Die Simulation von hypoxischen Bedingungen in großer Höhe verzögert die Wundheilung bei Ratten

Zusammenfassung

Diese Studie entwickelte und validierte vorläufig ein Rattenmodell für verzögerte Wundheilung unter hochgelegenen hypobaren Hypoxiebedingungen.

Zusammenfassung

Hochgelegene hypobare Bedingungen können zu langanhaltender Wundhypoxie und beeinträchtigter Heilung führen, dennoch bleiben standardisierte Modelle selten. In dieser Studie entwickelten wir ein Modell mit verzögerter Wundheilung und validierten es vorläufig, indem wir Hochaltitude-Hypoxie mit einem kontrollierten hypobaren System simulierten. Die Ratten wurden in simulierten Höhen von 3000 m (Luftdruck: 70,1 kPa, Partialsauerstoffdruck: 14,7 kPa) bis 8000 m (Luftdruck: 35,6 kPa, partieller Sauerstoffdruck: 7,5 kPa) untergebracht, um Sicherheitsschwellenwerte zu bestimmen, wobei oxidativer Stress und Hauthypoxie bewertet wurden. Die Ergebnisse zeigten ein erhöhtes Sterblichkeitsrisiko in simulierter Höhe von 6000 m, wobei eine Toleranz unter 5000 m beobachtet wurde. Erhöhte Höhenlagen waren mit einer Verschlechterung des oxidativen Stresses und erhöhter Hauthypoxie verbunden; zeigte höhenabhängige Verzögerungen bei der Wundheilung, verminderte Durchblutung, unterdrückte Kollagenremodellierung und verstärkte Entzündungsreaktionen. Trotz der Hochregulierung der vaskulären regenerativen Faktoren nahm die mikrovaskuläre Dichte ab. Insgesamt entwickelte und validierte diese Studie vorläufig ein Rattenmodell, das sich für die Untersuchung von Mechanismen und Interventionen bei durch Hypoxie verursachten Hypoxie-induzierten Wunden in großer Höhe eignet.

Einleitung

Die Wundreparatur der Haut stellt eine weit verbreitete und bedeutende klinische Herausforderung dar. Von akuten Verletzungen bis hin zu verschiedenen Arten von nicht heilenden Wunden – diese Zustände belasten das Gesundheitssystem und die Lebensqualität der Patienten^dauerhaft 1,2,3,4,5,6. Die Wundheilung ist kein einzelnes Ereignis, sondern ein hochkoordinierter, sich überlappender mehrstufiger Prozess: Entzündungszellen, Stromalzellen, Keratinozyten und das mikrovaskuläre System bauen gemeinsam Barrieren wieder auf und formen Gewebe unter der gemeinsamen Regulation der extrazellulären Matrix und verschiedener Signalnetzwerke wieder^auf 7,8,9,10 . Angesichts der energieintensiven Natur der Reparatur und ihrer extremen Empfindlichkeit gegenüber der inneren Umwelt können Veränderungen im systemischen Stoffwechsel und physiologischen Zuständen – wie erhöhter oxidativer Stress, Immundysregulation und beeinträchtigte Mikrozirkulationspermuzierung – die normale Reparaturkaskade an mehreren Stellen stören, was zu anhaltender Entzündung, unzureichender Regeneration und abnormaler Remodellierung führt.^14,15.

Die Sauerstoffversorgung ist ein Schlüsselfaktor, der Wundreparaturprozesse begrenzt, beteiligt am Energiestoffwechsel und an der Zellwanderung/-proliferation und gleichzeitig Angiogenese und Entzündungsreaktionen durch Hypoxie-Signalwege^moduliert. Eine vorübergehende Hypoxie in der frühen Wundphase stabilisiert den hypoxie-induzierbaren Faktor und initiiert adaptive Reparaturprogramme. Wenn Hypoxie jedoch übermäßig oder anhaltend wird, können Angiogenesesignale zwar kompensatorisch hochreguliert werden, aber sie können sich nicht in eine wirksame mikrovaskuläre Rekonstruktion übersetzen. Unterdessen werden Makrophagen-Phänotypwechsel und entzündliche Regression anfälliger für Ungleichgewichte, was einen Teufelskreis von "Hypoxie-Entzündung-Revaskularisationsmangel^{" bildet}. Dies ist besonders relevant in Hochaltitude-Umgebungen: Ein reduzierter atmosphärischer Druck senkt den eingestrahlten Sauerstoff-Partialdruck und induziert eine anhaltende Hypoxie, die das Risiko einer beeinträchtigten Wundheilung und infektionsbedingten Komplikationen erhöht 23,24,25,26.

