Ein Bandmontageprotokoll für hochauflösende Z-Stack-Bildgebung von Drosophila-Compoundaugen

Summary

Das Hauptziel dieses Protokolls ist es, zerstörungsfreie Bildgebung und quantitative Analyse von Drosophila-Compound-Augen zu ermöglichen. Es kombiniert eine Bandmontage-Strategie mit stereomikroskopischer Z-Stack-Aufnahme und Extended Depth of Focus Rekonstruktion, um hochauflösende, artefakfreie Bilder zu erzeugen.

Abstract

Hier präsentieren wir ein zerstörungsfreies Montage- und Bildgebungsprotokoll für die hochauflösende phänotypische Analyse des Drosophila-Verbindungsauges. Die genaue Phänotypisierung des Drosophila-Compound-Auges ist oft durch seine konvexe Geometrie und mechanische Zerbrechlichkeit während der Handhabung begrenzt. Um dies zu adressieren, stellen wir einen vielseitigen, nicht-invasiven Bildablauf vor, der eine hochauflösende Visualisierung aus mehreren Perspektiven ermöglicht. Das Protokoll verwendet eine maßgeschneiderte Klebebefestigungsmethode auf einer umgekehrten Tape-Plattform, die Fliegen am Körper und an den Flügeln sichert, während der Kopf vollständig unberührt bleibt. Entscheidend ist, dass diese flexible Konfiguration unterschiedliche Montageorientierungen unterstützt: eine seitliche Position, um die volle Konvexität einzelner Augen einzufangen, und eine frontale Position zur Beurteilung der Ganzkopfsymmetrie. Diese Methode erleichtert auch die Anordnung von hochdichten Arrays, was eine schnelle Verarbeitung von 20–30 Samples pro Sitzung ermöglicht. Durch die Integration von reflektiertem Licht-Stereomikroskopie mit Z-Stack-Erfassung und Extended Depth of Focus (EDF)-Rekonstruktion erzeugt der Workflow einheitlich scharfe, quasi-3D-Composite-Bilder. Dieser Ansatz bewahrt die natürliche Pigmentierung und erzeugt hochauflösende, kontrastreiche Bilder, die sich für quantitative organbezogene phänotypische Analysen eignen.

Introduction

Das Drosophila melanogaster Compound-Auge ist ein klassisches und leistungsstarkes Modell zur Untersuchung des Organwachstums, der Musterung und der Robustheit während der Entwicklung. Das Fliegenauge besteht aus etwa 800 hochgeordneten Ommatidien und liefert eine sensible und quantifizierbare Anzeige genetischer Störungen, die Proliferation, Differenzierung und Gewebeorganisation^{beeinflussen 1,2,3}. Die genetische Manipulation der Augenentwicklung hat historisch grundlegende Erkenntnisse über konservierte Signalwege geliefert. Bahnbrechende Studien zeigten, dass die Expression des Transkriptionsfaktors eyeless ausreicht, um die Augenbildung in nicht-retinalen Geweben zu induzieren, was das Auge als Paradigma für Organspezifikation und Plastizität etabliert⁴. Nachfolgende Arbeiten identifizierten den Signalweg von D. melanogaster Hippo als zentralen Regulator der Augengröße und Zellzahl durch koordinierte Kontrolle der Proliferation und Apoptose ^5,6. Parallel dazu wurde gezeigt, dass Hedgehog- und BMP-Signale die morphogenetische Progression, Wachstumspräzision und räumliche Musterbildung in der sich entwickelnden Netzhaut ^7,8 regulieren.

Die Aufnahme hochauflösender Bilder des adulten Compoundauges stellt jedoch aufgrund seiner konvexen, hemisphärischen Geometrie erhebliche optische Herausforderungen dar. Die Standard-Hellfeldmikroskopie ist durch eine geringe Schärfentiefe begrenzt, sodass es unmöglich ist, gleichzeitig auf den dorsalen Punkt (Pol) und die Randkanten (Äquator) des Auges in einer einzigen Belichtung⁹ zu fokussieren. Diese Einschränkung führt oft zu Bildern, bei denen große Teile der Netzhautoberfläche verschwommen sind, was den Einsatz hochauflösender Bildanalyse- und Machine-Learning-Tools zur Quantifizierung variegierter Phänotypen erschwert. Um die Netzhautoberfläche vollständig zu charakterisieren, muss die gesamte Krümmung ohne optische Artefakte visualisiert werden. Daher ist eine Bildgebungsmethode erforderlich, die die native Augenmorphologie erhält und gleichzeitig eine hochauflösende Visualisierung der gesamten gekrümmten Netzhautoberfläche ermöglicht.

