Ein Fallbericht über einen Stirnabszess, verursacht durch Nocardia concava bei einem AIDS-Patienten

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll für Nocardie-Infektionen bei immungeschwächten Patienten, das Eiterkultur und MALDI-TOF MS integriert. Dieser kombinierte Ansatz ermöglicht eine schnelle und genaue Artenbestimmung, ermöglicht gezielte antimikrobielle Therapie und verbessert letztlich die klinischen Ergebnisse in dieser Hochrisikopatientengruppe.

Zusammenfassung

Nocardia-Arten sind obligate aerobe Actinomyceten. Humane Nokardiose tritt typischerweise bei immungeschwächten Wirten auf und äußert sich am häufigsten als primäre suppurative Lungenentzündung. Hämatogene Ausbreitung kann zu einer extrapulmonalen Beteiligung führen, wobei das zentrale Nervensystem die häufigste sekundäre Stelle ist, gefolgt von Haut und subkutanem Weichgewebe; Perikard, Lymphknoten und Gelenke sind nur selten betroffen. Ein 50-jähriger HIV-positiver Mann wurde mit einer einmonatigen Vorgeschichte von oralen Blutblasen und Ekkymosen der Gliedmaßen aufgenommen. Ein Abszess auf der rechten Stirn, der sich während des Krankenhausaufenthalts entwickelte, führte zu Eiter, der durch matrixunterstützte Laser-Desorption/Ionisationszeit-Flight-Massenspektrometrie (MALDI-TOF MS) als Nocardia concava identifiziert und durch 16S-rRNA-Gensequenzierung bestätigt wurde. Die anfängliche Behandlung umfasste antiretrovirale Therapie, systemische Glukokortikoide und intravenöses Immunglobulin; Die anschließende gezielte antimikrobielle Therapie mit Linezolid plus Trimethoprim-Sulfamethoxazol, die nach mikrobiologischer Bestätigung eingeführt wurde, führte zu klinischer Verbesserung und Entlassung. Soweit wir wissen, ist dies der erste Fallbericht über eine Stirnabszessinfektion, verursacht durch N. concava bei einem Patienten mit erworbenem Immundefizienzsyndrom (AIDS). Menschliche Infektionen durch diesen Organismus bleiben äußerst selten. Außerdem war die Infektionsstelle in diesem Fall nicht das häufig betroffene Lungen- oder zentrales Nervensystem, das typischerweise an Nokardiose beteiligt ist und zu atypischen klinischen Manifestationen führte, die anfällig für Fehldiagnosen oder Fehldiagnosen sind. In diesem Fall ermöglichte eine präzise ätiologische Identifizierung eine frühzeitige eindeutige Diagnose und günstige klinische Ergebnisse. Dieser Fall unterstreicht die Bedeutung erhöhter Wachsamkeit bei seltenen Nocardia-Infektionen bei schwer immungeschwächten Patienten. Bei unerklärlichen Haut- und Weichteilabszessen ist eine frühzeitige ätiologische Untersuchung entscheidend, und eine gezielte antimikrobielle Therapie basierend auf der Medikamentenempfindlichkeit kann die Prognose deutlich verbessern.

Einleitung

Nocardia-Arten sind aerobe Actinomyceten, die weit verbreitet in der natürlichen Umwelt sind und häufig im Boden und in verrottender organischer Substanz leben. Obwohl sie in der Natur allgegenwärtig vorkommen, fehlen sie typischerweise im menschlichen Körper und fungieren als opportunistische Krankheitserreger. Die meisten Infektionen treten durch Einatmen¹. Nokardiose betrifft vor allem immungeschwächte Personen, insbesondere solche mit einer geschwächten zellvermittelten Immunität, wie Patienten mit bösartigen Erkrankungen, Diabetes mellitus, HIV/AIDS, Autoimmunerkrankungen, Empfänger von festen Organtransplantationen und Personen, die sich einer verlängerten Kortikosteroidtherapie^{unterziehen 2}. Dennoch können Infektionen auch bei Personen ohne offensichtliche Immunschwäche^{auftreten 3}. Nokardie dringt hauptsächlich über die Atemwege ein, verursacht Lungenerkrankungen und kann anschließend hämatogen verbreiten, um eine Beteiligung der extrapulmonalen Organe zu verursachen. Das Gehirn ist der häufigste Ort der Verbreitung, gefolgt von der Haut und dem subkutanen Weichgewebe; Seltener kann es das Perikard, die Lymphknoten und Gelenke betreffen. Klinisch kann Nocardie akute oder chronische, lokalisierte oder disseminierte suppurative granulomatöse Entzündungen verursachen, die Lunge, Haut und zentrales^Nervensystem betreffen.