Die Exposition in großen Höhen löst beim Menschen eine ausgeprägte hypoxische Stressreaktion aus²⁷. Hochgelegene Umgebungen können zu anhaltender Gewebehypoxie, unzureichender Perfusion und entzündlichen Reaktionen an Wundstellen^{führen 28}. Diese pathophysiologischen Veränderungen können den Heilungsprozess beeinträchtigen, indem sie übermäßig reaktive Sauerstoffspezies fördern, Proteasen aktivieren und zelluläre Seneszenz auslösen, während gleichzeitig die Funktion der mesenchymalen Stammzellen^{gestört wird.} Studien, die direkt die Auswirkungen der Exposition in großer Höhe auf die Wundheilung der menschlichen Haut bewerten, sind weiterhin begrenzt. Daher kann der Einsatz hypobarer hypoxischer Tiermodelle helfen, die Auswirkungen höhenbezogener Faktoren auf die Wundreparatur zu validieren.

Frühere Tiermodelle in festen Höhen berichteten von verzögerter Wundheilung; Die höhenabhängigen Effekte, die Sicherheitsschwelle für längere Exposition gegenüber hypobaren Bedingungen und direkte Hinweise auf lokale Hauthypoxie bleiben jedoch unklar²⁶. Darüber hinaus fehlt es an systematischer Bewertung von Heilungsbeeinträchtigungen, was die Forschung zu den zugrunde liegenden Mechanismen und der Identifizierung potenzieller Interventionsziele^begrenzt hat. In dieser Studie entwickelten und validierten wir vorläufig ein Modell der Hautwund, das auf einem hypobaren Kontrollsystem basiert, um hypobare Hypoxie in großer Höhe unter kontrollierten Bedingungen zu simulieren. Mit einer abgestuften Strategie der simulierten Höhenexposition definierten wir zunächst die Sicherheitsmargen für anhaltende hypobare Exposition und bewerteten die biologischen Effekte der hypobaren Hypoxie anhand systemischer Indikatoren. Entscheidend ist, dass wir in vivo weiter bestätigt haben, dass die hypobare Umgebung tatsächlich eine lokale Einschränkung der Hautsauerstoffversorgung verursacht. Anschließend zeigten wir, dass anhaltende hypobare Hypoxie den Wundverschluss in höhenabhängiger Weise verzögert, begleitet von histologischen Veränderungen und wichtigen Wegabweichungen. Insgesamt entwickelte und validierte diese Studie vorläufig eine Tiermodellplattform für chronische Wunden, die mit Hochaltitude-Hypoxie assoziiert sind, was die Mechanismusaufklärung und systematische Evaluation nachfolgender therapeutischer Strategien ermöglichte³².

Protokoll

Alle experimentellen Verfahren mit Tieren wurden von den Ethikkomitees der Universität für Elektronische Wissenschaft und Technologie Chinas (Nr. 106142025091534170) und der Heeresmedizinischen Universität (Nr. AMUWEC20265509). Der grafische Workflow für das experimentelle Design und die Analyse dieser Studie ist in Abbildung 1 dargestellt. Zusätzlich sind die in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräte in der Materialtabelle aufgeführt.

Versuchstiere und ethische Aussage
Diese Studie nutzte männliche Sprague-Dawley (SD) Ratten, die von der Chengdu Dashuo Laboratory Animal Co., Ltd., China, gekauft wurden. Alle Tiere durchliefen eine 7-tägige Akklimatisierungsphase unter Standardbedingungen vor den Experimenten.