Darüber hinaus beeinträchtigen traditionelle Probenvorbereitungsmethoden für die Mikroskopie oft die strukturelle Integrität des Flugkopfes. Konventionelle Montagetechniken basieren häufig auf Klebstoffen, die Oberflächendetails verdecken oder eine physische Manipulation mit einer Pinzette erfordern, die Druck auf die Kopfkapsel ausübt. Wie in Studien zur retinalen Morphogenese festgestellt wird, ist die strukturelle Integrität des Auges von größter Bedeutung. Direkter Druck oder Punktion verursacht eine Hämolymphenleckage, was zu einem inneren Druckverlust und dem anschließenden Kollaps oder einer "Delle" der Augenoberfläche führt. Diese mechanischen Artefakte können neurodegenerative Phänotypen oder genetische Defekte nachahmen, was zu falsch-positiven Ergebnissen bei groß angelegten Screenings führt. Ziel dieses Protokolls ist es, einen zerstörungsfreien Montage- und Bildverarbeitungsworkflow für eine hochauflösende Visualisierung intakter Drosophila-Compound-Augen bereitzustellen.

Hier präsentieren wir einen schnellen und reproduzierbaren Bildgebungsworkflow, der eine hochauflösende Visualisierung intakter Drosophila-Compound-Augen und der Ganzkopfmorphologie ohne direkten Kontakt mit dem Kopf ermöglicht. Bei dieser Methode werden erwachsene Fliegen mittels einer flexiblen, klebrigen Befestigungsstrategie immobilisiert, die Körper und Flügel sichert und so eine stabile Positionierung entweder seitlich – um die vollständige Krümmung eines einzelnen Auges zu erfassen – oder eine frontale Ausrichtung – zur Beurteilung der Ganzkopfsymmetrie und interokulären Merkmale zu ermöglichen. Diese vielseitige Montagestrategie minimiert mechanische Schäden und bewahrt die natürliche Augengeometrie in drei Dimensionen. In Kombination mit reflektiertem Licht-Stereomikroskopie, Z-Stack-Erfassung und erweiterter Fokustiefenrekonstruktion⁹ erzeugt dieser Ansatz gleichmäßig scharfe, hochwertige Bilder aus mehreren Perspektiven, die sowohl für qualitative Inspektionen als auch für quantitative phänotypische Analysen geeignet sind. Diese Methode eignet sich besonders für Studien zu genetischen Störungen, Entwicklungsphänotypen und Hochdurchsatz-Screening der Augenmorphologie bei Drosophila.

Protocol

1. Probenentnahme und Synchronisation

HINWEIS: Um die experimentelle Vergleichbarkeit zu gewährleisten, ist eine strenge Kontrolle der Eklusionszeit erforderlich. Unter Standardkulturbedingungen bei 25 °C erfolgt die Eklusion typischerweise 10 bis 12 Tage nach der Eiablage. Die Puppen sollten in diesem Zeitfenster genau überwacht werden, da die Verdunkelung des Puppengehäuses auf eine bevorstehende Schließung hinweist.