Bis heute wurden menschliche Infektionen durch N. concava selten gemeldet. Hier präsentieren wir den ersten dokumentierten Fall eines Stirnabszesses bei einem HIV-positiven Patienten, der N. concava zugeschrieben wird, und bieten wertvolle Einblicke für die Diagnose und Behandlung von Nokardiose.

Fallpräsentation:
Ein 50-jähriger männlicher Patient wurde mit einer einmonatigen Vorgeschichte von oralen Blutblasen und purpurischen Läsionen an den Gliedmaßen in unser Krankenhaus aufgenommen. Er war bereits über zehn Jahre zuvor mit HIV infiziert worden, hatte aber keine konsequente antiretrovirale Therapie eingehalten. Etwa einen Monat vor der Aufnahme entwickelte er orale Hämatome und Purpura in der Gliedmaße ohne erkennbaren Auslöser und wurde zunächst in einem örtlichen Krankenhaus mit Biktarvy (Bictegravir/Emtricitabin/Tenofovir-Alafenamid) zur antiretroviralen Therapie behandelt. Basierend auf weiteren Untersuchungen wurde eine Immunthrombozytopenie (ITP) vermutet, und er erhielt eine Pulstherapie mit Methylprednisolon und intravenösem Immunglobulin (IVIG) sowie Magenschutz und Kalziumsupplementierung.

Aufgrund anhaltender Thrombozytopenie wurde der Patient zur weiteren Behandlung an unsere Einrichtung überwiesen. Bei der Aufnahme betrug seine Körpertemperatur 37,9 °C; Er war wachsam, orientiert und in durchschnittlichem Zustand. Kein Icterus wurde in der Haut oder Sklera beobachtet. Weit verbreitete Petechien und Ekkymosen wurden am ganzen Körper beobachtet, und eine tastbare Masse war im rechten Frontalbereich vorhanden. Die CT des Brustkorbs ohne Kontrastmittel zeigte interstitielle Veränderungen in den unteren Lappen beidseitig und paraseptales Emphysem in den oberen Lappen. Bauchultraschall zeigte keine signifikanten Auffälligkeiten.

Labortests am folgenden Tag ergaben eine Thrombozytenzahl von 12 × 10⁹/L (83–303 × 10⁹/L), einen Procalcitoninspiegel von 0,11 ng/mL (<0,50 ng/mL) und ein hochsensitives C-reaktives Protein (CRP) von 1,11 mg/L (<6,00 mg/L). Die absolute Anzahl der Helfer-/Induktor-T-Lymphozyten (CD3+, CD4+) betrug 15 Zellen/μL (550–1440 Zellen/μL). Quantitative Polymerase-Kettenreaktionstests (PCR)-Tests zeigten Epstein-Barr-Virus-DNA (EBV) bei 1,21 × 10⁴ IU/mL (0–200 IU/mL) und humane Cytomegalovirus-DNA (HCMV) bei 4,53 × 10⁵ IU/mL (0–200 IU/mL), beide positiv; andere routinemäßige Bluttests waren unspektakulär.

Aufgrund der bestätigten HCMV-Viremie wurde der Patient mit einer Kombinationstherapie antiviraler Therapie mit Ganciclovir und Foscarnet begonnen, während weiterhin Biktarvy zur HIV-Suppression eingesetzt wurde. Pulsdosierte Methylprednisolon und IVIG wurden für ITP beibehalten. Aufgrund anhaltenden leichtgradigen Fiebers wurde Rituximab am Krankenhaustag 6 verabreicht, und Voriconazol wurde am 7. Tag als Prophylaxe gegen oropharyngeale Candidiasis begonnen.