Einschluss- und Ausschlusskriterien
Die Einschlusskriterien für Tiere waren wie folgt: männliche SD-Ratten, 6 bis 8 Wochen alt, Körpergewicht 200–250 g, wirkten gesund und zeigten normales Verhalten sowie frei von Hautläsionen oder Infektionen.

Die Ausschlusskriterien für Tiere waren wie folgt: Wunden mit offensichtlicher Infektion nach Wundmodellierung; Wunden mit nicht standardmäßiger Heilung oder Schnittwunden; Tod während des Experiments oder Unfalltod durch Anästhesie.

Die Ausschlusskriterien für die Datenpunkte waren wie folgt: Wundbilder mit ausgedehnter Krusten, Haarverstopfung oder ungleichmäßiger Beleuchtung; Laser-Speckle-Kontrastbildgebung (LSCI)-Bilder, die Bewegungsartefakte zeigen; Gewebeschnitte mit offensichtlichen Falten, Fragmentierungen oder fehlenden Zielbereichen; Serumproben mit offensichtlicher Hämolyse; Immunfluoreszenzbilder (IF) oder Immunhistochemie (IHC) mit Überexposition oder falscher Antikörperlokalisierung

Umgang mit Ausschlüssen:
Für alle ausgeschlossenen Tiere oder Datenpunkte wurden gültige Daten durch ergänzende Experimente erneut gewonnen, um sicherzustellen, dass die endgültige gültige Stichprobengröße für jede Gruppe N ≥ 3 für alle Endpunktanalysen betrug.

Hypobarisches Kontrollsystem und simulierte Hochaltitude-Hypoxieumgebung
Die simulierte hypoxische Umgebung in großer Höhe wurde mit einem hypobaren Kontrollsystem hergestellt. Dieses System ermöglicht eine präzise Regulierung des Luftdrucks in der Kabine, um den atmosphärischen Druck entsprechend unterschiedlichen Höhen zu reproduzieren, wodurch der Partialsauerstoff-Teildruck gesenkt und eine kontrollierte hypoxische Exposition ermöglicht (Abbildung 2A).

Der Kabinendruck wurde angepasst, um Höhen von 3000 m, 4000 m, 5000 m, 6000 m, 7000 m und 8000 m zu simulieren, mit detaillierten Parametern in Tabelle 1. Während des gesamten Experiments wurden SD-Ratten in Gruppen entsprechend ihrer experimentellen Zuteilung untergebracht. Während des Kabinenbetriebs wurden Innendruck, Temperatur und Luftfeuchtigkeit kontinuierlich überwacht, um sicherzustellen, dass abgesehen vom Druck alle Umweltbedingungen mit denen der Standardlaborräume vergleichbar blieben. Die Wohnumgebung hielt eine Temperatur von 22–24 °C, eine relative Luftfeuchtigkeit von 50 % bis 60 %, einen 12-Stunden-Licht-/Dunkelzyklus und bot freien Zugang zu Standardessen und Trinkwasser.

Sicherheitsbewertung der hypobaren Exposition und Überlebensanalyse
Um die Sicherheitsmargen für anhaltende hypobare Exposition zu bewerten, wurden Ratten einzeln nummeriert und zufällig experimentellen Gruppen unter Verwendung einer computergenerierten Zufallszahlenfolge (die RAND-Funktion in Excel) zugeordnet. Die Zuteilung wurde von einem Forscher durchgeführt, der nicht an der anschließenden Tierpflege, Datenerhebung oder Ergebnisbewertung beteiligt war. Basierend auf Referenztierstudien mit Exposition gegenüber Höhengradienten wurde die Stichprobengröße für jede Gruppe auf 12:³³ festgelegt. Die Ratten wurden in eine normoxische Kontrollgruppe (500 m über dem Meeresspiegel) unterteilt und simulierte Höhengruppen auf 3000 m, 4000 m, 5000 m, 6000 m, 7000 m und 8000 m. Die Ratten jeder Gruppe wurden 30 Tage lang kontinuierlich in ihren jeweiligen Umgebungen untergebracht. Alle zwei Tage wird das hypobare Kontrollsystem kurzzeitig für 30 Minuten auf Meereshöhe zurückversetzt, um eine Käfigreinigung sowie die Bereitstellung von Nahrung und Wasser zu ermöglichen. Während der Dekompression und Rekompression wird die Druckvariation bei etwa 300 m/min gehalten, um das Risiko eines Barotraumas zu minimieren. In diesem Zeitraum wurden täglich der allgemeine Zustand aller Ratten und etwaige Sterblichkeitsereignisse beobachtet und dokumentiert. Überlebenskurven wurden mit der Kaplan-Meier-Methode dargestellt, und Log-Rank-Tests wurden durchgeführt, um Überlebensunterschiede zwischen den Gruppen zu vergleichen.