1. Direktes Tapping-Verfahren (Standardmethode)
   1. Klopfen Sie vorsichtig auf das Standard-24 x 95 mm Drosophila-Kulturfläschchen aus Kunststoff (mit einem Schaumstoffstopfen versiegelt) gegen eine weiche Matte, um erwachsene Fliegen auf den Boden zu vertreiben.
   2. Entfernen Sie schnell den Stopfen und richten Sie den Mund eines frischen Sammelfläschchens auf das Kulturfläschchen aus.
   3. Kehre das Setup so um, dass das Kulturfläschchen oben ist. Klopfen Sie sanft an die Wände, um die Fliegen in das Sammelfläschchen zu bringen.
      HINWEIS: Diese Methode wird nicht empfohlen, wenn das Standard-Maismehl-Agar-Futtermedium feucht ist, da frisch geschlossene Fliegen leicht gefangen und getötet werden können. Um die Sterblichkeit zu minimieren, sammeln Sie die Fliegen zunächst in ein leeres 24 x 95 mm großes Fläschchen. Nach der Narkose (Schritt 3) werden die Fliegen auf die Innenwand eines 24 x 95 mm großen Fläschchens mit frischem Nahrungsmedium übertragen.
2. Negative Geotaxis-Transfermethode (Anti-Adhäsionsmethode)
   1. Entferne den Stopfen aus einem frischen Sammelfläschchen und drehe ihn auf der Arbeitsplatte, um zu verhindern, dass herumstreunende Fliegen eindringen.
   2. Halte das Kulturfläschchen mit der Öffnung nach unten. Fliegen klettern nach oben zur Futterseite, weg von der Öffnung.
   3. Sobald die Öffnung frei von Fliegen ist, entkorken Sie das Kulturfläschchen schnell und richten Sie es auf das umgekehrte leere 24 x 95 mm Sammelfläschchen auf der Bank aus.
   4. Klopfen Sie sanft mit dem Anschlusspunkt gegen die Arbeitsplatte, um die Fliegen in das Sammelfläschchen zu werfen.
      HINWEIS: Diese Methode verringert die Sterblichkeit durch Lebensmitteladhäsion erheblich, ist aber zeitaufwändiger als das direkte Anzapfen.
3. CO₂-Anästhesiemethode (Hocheffizienzmethode)
   1. Drehe das Kulturfläschchen so um, dass der Plug nach unten zeigt.
   2. Führen Sie vorsichtig die Nadel der CO₂-Anästhesiepistole zwischen den Stecker und die Fasswand.
   3. Betätigen Sie vorsichtig das Fußpedal und das Handventil, um 100 % CO₂ bei niedriger, sanfter Durchflussrate freizusetzen.
   4. Sobald die Fliegen betäubt sind und auf den Plug gefallen sind, stellen Sie das Kulturfläschchen horizontal ab. Entfernen Sie den Stopfen, richten Sie sich an ein leeres Sammelfläschchen aus und tippen Sie vorsichtig auf das Kulturfläschchen, um die betäubten Fliegen in das Sammelfläschchen zu übertragen.
      HINWEIS: Übermäßiger Luftstrom kann Fliegen auf die Lebensmitteloberfläche schleudern, was zu Haftungen und Tod führt; streng einen sanften_CO2-Fluss aufrechtzuerhalten, der ausreichend ist, um die Fliegen zu betäuben, ohne sie physisch zu verdrängen. Fliegen beobachten Sie aufmerksam auf frühe Anzeichen der Erholung, wie leichte Zuckungen oder Bewegungen von Flügeln und Beinen.
4. Kennzeichnung und Wartung
   1. Beschriften Sie das Sammelfläschchen mit dem Geschlecht, dem Entnahmedatum, dem Emissionsdatum, dem Genotyp und den Kulturbedingungen.
   2. Geschlechtstrennung: Wenn bildgebende Fliegen älter als 10 Tage sind, werden Männchen und Weibchen in verschiedene Nahrungsmittel-Kulturfläschchen getrennt, um Paarung und das Entstehen einer F2-Generation zu verhindern, was die experimentelle Umgebung beeinträchtigen könnte.
      HINWEIS: Fliegen können in diesen lebensmittelhaltigen Fläschchen unter früheren Kulturbedingungen (z. B. 25 °C) gehalten werden, bis sie das gewünschte Bildgeberalter erreicht haben.

2. Vorbereitung der Montageplatte

1. Besorgen Sie sich einen sauberen, standardisierten Glasmikroskop-Objektträger.
2. Schneiden Sie einen Streifen weißes Papier-Malerband, der etwa 2 cm länger ist als der Schlitten.
3. Lege das Klebeband auf den Schlitten, wobei die Klebeseite nach oben zeigt (die nicht-klebende Seite gegen das Glas). Stellen Sie sicher, dass das Band an beiden Enden etwa 1 cm über den Schlitten hinausragt.
4. Sichern Sie die überhängenden Enden, indem Sie zwei zusätzliche ~5 mm dicke Streifen Klebeband fest um die Rückseite des Schlittens wickeln.
5. Stellen Sie sicher, dass die Klebefläche flach, straff und frei von Falten ist.
6. Beschriftung: Markieren Sie Orientierungsindikatoren (z. B. "Top/Up" und "Bottom/Down") oder Probenkennzeichen an den nicht klebenden Enden des Bandes, um die Ausrichtung und Probenverfolgung unter dem Mikroskop zu erleichtern.
   HINWEIS: Bei der Auswahl von Fliegen für die Bildgebung sollten Sie Personen mit erheblichen Körpergrößenunterschieden vermeiden. Selbst bei identischer Vergrößerung können Unterschiede in der Körpergröße zu nicht vergleichbaren zusammengesetzten Augenflächen führen.