Bei der Aufnahme zeigte die körperliche Untersuchung eine Masse über dem rechten Frontalbereich (Abbildung 1). Am Krankenhaustag 6 wurde aus dieser Läsion eiggieriges Material zur mikrobiologischen Untersuchung aspiriert. Die direkte Gram-Färbung des Eiters zeigte reichlich verzweigte, filamentöse Gram-positive Bazillen (Abbildung 2). Ein Teil des Exemplars wurde auf Columbia-Blutagarplatten geimpft und bei 35 °C in einer 5–10 % CO₂-angereicherten Atmosphäre inkubiert. Nach 24 Stunden Brutzeit wurden weiße, erhabene, trockene, runzlige, körnische, nicht-hämolytische Kolonien beobachtet. Am 5. Tag der Brutzeit entwickelten die Kolonien eine blassgelbe Pigmentierung (Abbildung 3). Die modifizierte säurefeste Färbung des Isolats ergab teilweise säurefeste und teilweise nicht-säurefeste Organismen (Abbildung 4).

MALDI-TOF MS identifizierte den Organismus mit dem Autobio MS2000-System als N. concava (Abbildung 5). Diese Identifikation wurde anschließend durch eine 16S-rRNA-Gensequenzierung bestätigt, die das Isolat ebenfalls als N. concava klassifizierte. Es wurden antimikrobielle Anfälligkeitstests durchgeführt, und die Ergebnisse sind in Tabelle 1 zusammengefasst. Die Anfälligkeitsergebnisse, interpretiert gemäß den CLSI-M24-Richtlinien für Nocardia-Arten, zeigten eine Anfälligkeit für alle getesteten Wirkstoffe.

Am achten Krankenhaustag, nach dem Laborbericht über zahlreiche grampositive Bazillen, wurde das Voriconazol eingestellt und eine Kombinationstherapie mit Linezolid und Trimethoprim–Sulfamethoxazol eingeleitet. Die Körpertemperatur des Patienten normalisierte sich allmählich, und es wurde eine klinische Verbesserung beobachtet. Am 18. Krankenhaustag wurde der Patient in verbessertem Zustand entlassen, mit Rezepten für orales Linezolid und Methylprednisolon, um die ambulante Behandlung fortzusetzen.

Diagnose, Beurteilung und Plan:
Der Patient hat AIDS mit einer niedrigen absoluten CD4+-T-Helfer-/Induktor-Zellzahl, was zu opportunistischen Infektionen anfällig macht. Nachweisbare CMV- und EBV-DNA deuten auf mögliche aktive Cytomegalovirus- und Epstein-Barr-Virus-Replikation hin. Die körperliche Untersuchung zeigte einen Abszess an der rechten Stirn und verstreute Petechien/Purpura. Eiter, der aus dem Stirnabszess aspiriert wurde, brachte Kolonien hervor, die von MALDI-TOF MS als N. concava identifiziert wurden.

Die CT des Brustkorbs zeigte beidseitige interstitielle Veränderungen im unteren Lappen; Eine Nachuntersuchung ist erforderlich, um pulmonale Nokardiose oder HIV/CMV-bedingte interstitielle Lungenerkrankung auszuschließen. Der Abszess wurde eingeschnitten und entwässert, Thrombozytopenie behandelt, und der Patient wurde mit oralem Linezolid plus Trimethoprim–Sulfamethoxazol wegen Nokardiose entlassen.

Die Überwachung nach der Entlassung umfasst wöchentliche Blutbildwerte und hepatische/nierenartige Profile, um Myelosupprung und das entzündliche Immunsystem der Immunrekonstitution zu beobachten; Eine sofortige Wiederaufnahme ist erforderlich, wenn Fieber, neue Knoten, Blutungen oder neurologische Symptome auftreten.

Protokoll

Die Studienprotokolle wurden vom Medizinischen Ethikkomitee des ersten angeschlossenen Krankenhauses der medizinischen Fakultät der Zhejiang-Universität genehmigt. (Referenznummer: IIT20240874A).