Detektion von serumoxidativen, stressbedingten Markern
Am 21. Tag der hypobaren Exposition wurden venöse Blutproben von Ratten unter Narkose entnommen. Nach dem Stehen bei Raumtemperatur wurde das Serum durch Zentrifugation (1.000 × g für 15 Minuten bei 4 °C) getrennt und bei -80 °C für die spätere Verwendung gelagert. Serumwerte von Laktatdehydrogenase (LDH), Malondialdehyd (MDA) und Superoxiddismutase (SOD) wurden mit entsprechenden Assay-Kits gemessen.

Beurteilung hypoxischer Erkrankungen im Hautgewebe
Das Hypoxie-Detektionskit wurde verwendet, um Hypoxie im Hautgewebe zu beurteilen. Kurz gesagt: An den Tagen 4 und 7 der hypobaren Exposition wurden Ratten intraperitoneal mit Pimozid (60 mg/kg) injiziert; Die Ratten wurden eine Stunde nach der Injektion eingeschläfert, und Hautgewebe vom Rücken wurde zur Analyse entnommen. Das detaillierte Euthanasieverfahren lautet wie folgt: Laut den Richtlinien der American Veterinary Medical Association zur Euthanasie wurde das Tier in eine Einleitungskammer gelegt und mit Sauerstoff, der 4–5 % Isofluran enthält, eine Anästhesie induziert. Sobald das Tier das Bewusstsein verloren hat, wird die Isoflurankonzentration auf 2–3 % reduziert und mindestens 10 Minuten gehalten. Bevor eine zervikale Verrenkung als bestätigende Methode durchgeführt wird, muss bestätigt werden, dass Herzschlag und Atmung aufgehört haben. Gewebeproben wurden in flüssigem Stickstoff kryokonserviert und bei -80 °C für die spätere Verwendung gelagert. Die Schnitte wurden mit einem Kryostat-Mikrotom vorbereitet. Eine IF-Färbung wurde durchgeführt, um hypoxische Bereiche im Gewebe zu kennzeichnen.

Alle Fluoreszenzbilder wurden mit einem automatisierten Diascanner aufgenommen. Die Einstellungen der Fluoreszenzparameter waren wie folgt: DAPI (Anregungswellenlänge 365 nm ± 10 nm, Emissionswellenlänge 440 nm ± 40 nm), Cy3 (Anregungswellenlänge 542–566 nm, Emissionswellenlänge 579–611 nm) und Cy5 (Anregungswellenlänge 628 nm, Emissionswellenlänge 692 nm). Hypoxiesignale wurden quantitativ mit der ImageJ-Software analysiert.

Volldicke-Hautwundmodell bei Ratten
Um Veränderungen in der Hautwundheilung unter anhaltenden hypobaren Bedingungen zu bewerten, wurden Ratten zunächst gruppiert und an ihre jeweiligen Umgebungen gewöhnt, bevor die Wundmodellierung durchgeführt wurde. Die Ratten wurden einzeln nummeriert und zufällig entweder der normoxischen Kontrollgruppe oder den hypobaren Expositionsgruppen zugeordnet, wobei Höhen von 3000 m, 4000 m und 5000 m mithilfe einer computergenerierten Zufallszahlenfolge (die RAND-Funktion in Excel) simuliert wurden. Die Randomisierung wurde von einem Forscher durchgeführt, der nicht an der anschließenden Wundentstehung, postoperativer Versorgung oder Ergebnisbewertung beteiligt war. Die detaillierten Parameter für jede Gruppe sind wie folgt: Die normoxische Kontrollgruppe befand sich auf 500 m über dem Meeresspiegel (atmosphärischer Druck: 101 kPa, partialer Sauerstoffdruck: 21 kPa); die 3000-m-Gruppe (70,1 kPa, 14,7 kPa); die 4000-m-Gruppe (61,6 kPa, 13,1 kPa); und die 5000-m-Gruppe (54 kPa, 11,3 kPa).