3. Euthanasie und Montage

1. Euthanasie
   1. Übertragen Sie die Fliegen in ein versiegeltes und leeres Sammelfläschchen.
   2. Stellen Sie das versiegelte Fläschchen für 15–20 Minuten in einen -80 °C Gefrierfach.
      VORSICHT: Niemals mit den scharfen Spitzen einer feinen Pinzette die Fliege durchstochen oder drücken. Schon geringfügige Hämolymphleckage führt zu einem schnellen Verlust des inneren hydrostatischen Drucks, was zu sofortiger Delle und irreversiblem Kollaps des Verbindungsauges führt, was die Bildqualität beeinträchtigt.
2. Montage für seitliche Ansicht (Einzel zusammengesetztes Auge)
   1. Positionierung: Unter einem Standard-Stereomikroskop (z. B. Nikon SMZ745) werden Feinspitzpinzetten verwendet, um die eingeschläferte Fliege in eine seitliche (seitlich liegende) Position zu bringen.
   2. Transfer: Mit einer feinspitzen Pinzette wird die Fliege vorsichtig am Flügel gepackt (wobei die seitliche Haltung gehalten wird) und auf die vorbereitete Klebeplatte übertragen.
   3. Fixierung: Klebe eine Seite des Körpers der Fliege am Klebeband an. Breite die Flügel aus und klebe sie flach am Klebeband an, um die Stabilität zu erhöhen.
   4. Pflege der Gliedmaßen: Achten Sie beim Aufsetzen darauf, dass die Beine das Auge nicht verstopfen. Wenn die Vorderbeine das Sichtfeld blockieren, verwenden Sie eine Pinzette, um sie vorsichtig vom Auge wegzuziehen und fest am Band zu befestigen (z. B. durch Ausstrecken oder unter den Thorax zu legen).
   5. Sichern: Kippen Sie die Pinzette und drücken Sie die Seite der Spitze (nicht die scharfe Spitze), um den Körper sanft gegen das Klebeband zu drücken, um eine sichere Haftung zu gewährleisten.
   6. Feinjustierung: Prüfen Sie, ob der Kopf horizontal ist. Wenn das Auge nicht auf einer einzigen Brennebene liegt, verwenden Sie eine Pinzette, um den Körperwinkel mikro anzupassen.
3. Montage für Frontalansicht (ganzer Kopf)
   1. Positionierung: Auf dem Anästhesiepad wird die Fliege in eine Bauchseite (Bauchlage) ausgerichtet.
   2. Transfer: Benutze eine Pinzette, um einen Flügel zu greifen und die Fliege anzuheben. Übertragen Sie es auf die Klebeplatte.
   3. Erste Fixierung: Beide Flügel vorsichtig nach außen (links und rechts) ausbreiten und fest auf die Klebefläche drücken, um die Fliege zu verankern.
   4. Körperstabilisierung: Drücken Sie sanft auf den Thorax, um einen vollständigen Kontakt mit der Klebeplatte sicherzustellen. Greifen Sie mit einer Pinzette leicht den hinteren Bauch (Schwanz) und ziehen Sie sanft, um die Körperachse zu begradigen, bevor Sie den Bauch am Band befestigen.
   5. Kopfausrichtung: Stellen Sie den Winkel des Kopfes mit einer feinen Pinzette ein, um sicherzustellen, dass die Frontebene (das Gesicht) parallel zur Klebefläche ist. Beide zusammengesetzten Augen sollten waagerecht und sichtbar in derselben Brennebene sein.
4. Anordnung
   1. Mehrere Fliegen in parallelen Reihen oder einem gitterartigen Array auf der Klebefläche montieren. Stellen Sie sicher, dass einzelne Fliegen sich nicht überlappen, um Z-Stack-Interferenzen zu verhindern, wobei eine enge Packung erlaubt ist, um den Durchsatz zu maximieren (z. B. 20–30 Fliegen pro Objektträger). Richten Sie alle Fliegen so aus, dass ihr Kopf in die gleiche Richtung zeigt (wie auf den Beschriftungen in Schritt 2.6 angegeben), um eine systematische Bildgebung zu ermöglichen.
   2. Bereiten Sie separate Probenarrays für laterale und frontale Bildgebung mit verschiedenen Gruppen von eingeschläferten Fliegen aus derselben Kohorte vor. Sobald eine Fliege am Band befestigt ist, kann sie nicht sicher entfernt oder neu positioniert werden, ohne schwere mechanische Schäden am Probe zu verursachen; daher können mehrere Ansichten nicht nacheinander von derselben Person abgebildet werden.
      HINWEIS: Es wird dringend empfohlen, die Proben unmittelbar nach der Euthanasie und der Montage zu bilden, um eine Gewebeaustrocknung zu verhindern.

