandschuhe
HeparinMeithealNDC71288-402-1010.000 USP-Einheiten pro 10 mL, 1.000 USP-Einheiten pro mL; 10 ml Mehrfachdosis-Fläschchen
IndocyaningrünTCII0535Optoakustisches Kontrastmittel
IsofluraneIsospire17033-091-25Ein nicht brennbares, nicht-explosives Inhalationsanästhetikum für Pferde und Hunde; 250 mL 
LaborfilmParafilm PM-9922" x 250 Fuß; 1" Durchmesser Kern
Nair Körperbrasse Haarentferner NairLL4038Enthaarungscreme; Reichhaltige Kakaobutter & Vitamin E
Needle TerumoNN2732R27G x 1 1/4" (6,40 mm x 32 mm); R.W. Reg. Bevel 
Optoakustische BildgebungsmaschineiTheraMedical MSOT inVision 512Optoakustischer Scanner
PBS, 1xCorning 21-040-CV500 mL; Phosphatgepufferte Kochsalzlösung ohne Kalzium und Magnesium & Nbsp;
RPMICorning 10-040-CVZellkulturmedien
KochsalzlösungHospiraNDC0409-4888-0210 ml Einzeldosis; 0,9 % Natriumchlorid-Injektion, USP
StoppuhriTheraMedical 4135333Früher wurden Minuten und Sekunden aufgenommen & nbsp;
SpritzenKardinalgesundheit11881280121 ml Insulinspritze; Nur U-100 Insulin; 27G x 1/2" (0,35 x 12,7 mm)
Transparenter WundverbandTegaderm1624Wtransparenter Filmrahmenstil; 2 3/8" x 2 3/4" (6 cm x 7 cm)
PinzetteTermo Electron 7626Wurde verwendet, um die Haut zurückzuziehen, wenn Zellen in Mäuse injiziert wurden
UltraschallgelEcoVue28332-g-Päckchen, prpylenglykolfrei, wasserlöslich, paraben- und farbstofffrei
Ungefärbte NähteEthiconVR49318" Schneiden; P-3 3/8 13 mm; ungefärbt und geflochten, synthetisch absorbierbare Naht, nicht einzigartig
WärmmatteRepti Therm UTH120VAC 60Hz 8W Wurde verwendet, um Tiere unter Betäubung zu wärmen;  
Würde SchienenGrace Bio-Labs476684Klares Silikon, 14 mm Außendurchmesser x 10 mm Innendurchmesser 0,5 Dicke mit Nahtstellen & Nbsp;
WundklammernReflex 7203-1000Reflex-Hautverschlusssystem, 7 mm, Edelstahl