Nach der siebentägigen Anpassungsphase wurden SD-Ratten betäubt und unter Narkose unter Narkose gehalten, indem 2 % Isofluran eingeatmet wurden. Gleichzeitig wird eine lokale Infiltrationsinjektion mit 5 % Lidocain mit Adrenalin (Verdünnungsverhältnis: 1:100.000) an die markierte Operationsstelle verabreicht, um perioperative Analgesie und Hämostase zu ermöglichen. Mit einem Biopsie-Punch (mit einer 10 mm durchmessigen kreisförmigen Klinge an der Basis) wird ein Hautschnitt erzeugt. Drücken Sie die Biopsie-Punch gegen die dorsale Haut der Ratte, drehen Sie sie dann sanft so, dass die kreisförmige Klinge allmählich durch die Haut schneidet, bis sie die oberflächliche subkutane Faszie erreicht. Nach dem Entfernen des Biopsie-Stempels entsteht ein regelmäßiger, kreisförmiger Hautschnitt mit etwa 10 mm Durchmesser.

Nach der Wundentstehung wurden die Ratten jeder Gruppe in ihre ursprünglichen Umgebungen zurückgebracht und bis zum experimentellen Endpunkt gehalten, um sicherzustellen, dass der gesamte Wundheilungsprozess unter den vorgegebenen Sauerstoffbedingungen ablief.

Makrobewertung des Wundheilungsprozesses
Fotos der Wunde wurden an den Tagen 0, 2, 4, 6, 8, 10, 12 und 14 nach der Wunde bei gleichmäßiger Beleuchtung und konstanter Bildentfernung aufgenommen. Die Wundfläche wurde mit Bild J gemessen. Kurz gesagt, wurden die zu jedem Zeitpunkt gewonnenen Wundbilder in Bild J importiert, entsprechend der Skalenleiste kalibriert, und die Wundränder wurden manuell markiert, um den Wundbereich³⁴ zu bestimmen. Die Wundheilung wurde wie folgt berechnet: Wundheilung (%) = (Anfangswundfläche − Aktuelle Wundfläche)/Anfangswundfläche × 100%.

Beurteilung der Wundmikrozirkulation
Am siebten Tag der Wundheilung wurde die mikrozirkulatorische Blutperfusion im Wundbereich mit einem LSCI-System untersucht. Vor der Untersuchung wurden die Ratten durch Inhalation mit 2 % Isofluran betäubt und an einen temperaturkontrollierten Operationstisch befestigt, um die Körpertemperatur aufrechtzuerhalten. Der dorsale Wundbereich war vollständig freigelegt, und die Laser-Speckle-Sonde war vertikal etwa 20 cm über der Wunde positioniert. Die Sondenleistung wurde auf 110 mW eingestellt, die Abtastfrequenz auf 30 Hz und die Belichtungszeit auf 3 Sekunden. Unter dunklen Bedingungen wird ein Pseudofarbbild des Wundbereichs mit Blutflussperfusion aufgenommen. Verwenden Sie die LSCI-Software, um den Wundbereich manuell auf dem Blutfluss-Perfusions-Pseudocolor-Bild zu umrissen; die Software berechnet dann automatisch den Blutfluss-Perfusionswert für dieses Gebiet über einen Zeitraum von 3 Sekunden (in beliebigen Einheiten [A.U.]). Exportieren Sie schließlich die Perfusionswerte in eine geeignete Software zum Plotten.