1. Patientenbeurteilung und Erstbewertung

1. Eine umfassende Krankengeschichte wurde vorgelegt.
   1. Einen Monat vor der Präsentation entwickelte der Patient orale Blutblasen und Ekchymosen der Extremitäten ohne erkennbare auslösende Faktoren.
   2. Der Patient suchte anschließend Behandlung in einem örtlichen Krankenhaus, wo Biktarvy als antiretrovirale Therapie eingeführt und thrombopoetische Mittel verabreicht wurden; dennoch wurde keine hämatologische Verbesserung erzielt.
2. Bei der körperlichen Untersuchung wurde festgestellt, dass sich der Patient in einem leichten Fieberzustand befand. Verstreute Petechien und Ekkymosen wurden über die gesamte Körperoberfläche beobachtet, und eine gut abgegrenzte Masse war im rechten Frontalbereich vorhanden.
3. Laboruntersuchungen
   1. Vollständige Blutzählung (Thrombozytenzählung): Vollblut (3 ml) wurde in einem Tube mit Ethylendiamin-Tetraesetsäure (EDTA) aufgenommen, 8–10 Mal sanft umgedreht und innerhalb von 4 Stunden nach der Phlebotomie analysiert.
   2. Serum-C-reaktive Protein- und Procalcitonin-Tests: Blut (2–3 ml) wurde in ein Serumseparatorrohr entnommen, 20–30 Minuten gerinnen, bei 1.500–2.000 × g 10 Minuten zentrifugiert und am Tag der Entnahme analysiert.
   3. Flowzytometrische Erfassung der Lymphozyten-Subsets (CD3/4/8/16/19/45/56): Vollblut (3 ml) wurde in ein EDTA-Rohr aufgenommen, vorsichtig 8–10 Mal invertiert, um eine ausreichende Antikoagulation sicherzustellen, und innerhalb von 24 Stunden nach der Entnahme analysiert.
   4. Quantitative Polymerase-Kettenreaktion (PCR) für Epstein-Barr-Virus- und Cytomegalovirus-DNA: Vollblut (3 ml) wurde in ein EDTA-Rohr aufgenommen, 8–10 Mal sanft umgekehrt, bei 2–8 °C gehalten und innerhalb von 4 Stunden nach der Entnahme transportiert. Das Plasma wurde innerhalb von 2–4 Stunden nach der Phlebotomie durch Zentrifugation getrennt und bis zur Analyse bei 4 °C gelagert.