Referenzen

  1. Wang, L. V., Hu, S. Photoacoustic tomography: In vivo imaging from organelles to organs. Science. 335 (6075), 1458-1462 (2012).
  2. Ntziachristos, V., Razansky, D. Molecular imaging by means of multispectral optoacoustic tomography (MSOT). Chem Rev. 110 (5), 2783-2794 (2010).
  3. Sourbron, S. P., Buckley, D. L. Classic models for dynamic contrast-enhanced MRI. NMR Biomed. 26 (8), 1004-1027 (2013).
  4. Hupple, C. W., et al. A light-fluence-independent method for the quantitative analysis of dynamic contrast-enhanced multispectral optoacoustic tomography (DCE MSOT). Photoacoustics. 10, 54-64 (2018).
  5. Xiao, T. G., et al. Applying dynamic contrast-enhanced MSOT imaging to intratumoral pharmacokinetic modeling. Photoacoustics. 11, 28-35 (2018).
  6. Han, Z., et al. Dynamic 2-deoxy-D-glucose-enhanced multispectral optoacoustic tomography for assessing metabolism and vascular hemodynamics of breast cancer. Photoacoustics. 32, 100531(2023).
  7. Pickles, M. D., Manton, D. J., Lowry, M., Turnbull, L. W. Prognostic value of pre-treatment DCE-MRI parameters in predicting disease-free and overall survival for breast cancer patients undergoing neoadjuvant therapy. Eur J Radiol. 71 (3), 498-505 (2009).
  8. Goel, S., et al. Evaluations of radiotherapy in small animal models of pancreatic cancer with oxygen-enhanced–dynamic contrast-enhanced multispectral optoacoustic tomography (OE-DCE MSOT). Photons Plus Ultrasound: Imaging and Sensing 2023, 12379, (2023).
  9. Yang, E., et al. Evaluations of a cutaneous wound healing model using oxygen-enhanced dynamic contrast-enhanced photoacoustic imaging (OE-DCE PAI). Mol Imaging Biol. 26 (6), 995-1004 (2024).
  10. Longo, D. L., et al. Water-soluble melanin derivatives for dynamic contrast-enhanced photoacoustic imaging of tumor vasculature and response to antiangiogenic therapy. Adv Healthcare Mater. 6 (1), 1600550(2017).
  11. Ermolayev, V., Dean-Ben, X. L., Mandal, S., Ntziachristos, V., Razansky, D. Simultaneous visualization of tumour oxygenation, neovascularization and contrast agent perfusion by real-time three-dimensional optoacoustic tomography. Molec Imaging. 26, 1843-1851 (2016).
  12. Chen, Z., et al. Concurrent fluorescence and volumetric optoacoustic tomography of nanoagent perfusion and bio-distribution in solid tumors. Biomed Opt Express. 10 (10), 5093-5102 (2019).
  13. Taruttis, A., Morscher, S., Burton, N. C., Razansky, D., Ntziachristos, V. Fast multispectral optoacoustic tomography (MSOT) for dynamic imaging of pharmacokinetics and biodistribution in multiple organs. PLoS One. 7 (1), e30491(2012).
  14. Tomaszewski, M. R., Gehrung, M., Joseph, J., Quiros-Gonzalez, I., Disselhorst, J. A., et al. Oxygen-enhanced and dynamic contrast-enhanced optoacoustic tomography provide surrogate biomarkers of tumor vascular function, hypoxia, and necrosis. Cancer Res. 78 (20), 5980-5991 (2018).
  15. Choi, W., Park, B., Choi, S., Oh, D., Kim, J., et al. Recent advances in contrast-enhanced photoacoustic imaging: and practical challenges. Chem Rev. 123 (11), 7379-7419 (2023).
  16. Weber, J., Beard, P. C., Bohndiek, S. E. Contrast agents for molecular photoacoustic imaging. Nat Methods. 13 (8), 639-650 (2016).
  17. Fu, Q. R., Zhu, R., Song, J. B., Yang, H. H., Chen, X. Y. Photoacoustic imaging: Contrast agents and their biomedical applications. Adv Materials. 31 (6), 1805875(2019).
  18. Nair, A. B., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. J Basic Clin Pharm. 7 (2), 27-31 (2016).
  19. Alander, J. T., et al. A review of indocyanine green fluorescent imaging in surgery. Int J Biomed Imaging. 2012, 940585(2012).
  20. Xia, J., Chen, W. Y., Maslov, K., Anastasio, M. A., Wang, L. H. V. Retrospective respiration-gated whole-body photoacoustic computed tomography of mice. J Biomed Opt. 19 (1), 016003(2014).
  21. Liu, S., Wang, T., Zheng, X., Zhu, Y., Tian, C. On the imaging depth limit of photoacoustic tomography in the visible and first near-infrared windows. Optics Express. 32 (1), 5460-5480 (2024).
  22. Oraevsky, A., Clingman, B., Zalev, J., Stavros, A., Yang, W., et al. Clinical optoacoustic imaging combined with ultrasound for coregistered functional and anatomical mapping of breast tumors. Photoacoustics. 12, 30-45 (2018).
  23. Cox, B., Laufer, J. G., Arridge, S. R., Beard, P. C. Quantitative spectroscopic photoacoustic imaging: a review. J Biomed Opt. 17 (6), 061202(2012).
  24. Khodaverdi, A., et al. Two photoacoustic spectral coloring compensation techniques adapted to the context of human in-vivo oxygenation measurements. Biomed Optics Express. 16 (6), 2217-2231 (2025).
  25. Reinhart, M. B., Huntington, C. R., Blair, L. J., Heniford, B. T., Augenstein, V. A. Indocyanine green: Historical context, current applications, and future considerations. Surg Innov. 23 (2), 166-175 (2016).

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