Histologische Färbung und Kollagen-Remodellierungsanalyse
Die Tiere wurden zu festgelegten Zeitpunkten eingeschläfert, und intakte Wunden sowie umliegendes Hautgewebe wurden entnommen, fixiert, getrocknet, mit Paraffin eingebettet und in Abschnitte geschnitten. Hämatoxylin und Eosin (HE): verwendet zur Bewertung der Wundbreite, des Ausmaßes der Re-Epithelialisierung und der regenerierten Epidermaldicke; Massons Trichrom-Färbung: verwendet zur Bewertung der Kollagenfaserablagerung und zur Berechnung des Kollagenvolumenanteils; Sirius-Rotfärbung: Verwendet zur Unterscheidung von Kollagentyp I (COL I) und Kollagentyp III (COL III) unter Polarlichtmikroskopie und zur Berechnung des COL I/COL III-Verhältnisses.

Immunhistochemische Färbung
Paraffinabschnitte wurden vor der IHC- oder IF-Färbung entwachst, rehydriert und entnommen. Primäre Antikörper wurden über Nacht bei 4 °C inkubiert, gefolgt von der Zugabe entsprechender sekundärer Antikörper. Spezifische Antikörperinformationen und entsprechende Verdünnung sind in der Materialtabelle angegeben. IHC-Schnitte wurden mit DAB entwickelt, während IF-Schnitte fluoreszierende sekundäre Antikörper mit DAPI-Gegenfärbung für Kerne^35,36 verwendeten. Alle Bilder wurden unter identischen Bedingungen aufgenommen und mit der ImageJ-Software quantifiziert.

Statistische Analyse
Alle Daten werden als Mittelwert ± Standardabweichung präsentiert. Statistische Analysen wurden mit der Software GraphPad Prism durchgeführt. Für Vergleiche mehrerer Gruppen zu einem einzigen Zeitpunkt wurde eine Einweg-Varianzanalyse (ANOVA) angewendet, und wenn ein signifikanter Gesamtunterschied festgestellt wurde, wurde Tukeys Mehrfachvergleichstest für nachfolgende Intergruppenanalysen verwendet. Für Wundheilungsdaten, die über mehrere Zeitpunkte bewertet wurden, wurde die zweiseitige ANOVA durchgeführt, wobei Behandlungsgruppe und Zeit als unabhängige Faktoren einbezogen wurden, um die Haupteffekte sowie deren Wechselwirkung zu bewerten. Post-hoc-Analysen wurden ebenfalls mit Tukeys Mehrfachvergleichstest durchgeführt. Um die statistische Stärke weiter zu bewerten, wurde in der G*Power-Software eine Post-hoc-Power-Analyse basierend auf dem primären Endpunkt (Wundheilung am Tag 14) durchgeführt.

Die Überlebensanalyse verwendete die Kaplan-Meier-Methode zur Darstellung von Überlebenskurven, wobei logaritimische Rangtests verwendet wurden, um Überlebensunterschiede zwischen Gruppen zu vergleichen. Für paarweise Vergleiche zwischen mehreren Gruppen wurde die Bonferroni-Korrektur angewandt, um das Risiko von Typ-I-Fehlern bei mehreren Vergleichen zu kontrollieren. Alle statistischen Tests waren zweiseitig, wobei P < 0,05 als statistisch signifikant angesehen wurde.

Alle Ergebnisbewertungen, einschließlich Wundflächenmessungen, histologischer und immunhistochemischer quantitativer Analysen sowie LSCI-Analysen, wurden von einem einzelnen Forscher durchgeführt, der für die Zuweisungen der Studiengruppen blind war.

Ergebnisse

Validierung der Sicherheitsmargen für persistierende Hypoxie, die durch niedrigen Druck induziert wird,
Die Überlebensanalyse von Kaplan–Meier zeigte eine allmähliche Abwärtsverschiebung der Überlebenskurven mit zunehmender simulierten Höhe, wobei Sterblichkeitsereignisse erstmals in der 6000-m-Gruppe beobachtet wurden (Abbildung 2B). Paarweise Vergleiche mit Bonferroni-Korrektur zeigten keine statistisch signifikanten Unterschiede in den...