4. Bildaufnahme

1. Start und Initialisierung des motorisierten Stereomikroskopbildgebungssystems
   1. Schalten Sie den PC, den Monitor und das Mikroskopgerät nacheinander ein.
   2. Starte die LAS X-Software.
   3. Wenn der Prompt "Initialisieren/Selbsttest" erscheint, stelle sicher, dass der Platz unter dem Ziel frei von Hindernissen ist, und klicke auf Bestätigen. Lassen Sie das Mikroskop die vollständige Z-Achsen-Kalibrierungsbewegung durchführen.
      HINWEIS: Die folgenden Schritte sind für ein Stereomikroskop mit dem LAS X-Softwaresystem optimiert.
2. Probenplatzierung und Beleuchtung
   1. Übertragen Sie die vorbereitete Montageplatte auf die Basisplattform des motorisierten Stereomikroskops und positionieren Sie sie manuell, um die erste Probe im Array unter dem Objektiv der Digitalkamera zu zentrieren.
   2. Schalten Sie die Signalquelle für durchgebranntes Licht (Basis) und einfallendes Licht (oben) ein. Für die Compound-Augenbildgebung verwenden Sie hauptsächlich reflektiertes Licht. Stellen Sie die Blende ein, um eine gleichmäßige Beleuchtung zu gewährleisten.
3. Softwarekonfiguration
   1. Stellen Sie den Erfassungsmodus auf Z-Stack ein. In den Projekteinstellungen stellen Sie die mehrdimensionale Bewegungspriorität auf 'Z-zuerst', um einen kontinuierlichen und stabilen Motorantrieb zu gewährleisten.
   2. Stellen Sie den Bildmodus auf Reflektiertes Licht.
   3. Aktivieren Sie Extended Depth of Focus (EDF), um die Synthese eines vollständig fokussierten Bildes zu ermöglichen.
   4. Aktiviere in den erweiterten Bildeinstellungen den Hohen Dynamikumfang (HDR). Dies wird dringend empfohlen, um die spekularen Lichter und Überbelichtung, die häufig durch die stark reflektierende, chitinhaltige Oberfläche des Verbindungsauges verursacht werden, zu mildern.
4. Positionierung und Weißabgleich
   1. Stellen Sie den Vergrößerungsregler auf das entsprechende Niveau ein (z. B. ein Zoomfaktor von 16 für die seitliche Einaugeansicht und 12,5 Mal für das frontale Ganzkopfbild), um sicherzustellen, dass der spezifische Interessenbereich 1/2 bis 2/3 des Sichtfelds einnimmt.
   2. Positioniere die Montageplatte manuell, sodass der Thorax der Fliege in die Mitte des Sichtfelds gebracht wird.
   3. Führen Sie eine Weißbilanz-Kalibrierung mit dem Thorax durch, um die Farbtemperatur zu korrigieren.
5. Belichtungs- und Bildgebungsparameter (Referenzwerte)
   Belichtung: 60–80 ms.
   Verstärkung: 0–5 (Niedrig halten, um Rauschen zu minimieren).
   Intensität: 60%–80%.
   Z-Stack-Schrittweite: Standard: 8–12 μm.
   HINWEIS: Für glatte, gesunde Compoundaugen (z. B. w¹¹¹⁸ × GMR-GAL4) können Schrittweiten bis zu 15 μm ausreichen, da die kontinuierliche und regelmäßige Krümmung weniger optische Schnitte erfordert. Für raue oder ungleichmäßige Augenphänotypen, die durch abrupte topologische Veränderungen gekennzeichnet sind, sind jedoch kleinere Schrittweiten (so niedrig wie 5 μm) erforderlich, um feine strukturelle Details zu erfassen und die Genauigkeit der EDF-Rekonstruktion deutlich zu verbessern.
6. Z-Stack-Definition und -Erfassung
   1. Für die seitliche Ansicht: Stellen Sie den Z-Stack-Bereich vom Orbitalrand (Start) bis zur mittleren Ommatidien (Ende) mit einer Schrittweite von 8–12 μm ein.
   2. Für die Frontalansicht: Stellen Sie den Fokusregler ein, bis die äußere Kontur der Compoundaugen gerade scharf ist (Start). Stelle den Fokus in die entgegengesetzte Richtung ein, bis die zentralen Ocelli (gelbe einfache Augen) oben auf dem Kopf gerade scharf sind (End). Klicken Sie auf Ende setzen.
   3. Klicken Sie auf Stop Live , um die Vorschau einzufrieren.
   4. Klicken Sie auf Übernahme starten. Das System erfasst automatisch die definierten Brennebenen und synthetisiert ein hochauflösendes, vollständig fokussiertes Bild.
7. Dateispeicherung:
   1. Nach Abschluss der EDF-Rekonstruktion klicken Sie auf das Speichern-Symbol in der Softwareoberfläche (oder navigieren Sie zu Datei > Speichern unter).
   2. Wählen Sie das Zielverzeichnis aus, geben Sie den angegebenen Dateinamen ein und klicken Sie auf Speichern.
   3. Beachten Sie, dass jede Aufnahme drei verschiedene Bilddateien erzeugt: a. Roh-/Kanalbild (Graustufen);b. Farbvorschaubild; c. EDF-Kompositbild (mit dem Suffix "_Composite")
      HINWEIS: Sowohl das Roh-/Kanalbild als auch das EDF-Kompositbild sollten für Analyse und Dokumentation erhalten bleiben