2. Diagnostische Verfahren

1. Ultraschallgeleitete Aspiration des rechten Stirnabszess:
   1. Nach der üblichen Hautdesinfektion und steriler Abdeckung wurde eine lokale Infiltrationsanästhesie mit 2 % Lidocain verabreicht. Unter Ultraschallüberwachung in Echtzeit wurde eine 20-ml-Spritze mit einer angesetzten Nadel in den Stirnabszess eingeführt und 4 ml eizige Flüssigkeit aspiriert.
   2. Der Patient blieb hämodynamisch stabil und berichtete während des gesamten Eingriffs von keinem Unbehagen. In der postoperativen Phase wurden keine unmittelbaren Komplikationen festgestellt.
2. Das purulente Aspirat wurde an das mikrobiologische Labor zur sofortigen Gram-Färbung und anschließender Kultur in 5–10 % CO₂ bei 35 °C weitergeleitet.
   1. Für die Gram-Verfärbung nimm zuerst einen sauberen Glasträger, um einen Bakterienschmierfleck vorzubereiten, befestigst ihn über einer Flamme, dann tragst du eine Quarzfarbe für die Hauptfarbe für 1 Minute auf, gefolgt von einer Wasserspülung.
   2. Als Nächstes eine Jodlösung als Beichtmittel für 1 Minute hinzufügen und mit Wasser abspülen. Anschließend entfärbt man mit 95 % Ethanol für etwa 20–30 Sekunden, bis der Abfluss farblos wird, und spült sofort mit Wasser ab, um die Entfärbung zu stoppen.
   3. Zum Schluss mit Saraninlösung 30 Sekunden bis 1 Minute Gegenbeize auftragen, mit Wasser abspülen, trocken tupfen und unter dem Mikroskop beobachten.
3. Eine Reihe von Kolonien aus der Blutagarplatte wurde ausgewählt und einer modifizierten säurefesten Färbung unterzogen.
   1. Bei modifizierter säurefester Färbung nehmen Sie zunächst einen sauberen Glasträger, um einen Bakterienabstrich vorzubereiten, ihn über einer Flamme zu befestigen, dann den Schmier mit Karbolfuchsin-Fleck abzudecken und zu erhitzen, bis Dampf aufsteigt und ohne zu kochen, 3–5 Minuten halten, gefolgt vom Wasserspülen.
   2. Führen Sie dann eine schwache Entfärbung mit 1 % Schwefelsäure-wässriger Lösung für 30 Sekunden bis 1 Minuten durch, bis der Schmier hellrosa erscheint, und spülen Sie mit Wasser.
   3. Zum Schluss mit einer Methylenblau-Lösung 30 Sekunden bis 1 Minute Gegenfärbe, mit Wasser abspülen, trocken tupfen und unter dem Mikroskop beobachten.
4. Die Identifikation erfolgte mit einem automatisierten Massenspektrometriesystem zur mikrobiellen Identifikation, und das Isolat wurde als N. concava identifiziert.
   1. Probenvorbereitung
      1. Vorbereitung der Zielplatte: Eine einzelne reine Kolonie wurde mit einem Bambusstab ausgewählt und gleichmäßig auf die Zielstelle der MALDI-Zielplatte verteilt.
      2. Ameisensäurezugabe: Nach dem Lufttrocknen des Abstrichs wurde 1 μL Ameisensäure an jeden Zielpunkt zur Zelllyse gegeben.
      3. Matrizenaddition: Nachdem der Fleck vollständig an der Luft getrocknet war, wurde sofort 1 μL Matrizenlösung (α-Cyano-4-Hydroxycinnaminsäure, HCCA) überlagert und die Platte erneut an der Luft trocknen.
   2. Schalten Sie es ein und richten Sie die Software ein.
      1. Schalten Sie die Stromversorgung, die Vakuumpumpe und den Computer ein und warten Sie, bis der Staubsauger den Betriebszustand erreicht hat. Starte die Workstation-Software und melde dich an.
      2. Bestätigen Sie die normale Kommunikation zwischen Software und Instrument und überprüfen Sie, ob Vakuum, Temperatur und Laserstatus alle normal sind.
   3. Geben Sie Informationen in die Software ein.
      1. Hier kommt das Modul zur Verwaltung der Zielplatten ins Spiel. Wählen Sie den Zielplattentyp, erstellen Sie eine neue Charge und geben Sie Probeninformationen ein, einschließlich Muster-ID, Typ, Quelle und Bemerkungen.
      2. Speichern Sie die Zielplatteninformationen und wählen Sie die entsprechende Identifikationsdatenbank zum Vergleich aus.
   4. Bedienen Sie das Gerät und sammeln Sie Daten.
      1. Setzen Sie die getrocknete Zielplatte in die Instrumentenkammer und schließen Sie die Kammertür. Wähle in der Software Run Target Plate aus und bestätige die Ziel-Kennzeichen-ID und -position.
         HINWEIS: Die Software führt automatisch Laseranregung, Ionenflug, Signalerfassung und Spektrumgenerierung durch. Eine Echtzeitüberwachung des Erwerbsfortschritts und der Spektrumqualität ist verfügbar.
   5. Datenanalyse und -identifikation
      1. Spektrumverarbeitung: Die Software führt automatisch Glättung, Baseline-Korrektur und Peak-Extraktion auf dem Rohspektrum durch.
      2. Datenbankvergleich: Das verarbeitete charakteristische Peak-Spektrum wird mit der Standard-Spektrumdatenbank bekannter Bakterien, die im Instrument eingebaut ist, verglichen.
      3. Ergebnisinterpretation: Die Software liefert Identifikationsergebnisse und Bewertungen basierend auf Vergleichsähnlichkeit. In der Regel bedeutet eine Punktzahl ≥ 9,0 eine zuverlässige Identifikation auf Artebene; Ein Wert zwischen 6,0 und 8,9 zeigt eine Identifikation auf Gattungsebene an; und ein Wert unter 6,0 gilt als unzuverlässig.
      4. Berichterstattung und Datenverwaltung: Rohspektren, Identifikationsergebnisse und Protokolle werden automatisch gespeichert. Daten können exportiert, statistisch analysiert und mit dem LIS verbunden werden.
   6. Abschaltverfahren
      1. Nachdem alle Aufgaben abgeschlossen sind, verlassen Sie die Operationsoberfläche. In den Standby-Modus in der Software einschalten, warten, bis das Instrument sicher drucklos ist, Software und Computer schließen und schließlich den Strom für das Instrument und die Vakuumpumpe abschalten.
5. Antimikrobielle Anfälligkeitstests
   1. Sammeln Sie Kolonien und mahlen Sie sie mit einer Schleifstange oder Glasperlen in sterilem Wasser, um eine homogene Suspension herzustellen, stellen Sie sie auf 0,5 McFarland-Trübungsstandard ein; da Nocardia dazu neigt, Klumpen zu bilden, ist ein gründliches Mahlen erforderlich, um eine gleichmäßige Suspension zu gewährleisten.
   2. Anschließend wird die bakterielle Suspension zu jedem Brunnen der Mikroverdünnungsplatte mit kationenangepasster Mueller-Hinton-Brühe (CAMHB) gegeben, 10 μL pro Bohrloch inokuliert, um ein finales Inokulum von etwa 1 × 10⁵–5 × 105^CFU /ml zu erhalten, gleichzeitig einen Wachstumskontrollbrunnen ohne Antibiotika und einen Negativkontrollbrunnen eingerichtet.
   3. Inkubieren Sie die Mikroplatte bei 35 ±± 2°C in Umgebungsluft für 3–5 Tage und halten Sie den Plattendeckel während der Inkubation versiegelt, um Austrocknung zu verhindern.
   4. Nach der Inkubation beobachten Sie das Bakterienwachstum in jedem Brunnen mit bloßem Auge und notieren Sie die niedrigste Medikamentenkonzentration, die das Wachstum vollständig hemmt, als minimale hemmende Konzentration (MIC).