Diskussion

Hochgelegene Bedingungen beeinträchtigen den Wundheilungsprozess, indem sie Gewebehypoxie, verminderte Blutdurchströmung und entzündliche Reaktionen auslösen, was wiederum eine übermäßige Produktion reaktiver Sauerstoffspezies, Proteaseaktivierung, zelluläre Seneszenz und Funktionsstörung der mesenchymalen Stammzellen fördert 27,28,29,30. Angesichts der aktuell...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Automatischer Dia-Scanner	Olympus	VS200	Gewebeschnitt-Scanning
Rinderserumalbumin (BSA)	Servicebio	GC305010	Blockierendes Reagenz für IHC/IF
CD206-Antikörper	Proteintech	18704-1-AP	Detektion von M2-Makrophagen (Verdünnung 1:200)
CD31-Antikörper	Abcam	ab182981	Detektion der Mikrogefäßdichte (Verdünnung 1:800)
CD86-Antikörper	HuaBio	ER1906-01	Detektion von M1-Makrophagen (Verdünnung 1:200)
CK19-Antikörper	HuaBio	ET1601-6	Bewertung der Re-Epithelialisierung (Verdünnung 1:200)
DAB-Substrat-Kit	ZSGB-BIO	ZLI-9018	Chromogenes Substrat für die IHC-Färbung
FITC-konjugierte Ziegen-Anti-Kaninchen-IgG	Servicebio	GB22303	Fluoreszierende sekundäre Antikörper gegen IF (Verdünnung 1:100)
G*Power	Universität Duisburg-Essen, Deutschland	www.gpower.hhu.de	Berechnung der statistischen Leistung
GraphPad Prism Software	GraphPad-Software	https://www.graphpad.com/	Statistische Analyse und Graphengenerierung
Hämatoxylin-Färbungslösung	J& K Scientific	LM10N13	H& E-Färbung
HIF-1α Antikörper	Bioss	BS-0737R	Nachweis von hypoxie-bedingter Signalübertragung (Verdünnung 1:100)
HRP-konjugierte Ziegen-Anti-Kaninchen-IgG	Servicebio	GB23303	Sekundärer Antikörper gegen IHC (Verdünnung 1:100)
Hypobarisches Kontrollsystem	Shanghai Yuyan Instruments Co., Ltd.	LP-1500	Verwendet zur Simulation graduierter hypobarer Hypoxie in großer Höhe
Hypoxyprobe-1-Kit	Hypoxyprobe Inc.	HP1-100	Verwendet zur In-vivo-Hypoxie-Erkennung
IF555 Tyramid-Signalverstärkungskit	Servicebio	G1233	Verwendet zur verstärkten Verstärkung von Fluoreszenzsignalen
IL-10-Antikörper	HuaBio	HA722032	Detektion von entzündungshemmendem Zytokin (Verdünnung 1:100)
IL-1β Antikörper	HuaBio	HA723965	Detektion des proinflammatorischen Zytokins (Verdünnung 1:100)
ImageJ-Software	National Institutes of Health (NIH), USA	https://imagej.net/ij/download.html	Bildquantifizierung
Isoflurane	RWD Life Science Co., Ltd.	R510-22-16
Ki-67-Antikörper	HuaBio	HA721115	Nachweis der Keratinozytenproliferation (Verdünnung 1:400)
Laser-Speckle-Blutflussbildgebungssystem	RWD Life Science Co., Ltd.	RFLSI ZW	Bewertung von  Blutperfusion
LDH-Assay-Kit	Nanjing Jiancheng Bioengineering-Institut	A005-1-2	Serum-LDH-Messung
Masson' s trichrome Fleckenset	Servicebio	G1006-100ML	Analyse der Kollagenablagerung
MDA-Assay-Kit	Nanjing Jiancheng Bioengineering-Institut	A003-1-1	Bewertung der Lipidperoxidation
Sirius-Rotflecken-Set	Servicebio	G1078-100ML	Kollagen-I/III-Differenzierung
SOD-Assay-Kit	Nanjing Jiancheng Bioengineering-Institut	A001-1-1	Messung der SOD-Aktivität im Serum
TNF-α Antikörper	HuaBio	ER65189	Detektion von proinflammatorischen Zytokinen (Verdünnung 1:200)
VEGF-A-Antikörper	HuaBio	ET1604-28	Nachweis angiogenese-bezogener Signalübertragung (Verdünnung 1:200)