Results

Die vollständige experimentelle Pipeline, von der Probenentnahme bis zur Bildaufnahme, ist in Abbildung 1 zusammengefasst. Die Effizienz des modifizierten Protokolls wird durch die Erstellung von Hochdichte-Probenarrays demonstriert. Wie in Abbildung 2A gezeigt, können 20–30 anästhesierte Fliegen in einem gitterartigen Muster auf einer einzigen invertierten Bandplattform angeordnet werden. Orientierungsmarker, die an den nicht k...

Discussion

Das Drosophila-Compound-Auge dient als leistungsstarker phänotypischer Indikator für das genetische Screening, bei dem beobachtbare Veränderungen in Augengröße, Rauheit oder Pigmentierung ^2,3,8 oft auf Störungen fundamentaler Signalwege wie Hippo ^5,6 oder Hedgehog⁷ hinweisen. Die Effizienz solcher Bildsch...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Kohlendioxid-Gaszylinder (CO2)	Lokaler Lieferant	N/A
CO2 Anästhesie-Blasrohr	T& L	DG-08
Digitale Mikroskopkamera	Leica	DMC6200
Feine Pinzette	VETUS	MOS-167B
Schaumstoffplugs	Dongpeng	N/A
Bildaufnahmesoftware (LAS X)	Leica	3.7.1
Bildverarbeitungssoftware (FIJI/ImageJ)	NIH	Open Source
LED-Kuppelbeleuchtung	Leica	LED5000 HDI
LED-Schwanenhals-Beleuchtung	Cossim	LG-10
Motorisiertes Stereomikroskop	Leica	M205 FCA
Objektivlinse	Leica	1.0x PlanApo NA0.2
Druckpneumatisches Fußpedalventil	DELIXI	FV-320
Standardphiolen der Drosophila-Kultur	LAIBOER	2424951
Standard-Drosophila-Futtermedium	N/A	Maismehl-Agar-Melasse
Standard-Glasmikroskop-Objektträger	Citotest	10127101P-G
Standard-Stereomikroskop	Nikon	SMZ745
Weißes Papier-Maskierband	UBWIN	25 mm Breite