3. Antibiotikatherapie

1. Unmittelbar nach der Aufnahme wurde eine kombinierte antivirale und immunsuppressive Therapie eingeleitet: Ganciclovir und Foscarnet wurden zusammen mit fortgesetztem Biktarvy zur HIV-Suppression verabreicht, während gleichzeitig eine Pulstherapie mit Methylprednisolon und intravenösem Immunglobulin begann.
2. Tag 6: Wiederholtes leichtes Fieber führte zur Aufnahme von Rituximab in die Therapie.
3. Tag 7: Um eine mögliche invasive Pilzinfektion vorzubeugen, wurde empirisches Voriconazol eingeleitet.
4. Tag 8: Mikroskopie zeigte zahlreiche grampositive Bazillen; Voriconazol wurde eingestellt, und die antimikrobielle Therapie wurde umgehend auf Linezolid plus Trimethoprim-Sulfamethoxazol umgestellt. Danach folgte eine Verzögerung, und der klinische Zustand des Patienten verbesserte sich schrittweise. Er wurde am Krankenhaustag 18 in stabilem Zustand entlassen.

Ergebnisse

Ein 50-jähriger HIV-positiver männlicher Patient präsentierte sich mit generalisierten Petechien, Ekkymosen und oralem Herpes. Nach der Aufnahme erhielt er empirische antivirale und thrombopoetische Therapien. Die körperliche Untersuchung zeigte eine Masse an der rechten Stirn. Ultraschallgesteuerte Aspiration (Abbildung 1) wurde durchgeführt, um Eiter für die Laboruntersuchung zu entnehmen. Die Gramfärbungsergebnisse sind in Abbildung 2 dargestellt, und die säu...

Diskussion

Nocardia ist ein aerobes, gram-positives Bakterium, das im Stamm Actinobacteria, Klasse Actinobacteria, Unterklasse Actinobacteridae, Ordnung Actinomycetales, Unterordnung Corynebacterineae, Familie Nocardiaceae und Gattung Nocardia¹⁵ klassifiziert wird. Über 100 Arten wurden identifiziert, wobei die häufigsten Krankheitserreger bei Menschen und Tieren N. asteroides, N. brasiliens...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
5 & Strich; 10 % CO2 Inkubator	Thermo Fisher Scientific	20172416507
Säure-Schnellfärbung	Baso	20170094
Autof MS Serie	Autobio Diagnostics	https://en.autobio.com.cn/Product/productDetail/fid/63/cid/2/id/145.html
Autof MS2000	Autobio Diagnostics	20182400196
Ameisensäure	Autobio Diagnostics	20140009
Gram Stain	BioM&eakut; Rieux	20171067
α-Cyano-4-Hydroxycinnaminsäure	Autobio Diagnostics	20140009